Artykuł przeglądowy
Review
Amplifikacja kwasów nukleinowych jest narzędziem
wykorzystywanym w celach identyfikacyjnych i
dia-gnostycznych. Dostępne są różne metody amplifikacji:
oparte na sekwencji kwasu nukleinowego (Nucleic
Acid Sequence Based Amplification – NASBA), samo-
utrzymująca się replikacja sekwencji (Self-sustained
Sequence Replication – 3SR), amplifikacja
prze-suniętych łańcuchów DNA (Strand Displacement
Amplification – SDA), odwrotna transkrypcja PCR
(Reverse Transcription PCR – RT-PCR), multipleksowe
PCR i inne (69, 71). Niestety, metody oparte na technice
PCR wymagają użycia specjalistycznego sprzętu oraz
długotrwałych i skomplikowanych procedur
wykrywa-nia produktów, dlatego są one uciążliwe do stosowawykrywa-nia
w rutynowej diagnostyce (9). Dodatkowo wadą techniki
PCR jest konieczność stosowania cykli termicznych
i przeprowadzania czasochłonnych, sprzyjających
kon-taminacji analiz post-PCR (tab. 1) (32, 61).
Innowacyjna metoda amplifikacji DNA za
pośred-nictwem pętli D (Displacement loop – D-loop), czyli
struktury powstałej na skutek odsunięcia jednej z nici
dwuniciowego DNA podczas rekombinacji
genetycz-nej, umożliwia przeprowadzenie szybkiej analizy,
pozbawionej wyżej wymienionych wad (tab. 1). Do
przeprowadzenia reakcji LAMP (Loop Mediated Iso-
thermal Amplification) potrzebnych jest sześć specjalnie
LAMP – izotermiczna metoda amplifikacji DNA
ALEKSANDRA ŁOŚ, MOHAMMED J. KADHIM, KRZYSZTOF OLSZEWSKI
Katedra Biologicznych Podstaw Produkcji Zwierzęcej, Wydział Biologii i Hodowli Zwierząt,
Uniwersytet Przyrodniczy w Lublinie, ul. Akademicka 13, 20-950 Lublin
Otrzymano 27.01.2015
Zaakceptowano 02.04.2015
Łoś A., Kadhim M. J., Olszewski K.
LAMP – a method of isothermal DNA amplification
Summary
Loop mediated isothermal amplification (LAMP) is an innovative technique of gene amplification and
a simple diagnostic tool for the early detection and identification of diseases. The whole process of LAMP is
easy and fast; amplification can be performed in less than one hour under isothermal conditions using a set of
six specifically designed primers acting on eight different sequences of the target gene by incubation in a single
tube. Products of amplification can be detected using agarose gel electrophoresis as well as monitoring without
optical instruments or by a turbidimeter. The LAMP technique does not require a thermocycler and it can only
be applied using a heating block or hot water bath. Given the benefits of rapid amplification, simplicity of the
procedure and easy detection, as well as the lack of the need for specialized equipment or qualified staff, LAMP
has potential application for clinical diagnosis and even in control of communicable diseases, contributing in
this way to the development of personal medicine.
Keywords: isothermal amplification, loop primers, DNA amplification, LAMP
Tab. 1. Porównanie technik PCR i LAMP (za: 9)
PCR LAMP
Denaturacja Nici DNA muszą zostać rozdzielone, żeby starter mógł się
przyłączyć Etap denaturacji nie jest konieczny Czas trwania procesu Proces zwykle składa się z trzech etapów, takich jak: denaturacja,
przyłączanie, wydłużanie. Zachodzą one w zmieniających się temperaturach i w różnym czasie – cała reakcja w zależności od materiału badawczego trwa od 2 do 3 godz.
Cała reakcja zachodzi w stałej temperaturze zawierającej się w przedziale 60-65°C, trwa zwykle ok. 1 godz. Procesy poamplifikacyjne Żeby poznać rezultat procesu, konieczne jest przeprowadzenie
elektroforezy Wprowadzenie barwnika DNA (np. SYBR Green, kalceina, hydroksylowy błękit naftolowy) pozwala na wizualną interpretację wyniku (18, 74)
Czułość Pozwala wykryć DNA w ilości 10–9 g Pozwala wykryć DNA w ilości 10–15 g
Niezbędny sprzęt Termocykler Blok grzejny lub kąpiel wodna Przygotowanie próbek DNA Technika PCR wymaga przygotowania dobrej jakości materiału
zaprojektowanych starterów,
rozpoznają-cych osiem odrębnych sekwencji fragmentu
docelowego genu (ryc. 1) (74, 76, 80). W tej
metodzie powielanie oraz wykrywanie
frag-mentu genu wykonuje się poprzez inkubację
mieszaniny złożonej z: materiału badanego,
starterów, dwóch polimeraz DNA
posia-dających aktywność przemieszczania nici
DNA (Strand Displacement Activity) i bloku
grzejnego lub kąpieli wodnej
zapewniające-go stałą temperaturę 65°C (62).
