Artykuł przeglądowy Review
Pęcherzykowe zapalenie jamy ustnej – vesicular stomatitis (VS) to choroba znana od ponad 100 lat. W warunkach naturalnych występuje u kilku gatun-ków zwierząt gospodarskich: koni, mułów, osłów, bydła i świń, a sporadycznie u owiec, kóz, lam i alpak, u których przebieg jest łagodny. Na zakażenie doświad-czalne wrażliwych jest wiele gatunków zwierząt dziko żyjących (m.in. jelenie, szopy, rysie, małpy, gryzonie) (18, 27). VS jest zoonozą, lecz grypopodobne zaka-żenia ludzi przebiegają zwykle łagodnie i w postaci klinicznej występują rzadko (48).
Wczesne opisy zakaźnej choroby koni i bydła, przebiegającej z objawami zapalenia i obecnością pę-cherzy w jamie ustnej, ślinotokiem, brakiem apetytu, i kulawizną, pochodzą z początku dwudziestego stu-lecia ze Stanów Zjednoczonych Ameryki Północnej, gdzie w 1916 r. pojawiła się pierwsza publikacja. Jednak archiwalna korespondencja z okresu wojny secesyjnej (1861-1865) wskazuje na znacznie dłuższą obecność VS na kontynencie północnoamerykańskim. Wyniszczająca i szybko szerząca się infekcja koni, określana jako „sore tongue”, była prawdopodobną przyczyną wykluczenia z działań militarnych kilku tysięcy tych zwierząt. Pierwsze przypadki VS u koni, bydła i świń w Ameryce Południowej potwierdzono w latach 1939-1941 w Argentynie i Wenezueli. Poza obu Amerykami incydentalne przypadki VS odno-towano dwukrotnie w Europie, we Francji, w latach
1914-1917. Zdarzenia te związane były z chorobą koni będących na wyposażeniu wojsk amerykańskich, uczestniczących w I wojnie światowej. Choroba miała zasięg ograniczony i nie przedostała się dalej na konty-nent. Pod koniec XIX i w latach 30. XX w. przypadki VS odnotowano kilkakrotnie w Transwalu, na obszarze dzisiejszej Republiki Południowej Afryki. Źródłem zachorowań były także konie pochodzące z Ameryki Północnej (18, 27).
VS powoduje wymierne straty materialne, zwią-zane z utratą wartości produkcyjnej głównie bydła i świń, kosztami leczenia, działań zapobiegawczych oraz ograniczeniami w międzynarodowym handlu zwierzętami i ich produktami, i znajduje się w wyka-zie chorób zakaźnych podlegających zgłaszaniu do Światowej Organizacji Zdrowia Zwierząt (Dyrektywa Rady 82/984/EEC). Od dawna też szczególne zainte-resowanie naukowców i epizootiologów pęcherzyko-wym zapaleniem jamy ustnej wynika z podobieństwa objawów klinicznych u bydła i świń do jednej z naj-groźniejszych, zakaźnych wirusowych chorób zwierząt – pryszczycy (foot-and-mouth disease, FMD).
Etiologia
Chorobę wywołuje wirus pęcherzykowego zapa-lenia jamy ustnej (VSV) należący do rodzaju Vesi-
culovirus z rodziny Rhabdoviridae, którego dwa
główne serotypy zróżnicowano na podstawie braku
Pęcherzykowe zapalenie jamy ustnej,
czynnik etiologiczny – zagrożenia i perspektywy
ANDRZEJ FITZNER
Zakład Pryszczycy, Państwowy Instytut Weterynaryjny – Państwowy Instytut Badawczy, ul. Wodna 7, 98-220 Zduńska Wola
Otrzymano 08.01.2014 Zaakceptowano 19.03.2014
Fitzner A.
Vesicular stomatitis and its causative agent: The risks and perspectives Summary
Vesicular stomatitis (VS) is a viral disease of horses, cattle and swine caused by vesiculoviruses (VSV) of the Rhabdoviridae family. The disease is a zoonosis. VS is endemic in the Western Hemisphere, where its incidence is confined to the warmer regions of North America, as well as Central and South America with tropical climate. The article presents the most important issues concerning the historical background and current status of the disease and its etiological agent. The impact of climatic and ecological conditions on the emergence of new outbreaks and virus strain evolution is discussed, as well as the role of insects in the epidemiology of infections and limited possibilities of specific prevention. The importance of VS virus as a vaccine and oncolytic vector and prospects for its use in the prevention of human infectious diseases and cancer therapy are also highlighted.
lub bardzo nikłej krzyżowej reakcji neutralizacji po-wierzchniowego antygenu glikoproteinowego. VSV Indiana (VSV-I) wyizolowano w 1925 r. od bydła przewożonego z Kansas City w stanie Missouri do Richmond w stanie Indiana. Serotyp New Jersey (VSV-NJ) wyosobniono rok później od bydła w New Jersey (12, 18, 25). Aktualnie serotyp Indiana obejmuje trzy odmienne, lecz pokrewne antygenowo podtypy: Indiana 1 (klasyczny szczep Indiana) oraz Indiana 2 reprezentowany przez szczep Cocal, wykryty w 1961 r. w Trynidadzie i Indiana 3 reprezentowany przez szczep Alagoas (Brazil), wyosobniony w 1962 r. u bydła, koni i ludzi w Brazylii. Z kolei wszystkie szczepy serotypu New Jersey, chociaż jednorodne pod względem anty-genowym, różnią się na tyle wyraźnie pod względem hamowania właściwości zakaźnych w reakcji krzyżo-wej z przeciwciałami ochronnymi, krzyżokrzyżo-wej reakcji hybrydyzacji RNA i występowania defektywnych cząstek interferujących, że można wyróżnić wśród nich dwie wyraźne podgrupy obejmujące szczepy: Concan, Gwatemala i Ogden oraz Missouri i Hazelhurst. Obok wymienionych do wesikulowirusów należą też wiru-sy Chandipura – wyosobniony w Indiach i Isfahan w Iranie, odpowiedzialne za zachorowania zwierząt i ludzi (9, 23, 27, 35, 38, 41).
