Praca oryginalna Original paper
Now¹ zakan¹ chorobê wiñ charakteryzuj¹c¹ siê
wyniszczeniem organizmu, zaburzeniami
oddechowy-mi i powiêkszeniem wêz³ów ch³onnych
zdiagnozowa-no po raz pierwszy w Kanadzie w 1996 r. Ze wzglêdu
na wystêpowanie g³ównie u prosi¹t w okresie po
od-sadzeniu (w 5-12 tygodniu ¿ycia) okrelono j¹ jako
poodsadzeniowy wielonarz¹dowy zespó³
wyniszcza-j¹cy wiñ (postweaning multisystemic wasting
syndro-me PMWS) (4). Obecnie liczne doniesienia
potwier-dzaj¹ rozpoznanie PMWS w wielu krajach wiata,
czêsto w stadach o wysokim statusie zdrowotnym (4,
9, 27). Uwa¿a siê, ¿e PMWS jest chorob¹ o
wielo-czynnikowej etiologii, przy czym warunkiem
niezbêd-nym jest zaka¿enie cirkowirusem wiñ typu 2
(porci-ne circovirus type 2 PCV2). Wielokrotnie
podejmo-wane próby dowiadczalnego wywo³ania objawów
PMWS poprzez zaka¿enie PCV2 wykaza³y, ¿e
ko-nieczne jest oddzia³ywanie dodatkowych czynników
zakanych (wirus zespo³u rozrodczo-oddechowego
wiñ PRRSV, parwowirus wiñ PPV) (1, 3, 8, 10,
11, 14, 23) lub niezakanych (hemocjanina
miêcza-ków z niekompletnym adjuwantem Freunda) (13, 15).
Jednak ostatnie doniesienia na ten temat wskazuj¹, ¿e
objawy PMWS mo¿na wywo³aæ zaka¿aj¹c winie
wy³¹cznie PCV2 bez dodatkowej stymulacji (2, 6, 16).
Obecnie przyjmuje siê trzy podstawowe kryteria,
których spe³nienie jest koniecznym warunkiem
pozy-tywnego rozpoznania PMWS: (I) wyst¹pienie objawów
klinicznych, do których nale¿y wyniszczenie
organiz-mu, bladoæ skóry, powiêkszenie wêz³ów ch³onnych
(szczególnie pachwinowych i krezkowych); (II)
obec-noæ charakterystycznych zmian obserwowanych
w ba-daniu mikroskopowym wêz³ów ch³onnych,
obejmu-j¹cych ubytek komórek limfoidalnych, nacieki
histio-cytarne, obecnoæ cia³ek wtrêtowych w cytoplazmie
histiocytów i tworzenie siê wieloj¹drowych komórek
olbrzymich, oraz (III) potwierdzenie wystêpowania
antygenu lub DNA PCV2 w obrêbie zmian (4, 24, 25).
Pierwszy przypadek poodsadzeniowego
wielonarz¹dowego zespo³u wyniszczaj¹cego wiñ
w Polsce
TOMASZ STADEJEK, KATARZYNA PODGÓRSKA, PIOTR KO£ODZIEJCZYK**, ROBERT BOGUSZ, WOJCIECH KOZACZYÑSKI*, ZYGMUNT PEJSAK Zak³ad Chorób wiñ, *Zak³ad Anatomii Patologicznej Pañstwowego Instytutu Weterynaryjnego
Pañstwowego Instytutu Badawczego, Al. Partyzantów 57, 24-100 Pu³awy **Laboratorium Diagnostyki Weterynaryjnej San-Vit, ul. Miodowa 6a, 62-200 Gniezno
Stadejek T., Podgórska K., Ko³odziejczyk P., Bogusz R., Kozaczyñski W., Pejsak Z.
First report of postweaning multisystemic wasting syndrome in pigs in Poland
SummaryThe present study describes first clinically detected and confirmed by laboratory methods case of PMWS in Poland. The investigation was carried out in a large farrow-to-finish farm producing 40 000 fatteners per year. In the spring of 2000, growth retardation, wasting and respiratory disorders affected 20% of weaners and 30% of fatteners. Nineteen weaners and 11 fatteners with different degrees of wasting, respiratory disorders, skin paleness and hemorrhagic skin lesions (fatteners only) were necropsied. Post-mortem examination revealed the presence of inflammatory signs in lymphoid tissues, enlarged lymph nodes, non-collapsed lungs, enlarged livers, enlarged and pale kidneys with generalized cortical petechiae. Sections of lymph nodes were submitted for histopathological examination and in situ hybridization. Moreover, virus isolation in PK15 cell line was attempted. Histopathological analysis of lymph nodes revealed different degrees of lymphatic depletion and histiocitic infiltrations, giant cells and intracytoplasmic inclusion bodies. In situ hybridization with the use of a specific for PCV2 digoxigenin labelled DNA probe confirmed the abundant presence of PCV2 DNA within lesions in lymph nodes. A peroxidase assay indicated PCV2 replication in the inoculated cell line. Gross and histopathological lesions and the presence of PCV2 antigens in lymphoid tissues confirmed the presence of PMWS in a Polish swine herd. Clinical signs and laboratory examinations indicated that PDNS and PMWS coexisted in the herd. This suggests that PCV2 could be an important factor in an aetiology of PDNS.