Ta mało wymagająca technika cieszy się
rosnącym powodzeniem w diagnostyce
ludz-Patogen Choroba Gospodarz Autorzy
Wirusy
brodawczak ludzki typu
6, 11, 16 i 18 ludzie 19 chikungunya ludzie 51 choroba Gumboro (zakaźne zapalenie torby Fabrycjusza) drób 84 choroba Newcastle drób 33, 54 cirkowirus świń typu 2 trzoda chlewna 88
Cirvovirus gęsi 80
Coranavirus przeżuwacze 57 cytomegalia trzoda chlewna,
ludzie 86 denga ludzie 48 Enterovirus ludzie 81 gorączka Zachodniego Nilu drób 49 japońskie zapalenie mózgu ludzie 52 norowirusowe zakażenie przewodu żołądkowego ludzie 14 nosówka psy 7 opryszczka ludzie 30, 71
ospa kóz kozy, owce 8
ospa wielbłądzia wielbłądy 77
parwowirus psy 6
pomór świń trzoda chlewna 5 posocznica krwotoczna ryby 64 pryszczyca przeżuwacze 11
SARS ludzie 45
wirusowa biegunka
bydła przeżuwacze 3
wysoce zjadliwa grypa
ptaków drób 10, 24, 25, 27 zakaźne zapalenie
oskrzeli drób 37
zapalenie rogówki ludzie 78 zapalenie wątroby
typu B ludzie 40
Patogen Choroba Gospodarz Autorzy
Bakterie
bruceloza zwierzęta 65
Edwardsiella ictaluri ryby (głównie sumy) 63, 87 gronkowiec złocisty ludzie 35 gruźlica zwierzęta i ludzie 4, 13, 17,
28, 47 jersinioza trzoda chlewna
(mięso) 16 leptospiroza ludzie 67 listerioza ludzie 72 Riemerella anatipestifer kaczki 21 salmonellozy drób, produkty spożywcze 53, 89
Shigella trzoda chlewna 66
Streptococcus suis trzoda chlewna 22 zakażenie szczepami Streptococcus zwierzęta 83 Grzyby kandydoza ludzie 26 Paracoccidioides brasiliensis ludzie 12 pneumocystoza ludzie 75 Nosema apis i N.
ceranae pszczoły miodne 59, 60, 61 Nosema bombycis trzmiele 82, 85
Pasożyty
anaplazmoza zwierząt przeżuwacze,
psowate, koniowate 34, 38
babeszioza psy 2, 23
choroba Nagana parzystokopytne,
wielbłądy, konie 43 choroby wywołane
przez zarodźce ludzie i zwierzęta 20, 39, 58, 73
Enterocytozoon
hepatopenaei krewetki 70
filarioza ludzie 56
giardioza/lambioza ludzie i zwierzęta 55 leiszmanioza ludzie i zwierzęta 1 wągrzyca ludzie i zwierzęta 44 zakażenie protistami
Theileria spp. owce 36
Tab. 2. Zestawienie zastosowań metody LAMP w diagnostyce chorób ludzi i zwierząt
Ryc. 1. Schemat lokalizacji miejsc docelowych genu dla zestawu starterów
kich oraz zwierzęcych chorób
zakaź-nych i pasożytniczych (9, 42). W
wyni-ku zastosowania metody LAMP można
rozpoznać DNA drobnoustroju obecne
już w ilości 10
–15g w materiale
badaw-czym pobranym od pacjenta (tab. 1).
Jest to spowodowane dużą czułością
metody oraz specyficznością
starte-rów potrzebnych do przeprowadzenia
reakcji. Dla wielu wirusów, bakterii,
grzybów i pasożytów wywołujących
choroby zarówno u ludzi, jak i zwierząt
istnieją sprawdzone startery
umożli-wiające łatwą diagnostykę „przy łóżku
pacjenta” (tab. 2).
Projektowanie starterów
Do przeprowadzenia reakcji metodą LAMP kluczowe
okazuje się zaprojektowanie starterów – jest to jedna
z głównych trudności związanych z tą techniką. W tym
celu wykorzystuje się darmowe albo komercyjne
opro-gramowania. Konieczność kreowania starterów
odpo-wiednich do wykorzystania w technice LAMP oznacza
mniejszą swobodę w wyborze regionu docelowego niż
w przypadku reakcji PCR (71). Aby zaprojektować
odpowiednie startery, należy rozważyć skład bazowy
fragmentu genu, zawartość zasad GC oraz strukturę
drugorzędową amplifikowanego fragmentu DNA (50).
Zestaw starterów konieczny do przeprowadzenia
amplifikacji LAMP w sumie składa się z sześciu
starterów (tab. 3): dwóch zewnętrznych, dwóch
we-wnętrznych i dwóch starterów pętli. Rozpoznają one
osiem różnych regionów sekwencji docelowej (ryc. 1)
(41, 50). Dwa zewnętrzne startery są opisywane jako:
zewnętrzny, przedni (forward) starter (F3) i wsteczny
zewnętrzny (backward) starter (B3); mają one znaczenie
tylko podczas etapu niecyklicznego podczas
rozplata-nia łańcucha DNA (9). Startery wewnętrzne (internal)
są opisywane jako: wewnętrzny, przedni starter (FIP)
i wewnętrzny, wsteczny starter (BIP); zawierają one
tak określone sekwencje sensowną i non-sensowną, że
pomagają w tworzeniu pętli. Natomiast dwa startery
pętli (loop): przedni starter pętli (FLP) i wsteczny
star-ter pętli (BLP) są projektowane w celu przyspieszenia
reakcji amplifikacji poprzez wiązanie dodatkowych
miejsc, niedostępnych dla starterów
wewnętrznych (41).