VSV stanowi wzorzec rabdowirusów, a jego podtypy są jednymi z najlepiej poznanych wirusów, tak pod względem molekularnym, jak i właściwości fizykoche-micznych i biologicznych. Wirusy VS są wrażliwe na działanie rozpuszczalników organicznych, detergenty jodoforowe, formalinę, podchloryn sodu, 70% etanol. Ulegają inaktywacji pod wpływem 0,05% fioletu kry-stalicznego, inaktywuje je ogrzewanie w temp. 58°C przez pół godziny. Zachowują aktywność w zakresie pH od 4,0 do 10,0 (pełna inaktywacja w pH 2,0). W środowisku mogą przetrwać przez 3-4 dni w ślinie pozostałej na przedmiotach wyposażenia i dobrze kon-serwują się w niskich temperaturach, z dala od źródeł światła dziennego (6, 18). Morfologicznie wiriony VSV to struktury o wielkości 175 × 65 nm i charak-terystycznym kształcie przypominającym pocisk. Genom wirusa tworzy ujemnie spolaryzowana (3’–5’), pojedyncza nić kwasu rybonukleinowego (ss-RNA), o wielkości około 11 tys. nukleotydów. Oddzielne segmenty transkrypcyjne N, P, M, G, L, zawarte są pomiędzy krótką sekwencją wiodącą (le) oraz zamyka-jącą sekwencją typu „trailer” (tr) i kodują pięć białek. Białko N to strukturalna proteina nukleokapsydu (masa molekularna 50 000), która na całej długości szczelnie otacza genomowy RNA, chroni go przed działaniem rybonukleaz i stymuluje wytwarzanie przeciwciał, ważnych diagnostycznie. Fosfoproteina P (lub NS), jest niestrukturalnym białkiem o masie 40 000-45 000, któremu przypisuje się złożoną rolę w procesie trans-krypcji mRNA, replikacji genomu i dojrzewania wirionów. L to największe białko strukturalne (masa 190 000), kodowane przez gen zajmujący ponad poło-wę genomu wirusa. W powiązaniu z białkiem P pełni
funkcję polimerazy RNA zależnej od RNA (RdRp). Wirusowy RNA, białka N, P i L tworzą rdzeń nukleo- proteinowy (core). Białko macierzy (M) jest wielo-funkcyjną, a zarazem najmniejszą, strukturalną prote-iną o masie molekularnej 29 000. Zajmuje przestrzeń między nukleokapsydem a wewnętrzną powierzchnią otoczki i stanowi integralny składnik błony wirusowej (wcześniej białko powierzchniowe S). Białko M bierze udział w składaniu, dojrzewaniu i uwalnianiu wirionów potomnych. Inne aktywności białka M związane są z wpływem na komórki gospodarza, które obejmują działanie cytopatogenne (zaokrąglenie zakażonych komórek), hamowanie ekspresji genów i syntezy białek komórkowych oraz indukowanie apoptozy poprzez oddziaływanie na mitochondria. Główną determinantą antygenową wirusa VS jest glikoproteina G o masie 69 000, która stymuluje powstawanie przeciwciał neu-tralizujących (swoistych dla serotypu) i wchodzi z nimi w reakcję. Usytuowana na zewnętrznej powierzchni wirionu, formuje niewielkie wypustki, wystające z otoczki, ułatwiające adsorpcję wirusa do receptorów powierzchniowymi komórki gospodarza i wnikanie do komórek na drodze endocytozy. Odpowiada za zakaźność, która jest wyraźnie zróżnicowana, w za-leżności od serotypu. Proteolityczne usunięcie białka G z powierzchni wirionu pozbawia go właściwości zakaźnych. Podobny efekt uzyskuje się w wyniku działania niektórych detergentów i rozpuszczalników organicznych (5, 6, 9, 18, 25, 26, 29, 35, 49).
Wirus VS charakteryzuje się dużą zmiennością genetyczną, co wynika z podatności na mutacje genu wirusowej polimerazy i braku elementów korygu-jących błędy w cyklu replikacji. Kolejne pokolenia potomnych wirionów należy traktować jako zbiory odmiennych wirusów tworzących quasi gatunki (4, 33). Na podstawie analizy sekwencji poszczególnych genów VSV wykazano, że różnice sekwencji nukle-otydów laboratoryjnych szczepów wirusa VS wynoszą 1-2%, natomiast stopień zróżnicowania w obrębie serotypu sięga 40-50%.
W hodowli komórek wyosobniono morfologiczne odmienne postaci wirionów – określane jako defek-tywne cząstki interferujące (DI). Te wyraźnie mniej-sze sferyczne struktury, pozbawione części materiału genetycznego niezbędnego do zachowania funkcji zakaźnych, mogą zakłócać replikację pełnych, zakaź-nych wirionów. Cząstki DI mogą działać modulująco, samoistnie ograniczając zakażenie (35).
Występowanie
Występowanie pęcherzykowego zapalenia jamy na świecie, zarówno w przeszłości, jak i obecnie, ogra-nicza się niemal wyłącznie do półkuli zachodniej. Swym zasięgiem obejmuje rozległy geograficznie obszar południowych i południowo-zachodnich te-renów Stanów Zjednoczonych Ameryki Północnej (w sprzyjających warunkach sporadyczne epizootie sięgają Kanady), poprzez Meksyk i kraje Ameryki
Środkowej (Belize, Gwatemala, Honduras, Kostaryka, Nikaragua, Salwador, Panama), aż po państwa poło-żone na północy i w centrum Ameryki Południowej (Argentyna, Boliwia, Brazylia, Ekwador, Kolumbia, Peru, Wenezuela). Enzootyczne lub endemiczne wystę-powanie choroby ma wyraźny związek z panującymi warunkami klimatycznymi. Jej szerzeniu sprzyjają wy-soka temperatura i bardzo duża wilgotność powietrza występujące w klimacie ciepłym, w obszarach zalesio-nych, na terenach dolin i kotlin, położonych wzdłuż koryt rzek i w klimacie tropikalnym. Naturalnymi barierami hamującymi rozprzestrzenianie są góry, otwarte prerie i wielkie zbiorniki wodne.