Inne zespo³y chorobowe wiñ, w których
przypusz-czalnie ma udzia³ PCV2, to zespó³ skórno-nerkowy
(porcine dermatitis and nephropathy syndrome
PDNS), dr¿¹czka u nowo narodzonych prosi¹t i
ze-spó³ oddechowy wiñ (PRDC) (7, 9, 12, 28).
Prawdo-podobieñstwo udzia³u PCV2 w rozwoju wielu
zespo-³ów chorobowych powoduje, ¿e niekiedy do
okrele-nia zaburzeñ stanu zdrowia, w przebiegu których
stwierdza siê zaka¿enie tym wirusem, stosuje siê
naz-wê cirkowiroza (circovirosis) lub choroba
zwi¹za-na z cirkowirusem wiñ (porcine circovirus
associa-ted disease PCVD) (5, 9, 24).
Celem opracowania jest przedstawienie danych na
temat pierwszego potwierdzonego badaniami
labora-toryjnymi przypadku PMWS w Polsce.
Materia³ i metody
Opis gospodarstwa. Gospodarstwo B jest wielkotowa-row¹ ferm¹ wiñ o zamkniêtym cyklu produkcji. Stado podstawowe w momencie wybuchu choroby liczy³o oko³o 2400 loch. Roczna produkcja tuczników wynosi³a oko³o 40 000 sztuk. Prosiêta odsadzano w 24.-25. dniu ¿ycia i na wszystkich etapach produkcji przestrzegano zasady: ca³e pomieszczenie pe³neca³e pomieszczenie puste. Stado pod-stawowe objête by³o immunoprofilaktyk¹ swoist¹ przeciw ró¿ycy, parwowirozie i kolibakteriozie. Przy odsadzaniu przez 2 tygodnie profilaktycznie podawano tiamulinê (100 ppm) i oksytetracyklinê (500 ppm). Od co najmniej 1994 r. stado by³o zaka¿one PRRSV. Z wyj¹tkiem rocznego okre-su, w którym dosz³o do wyst¹pienia ostrych objawów PRRS, mimo braku immunoprofilaktyki swoistej, nie ob-serwowano istotnych problemów w rozrodzie i ze strony uk³adu oddechowego. Od sierpnia 1998 r. do lipca 1999 r. prowadzono remont stada podstawowego przez wprowa-dzenie w sumie 1200 loszek o wysokim statusie zdrowot-nym. Kolejne grupy zwierz¹t poddawano aklimatyzacji i w³¹czano do stada podstawowego w 4 grupach.
Objawy kliniczne i badanie sekcyjne. W marcu 2000 r. u oko³o 30% tuczników w wieku 80-100 dni zaobserwo-wano podwy¿szenie wewnêtrznej ciep³oty cia³a (w.c.c.), ka-szel, bladoæ skóry i zahamowanie przyrostów masy cia³a (m.c.). Pojawi³a siê równie¿ wodnista biegunka o szarej barwie, która nie poddawa³a siê leczeniu antybiotykami. U 1-2% tuczników stwierdzano na skórze ³opatek, zadu i koñczyn tylnych obecnoæ ró¿nego typu wybroczyn oraz strupów. U wiêkszoci zwierz¹t zmiany skórne cofa³y siê samoistnie po 2-3 tygodniach. W tym czasie w sektorze tuczu dosz³o do obni¿enia siê rednich dobowych przyro-stów m.c. z 745 g do 600 g oraz wzrostu odsetka padniêæ z 0,3-1% do 10%. Odsetek zwierz¹t poddawanych selekcji wzrós³ z 5 do 10%. W zale¿noci od nasilenia objawów, okres tuczu do wagi ubojowej wzrós³ o 15-30 dni. Badanie laboratoryjne wykonane w Pañstwowym Instytucie Wete-rynaryjnym potwierdzi³o wyst¹pienie PDNS (18).
W ci¹gu miesi¹ca od stwierdzenia pierwszych objawów PDNS zaburzenia stanu zdrowia zaczê³y dotyczyæ coraz m³odszych grup wiekowych. Obejmowa³y one zahamowa-nie przyrostów m.c. i bladoæ skóry (ryc. 1), dusznoæ, ka-szel, podwy¿szenie w.c.c. Szczyt zachorowañ przypad³ na
maj 2000 r., kiedy zahamowanie przyrostów m.c., wynisz-czenie i dusznoæ stwierdzano u 20% warchlaków. Obja-wy te ustêpowa³y oko³o 60. dnia ¿ycia i by³y przyczyn¹ spadku rednich dobowych przyrostów m.c. z 400 g do 320 g. rednia m.c. odchowanych prosi¹t w momencie prze-mieszczenia ich do sektora tuczu w 70. dniu ¿ycia spad³a z 26 do oko³o 22 kg. Zaobserwowano równie¿ wzrost od-setka padniêæ z 2 do 5%.
