p obieranie prób do badań

Kluczem do uzyskania poprawnych wyników oceny utraty zdolności do dalsze-go biologicznedalsze-go rozkładu stabilizatu wytworzonedalsze-go w procesie mechaniczno-

-biologicznego przetwarzania zmieszanych odpadów komunalnych jest właściwe pobranie prób do badań. Ze względu na to, że nie jest możliwe przebadanie całej partii wytworzonego stabilizatu, konieczne jest pobranie jedynie próby do badań, ale w taki sposób, aby maksymalnie reprezentowała ona właściwości całej par-tii badanego materiału. Z pomocą w tym zakresie przychodzą zapisy właściwych norm:

• polska – PN-Z-15011-1:1998 – Kompost z odpadów komunalnych. Pobiera-nie próbek;

• austriacka – �NORM-Serie S 202� – Beurteilung �on Abf�llen aus der me-�NORM-Serie S 202� – Beurteilung �on Abf�llen aus der me-chanisch-biologischen Behandlung 2004-03 i �NORM-Serie 2123 – Probenahme-pl�ne für Abf�lle 2003-11.

W normach tych w celu prawidłowego pobrania prób odpadów z pryzm uwzględnione są takie czynniki, jak:

– ilość materiału na pryzmie, – gęstość materiału,

– średnica ziarna,

– zdolności przerobowe zakładu przetwarzania odpadów.

W większości przypadków wystarczające jest wykonanie 3 wykopów (np. przy użyciu ładowarki kołowej), a następnie pobranie z każdego wykopu ok. 10 pró-bek. Należy unikać przy tym miejsc skrajnych (położonych blisko powierzchni pry-zmy) z uwagi na możliwe nadmierne przesuszenie materiału.

Przykład odsłoniętego wnętrza pryzmy z zaznaczeniem miejsc poboru prób przedstawia rycina 20.

Ź r ó d ł o: Opracowanie własne M. Paciorkowski.

Ryc. 20. Przykład odsłoniętego wnętrza pryzmy z zaznaczeniem miejsc poboru prób

Otrzymaną próbkę należy zredukować do ilości potrzebnej do przeprowadze-nia badań. Skutecznym sposobem na to jest zastosowanie metody kwartowaprzeprowadze-nia.

Całość pobranych prób usypywana jest w kopczyk i mieszana. Następnie kopczyk rozkładany jest na wysokość ok. 30 cm i dzielony na 4 części. Dwie przeciwległe części są odrzucane, zaś dwie pozostałe łączone. Procedura jest powtarzana, aż do uzyskania odpowiedniej ilości próbki.

7.2. p

Niezależnie od warunków (tlenowych lub beztlenowych), w jakich dokonuje się oceny utraty zdolności do dalszego biologicznego rozkładu stabilizatu wy-tworzonego w procesie mechaniczno-biologicznego przetwarzania zmieszanych odpadów komunalnych, oraz stosowanych do tego celu aparatów pomiarowych, pobrana próbka materiału musi być w odpowiednim reżimie czasowym przygoto-wana do badań. Należy to rozumieć tak, iż w ciągu 48 godzin od pobrania próbki trzeba zakończyć jej przygotowanie i rozpocząć analizę. W tym czasie pobrana próbka może przebywać w temperaturze powyżej 4°C nie dłużej jednak niż przez pierwsze 24 godziny od pobrania. W przypadku gdy nie jest możliwe przygoto-wanie próbki i rozpoczęcie analizy w ciągu 48 godzin, próbkę do 24 godzin od pobrania należy zamrozić i rozmrozić dopiero wtedy, kiedy będzie możliwe prze-prowadzenie analizy [5].

Na przygotowanie próbki przed jej analizą składają się:

– właściwe rozdrobnienie próbki, – oznaczenie wilgotności,

– kontrolne oznaczenie wartości pH.