Zasada amplifikacji LAMP
Reakcja LAMP chemicznie
ba-zuje na procesie autocyklicznego
rozplatania łańcucha DNA
przepro-wadzanego w stałej temperaturze
przy obecności specjalnej
polime-razy DNA. Zachodzi ona w dwóch
etapach: niecyklicznym i
cyklicz-nym (50). W etapie niecykliczcyklicz-nym
powstają pętle DNA z materiałem
powielonym z macierzystej helisy;
służą one jako struktury
wyjścio-we do etapu cyklicznego (ryc. 2).
Metoda LAMP, w przeciwieństwie
do PCR, nie wymaga denaturacji
cieplnej matrycowego/macierzystego
DNA (46). Dwuniciowe matrycowe
DNA znajduje się w stanie
równowa-gi dynamicznej w temperaturze około
65°C, jeden ze starterów LAMP
ma zdolność do przyłączania się do
tego podwójnego łańcucha. Dzięki
działaniu polimerazy DNA rozdziela
podwójną helisę, dobudowując do
Tab. 3. Przykładowy zestaw starterów potrzebny do przeprowadzenia reakcji
LAMP (59)
Rodzaj startera
Opisane startery dla 16S rDNA Nosema apis
Skrócona
nazwa Sekwencja nukleotydówLiczba F3 (forward outer primer)
zewnętrzny, przedni apF3 5’ACTACGTTAAAGTGTAGCTAAC3’ 22 B3 (backward outer primer)
zewnętrzny, wsteczny apB3 5’TCCCATAACTGCCTCAGAT3’ 19 FIP (forward internal primer)
wewnętrzny, przedni apFIP 5’TTTTGTTACCCGTTATTGCCTTGTTAAGTAAGAGTGAGACCTATCAGC3’ 48
BIP (backward internal primer)
wewnętrzny, wsteczny apBIP 5’TTTTACTTTGTAATATTCCGGAGAAGGAGCCATAGGTCAAGTTTCGCC3’ 49
FLP (forward loop primer)
przedni pętli apLF 5’CCATTACCTTAACAACTA3’ 18 BLP (backward loop primer)
wsteczny pętli apLB 5’CCTGAGAGACGGCTACTA3’ 18
pojedynczych nici komplementarną nić DNA
wzglę-dem matrycy, zaczynającą się od końca 3’ obszaru, do
którego przyłącza się starter FIP. Starter F3 przyłącza
się do komplementarnego regionu macierzystego DNA,
poprzedzającego miejsce przyłączania się startera FIP
i inicjuje oderwanie się od powielanej helisy
pojedyn-czej nici rozpoczynającej się starterem FIP (ryc. 2).
Starter F3 pozostaje przyłączony do nici macierzystej,
dobudowując do niej nić komplementarną, a wolna,
pojedyncza nić rozpoczynająca się starterem FIP jest
zawijana na końcu 5’ w pętlę (ryc. 2). Starter BIP
hybrydyzuje do pojedynczej nici DNA otrzymanej
w powyższym etapie i syntetyzuje komplementarne
DNA od końca 3’. W wyniku tego procesu podwójna
helisa DNA powraca do formy liniowej. Starter B3
przyłącza się do DNA od zewnętrznej strony startera
BIP, następnie polimeraza DNA odłącza od końca 3’
nić zsyntetyzowaną za pomocą startera BIP,
umożli-wiając w ten sposób rozpoczęcie syntezy kolejnej nici
DNA od startera B3. Pojedyncza nić rozpoczynająca
się starterem BIP tworzy strukturę zwieńczoną pętlami
powielonego macierzystego DNA na każdym końcu
(ryc. 2). Struktura ta wyglądem przypomina hantle (9,
29, 41, 50).
W etapie cyklicznym starter FIP przyłącza się do
utworzonych wcześniej pętli i buduje nowy łańcuch,
jednocześnie powodując odłączanie się nici
zsynte-tyzowanej wcześniej (ryc. 3). Uwolniona pojedyncza
nić zawiera komplementarne regiony, a sama tworzy
pętle na końcu 3’. Ponownie formuje się struktura
przypominającą hantle. Nić z końcem 3’ używana jest
jako szablon, co umożliwia uwalnianie kolejnych nici
rozpoczynających się od startera FIP, jak również od
startera BIP (ryc. 3). W wyniku tego procesu do jednej
nici przyłączone są fragmenty o różnej długości, które
następnie tworzą pętle (ryc. 3 A, B). Efektem takiej
cyklicznej reakcji jest otrzymanie 10
9kopii docelowych
w czasie krótszym niż godzina. Finałowymi produktami
są macierzyste pętle DNA z kilkoma przestawionymi
powtórzeniami docelowej struktury, a także
„kalafio-rowate” struktury z powielonymi pętlami
uformowa-nymi poprzez połączenie starterów z nićmi pomiędzy
ustawionymi naprzemiennymi powtórzeniami nici
docelowej (74, 76).