W USA, w środowisku o klimacie umiarkowanym i gorącym choroba zwykle pojawia się wiosną, jej na-silenie przypada w gorących i wilgotnych miesiącach letnich, a zanika jesienią, wraz z nadejściem mrozów. Zakaźną chorobę koni i bydła stwierdzano tam wielo-krotnie w całym dwudziestym stuleciu i w zależności od obszaru geograficznego zaobserwowano dwa typy pojawiania się ognisk. Niemal rokrocznie powtarzające się epizootie, wywoływane serotypem New Jersey (serotypu Indiana praktycznie nie zdiagnozowano), no-towano regularnie w południowo-wschodnich stanach (Alabama, Georgia, Karolina Północna i Południowa) w latach 1934-1977, po czym zachorowania ustały. Obecnie występowanie choroby we wschodniej części kraju zostało zawężone wyłącznie do endemicznego obszaru na wyspie Ossabaw w Georgii, gdzie wi-rus cyrkuluje wśród wolno żyjących dzikich świń. Serologicznie wykrywa się go tam także u wielu gatunków zwierząt dzikich oraz u ludzi. Natomiast w południowych i południowo-zachodnich stanach (Arizona, Kolorado, Nowy Meksyk, Teksas, Utah) choroba, wywoływana serotypami Indiana i New Jersey (z wyraźną przewagą tego drugiego), występuje okresowo, w odstępach od 3 do10 lat, a cykl trwa 2-3 lata. Do największych i najgroźniejszych w ostatnim czasie należą epizootie z lat 1982-1983, 1995, 1998- -1999 i 2004-2005. Obecność ognisk VS w USA naj-częściej poprzedzają epizootie w północno-zachodniej części Meksyku, gdzie choroba również występuje cy-klicznie. Natomiast w centralnej i południowej części Meksyku choroba pojawia się praktycznie każdego roku (18, 27, 30, 41, 45).
Endemicznie choroba utrzymuje się w krajach base-nu Morza Karaibskiego Ameryki Środkowej i w pół-nocnej części Ameryki Południowej, gdzie dominuje klimat tropikalny, o dużej wilgotności powietrza, z wyraźnym podziałem na porę deszczową i suchą. Nasilenie zachorowań przypada w okresie obfitych opadów deszczu. Na tych obszarach występowanie swoistych przeciwciał dla wirusa VS u zwierząt ho-dowlanych, dzikich i u ludzi oraz izolowanie wirusa z wektorów owadzich są powszechne.
Według danych Światowej Organizacji Zdrowia Zwierząt (http://www.oie.int/wahis_2/public/wahid. php/Diseaseinformation/statusdetail WAHID, disease
information), w latach 2009-2012 epizootie VS stwier-dzono w 15 krajach. Największa liczba ognisk VS występuje zazwyczaj w Kolumbii, Nikaragui i Gwa- temali, gdzie w 2012 r. odnotowano, odpowiednio, 367, 285 i 111 ognisk choroby wywołanej w zdecy-dowanej większości przypadków serotypem New Jersey. Chorowało bydło, świnie, konie i w niewielkim stopniu owce. Ostatnie epizootie VS w USA odnoto-wano w latach 2010 i 2012, gdy zakażeniu VSV-NJ uległo 51 koni w 36 zagrodach w Nowym Meksyku i Kolorado.
Zróżnicowanie szczepów wirusa VS
Badania filogenetyczne szczepów VSV, należących do obu głównych serotypów, wyosobnionych w wa-runkach naturalnych w północnej i środkowej części USA oraz w Meksyku wskazują na wyraźny wpływ na ich ewolucję czynników ekologicznych (temperatura otoczenia, nasłonecznie, suma opadów, wilgotność) i położenia geograficznego, a znacznie mniejszy udział selekcji immunologicznej i czynnika czasu. Przyczyną zdecydowanej większości klinicznych przypadków VS są szczepy serotypu New Jersey (ok. 80%), a pozosta-łych Indiana 1. Analiza 200 izolatów wirusa wyosob-nionych w Ameryce Środkowej i Północnej potwierdza silne związki genetyczne szczepów północnoamery-kańskich, tworzących jedną linię w każdym serotypie, niezależnie od badanego genu (4, 30, 32, 37, 42). Na obszarach endemicznych obserwuje się natomiast duże zróżnicowanie genetyczne izolatów, wyrażające się wielością linii genetycznych wirusa (32). W Ameryce Środkowej i Południowej co roku u około 10% bydła, posiadającego swoiste przeciwciała, stwierdza się cho-robę w postaci klinicznej. Wskazuje to na rolę mutan-tów wirusowych opornych na neutralizację jako czyn-nika odpowiedzialnego za zachorowania (41), jednak wyniki reakcji neutralizacji in vitro oraz analiza genu kodującego epitopy neutralizacyjne glikoproteiny G nie dostarczyły wystarczających dowodów potwierdza-jących proces selekcji immunologicznej izolatów. Inne badania naturalnej ewolucji wirusa VS, izolowanego z obszarów endemicznych, wykazały z kolei obecność dobrze zakonserwowanych linii genetycznych, które zdolne były przetrwać przez długi czas w lokalnych niszach. Wspólną cechą łączącą poszczególne grupy genetyczne szczepów było podobieństwo warunków środowiskowych, a nie bliskość położenia geograficz-nego (30, 42).
Patogeneza
VSV, jak wiele innych rabdowirusów, charaktery-zuje się szerokim zakresem gospodarzy, obejmującym stawonogi i kręgowce. Istnieje pogląd, że pierwotnie był to wirus owadów, który zaadaptował się do ssa-ków, w tym także do człowieka. Zwierzęta domowe są najprawdopodobniej końcowym gospodarzem, w którym zarazek nie jest zdolny do przetrwania, skąd nie ma powrotu do naturalnego cyklu biologicznego
(41). Znaczna liczba gatunków zwierząt podatnych na zakażenie oraz wielość możliwych dróg przenoszenia wirusa VS w środowisku powodują, że patogeneza zakażeń nie jest w pełni wyjaśniona. Obszerne badania w tym zakresie prowadzono na gryzoniach (głównie na myszach), u których jednak wirus VS wywołuje obja-wy zapalenia mózgu i prowadzi do śmierci. U zwierząt gospodarskich wirus wnika bezpośrednio przez błony śluzowe i uszkodzoną skórę, podczas gdy nienaruszo-na powłoka stanowi barierę zakażenia. Wiremia nie występuje. Wirus nie przekracza bariery łożyska, nie stymuluje serokonwersji u płodu. Nie wykryto również jego obecności w mleku. U koni, bydła czy świń za-każonych doświadczalnie, drogą iniekcji śródskórnej, wirus intensywnie replikuje się w miejscach inokulacji (nabłonek jamy ustnej i nosowej, skóra koronki kopyt) i okolicznych węzłach chłonnych. Tam uwalniany jest w największej koncentracji i tam, podobnie jak ma to miejsce podczas zakażenia naturalnego, widoczne są zmiany kliniczne. Wirusa nie wykrywano w wy-dzielinach i wydalinach przewodu pokarmowego ani innych narządach i tkankach. Wygojenie ran i zanika-nie zmian chorobowych w znacznej części wiąże się z odpornością miejscową, na co wskazuje obecność przeciwciał klasy IgM i IgA. Inne drogi podania wi-rusa prowadziły do zakażeń podklinicznych (18, 22, 44). Badania wczesnego stadium zakażenia u bydła wykazały, że serotyp VSV New Jersey, wprowadzony drogą skaryfikacji w koronkę racicy, wywołuje ściśle zlokalizowane zakażenie. Dowiedziono, że miejsce iniekcji determinuje zdolność wirusa do replikacji (inokulum wprowadzone w skórę, w okolicy podbrzu-sza, nie wywołało choroby). Wirus niszczy komórki powyżej warstwy rozrodczej naskórka, a docelowym miejscem replikacji są keratynocyty. Obrzęk najbliżej położonych naczyń chłonnych i włosowatych oraz obecność okołonaczyniowego nacieku komórek za-palnych przemawiają za przemieszczaniem wirusa, z miejsca inokulacji do węzłów chłonnych, drogą układu chłonnego (44). Z kolei u świń stwierdzono uwalnianie znacznych ilości wirusa do śliny oraz występowanie zmian klinicznych zarówno na tarczy ryjowej, jak i na kończynach (29).