Rozdrobnienie próby do badań

Przeznaczoną do badania próbkę w stanie wilgotnym należy w ramach jedne-go etapu w całości rozdrobnić do wielkości poniżej 20 mm. Trzeba wykorzystać

Ryc. 21. Urządzenie rozdrabniające do odpadów ROK-12 produkowane w Opolskim Oddziale Instytutu Ceramiki i Materiałów Budowlanych oraz widok noży tnących tego urządzenia

do tego celu urządzenie rozdrabniające z odpowiednim dozownikiem (np. lejem zasypowym), mieszczącym od 10 do 50 l próby stabilizatu [5–�]. Przykład takiego rozdrabniacza zaprezentowano na rycinie 21.

Oznaczenie wilgotności

Kolejną czynnością związaną z przygotowaniem próbki jest oznaczenie jej pier-wotnej wilgotności. Do tego celu należy z badanej próbki odseparować min. 100 g materiału. Wilgotność oznacza się klasycznie, susząc odseparowaną próbkę w tem-peraturze 105°C utrzymywanej z dokładnością do ± 3°C i porównując masy przed oraz po suszeniu. Wilgotność podaje się w procentach wilgotnej masy [5–�].

Kontrolne oznaczenie pH

Bardzo ważną czynnością na etapie początkowego przygotowania próbki jest oznaczenie jej wartości pH. W zależności od rodzaju badania (AT₄, GS₂₁, GB₂₁) war-tość pH może dyskwalifikować materiał do prowadzenia badań lub wymuszać ko-rektę pH poprzez zastosowanie odpowiednich środków [5–�].

7.3. o

–

Metoda oznaczania aktywności oddychania służy do oceny reaktywności biolo-gicznej lub stopnia dojrzałości stabilizatów (kompostów) w atmosferze tlenowej.

Określa ona w warunkach laboratoryjnych masową ilość O₂, zużytą w określonym czasie (np. 4 dni = AT₄) przez drobnoustroje. W metodzie tej zapotrzebowanie przez drobnoustroje na O₂ może być określane poprzez pomiar ilości zużytego przez nie O₂ albo wytworzonego CO₂ i jest podawane w mg O₂ na g suchej masy.

Metody tej nie należy stosować w przypadku odpadów, które zostały poddane przetworzeniu w procesie beztlenowym oraz odpadów, w których ze względu na ich fizyczno-chemiczne właściwości występują procesy hamowania aktywności bio-logicznej (np. stabilizacja wodorotlenkiem wapnia, zakwaszenie materiału bardzo reaktywnego). Nie można jej również stosować dla stabilizatów, dla których war-tość pH na etapie przygotowania próby wynosi poniżej 6 lub też powyżej 9 [5].

Oznaczenie aktywności oddychania w czasie 4 dni (parametr AT₄) jest wykony-wane z wykorzystaniem respirometru albo innego równoważnego urządzenia po-miarowego w temperaturze ok. 20°C. Naczynie reakcyjne urządzenia popo-miarowego musi pomieścić przynajmniej 30 g badanej próbki. W trakcie badania nie można li-mitować ilości tlenu, dlatego też zużyta ilość tlenu musi zostać uzupełniona. W prak-tyce do oznaczania parametru AT₄ najczęściej wykorzystuje się jeden z dwóch ze-stawów urządzeń pomiarowych: Sapromat lub OxiTop. Oba zestawy mogą służyć również do oznaczania biologicznego zapotrzebowania na tlen (BZT₅).

Sapromat – budowa i zasada pomiaru

Aparat Sapromat składa się z pięciu elementów:

– komputera zbierającego i przetwarzającego dane, – jednostki kontrolno-sterującej,

– naczynia reakcyjnego z absorberem CO₂, – wytwornicy tlenu,

– włącznika ciśnieniowego.

Naczynie reakcyjne z próbką, wytwornica tlenu oraz ciśnieniowy włącznik urządzenia sterującego czujnik podciśnienia połączone są elastycznymi rurkami i tworzą jeden zestaw pomiarowy (ryc. 22), który umieszczony jest w łaźni wodnej w celu utrzymania stałej temperatury. Standardowo w łaźni znajduje się 12 zesta-wów pomiarowych.