Metody wykrywania zamplifikowanych produktów
Podczas reakcji LAMP otrzymuje się dużą ilość
produktu ubocznego – jonu pirofosforanowego, co
prowadzi do utworzenia białego osadu pirofosforanu
magnezu w mieszaninie reakcyjnej, powodującego
zmętnienie próbki. Ponieważ wzrost zmętnienia
mie-szaniny reakcyjnej w produkcji osadu koreluje z ilością
syntetyzowanego DNA, monitorowanie reakcji LAMP
w czasie rzeczywistym może być prowadzone przez
prosty pomiar zmętnienia próbki zarówno „gołym
okiem”, jak i specjalnym turbidymetrem, który wykaże
ilość otrzymanego produktu (62, 74). Alternatywą do
obserwacji zmętnienia „gołym okiem” jest obserwacja
fluorescencji próbki pod wpływem światła UV,
wy-kazywać ją mogą dodatkowe barwniki, jakich można
użyć do przeprowadzenia tej
reakcji (tab. 1) (42). Ze
wzglę-du na wysoką specyficzność
projektowanych do
przepro-wadzenia techniki LAMP
starterów, zaobserwowanie
pojawienia się zmętnienia lub
intensywności fluorescencji
próbki w czasie rzeczywistym
jest wystarczającym dowodem
na to, że w badanym
materia-le znajduje się poszukiwany
przez nas fragment genu (74).
Możliwość dokonania
szyb-kiej i niewymagającej sprzętu
obserwacji wyniku znacznie
przyspiesza diagnostykę i jest
jedną z zalet metody LAMP
(48). Oprócz tego produkty
tej reakcji można poddać
tradycyjnej analizie z
wyko-rzystaniem żelu agarozowego
i promieni UV. Jako rezultat
elektroforezy otrzymuje się
na żelu paski ułożone w
cha-rakterystyczny „drabinkowy”
wzór (w przeciwieństwie do
pojedynczego paska
mywanego w przypadku PCR), przyczyną tego jest
otrzymywanie „kalafiorowatego” produktu
zawierają-cego wiele, różnej długości produktów, które z różną
prędkością migrują po żelu (89).
Technika LAMP bazuje na reakcji amplifikacji w
izo-termicznych warunkach od 60°C do 65°C. Uproszczona
długość procedury zmniejsza nakłady na sprzęt i
kosz-ty konieczne do realizacji badań genekosz-tycznych (76).
Zaletami tej metody są także jej specyficzność i
sku-teczność oraz krótki czas trwania. Wysoka efektywność
techniki LAMP wynika z możliwości otrzymania 10
9-
-10
10kopii zamplifikowanych nici macierzystych w
cza-sie 15-60 min, które możemy zaobserwować „gołym
okiem”. Technika LAMP jest znana od 1998 r., jednak
dopiero od 2003 r. weszła do powszechnego użytku,
jako narzędzie do detekcji RNA i DNA wirusów. Jeśli
technika ta rozwinie się, to w przyszłości możliwe jest
powstanie prostych urządzeń służących do analizy
genetycznej w kontroli żywności (53, 89) i środowiska
(61, 82, 85). Umożliwi to również rozwój medycyny
personalnej poprzez wprowadzenie łatwej i szybkiej
diagnostyki chorób zakaźnych oraz pasożytniczych,
nawet „przy łóżku pacjenta” (2, 6, 7, 49, 62, 68, 79).
Piśmiennictwo
1. Adams E. R., Schoone G. J., Ageed F., Sali S. E., Schallig H. D.: Development of a reverse transcriptase loop mediated isothermal amplification (LAMP) assay for the sensitive detection of Leishmania parasites in clinical samples. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2010, 82, 591-596.
2. Adaszek Ł., Jankowska M., Kalinowski M., Banach T., Wułupek D., Winiarczyk S.: The loop-mediated isothermal amplification assay for rapid diagnosis of Babesia canis canis infections in dogs. Pol. J. Vet. Sci. 2013, 16, 131-133.
3. Angamuthu R., Baskaran S., Gopal D. R., Devarajan J., Kathaperumal K.: Rapid detection of the Marek’s disease viral genome in chicken feathers by loop-mediated isothermal amplification. J. Clin. Microbiol. 2012, 50, 961-965. 4. Boehme C. C., Nabeta P., Henostroza G., Raqib R., Rahim Z., Gerhardt M.:
Operational feasibility of using loop-mediated isothermal amplification for dia-gnosis of pulmonary tuberculosis in microscopy centers of developing countries. J. Clin. Microbiol. 2007, 45, 1936-1940.
5. Chakraborty S., Choudhury S.: Recent trends in the diagnosis of Classical Swine Fever. Adv. Trop. Med. Pub. Health Int. 2012, 2, 61-71.
6. Cho H. S., Kang J. I., Park N. Y.: Detection of canine parvovirus in fecal samples using loop-mediated isothermal amplification. J. Vet. Diagn. Invest. 2006, 18, 81-84.
7. Cho H. S., Park N. Y.: Detection of canine distemper virus in blood samples by reverse transcription loop-mediated isothermal amplification. J. Vet. Med. B. Infect. Dis. Vet. 2005, 52, 410-413.
8. Das A., Babiuk S., McIntosh M. T.: Development of a loop-mediated isothermal amplification assay for rapid detection of capripoxviruses. J. Clin. Microbiol. 2012, 50, 1613-1620.
9. Dhama K., Karthik K., Chakraborty S., Tiwari R., Kapoor S., Kumar A.,
Thomas P.: Loop-mediated isothermal amplification of DNA (LAMP): a new
diagnostic tool lights the world of diagnosis of animal and human pathogens: a review. Pak. J. Biol. Sci. 2014, 17, 151-166.