W czasie epizootii VS obserwuje się wyraźny zwią-zek między częstością i liczbą nowych zachorowań wśród zwierząt gatunków gospodarskich a wzro-stem liczebności owadów oraz brakiem zachorowań w przypadku ich zwalczania. Wobec braku wiremii dokładny mechanizm przebiegu zakażenia owadów od kręgowców, w warunkach naturalnych, nie jest jednak znany. Dowiedziono, że VS szerzy się głównie za pośrednictwem wektorów owadzich, takich jak: mucha piaskowa (Lutzomyia shannoni), mucha czar-na (rodziczar-na Simuliidae), komary, kuczmany, koniki polne, a w mniejszym stopniu na skutek bliskiego bezpośredniego kontaktu zwierząt zdrowych i cho-rych, który może być istotny w przypadku szerzenia się choroby w obrębie stada. Przemieszczanie się
za-każonych zwierząt oraz kontakt z zanieczyszczonymi przedmiotami i wyposażeniem odgrywają drugorzędną rolę w transmisji zarazka. Na szczególną rolę owadów wskazuje sezonowy wzrost zachorowań wśród zwie-rząt gospodarskich, na terenach endemicznych w porze deszczowej, a na obszarach enzootycznych w okresie wilgotnego lata. Doświadczalnie udowodniono, że choroba rozwija się w wyniku ukąszenia zwierząt przez dorosłe samice much zakażonych serotypem Indiana. Szczepy VSV-I i VSV-NJ są przenoszone transowarialnie i replikują się w kolejnych stadiach rozwojowych much Lutzomyia trapidoi i Lutzomyia
shannoni z pominięciem innych gatunków kręgowców.
Przypuszcza się, że wirus VS może przetrwać w ja-jach much w niekorzystnych warunkach zimowych. Wykazano też, że muchy czarne zakażone VSV-NJ mogą przenosić go horyzontalnie na muchy nieza-każone, co potwierdza ich rolę jako rezerwuaru oraz możliwości utrzymywania się zarazka w środowisku bez konieczności kontaktu z zakażonym zwierzęciem (27, 31, 41, 47, 48). Rola gryzoni w szerzeniu choroby jest niejednoznaczna. Serokonwersja notowana u wielu gatunków gryzoni naturalnie eksponowanych na wirus VS, a zwłaszcza występowanie wiremii i objawów ner-wowych u eksperymentalnie zakażonych myszy, cho-mików, myszaków leśnych (Peromyscus maniculatus) wskazują, że ta grupa zwierząt może być potencjalnym rezerwuarem zarazka i bezpośrednim lub pośrednim (poprzez owady) wektorem zakażenia (11, 18, 31).
Objawy kliniczne
W warunkach naturalnych choroba występuje głów-nie u trzech gatunków zwierząt gospodarskich – koni, bydła, świń i sporadycznie u owiec, co nie wyklucza podklinicznych zakażeń u innych zwierząt, które mogą stanowić rezerwuar zarazka. Klinicznie VS manifestuje się powstawaniem pęcherzyków, nadżerek i owrzodzeń w jamie ustnej i nieco rzadziej w okolicy gruczołu mlekowego (zwłaszcza na strzykach) i koronce kopyt bądź racic. Zachorowalność wrażliwych zwierząt, w zależności od gatunku i rodzaju chowu, jest zróż-nicowana. Bydło starsze, powyżej roku jest bardziej podatne na zakażenie. Najczęściej choruje od 5% do 10% zwierząt w stadzie, ale choroba może obejmować nawet 50-60% osobników (bydło, świnie). Przypadki prowadzące do śmierci zwierząt występują rzadko. Okres inkubacji w warunkach naturalnych wynosi od 1 do 9 dni (średnio 3-5). Gorączka (40-41°C) jest przejściowa i występuje między 1. a 3. dniem choroby, wraz z pojawieniem się pęcherzyków, po czym zanika w momencie ich pęknięcia. U wszystkich gatunków może dochodzić do obrzęku koronki i zzucia puszki kopytowej (racic). Zwierzęta kuleją. U gryzoni zakażo-nych doświadczalnie występują silne objawy nerwowe związane z zapaleniem mózgu. Podobne objawy ze skutkiem śmiertelnym obserwowano u małp zakażo-nych domózgowo, ale po śródskórnym podaniu wirusa choroba nie występowała (18).
U koni zakażonych naturalnie początkowo obser-wuje się tworzenie wyraźnie jaśniejszych obszarów, przekształcających się w duże pęcherzyki (bąble o średnicy 2-4 cm średnicy) o szaro-czerwonym zabar-wieniu, które mogą zajmować całą górną powierzchnię języka. Mniejsze pęcherzyki występują na dziąsłach, wargach, obwódce koronki kopyta. Nabłonek błon śluzowych ulega maceracji i złuszczeniu. Pęcherzyki mogą się formować na gruczole mlekowym klaczy i na napletku u ogierów, a czasami w okolicy uszu lub brzucha. Z rozerwanych pęcherzyków uwalnia się płyn o barwie słomkowej, a w ich miejscu tworzą się nad-żerki i owrzodzenia. Zmiany umiejscawiają się zwykle w jednej okolicy ciała – w jamie ustnej, na kończynach, na wymieniu lub zewnętrznych narządach płciowych. Zakażone zwierzęta są osowiałe, a na skutek bólu w jamie ustnej nie pobierają pokarmu, co prowadzi do utraty masy ciała. Z jamy ustnej wycieka ciągnąca ślina i wydobywa się nieprzyjemny zapach. Pojawiają się reakcje nerwowe (pocieranie zębami, zgrzytanie), krwawienia z nosa oraz zaburzenia oddychania.