W naczyniu reakcyjnym umieszcza się ok. 30 g bada-nej próbki stabilizatu. W gór-nej części naczynia znajduje się substancja absorbująca wytworzony dwutlenek wę-gla (np. wapno sodowane lub wodorotlenek sodu). W wyni-ku oddychania znajdujących się w badanej próbce mikro-organizmów pobierany jest tlen (O₂), a wydzielany – wy-tworzony przez nie – dwutle-nek węgla (CO₂), który z kolei

jestpochłaniany przez absorbent. W wyniku pochłaniana CO₂ wytwarza się podci-śnienie, co powoduje podwyższenie poziomu elektrolitu we włączniku ciśnieniowym (ryc. 23). Jako elektrolit najczęściej stosuje się roztwór kwasu siarkowego (H₂SO₄).

Fot.: G. Siemiątkowski.

Ryc. 22. Zestaw pomiarowy do aparatu Sapromat i jego ułożenie w łaźni wodnej

Ź r ó d ł o: M. Paciorkowski, G. Siemiątkowski.

Ryc. 23. Czujnik podciśnienia: a) schemat czujnika, b) widok rzeczywisty czujnika

Po przekroczeniu określonego poziomu podci-śnienia następuje zamknięcie obwodu elektrycznego, a tym samym rozpoczęcie procesu elektrolizy wodne-go roztworu siarczanu miedzi (CuSO₄) znajdującego się w wytwornicy tlenu (ryc. 24). Efektem elektrolizy jest generowanie tlenu i osadzanie się na jednej z elektrod metalicznej miedzi. Tlen jest wytwarzany do momentu uzupełnienia jego ilości zużytej przez drobnoustroje, a tym samym wyrównania ciśnień w układzie pomiaro-wym. Wyrównanie ciśnień powoduje jednoczesne ob-niżenie poziomu elektrolitu w wyłączniku ciśnieniowym i otwarcie obwodu elektrycznego, co z kolei wpływa na zaprzestanie reakcji elektrolizy w wytwornicy tlenu.

Zgodnie z prawem Faradaya, masowa ilość tlenu wy-dzielona podczas elektrolizy jest proporcjonalna do na-tężenia prądu elektrycznego płynącego przez elektrolit i czasu trwania elektrolizy. Urządzenie kontrolne (ryc.

25) m.in. zlicza ilość impulsów załączających proces elektrolizy oraz natężenie prądu elektrycznego i czas trwania elektrolizy. Zebrane dane przekazuje do kom-putera, gdzie w odpowiednim programie określana jest aktywność oddychania badanej próbki (parametr AT₄).

OxiTop – budowa i zasada pomiaru

Aparat OxiTop składa się z naczyń reakcyjnych, adapterów z zaciskami mocują-cymi oraz główek pomiarowych. Próbki stabilizatu umieszczane są w naczyniach reakcyjnych, które zamykane są szczelnie adapterem z umocowaną na zewnątrz główką pomiarową zawierającą elektroniczny czujnik podciśnienia. Wewnątrz każdego naczynia znajduje się przytwierdzona do adaptera podstawka, na której

Fot.: G. Siemiątkowski.

Ryc. 24. Wytwornica tlenu

Fot.: G. Siemiątkowski.

Ryc. 25. Jednostka kontrolna zestawu Sapromat

umieszcza się absorbent CO₂. Podobnie jak w przypadku Sapromatu, mikroor-ganizmy znajdujące się w badanej próbce stabilizatu oddychając pobierają tlen (O₂), a wydzielają wytworzony w procesie oddychania dwutlenek węgla (CO₂), który jest pochłaniany przez absorbent, w wyniku czego w szczelnie zamkniętym naczyniu reakcyjnym OxiTop tworzy się podciśnienie.