10. Dinh D. T., Le M. T. Q., Vuong C. D., Hasebe F., Morita K.: An updated loop--mediated isothermal amplification method for rapid diagnosis of H5N1 Avian Influenza Viruses. Trop. Med. Health. 2011, 39, 3-7.
11. Dukes J. P., King D. P., Alexandersen S.: Novel reverse transcription loop- -mediated isothermal amplification for rapid detection of foot-and-mouth disease virus. Arch. Virol. 2006, 151, 1093-1106.
12. Endo S., Komori T., Ricci G., Sano A., Yokoyama K.: Detection of gp43 of Paracoccidioides brasiliensis by the loop-mediated isothermal amplification (LAMP) method. FEMS Microbiol. Lett. 2004, 234, 93-97.
13. Enosawa M., Kageyama S., Sawai K., Watanabe K., Notomi T.: Use of loop--mediated isothermal amplification of the IS900 sequence for rapid detection of cultured Mycobacterium avium subsp. Paratuberculosis. J. Clin. Microbiol. 2003, 141, 4359-4365.
14. Fukuda S., Takao S., Kuwayama M., Shimazu Y., Miyazaki K.: Rapid detection of norovirus from fecal specimens by real-time reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification assay. J. Clin. Microbiol. 2006, 44, 1376-1381.
15. Francois P., Tangomo M., Hibbs J., Bonetti E. J., Boehme C. C., Notomi T.,
Schrenzel J.: Robustness of a loop-mediated isothermal amplification reaction
for diagnostic applications. FEMS Immunol. Med. Mic. 2011, 62, 41-48. 16. Gao H., Lei Z., Jia J., Wang S., Chen Y., Sun M., Liang C.: Application of
loop--mediated isothermal amplification for detection of Yersinia enterocolitica in pork meat. J. Microbiol. Met. 2009, 77, 198-201.
17. Geojith G., Dhanasekaran S., Chandran S. P., Kenneth J.: Efficacy of loop me-diated isothermal amplification (LAMP) assay for the laboratory identification of Mycobacterium tuberculosis isolates in a resource limited setting. J. Microbiol. Met. 2011, 84, 71-73.
18. Goto M., Honda E., Ogura A., Nomoto A., Hanaki K. I.: Colorimetric detection of loop-mediated isothermal amplification reaction by using hydroxy naphthol blue BioTech. 2009, 46, 167-172.
19. Hagiwara M., Sasaki H., Matsuo K., Honda M., Kawase M., Nakagawa H.: Loop-mediated isothermal amplification method for detection of human papil-lomavirus type 6, 11, 16 and 18. J. Med. Virol. 2007, 79, 605-615.
20. Han E. T., Watanabe R., Sattabongkot J., Khuntirat B., Sirichaisinthop J.: Detection of four Plasmodium species by genus-and species-specific loop- -mediated isothermal amplification for clinical diagnosis. J. Clin. Microbiol. 2007, 45, 2521-2528.
21. Han X., Ding C., He L., Hu Q., Yu S.: Development of loop-mediated isothermal amplification (LAMP) targeting the GroEL gene for rapid detection of Riemerella anatipestifer. Avian Dis. 2011, 55, 379-383.
22. Huy N. T., Hang le T. T., Boamah D., Lan N. T., van Thanh P.: Development of a single-tube loop-mediated isothermal amplification assay for detection of four pathogens of bacterial meningitis. FEMS. Microbiol. Lett. 2012, 337, 25-30. 23. Ikadai H., Tanaka H., Shibahara N., Matsuu A., Uechi M.: Molecular evidence
of infections with Babesia gibsoni parasites in Japan and evaluation of the diagnostic potential of a loop-mediated isothermal amplification method. J. Clin. Microbiol. 2004, 42, 2465-2469.
24. Imai M., Ninomiya A., Minekawa H.: Rapid diagnosis of H5N1 avian influenza virus infection by newly developed influenza H5 hemagglutinin gene-specific loop-mediated isothermal amplification method. Vaccine 2006, 24, 6679-6682. 25. Imai M., Ninomiya A., Minekawa H., Notomi T., Ishizaki T., Tashiro M.,
Odagiri T.: Development of H5-RT-LAMP (loop-mediated isothermal
amplifi-cation) system for rapid diagnosis of H5 avian influenza virus infection. Vaccine 2006, 24, 6679-6682.
26. Inacio J., Flores O., Spencer-Martins I.: Efficient identification of clinically relevant Candida yeast species by use of an assay combining panfungal loop--mediated isothermal DNA amplification with hybridization to species-specific oligonucleotide probes. J. Clin. Microbiol. 2008, 46, 713-720.
27. Ito M., Watanabe M., Nakagawa N., Ihara T., Okuno Y.: Rapid detection and typing of influenza A and B by loop-mediated isothermal amplification: Comparison with immunochromatography and virus isolation. J. Virol. Met. 2006, 135, 272-275.