Objawy kliniczne u świń i bydła są identyczne jak przy pryszczycy (FMD), chorobie pęcherzykowej świń (SVD) czy wysypce pęcherzykowej świń (VES). Nozdrza i śluzawica są obrzękłe, z nosa wypływa nieżytowy wysięk. Często pierwszym objawem cho-roby jest intensywne ślinienie. Pęcherzyki występują w jamie ustnej na języku, podniebieniu twardym, krawędziach warg i dziąsłach, sięgając do śluzawicy. W przypadku wtórnych zakażeń dochodzi do owrzo-dzeń. U wielu krów duże pęcherzyki stwierdza się na strzykach, które są opuchnięte, a także w przestrze-niach międzyracicowych i na koronce racic. Zanik laktacji u bydła jest trwalszy niż przy pryszczycy. Wyzdrowienie następuje po 2-3 tygodniach. Na obsza-rach endemicznych znaczna część zwierząt przechodzi zakażenia podkliniczne, a dowodem na to jest silna serokonwersja. Zmiany obserwowane u bydła zakażo-nego doświadczalnie ograniczały się do miejsc iniekcji. Śródskórne zakażenie w język wywoływało gorączkę (ok. 40°C), obserwowano intensywne ślinienie i brak łaknienia. Pęcherzyki pojawiały się po upływie doby i pękały około 48. godziny od zakażenia, pozostawiając głębokie i rozległe nadżerki. U świń gorączka rozwija się w ciągu 1-3 dni od zakażenia. Na wargach, tarczy ryjowej, koronce racic i w przestrzeniach międzyra-cicowych tworzą się pęcherzyki o średnicy ok. 3 cm. Wyleczenie i powrót do zdrowia następują w ciągu 2 tygodni (18, 27, 44, 48).
Zakażenia ludzi rejestrowane są od lat 50. poprzed-niego stulecia. Na terenach endemicznych są to zwykle zakażenia bezobjawowe lub z niewielką gorączką. Odsetek osobników serologicznie dodatnich jest znacz-ny (może sięgać 50%) i zależy od czasu przebywania w środowisku (rośnie wraz z wiekiem). Klinicznie zakażenie VS u człowieka przypomina grypę. Z racji wykonywanej pracy na zakażenie narażone są osoby przebywające w bliskim kontakcie z chorymi
zwie-rzętami (hodowcy, lekarze weterynarii, pracownicy ubojni, personel laboratoriów badawczych). Wirus wnika drogą kropelkową, na skutek kontaktu z płynem z pęcherzyków lub wydzielinami chorych zwierząt. Choroba rozwija się przez 3-6 dni, a objawy wyrażają się złym ogólnym samopoczuciem, bólem głowy, za-paleniem spojówek i łzawieniem, bólami mięśniowymi i dolegliwościami o charakterze reumatycznym. Mogą wystąpić nudności. Pęcherzyki w jamie ustnej zwykle nie występują. Powrót do zdrowia następuje samo-czynnie po 7-8 dniach, bez wtórnych komplikacji (18). Pojedyncze przypadki zapalenia mózgu wywołane infekcją serotypem Indiana VS opisano u dzieci (26).
Diagnostyka
Rozpoznanie VS uwzględnia dane z wywiadu (zachorowalność koni, bydła i świń, warunki klima-tyczne), wyniki badań klinicznych i laboratoryjnych. Choroba jest zoonozą, stąd możliwość wystąpienia objawów klinicznych u ludzi mających bliski kontakt z chorymi zwierzętami. W diagnostyce różnicowej należy uwzględnić FMD, SVD, VES, chorobę nie-bieskiego języka (bluetongue) – BT. Właściwe rozpo-znanie choroby jest szczególnie ważne w państwach Ameryki Południowej, gdzie wdraża się programy zmierzające do likwidacji pryszczycy. W warunkach doświadczalnych wykazano istnienie równoczesnego zakażenia bydłu wirusami VS i FMD (39). Zakażenie wirusem VS można potwierdzić w próbie biologicznej na zwierzętach (zakażenie świnek morskich, myszy, a także koni, bydła, świń), metodą izolacji z użyciem zarodków kurzych, na oseskach myszy lub w hodowli wrażliwych komórek (BHK-21, komórki nerki świni i linii VERO). Najlepszym materiałem biologicznym pobieranym do badań wirusologicznych jest płyn lub świeży nabłonek z pęcherzyków, a przy ich braku wymazy z gardła, próbki śliny. Do wykrywania wirusa VS mają zastosowanie: metoda mikroskopii elektrono-wej (EM), odczyn wiązania dopełniacza (OWD), test immunoenzymatyczny ELISA, metoda immunofluore-scencji. Największą czułość i specyficzność badania materiału biologicznego zapewniają klasyczna metoda łańcuchowej reakcji polimerazy (PCR) i real-time RT-PCR (rRT-PCR). Praktycznym i szybkim testem do wykrywania serotypów VSV-I i VSV-NJ, szcze-gólnie wygodnym w warunkach terenowych, jest od niedawna terenowy test „lateral flow device” (LFD). Opracowanie serologicznych metod diagnostycznych pozwalających na rozróżnienie VS i FMD datuje się od lat 30. ubiegłego stulecia. Stosowane od dawna OWD i odczyn seroneutralizacji (SN) zostały wzbo-gacone o metody immunoenzymatyczne. Do badania serokonwersji u pojedynczego zwierzęcia zaleca się pobranie pary surowic – z początkowej fazy zakażenia i po 10-14 dniach. Kompetycyjny test ELISA, bazujący na rekombinowanym białku N, pozwala identyfikować serotyp wirusa i różnicować przeciwciała stymulo-wane zakażeniem naturalnym lub wytworzone po
podaniu konwencjonalnej szczepionki, zawierającej całą cząsteczkę wirusową, od powstałych w wyniku immunizacji szczepionką zawierającą rekombinowany antygen G (1, 14, 20, 28).
Kontrola i profilaktyka
W USA podejrzenie wystąpienia choroby nakłada obowiązek wprowadzenia działań administracyjnych. Szczepień nie prowadzi się. Postępowanie w ognisku choroby obejmuje odizolowanie zwierząt chorych od zdrowych, trzydziestodniową kwarantannę, dezyn-fekcję stanowisk i wyposażenia, wdrożenie metod likwidacji owadów, ograniczenie ekspozycji ludzi zajmujących się zakażonymi zwierzętami. W celu złagodzenia objawów chorobowych zaleca się po-dawanie zwierzętom miękkiej karmy i dezynfekcję miejsc chorobowo zmienionych przy użyciu środków antyseptycznych (23).