W zależności od wersji urządzenia pomiarowego wartość podciśnienia odczy-tuje się manualnie (wyświetlacz na głowicy pokazujący aktualną jego wartość – ryc. 26) lub automatycznie (odczytywanie danych poprzez komunikację kontrole-ra z główkami pomiarowymi wyposażonymi w czujnik IR – ryc. 2�).

Zebrane podczas pomiarów dane analizuje się np. z wykorzystaniem specjal-nie do tego celu napisanej aplikacji komputerowej, umożliwiającej określespecjal-nie ak-tywności oddychania badanej próbki (parametru AT₄).

Różnica pomiędzy aparatami Sapromat i OxiTop polega na sposobie uzupeł-niania ilość zużytego przez drobnoustroje tlenu. W przypadku Sapromatu tlen uzupełniany jest automatycznie dzięki elektrolitycznej wytwornicy tlenu, nato-miast w aparacie OxiTop konieczne jest otwieranie naczynia reakcyjnego w celu przewietrzania.

Niewątpliwą zaletą Sapromatu jest automatyczny sposób uzupełnienia w ukła-dzie pomiarowym niedomiaru tlenu, a tym samym wyeliminowanie negatywnie działającego na mikroorganizmy w badanej próbce czynnika związanego z moż-liwością wytworzenia się nadmiernie wysokiego podciśnienia. W aparacie Oxi-Top podciśnienie musi być dość często kontrolowane, ponieważ różnica powyżej 120 hPa działa hamująco na mikroorganizmy, zaś przekroczenie różnicy 150 hPa może być dla nich zabójcze.

Fot.: M. Paciorkowski.

Ryc. 26. Naczynia OxiTop z główkami pomiarowymi z manualnym odczytem

Fot.: M. Paciorkowski.

Ryc. 2�. Automatyczny odczyt danych za pomocą kontrolera

Z kolei manualne napowietrzenie próbki stosowane w aparatach OxiTop, wprawdzie wymaga większej kontroli nad przebiegiem badania, ale wcale nie musi być uznawane za jego wadę. W trakcie oznaczania parametru AT₄, oprócz dwutlenku węgla (CO₂), mogą wytworzyć się inne produkty towarzyszące pro-cesom rozkładu, jak np. siarkowodór (H₂S) czy metan (CH₄), które nieabsorbo-wane przez sorbent będą zakłócać pomiar. Produkty te negatywnie wpływają na wartość podciśnienia, a w efekcie na uzyskaną wartość parametru AT₄. W trakcie przemian metabolicznych mogą być również tworzone inne lotne związki mają-ce bezpośrednie działanie toksyczne w stosunku do mikroorganizmów. Dlatego pomimo automatycznego napowietrzania w aparatach Sapromat, także i tam ko-nieczny jest częsty nadzór nad analizą, a czasami manualna wentylacja próbki.

Przeprowadzanie analizy parametru AT₄

Zasadniczo podczas analizy parametru AT₄ dla każdej próbki stabilizatu należy przeprowadzić równolegle przynajmniej podwójne oznaczenie [5].

Po określeniu na etapie przygotowania próbki jej pierwotnej wilgotności (zgodnie z opisem zamieszczonym uprzednio), przed samą analizą próbkę należy odpowiednio nawilżyć. Właściwe nawilżenie próbki ma bardzo istotny wpływ na uzyskiwane wyniki. Zbyt mała ilość wody nie zapewnia optymalnych warunków do rozwoju mikroorganizmów przetwarzających dany materiał. Zbyt duża zawar-tość wody powoduje z kolei zatykanie się porów wewnątrz badanego materiału, co z kolei uniemożliwia swobodną cyrkulację tlenu. Najczęściej najbardziej opty-malne nawilżenie dla próbek wynosi ok. 40–50% [5].