28. Iwamoto T., Sonobe T., Hayashi K.: Loop-mediated isothermal amplification for direct detection of Mycobacterium tuberculosis complex, M. avium and M. intracellulare in sputum samples. J. Clin. Microbiol. 2003, 41, 2616-2622. 29. Jędryczak M., Burzyński A., Brachaczek A., Langwiński W., Song P., Kacz-
marek J.: Loop-mediated isothermal amplification as a good tool to study
changing Leptosphaeria populations in oilseed rape plants and air samples. Acta Agrobot. 2013, 66, 93-100.
30. Kaneko H., Iida T., Aoki K.: Sensitive and rapid detection of herpes simplex virus and varicella-zoster virus DNA by loop-mediated isothermal amplification. J. Clin. Microbiol. 2005, 43, 3290-3296.
31. Kaneko H., Kawana T., Fukushima E., Suzutani T.: Tolerance of loop-media-ted isothermal amplification to a culture medium and biological substances. J. Biochem. Biophys. Meth. 2007, 70, 499-501.
32. Karthik K., Rathore R., Thomas P., Arun T. R., Viswas K. N., Dhama K., Agarwal
R. K.: New closed tube loop mediated isothermal amplification assay for
pre-vention of product cross-contamination. MethodsX 2014, 1, 137-143. 33. Kirunda H., Thekisoe O. M. M., Kasaija P. D., Kerfua S. D., Nasinyama G. W.,
Opuda-Asibo J., Inoue N.: Use of reverse transcriptase loop-mediated isothermal
amplification assay for field detection of Newcastle disease virus using less invasive samples. Vet. World. 2012, 5, 206-212.
34. Lee C. C., Lin Y. C., Tsang C. L., Chung Y. T.: A loop-mediated isothermal am-plification (LAMP) assay for rapid detection of Anaplasma phagocytophilum infection in dogs. Turk. J. Vet. Anim. Sci. 2012, 36, 205-210.
35. Lim K. T., Teh C. S. J., Thong K. L.: Loop mediated isothermal amplification assay for the rapid detection of Staphylococcus aureus. Bio. Med. Res. Int. 2013. 36. Liu Z., Hou J., Bakheit M. A., Salih D. A., Luo J.: Development of loop-mediated
isothermal amplification (LAMP) assay for rapid diagnosis of ovine theileriosis in China. Parasitol. Res. 2008, 103, 1407-1412.
37. Luo H., Zhu D., Xue C., Qin J., Chen F., Cao Y.: An improved reverse trans-cription loop-mediated isothermal amplification assay for sensitive and specific detection of Infectious Bronchitis virus. J. Anim. Vet. Adv. 2012, 11, 2398-2402. 38. Ma M., Liu Z., Sun M., Yang J., Guan G.: Development and evaluation of a loop--mediated isothermal amplification method for rapid detection of Anaplasma ovis. J. Clin. Microbiol. 2011, 49, 2143-2146.
39. Moody A.: Rapid diagnostic tests for malaria parasites. Clin. Microbiol. Rev. 2002, 15, 66-78.
40. Moslemi E., Shahhosseiny M. H., Javadi G., Praivar K., Sattari T. N., Amini
H. K.: Loop mediated isothermal amplification (LAMP) for rapid detection of
HBV in Iran. Afr. J. Microbiol. Res. 2009, 3, 439-445.
41. Nagamine K., Kuzuhara Y., Notomi T., Takino J., Hori T., Kanda H.: Accelerated reaction by loop-mediated isothermal amplification using loop primers. Mol. Cell Probes 2002, 16, 223-229.
42. Nagamine K., Kuzuhara Y., Notomi T., Takino J., Hori T., Kanda H.: Multi-Detection by Target Mixed Loop-Mediated Isothermal Amplification. Int. J. Biochem. 2014, 4, 243-252.
43. Njiru Z. K., Ouma J. O., Bateta R., Njeru S. E., Ndungu K., Gitonga P. K.,
Traub R.: Loop-mediated isothermal amplification test for Trypanosoma vivax
based on satellite repeat DNA. Vet. Parasitol. 2011, 180, 358-362.
44. Nkouawa A. N., Sako Y., Li T., Chen X., Wandra T.: Evaluation of a loop-mediated isothermal amplification method using fecal specimens for differential detection of Taenia species from humans. J. Clin. Microbiol. 2010, 48, 3350-3352. 45. Notomi T., Kanda H., Taguch F., Minekaw H., Itamura S., Odagiri T., Tashiro M.:
RT-LAMP method provides a simple, rapid and specific detection system for SARS-CoV RNA. Ger. Med. Sci. 2004, 3, 8-11.
46. Notomi T. H., Okayama H., Masubuchi T., Yonekawa T., Watanabe K., Nobu-
yuki A., Hase T.: Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic
Acids Res. 2000, 28, 63.
47. Pandey B. D., Poudel A., Yoda T., Tamaru A., Oda N.: Development of an in--house loop-mediated isothermal amplification (LAMP) assay for detection of Mycobacterium tuberculosis and evaluation in sputum samples of Nepalese patients. J. Med. Microbiol. 2008, 57, 439-443.
48. Parida M. M., Horioke K., Ishida H., Dash P. K., Saxena P.: Rapid detection and differentiation of Dengue virus serotypes by a real-time reverse transcription--loop-mediated isothermal amplification assay. J. Clin. Microbiol. 2005, 43, 2895-2903.
49. Parida M. M., Posadas G., Inoue S.: Real-Time reverse transcription loop me-diated isothermal amplification for rapid detection of West Nile Virus. J. Clin. Microbiol. 2004, 42, 257-263.