Naturalne zakażenie wirusem VS stymuluje prze-ciwciała neutralizujące przeciwko białku G, które zanikają dość szybko. Badania bydła mlecznego wykazały, że nawet zwierzęta po przechorowaniu, z wysokimi mianami przeciwciał neutralizujących, można było w krótkim czasie zakazić powtórnie tym samym szczepem wirusa (18). Podobnie ograniczoną skuteczność obserwuje się w odniesieniu do różnego typu szczepionek doświadczalnych, zarówno inak-tywowanych, atenuowanych, podjednostkowych, jak i zawierających rekombinowany antygen, które badano już od wczesnych lat 60. XX w. (2, 8, 15, 25). Problemem była niska trwałość i słaba immunogenność antygenu, zagrożenie możliwością rewersji wirusa do postaci zakaźnej. Odporność poszczepienna zwierząt laboratoryjnych, jak i hodowlanych utrzymywała się krótko (do 4-6 miesięcy) i często dochodziło do jej przełamania. Obiecujące wyniki uzyskano ze szcze-pionką zawierającą żywy, rekombinowany wirus ze zmodyfikowaną kolejnością genów, co zapewniło nieodwracalny zanik właściwości zakaźnych przy za-chowanej immunogenności (15). Pierwszą komercyj-ną, inaktywowaną szczepionkę przeciwko serotypom VSV Indiana i New Jersey, z adjuwantem olejowym, udostępniono na początku obecnego stulecia, jednak i w tym wypadku immunogenność oraz zdolność ochrony bydła, w próbie zakażenia doświadczalnego, była mocno zróżnicowana i wyraźnie zależna od dro-gi podania oraz liczby rewakcynacji (21). Aktualnie szczepienia przeciwko VS wykonuje się w niektó-rych krajach Ameryki Południowej – w Kolumbii, Wenezueli.
VSV – wektor szczepionkowy i wirus onkolityczny (OV)
Współcześnie VSV to nie tylko wirus występujący u zwierząt, ale nowe, bardzo ważne narzędzie (ela-styczna platforma), które próbuje się wykorzystać w le-czeniu chorób zakaźnych i nowotworowych człowieka. W praktyce rzadko notowane zakażenia VS u ludzi
oraz zdolność wirusa do stymulowania silnej ogólno-ustrojowej i lokalnej odpowiedzi immunologicznej, a także indukcji cytotoksycznych limfocytów T (CTL) w zakażonych komórkach gospodarza czynią z niego doskonałego kandydata na wektora szczepionkowego. W porównaniu do innych wektorów wirusowych, VSV można przypisać wiele zalet, na które składają się m.in.: dobrze poznane właściwości biologiczne, brak wcze-śniejszej odporności immunologicznej u większości ludzi, nieskomplikowana budowa stosunkowo niedu-żego genomu ułatwiająca pracę metodami inżynierii genetycznej, ekspresja tylko jednego białka powierzch-niowego, minimalizująca konkurencję z antygenami wektora, niski stopień podobieństwa glikoproteiny G w obrębie serotypów wirusa i innych wesikulo-wirusów, szerokie możliwości namnażania wirusa o wysokim mianie w wielu różnych liniach komórek, właściwość replikacji w cytoplazmie bez ryzyka trans-formacji komórek gospodarza (19). Udowodniono, że rekombinowane wirusy VS zapewniają odporność w obecności przeciwciał matczynych i można je aplikować na różne sposoby, również nieinwazyjnie. Doświadczalne szczepionki wektorowe, wykorzystują-ce rekombinowany wirus VS, opracowano przeciwko takim groźnym chorobotwórczym wirusom ludzi, jak Ebola i Marburg, gdzie glikoproteinę G zastąpiono filowirusową glikoproteiną GP (16), przeciwko han-tawirusom (7), koronawirusowi wywołującemu SARS (24), wirusom odry i grypy (40). Pomyślne wyniki prób eksperymentalnych szczepionki testowanej na małpach zainicjowały wykorzystanie rekombinowanego wirusa VS w zapobieganiu AIDS (43).
Od niedawna wirusy VS, obok m.in. wirusa opryszczki pospolitej (HHV-1), wirusa rzekomego po-moru drobiu (NDV), adenowirusów czy retrowirusów wymienia się wśród wirusów onkolitycznych – OV (3, 19). Perspektywy wykorzystania wirusów w terapii nowotworów są bardzo obiecujące, a aktywność prze-ciwnowotworową VSV wykazano w próbach in vitro i na wielu modelach przedklinicznych. Onkolityczne działanie VSV wiąże się z możliwościami użycia go jako wektora obcych genów (terapia genowa in vivo) nakierowanych na niszczenie komórek nowotworo-wych poprzez zmiany ich metabolizmu. Przyszłość terapii onkolitycznej upatruje się w strategii, jaką daje sterowanie produkcją białka M odpowiedzialnego w dzikim typie wirusa VS za hamowanie indukcji interferonu. To z kolei umożliwia niezakłóconą repli-kację wirusa w docelowych komórkach. W badaniach wykorzystuje się także naturalny tropizm wirusa VS do komórek rakowych wykazujących zaburzoną pro-dukcję interferonu typu I oraz wprowadza modyfikacje mające na celu wzmożenie aktywności cytolitycznej i równoczesne zwiększenie produkcji interferonu w ko-mórkach prawidłowych (17, 19, 34, 46). Wiroterapia nowotworów mogłaby być prowadzona samodzielnie lub wespół ze standardowym leczeniem chemiotera-peutykami. Jak przytaczają Hastie i Grdzelishvili (19),
dzięki metodzie odwróconej genetyki opracowano już rekombinowane wirusy VSV o zwiększonym poten-cjale onkolitycznym, które działają synergistycznie z układem odpornościowym gospodarza albo z innymi rodzajami terapii ograniczającej rozwój nowotworu. Badania eksperymentalne dowodzą silnych, wybiór-czych właściwości onkolitycznych VSV w stosunku do komórek rakowych i brak litycznego działania w odniesieniu do komórek zdrowych. Przykładem tego są prace dotyczące niszczącego wpływu na komórki nowotworowe rekombinanta VSV z włączonym genem kinazy tymidynowej herpeswirusów, jako aktywatora gancyklowiru (13). Inne próby obejmowały wyko-rzystanie rekombinowanej proteiny M VSV w celu wywołania apoptozy komórek raka płuc, jelita grubego bądź włókniakomięsaka (50). Bezpośrednia iniekcja rekombinowanego wektora VSV-12’GFP hamowała selektywnie rozwój guza u myszy, wydłużając czas ich życia (34). Obiecujące wyniki uzyskano z atenu-owanymi i nietoksycznymi, defektywnymi szczepami VSV AV1 i AV2, które niszczyły komórki ludzkiego nowotworu jajnika in vivo u myszy (46). Aktywność onkolityczną VSV wykazano w stosunku do pierwot-nych limfocytów T zainfekowapierwot-nych limfotropowym wirusem HTLV1, wyizolowanych od pacjentów z białaczką (10). Wkroczenie ze szczepionkami prze-ciwnowotworowymi i zapobiegającymi chorobom zakaźnym, bazującymi na rekombinowanym wirusie VS, w fazę doświadczeń klinicznych na ludziach wymaga dalszych badań zmierzających do usunięcia aktywności neurotoksycznej wirusa.