W pojedynczym naczyniu reakcyjnym należy umieścić odpowiednią ilość (co najmniej 30 g) przygotowanej oraz nawilżonej próbki i rozpocząć badanie. Wy-korzystując do badań urządzenia pomiarowe, w których nie ma automatycznego uzupełniania zużytego tlenu (np. OxiTop), należy poprzez krótkotrwałe otwarcie naczynia reakcyjnego uzupełnić zużyty przez mikroorganizmy tlen. W zależności od reaktywności materiału badanej próbki (określanej na podstawie wytwarzają-cego się podciśnienia) i pojemności naczynia możliwe są różne interwały czasowe dla napowietrzania próbki. Ważne jest jednak, aby napowietrzanie rozpocząć za-nim dojdzie do redukcji aktywności biologicznej w naczyniu reakcyjnym. W przy-padku stosowania do badań aparatów z automatycznym napowietrzaniem (np.

Sapromatu) oraz analizowania właściwie ustabilizowanego stabilizatu w większo-ści przypadków nie jest konieczne dodatkowe manualne napowietrzanie.

Pomimo iż parametr AT₄ prezentuje 4-dniowe zapotrzebowanie na tlen przez mikroorganizmy przetwarzające badany materiał, sam test należy przeprowadzać dłużej – standardowo � dni. Jest to związane z możliwością wystąpienia podczas badania fazy opóźnienia, tzw. lag-phase. Zatem badanie aktywności oddychania AT₄ składa się z lag-phase oraz 4-dniowego czasu właściwej oceny. Zużycie tlenu lub ilość wytworzonego CO₂ są rejestrowane na bieżąco w trakcie całego badania.

Aby wyjaśnić skąd się bierze faza opóźnienia, warto przeanalizować krzywą rozwo-ju mikroorganizmów, którą w ogólnym przypadku zaprezentowano na rycinie 28.

Na wykresie możemy wyróżnić 4 fazy rozwoju [46]:

• FAZA 1 – Faza pierwotnego zahamowania, zwana też spoczynkową, adapta-cyjną. Występuje ona przy przeniesieniu kolonii bakterii na nowe środowisko oraz przy zmianie warunków środowiska (jak np. przy rozmrażaniu próbki).

• FAZA 2 – Faza intensywnego rozwoju, zwana fazą wzrostu logarytmicznego.

Komórki dzielą się intensywnie, wykorzystując sprzyjające warunki.

• FAZA 3 – Faza równowagi (stacjonarna), w której dochodzi do równowa-gi pomiędzy komórkami nowo powstałymi a obumierającymi. Ilość dostępnych składników pokarmowych jest wtedy ograniczona ilością komórek.

• FAZA 4 – Faza zamierania (spadkowa). Następuje ona, gdy zaczynają się wy-czerpywać źródła składników pokarmowych i/lub stężenie produktów przemiany materii wzrasta do poziomu szkodliwego dla samych bakterii.

Za lag-phase, podczas pomiaru AT₄, odpowiada wpływ fazy pierwszej i częściowo fazy drugiej, kiedy ilość mikroorganizmów jest za mała do osiągnięcia pełnej „wy-dajności metabolicznej”. Przyjęto, że faza opóźnienia (lag-phase) kończy się, gdy średnia 3-godzinowego przedziału pomiaru osiąga na stałe 25% wartości średniej 3-godzinowego przedziału, w którym zapotrzebowanie na tlen było największe [5].

Na podstawie zarejestrowanych danych można określić godzinowe zużycie tlenu w mg O₂ na g suchej masy, a także godzinę oraz sumaryczną masę tlenu.

W celu graficznego przedstawienia wyników analizy na oś x nanosi się wartości czasu analizy (w godzinach), a na oś y narastająco masę tlenu (w mg O₂ na g su-chej masy) i otrzymuje się krzywą sumaryczną. W oparciu o wyznaczoną krzywą można również określić czy wystąpiła faza opóźnienia. Przykładowy wykres za-wierający lag-phase przedstawiono na rycinie 29. Analizując tę krzywą można zauważyć, że w czwartym dniu zużycie tlenu wynosi ok. 16 mg O₂/g s.m. Jednakże obliczony w tym przypadku parametr AT₄ wynosi 20 mg O₂/g s.m. Jest to więc wartość parametru obliczona pomiędzy drugim a szóstym dniem. Z tego wynika, że lag-phase trwała w omawianym przypadku 2 dni.