50. Parida M. M., Sannarangaiah S., Dash P. K., Rao P. V. L., Morita K.: Loop mediated isothermal amplification (LAMP): a new generation of innovative gene amplification technique; perspectives in clinical diagnosis of infectious diseases. Rev. Med. Virol. 2008, 18, 407-421.
51. Parida M. M., Santhosh S. R., Dash P. K.: Rapid and real-time detection of chi-kungunya virus by reverse transcription loop mediated isothermal amplification assay. J. Clin. Microbiol. 2007, 45, 351-357.
52. Parida M. M., Santhosh S. R., Dash P. K., Tripathi N. K., Saxena P.: Development and evaluation of reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification assay for rapid and real-time detection of Japanese encephalitis virus. J. Clin. Microbiol. 2006, 44, 4172-4178.
53. Pavan K. P., Agarwal R. K., Thomas P., Sailo B., Prasannavadhana A., Kumar A.,
Singh D. K.: Rapid Detection of Salmonella enterica Subspecies enterica serovar
Typhimurium by Loop Mediated Isothermal Amplification (LAMP) Test From Field Chicken Meat Samples. Food Biotech. 2014, 28, 50-62.
54. Pham H. M., Nakajima C., Ohashi K., Onuma M.: Loop-mediated isothermal amplification for rapid detection of Newcastle disease virus. J. Clin. Microbiol. 2005, 43, 1646-1650.
55. Plutzer J., Karanis P.: Rapid identification of Giardia duodenalis by loop-me-diated isothermal amplification (LAMP) from faecal and environmental samples and comparative findings by PCR and real-time PCR methods. Parasitol. Res. 2009, 104, 1527-1533.
56. Poole C. B., Tanner N. A., Zhang Y., Evans T. C., Carlow C. K. S.: Diagnosis of brugian filariasis by loop-mediated isothermal amplification. PLOS Negl. Trop. Dis. 2012, 6, 1371.
57. Poon L. L. M., Leung C. S. W., Chan K. H., Lee J. H. C., Yuen K. Y., Guan Y.,
Peiris J. S. M.: Detection of human influenza A viruses by loop-mediated
iso-thermal amplification. J. Clin. Microbiol. 2005, 43, 427-430.
58. Poon L. L. M., Wong B. W. Y., Ma E. H. T., Chan K. H., Chow L. M. C.: Sensitive and inexpensive molecular test for Falciparum malaria: Detecting Plasmodium falciparum DNA directly from heat-treated blood by loop-mediated isothermal amplification. Clin. Chem. 2006, 52, 303-306.
59. Ptaszyńska A., Borsuk G., Mułenko W., Demetraki-Paleolog J.: Differentiation of Nosema apis and Nosema ceranae spores under Scanning Electron Microscopy (SEM). J. Apicult. Res. 2014, 53, 537-544.
60. Ptaszyńska A., Borsuk G., Woźniakowski G., Gnat S., Małek W.: Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) assays for rapid detection and differentation of Nosema Apis and N. ceranae in honeybees. FEMS 2014, 357, 40-48. 61. Ptaszyńska A. A., Łętowski J., Gnat S., Małek W.: Application of COI sequences
in studies of phylogenetic relationships among 40 Apionidae species. J. Insect Sci. 2012, 12, 16.
62. Rafati A., Gill P.: Microfluidic method for rapid turbidimetric detection of the DNA of Mycobacterium tuberculosis using loop-mediated isothermal amplifi-cation in capillary tubes. Microchimica Acta 2014, 1-8.
63. Savan R., Igarashi A., Matsuoka S., Sakai M.: Sensitive and rapid detection of edwardsiellosis in fish by a loop-mediated isothermal amplification method. App. Environ. Microbiol. 2004, 70, 621-624.
64. Soliman H., El-Matbouli M.: Reverse transcription loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP) for rapid detection of viral hemorrhagic septicaemia virus (VHS). Vet. Microbiol. 2006, 114, 205-213.
65. Song L., Li J., Hou S., Li X., Chen S.: Establishment of loop-mediated isothermal amplification (LAMP) for rapid detection of Brucella spp. and application to milk and blood samples. J. Microbiol. Met. 2012, 90, 292-297.
66. Song T., Toma C., Nakasone N., Iwanaga M.: Sensitive and rapid detection of Shigella and enteroinvasive Escherichia coli by a loop-mediated isothermal amplification method. FEMS Microbiol. Lett. 2005, 243, 259-263.
67. Sonthayanon P., Chierakul W., Wuthiekanun V., Thaipadungpanit J., Kalamba-
heti T.: Accuracy of loop-mediated isothermal amplification for diagnosis of
human leptospirosis in Thailand. Am. J. Trop. Med. Hygiene 2011, 84, 614-620. 68. Strachecka A., Borsuk G., Olszewski K., Paleolog J., Gagos M., Chobotow J.,
Nawrocka A., Gryzinska M., Bajda M.: The effect of amphotericin b on the
lifespan, body-surface protein concentrations, and DNA methylation levels of honey bees (Apis mellifera) J. Apicult. Sci. 2012, 56, 107-113.
69. Strachecka A., Paleolog J., Borsuk G., Olszewski K.: The influence of formic acid on the body surface proteolytic system at different developmental stages in Apis mellifera L. workers. J. Apicult. Res. 2012, 51, 252-262.