Podsumowanie
Kliniczne podobieństwo pęcherzykowego zapalenia jamy ustnej do pryszczycy, jak też stałe występowanie zachorowań na VS na rozległym obszarze obu Ameryk sprawia, że choroba nadal stanowi ważny problem epizootyczny. Z kolei wirus VS od kilkudziesięciu już lat budzi niezmiennie zainteresowanie, ze względu na korzyści, jakie przyniosły nauce odkrycia w dziedzi-nie immunologii, wirusologii i biologii molekularnej (33, 35). Wszystko wskazuje, że na tym polu nie po-wiedziano ostatniego słowa, a poszukiwania nowych sposobów walki z nowotworami zapoczątkowało nowy i – jak należy sądzić – bardzo obiecujący etap badań tego wirusa.
Piśmiennictwo
1. Alonso A., Martins M. A., Gomes M. D., Allende R., Sondhal M. S.: Develop- ment and evaluation of an enzyme-linked immunosorbent assay for detection, typing, and subtyping of vesicular stomatitis virus. J. Vet. Diagn. Invest. 1991, 3, 3287-292.
2. Bachman M. F., Bast C., Hengartner H., Zinkernagel R. M.: Immunogenicity of a viral model after different inactivation procedures. Med. Microbiol. Immunol. 1994, 183, 95-104.
3. Bell J. C., Lichty B., Stojdl D.: Getting oncolytic therapies off the ground. Cancer Cell 2003, 4, 7-11.
4. Bilsel P. A., Rowe J. E., Fitch W. M., Nichol S. T.: Phosphoprotein and nuc-leocapsid protein evolution of vesicular stomatitis virus New Jersey. J. Virol. 1990, 64, 2498-2504.
5. Blondel D., Harmison G. G., Schubert M.: Role of matrix protein in cytho- pathogenesis of vesicular stomatitis virus. J. Virol. 1990, 64, 1716-1725.
6. Brown F., Cartwright B., Crick J., Smale C. J.: Infective virus substructure from vesicular stomatitis virus. J. Virol. 1967, 1, 368-373.
7. Brown K. S., Safronetz D., Marzi A., Ebihara H., Feldmann H.: Vesicular stomatitis virus-based vaccine protects hamsters against lethal challenge with Andes virus. J. Virol. 2011, 85, 12781-12791.
8. Cantlon J. D., Gordy P. W., Bowen R. A.: Immune responses in mice, cattle and horses to a DNA vaccine for vesicular stomatitis. Vaccine 2000, 18, 2368- -2374.
9. Cartwright B., Brown F.: Serological relationships between different strains of vesicular stomatitis virus. J. Gen. Virol. 1972, 16, 391-398.
10. Cesaire R., Oliere S., Sharif-Askari E., Loignon M., Lezin A., Olindo S.,
Panelatti G., Kazanji M., Aloyz M., Panasci L., Bell J. C., Hiscott J.: Oncolytic
activity of vesicular stomatitis virus in primary adult T-cell leukemia. Oncogene 2006, 25, 349-358.
11. Cornish T. E., Stallknecht D. E., Brown C. C., Seal B. S., Howerth E. W.: Pathogenesis of experimental vesicular stomatitis virus (New Jersey serotype) infection in the Deer Mouse (Peromyscus maniculatus). Vet. Pathol. 2001, 38, 396-406.
12. Cotton W. E.: Vesicular Stomatitis. Vet. Med. 1927, 22, 169-175.
13. Fernandez M., Porosnicu M., Markovic D., Barber G. N.: Genetically engi-neered vesicular stomatitis virus in gene therapy: application for treatment of malignant disease. J. Virol. 2002, 76, 895-904.
14. Ferris N. P., Clavijo A., Yang M., Velazquez-Salinas L., Nordengrahn A.,
Hutchings G. H., Kristersson T., Merza M.: Development and laboratory
evaluation of two lateral flow devices for the detection of vesicular stomatitis virus in clinical samples. J. Virol. Methods 2012, 180, 96-100.
15. Flanagan B. E., Zamparo J. M., Ball L. A., Rodriguez L. L., Wertz G. W.: Rearrangement of the genes of vesicular stomatitits virus eliminates clinical disease in the natural host: new strategy for vaccine development. J. Virol. 2001, 75, 6107-6114.
16. Geisbert T. W., Feldmann H.: Recombinant vesicular stomatitis virus-based vaccines against Ebola and Marburg virus infections. J.I.D. 2011, 204, 1075- -1081.
17. Giedlin M. A., Cook D. N., Dubensky T. W.: Vesicular stomatitis virus: An exciting new therapeutic oncolytic virus candidate for cancer or just another chapter from Field’s Virology? Cancer Cell 2003, 4, 241-243.
18. Hanson R. P.: The Natural history of vesicular stomatitis. Bact. Rev. 1952, 16, 179-204.
19. Hastie E., Grdzelishvili V. Z.: Vesicular stomatitis virus as a flexible platform for oncolytic virotherapy against cancer. J. Gen. Virol. 2012, 93, 2529-2545. 20. Hole K., Velazques-Salinas L., Clavijo A.: Improvement and optimization of
a multiplex real-time reverse transcription polymerase chain reaction assay for the detection and typing of Vesicular stomatitis virus. J. Vet. Diagn. Invest. 2010, 22, 428-433.
21. House J. A., House C., Dubourget P., Lombard M.: Protective immunity in cattle vaccinated with a commercial scale, inactivated, bivalent vesicular stomatitis vaccine. Vaccine 2003, 21, 1932-1937.
22. Howerth E. W., Mead D. G., Mueller P. O., Duncan L., Murphy M. D.,
Stallknecht D. E.: Experimental vesicular stomatitis virus infection in horses:
effect of route of inoculation and virus serotype. Vet. Pathol. 2006, 43, 943-955. 23. Jonkers A. H., Shope R. E., Aitken T. H., Spence L.: Cocal virus, a new agent
in Trinidad related to vesicular stomatitis virus, type Indiana. Am. J. Vet. Res. 1964, 25, 236-242.