W skrajnych przypadkach, gdy czas trwania fazy opóźnienia jest długi (prze-kracza 3 dni) czas trwania całego badania należy wydłużyć do 14, a nawet 21 dni.

Przy określaniu parametru AT₄ z występującą bardzo długą fazą opóźnienia, nie można w oparciu o tę metodę określić końca fazy opóźnienia. Dlatego przy

nie-Ryc. 28. Krzywa rozwoju mikroorganizmów [46]

wielkiej aktywności oddychania, celowym jest, dla pełnej oceny, uwzględnienie w ocenie dodatkowego badania (np. test inkubacyjny GS₂₁).

Jeżeli odchylenie wyników dwóch równoległych badań odbiega od ich war-tości średniej o więcej niż 10%, należy wówczas przeprowadzić nowe podwójne badanie albo podać obydwa wyniki pomiarowe i wyższy z nich potraktować jako wynik badania. Wynik należy podać z dokładnością do dwóch miejsc znaczących w mg O₂ na g suchej masy [5].

7.4. o

Określenie potencjału tworzenia się biogazu w procesie inkubacji (GS₂₁) lub fermentacji (GB₂₁) polega na wyznaczeniu objętości suchego biogazu lub korzyst-niej metanu (w normalnych warunkach ciśnienia i temperatury) wytwarzanego przez jednostkę masy wprowadzonego substratu (kg s.m.) w czasie 21 dni.

7.4.1. określenie wytwarzaniagazówwprocesieferMentacji

– oznaczenieparaMetru gb₂₁ [7]

Metoda oznaczania parametru GB₂₁ służy do określania w warunkach labo-ratoryjnych objętości gazu uzyskanego w ciągu 21 dni w procesie fermentacji zaszczepionego stabilizatu, który uzyskano w procesie mechaniczno-biologiczne-go przetworzenia odpadów. Procedurę badawczą opisano na podstawie prawo-dawstwa austriackiego określonego w VORNORM �NORM S 202�-3 z 1 września 2004 r.

Ryc. 29. Przykładowy wykres aktywności oddychania w czasie zawierający lag-phase

aktywność oddychania [mg O2/g s.m.]

Koniec lag-phase

czas trwania testu [dni]

35 32 28 25 21 18 14 11 7 4 0

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Do określania ilości i właściwości wytwarzanego gazu w procesie fermentacji stosuje się zestaw pomiarowy, którego schemat przedstawiono na rycinie 30.

W skład zestawu pomiarowego wchodzi rurka eudiometryczna (B) o objętości od 300 ml do 400 ml, stopniowana od góry do dołu podziałką 5 ml. Rurka eudio-metryczna poprzez złącze szlifowane posadowiona jest na reakcyjnym naczyniu szklanym (A) o objętości 500 ml. Z dna rurki eudiometrycznej wyprowadzona jest cienka rurka (C), która łączy naczynie reakcyjne (A) z rurką eudiometryczną.

W eudiometrze znajduje się ciecz zaporowa, która w wyniku zwiększania się ob-jętości gazu w całym układzie pomiarowym jest wypychana z eudiometru, aby zrównoważyć różnicę ciśnień. Różnica poziomu tej cieczy pozwala na pomiar ob-jętości wytworzonego gazu. Cienka rurka łącząca butelkę z rurką eudiometrycz-ną znajduje się weweudiometrycz-nątrz rurki eudiometrycznej i utrzymywana jest w centralnej jej części za pomocą szklanych pręcików (E). Nad złączem szlifowanym w dolnej części rurki eudiometrycznej znajduje się poziome wyprowadzenie cienkiej rurki (F), umożliwiające połączenie rurki eudiometrycznej z naczyniem zbiorczym (G).