70. Suebsing R., Prombun P., Srisala J., Kiatpathomchai W.: Loop-mediated iso-thermal amplification combined with colorimetric nano-gold for detection of the microsporidian Enterocytozoon hepatopenaei in penaeid shrimp. J. Appl. Microbiol. 2013, 114, 1254-126.
71. Sugiyama H., Yoshikawa T., Ihira M.: Comparison of loop-mediated isothermal amplification, real-time PCR and virus isolation for the detection of herpes simplex virus in genital lesions. J. Med. Virol. 2005, 75, 583-587.
72. Tang M. J., Zhou S., Zhang X. Y., Pu J. H., Ge Q. L., Tang X. J., Gao Y. S.: Rapid and sensitive detection of Listeria monocytogenes by loop-mediated isothermal amplification. Curr. Microbiol. 2011, 63, 511-516.
73. Tao Z. Y., Zhou H. Y., Xia H., Xu S., Zhu H. W., Culleton R. L., Gao Q.: Adaptation of a visualized loop-mediated isothermal amplification technique for field detection of Plasmodium vivax infection. Parasit. Vectors 2011, 4, 115. 74. Tomita N., Mori Y., Kanda H., Notomi T.: Loop-mediated isothermal
amplifica-tion (LAMP) of gene sequences and simple visual detecamplifica-tion of products. Nature Protocols 2008, 3, 877-882.
75. Uemura N., Makimura K., Onozaki M., Otsuka Y., Shibuya Y.: Development of a loop-mediated isothermal amplification method for diagnosing Pneumocystis pneumonia. J. Med. Microbiol. 2008, 57, 50-57.
76. Ushikubo H.: Principle of LAMP method – a simple and rapid gene amplification method. Uirusu 2004, 54, 107-112.
77. Venkatesan G., Bhanuprakash V., Balamurugan V., Singh R. K., Pandey A. B.: Development of Loop-Mediated Isothermal Amplification Assay for Specific and Rapid Detection of Camelpox Virus in Clinical Samples. J. Virol. Methods 2012, 183, 34-39.
78. Wakabayashi T., Yamashita R., Kakita T.: Rapid and sensitive diagnosis of ade-noviral keratoconjunctivitis by loop-mediated isothermal amplification (LAMP) method. Curr. Eye. Res. 2004, 28, 445-450.
79. World Health Organization: The use of a commercial loop-mediated isothermal amplification assay (TB-lamp) for the detection of tuberculosis: expert group meeting report. Geneva: May 2013.
80. Woźniakowski G., Kozdruń W., Samorek-Salamonowicz E.: Loop-mediated isothermal amplification for the detection of goose circovirus. Virol. J. 2012, 9, 110.
81. Xia J. F., Yan X. F., Yu H., Qu D., Long J. E.: Simple and rapid detection of human enterovirus 71 by reverse-transcription and loop-mediated isothermal amplification: Cryopreservation affected the detection ability. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2011, 71, 244-251.
82. Xie S., Yuan Y., Song Y., Zhuo Y., Li T., Chai Y., Yuan R.: Using the ubiquitous pH meter combined with a loop mediated isothermal amplification method for facile and sensitive detection of Nosema bombycis genomic DNA PTP1. Chem. Commun. 2014, 50, 15932-15935.
83. Xu Z., Li L., Chu J., Peters B. M., Harris M. L.: Development and application of loop-mediated isothermal amplification assays on rapid detection of various types of staphylococci strains. Food Res. Int. 2012, 47, 166-173.
84. Xue C., Zhang Y., Zhou Q., Xu C., Li X., Cao Y.: Rapid detection of infectious bursal disease virus by reverse transcription loop-mediated isothermal amplifi-cation assay. J. Vet. Diagn. Invest. 2009, 21, 841-843.
85. Yan W., Shen Z., Tang X., Xu L., Li Q., Yue Y., Fu X.: Detection of Nosema bombycis by FTA Cards and Loop-Mediated Isothermal Amplification (LAMP). Curr. Microbiol. 2014, 69, 532-540.
86. Yang J. L., Zhang S. H., Liu Z. H., Yang R., Huang Y., Wen M.: Development and evaluation of a loop-mediated isothermal amplification assay for the rapid detection of porcine cytomegalovirus under field conditions. Virol. J. 2012, 9, 1186.
87. Yeh H. Y., Shoemaker C. A., Klesius P. H.: Evaluation of a loop-mediated iso-thermal amplification method for rapid detection of channel catfish Ictalurus punctatus important bacterial pathogen Edwardsiella ictaluri. J. Microbiol. Methods 2005, 63, 36-44.
88. Zhou S., Han S., Shi J., Wu J., Yuan X.: Loop-mediated isothermal amplification for detection of porcine circovirus type 2. Virol. J. 2011, 8, 1186.
89. Ziros P. G., Kokkinos P. A., Papanotas K., Vantarakis A.: Loop-mediated iso-thermal amplification (LAMP) for the detection of salmonella spp. Isolated from different food types. J. Microb. Biotech. Food Sci. 2012, 2, 152-161.
Adres autora: mgr Aleksandra Łoś, ul. Akademicka 13, 20-950 Lublin; e-mail: los-aleksandra@o2.pl