24. Kapadia S. U., Simon I. D., Rose J. K.: SARS vaccine based on a replica-tion-defective recombinant vesicular stomatitis virus is more potent than one based on a replication–competent vector. Virology 2008, 376, 165-172. 25. Kelley J. M., Emerson S. U., Wagner R. R.: The glycoprotein of vesicular
stomatitis virus is the antigen that gives rise to and reacts with neutralizing antibody. J. Virol. 1972, 10, 1231-1235.
26. Kopecky S. A., Lyles D. S.: The cell-rounding activity of the vesicular stomatitis virus matrix protein is due to the induction of cell death. J. Virol. 2003, 77, 5524-5528.
27. Letchworth G. J., Rodriguez L. L., Barrera J. C.: Vesicular stomatitis. Vet. J. 1999, 157, 239-260.
28. Magnuson R. J., Triantis J., Rodriguez L. L., Perkins A., Meredith C. O.,
Beaty B., McCluskey B., Salman M.: A single-tube multiplex reverse
transcrip-tion-polymerase chain reaction for detection and differentiation of vesicular stomatitis Indiana 1 and New Jersey viruses in insects. J. Vet. Diagn. Invest. 2003, 15, 561-567.
29. Martinez I, Rodriguez L. L., Jimenez C., Pauszek S. J., Wertz G. W.: Vesicular stomatitis virus glycoprotein is a determinant of pathogenesis in swine, a nat-ural host. J. Virol. 2003, 77, 8039-8047.
30. McCluskey B. J., Beaty B. J., Salman M. D.: Climatic factors and the occurrence of vesicular stomatitis in New Mexico, United States of America. Rev. Sci. Tech. OIE 2003. 22, 849-856.
31. Mead D. G., Ramberg F. B., Besselsen D. G., Maré C. J.: Transmission of Vesicular stomatitis virus from infected to noninfected Black Flies co-feeding on nonviremic Deer Mice. Science 2000, 287, 485-487.
32. Nichol S. T.: Molecular epizootiology and evolution of vesicular stomatitis virus New Jersey. J. Virol. 1987, 61, 1029-1036.
33. Novella S.: Contributions of vesicular stomatitis virus to the understanding of RNA virus evolution. Curr. Op. Microbiol. 2003, 6, 399-405.
34. Pol A. N. van den, Davis J. N.: Highly attenuated recombinant vesicular stomatitis virus VSV-12’GFP displays immunogenic and oncolytic activity. J. Virol. 2013, 87, 1019-1034.
35. Pringle C. R.: The composition and structure of rhabdoviruses. Rev. Sci. Tech. OIE 1986, 5, 429-442.
36. Quiroz E., Moreno N., Peralta P. H., Tesh R. B.: A human case of encephalitis associated with human vesicular stomatitis virus (Indiana serotype) infection. Am. J. Trop. Hyg. 1988, 39, 312-314.
37. Rainwater-Lovett K., Pauszek S. J., Kelley W. N., Rodriguez L. L.: Molecular epidemiology of vesicular stomatitis New Jersey virus from the 2004-2005 US outbreak indicates a common origin with Mexican strains. J. Gen. Virol. 2007, 88, 2042-2051.
38. Reichmann M. E., Schniztlein W. M., Bishop D. H. L., Lazzerini R. A., Beatrice
S. T., Wagner R. R.: Classification of the New Jersey serotype of vesicular
stomatitis virus into two subtypes. J. Virol. 1978, 25, 446-449.
39. Reis J. L. jr, Mead D., Rodriguez L. L., Brown C. C.: Transmission and patho-genesis of vesicular stomatitis viruses. Braz. J. Vet. Pathol. 2009, 2, 49-58. 40. Roberts A., Buonocore L., Price R., Forman J., Rose J. K.: Attenuated vesicular
stomatitis virus as vaccine vectors. J. Virol. 1999, 73, 3723-3732.
41. Rodriguez L. L.: Emergence and re-emergence of vesicular stomatitis in the United States. Virus Res. 2002, 85, 211-219.
42. Rodriguez L. L., Fitch W. M., Nichol S. T.: Ecological factors rather than temporal factors dominate the evolution of vesicular stomatitis virus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1996, 93, 13030-13035.
43. Rose N. F., Marx P. A., Luckay A., Nixon D. F., Moretto W. J., Donahoe S. M.,
Montefiori D., Roberts A., Buonocore L., Rose J. K.: An effective AIDS vaccine
based on live attenuated vesicular stomatitis virus recombinants. Cell 2001, 106, 539-549.
44. Scherer C. F. C., O’Donnell V., Golde W. T., Gregg D., Estes D. M., Rodriguez
L. L.: Vesicular stomatitis New Jersey virus (VSVNJ) infects keratinocytes
and is restricted to lesion sites and local lymph nodes in the bovine, a natural host. Vet. Res. 2007, 38, 375-390.
45. Stallknecht D. E., Nettles V. F., Erickson G. A., Jessup D. A.: Antibodies to vesicular stomatitis virus in populations of feral swine in the United States. J. Wild. Dis.1986, 22, 320-325.
46. Stojdl D. F., Lichty B. D., tenOever B. R., Paterson J. M. et al.: VSV strains with defects in their ability to shutdown innate immunity are potent systemic anti-cancer agents. Cancer Cell 2003, 4, 263-275.
47. Tesh R. B., Chaniotis B. N., Johnson K. M.: Vesicular stomatitis virus (Indiana serotype): Transovarial transmission by phlebotomine sandflies. Science 1972, 175, 1477-1479.
48. Tesh R. B., Peralta P. H., Johnson K. M.: Ecologic studies of vesicular stomatitis virus. I. Prevalence of infection among animals and humans living in an area of endemic VSV activity. Am. J. Epidemiol. 1969, 90, 255-261.
49. Wagner R. R., Prevec L., Brown F., Summers D. F., Sokol F., Macleod R.: Classification of rhabdovirus proteins: a proposal. J. Virol. 1972, 10, 1228- -1230.
50. Zhao J., WenY., Li Q., Wang Y.: A promising cancer gene therapy agent based on the matrix protein of vesicular stomatitis virus. FASEB J. 2008, 22, 4272- -4280.
Adres autora: dr hab. Andrzej Fitzner, prof. nadzw., ul. Wodna 7, 98-220 Zduńska Wola; e-mail: andrzej.fitzner@piwzp.pl