Minimalna objętość naczynia zbiorczego (G) musi wynosić �50 ml. Może być ono wykonane ze szkła lub tworzywa sztucznego. W górnej części rurki eudiometrycz-nej znajduje się kranik (H) umożliwiający pobieranie próbek gazowych, a także znacznik określający tzw. punkt zerowy (D), czyli miejsce, do którego uzupełnia się płyn zaporowy na początku analizy oraz po odczytaniu objętości wytworzo-nego gazu.

W trakcie analizy aparaturę pomiarową umieszcza się w pomieszczeniu albo komorze, w której utrzymywana jest stała temperatura 35^oC z dokładnością do

podziałka 5 ml D

H E

G C B

F

A

Ryc. 30. Schemat laboratoryjnego zestawu pomiarowego do określenia właściwości wytwarzanego gazu w procesie fermentacji (GB₂₁) [�]

±1^oC. Dopuszczalne jest także prowadzenie analizy, umieszczając naczynie reak-cyjne (A) w łaźni wodnej o stałej temperaturze 35^oC utrzymywanej z dokładno-ścią do ±1^oC.

Wcześniej przygotowaną próbkę stabilizatu zgodnie z opisami w podrozdzia- le �.2, która będzie podstawą badania, należy utrzymać w stanie wilgotnym.

Przed badaniem ilości i właściwości wytwarzanego gazu w procesie fermentacji próbkę należy zaszczepić. Do tego celu najczęściej wykorzystuje się odpowiednio przygotowany przefermentowany osad z oczyszczalni ścieków.

Proces szczepienia próbki do badań polega na wymieszaniu ok. 50 g bada-nej próbki z 50 ml odpowiednio przygotowanego przefermentowanego osadu z oczyszczalni ścieków. W ten sposób uzyskaną mieszaninę uzupełnia się wodą aż do otrzymania 300 ml roztworu. W tak przygotowanym roztworze należy ozna-czyć wartość pH. Aby można było dopuścić zaszczepioną próbkę do oznaczania parametru GB₂₁, jej wartość pH musi zawierać się w przedziale 6,8–8,2. W prze-ciwnym wypadku do roztworu można dodać ługu sodowego, ługu potasowego lub kwasu solnego, tak aby skorygować wartość pH do granicy �,5–8,0. Tego typu działania należy jednak udokumentować.

W dalszej kolejności roztworem tym napełnia się naczynie reakcyjne (A). Resztę objętości naczynia reakcyjnego zajmuje powietrze, które należy usunąć za pomocą azotu. W następnej kolejności na naczynie reakcyjne (A) poprzez złącze szlifowane należy posadowić rurkę eudiometryczną (B). Korzystając z połączonego wężykiem z rurka eudiometryczną naczynia zbiorczego (G), należy zwiększyć w niej ilość pły-nu zaporowego, tak by osiągnął punkt zerowy (D). W trakcie napełniania rurki eu-diometrycznej płynem zaporowym trzeba odkręcić kranik (H). Naczynie reakcyjne (A) z próbką należy przechowywać jedynie w miejscu zaciemnionym.

W trakcie badania, podczas każdorazowego odczytu objętości wytworzonego gazu znajdującego się w rurce eudiometrycznej (B), należy także określić ciśnie-nie powietrza oraz temperaturę powietrza, tak aby można było ustalić objętość gazu w odniesieniu do warunków normalnym. W razie potrzeby poprzez kranik (H) można podłączyć analizator gazu lub pobrać gaz do analizy. Po odczycie ilości wytworzonego gazu należy otworzyć kranik (H) znajdujący się w górnej części rurki eudiometrycznej i wypuszczając go, uzupełnić poziom płynu zaporowego do zaznaczonego poziomu zerowego. Działanie to trzeba wykonać ostrożnie, tak aby do rurki poprzez kranik nie dostało się powietrze.

W teście fermentacyjnym GB₂₁ badania nie dotyczą jedynie zaszczepionej próbki stabilizatu wytworzonego w procesie mechaniczno-biologicznego

W teście fermentacyjnym GB₂₁ badania nie dotyczą jedynie zaszczepionej próbki stabilizatu wytworzonego w procesie mechaniczno-biologicznego