Ubojowi diagnostycznemu, a nastêpnie badaniu sekcyj-nemu poddano 19 warchlaków w wieku 50 dni i 11 tuczni-ków w wieku 90 dni wykazuj¹cych opisane objawy kli-niczne.
Badanie mikroskopowe i hybrydyzacja in situ do wy-krywania DNA PCV2. Do badania mikroskopowego i me-tod¹ hybrydyzacji in situ (22) pobrano wycinki wêz³ów ch³onnych i nerek od 4 tuczników oraz wêz³ów ch³onnych od 6 warchlaków. Wycinki narz¹dów wewnêtrznych utrwa-lano w 10% zbuforowanej formalinie i zatapiano w parafi-nie, po czym wykonywano preparaty histologiczne. Prepa-raty z wêz³ów ch³onnych i nerek barwiono hematoksylin¹ i eozyn¹ wed³ug standardowej procedury, natomiast prepa-raty z wêz³ów ch³onnych umieszczone na szkie³ku mikro-skopowym ProbeOn (Fisher Scientific) poddawno hybry-dyzacji in situ z sond¹ DNA. Hybrydyzacjê wykonywano przy u¿yciu urz¹dzenia MicroProbe (Fisher Scientific) sk³a-daj¹cego siê z inkubatora (MicroProbe Incubator), uchwy-tu szkie³ek (MicroProbe Slide Holder) oraz zestawu zbior-ników na bufory (MicroProbe Staining Station). Po odpa-rafinowaniu i nawodnieniu preparatów w buforze do hy-brydyzacji (Automation buffer, Biomeda) nadtrawiano tkan-kê roztworem pepsyny (Sigma) w buforze do hybrydyzacji (6700 jednostek/ml, pH 2,0) przez inkubacjê w 37°C przez 10 min. a nastêpnie w 105°C przez 8 min. Po dwukrotnym p³ukaniu w buforze do hybrydyzacji DNA poddawano de-naturacji formamidem (Sigma) w 105°C przez 5 min.
W celu wykrycia obecnoci DNA PCV2 wykorzystano oligonukleotydow¹ sondê znakowan¹ digoksygenin¹ (5-/ 5DigN/CAG TAA ATA CGA CCA GGA CTA CAA TAT CCG TGT AAC CAT G-3) (19). Hybrydyzacjê z sond¹ DNA wykonywano w 37°C przez 60 min. w 5 nM roztwo-rze sondy w buforoztwo-rze zawieraj¹cym 22,5% dejonizowanego formamidu, 7,5% siarczanu chondroityny, 5 × SSC, 50 mM PBS (Sigma), 0,25% Blocking Reagent (Roche).
Po przeprowadzeniu hybrydyzacji preparaty p³ukano dwukrotnie w buforach 0,5 × SSC i 0,25 × SSC, a nastêp-nie inkubowano w buforze 1 (100 mM Tris, 1% surowicy
Ryc. 1. Na pierwszym planie warchlak z objawami PMWS bladoæ, wychudzenie, zahamowanie przyrostu masy cia³a
owczej i 0,3% Triton X-100, 150 mM NaCl, pH 7,5) w 37°C przez 5 min. W celu wykazania hybrydyzacji son-dy preparaty inkubowano w 37°C przez 60 min. z roztwo-rem przeciwcia³ dla digoksygeniny znakowanych alkalicz-n¹ fosfataz¹ (Anti-Digoksygenin AP Fab Fragments, Roche) rozcieñczonych 1 : 500 w buforze 1.
Preparaty dwukrotnie p³ukano w nastêpuj¹cych buforach: buforze 1, buforze do hybrydyzacji oraz buforze 2 (100 mM Tris, 100 mM NaCl, 50 mM MgCl2, 0,4% Tween 20, 0,25% Brij 35, pH 9,5). W nastêpnym etapie poddawano je inku-bacji w 37°C w obecnoci 2% roztworu substratu dla alka-licznej fosfatazy (NBT/BCIP, Roche) w buforze 2. Inkuba-cjê prowadzono do momentu osi¹gniêcia wyranego za-barwienia (5-30 min.). Substrat odp³ukiwano w buforze 3 (10 mM Tris, 1 mM EDTA, pH 8) i w wodzie destylowa-nej. Barwienie kontrastowe wykonywano przez 2 min. k¹-piel w 1,5% roztworze wodnym barwnika Fast Green (Sig-ma). Nastêpnie preparaty utrwalano etanolem, suszono i przykrywano szkie³kiem nakrywkowym.
Jako kontrolê dodatni¹ hybrydyzacji in situ stosowano preparaty wêz³ów ch³onnych wiñ z ostr¹ postaci¹ PMWS otrzymane z Uniwersytetu w Barcelonie (Hiszpania). Kon-trolê ujemn¹ stanowi³y preparaty wykonane z wêz³ów ch³onnych wiñ zdrowych.
Izolacja PCV2. W celu wykazania obecnoci PCV2 w tkance wêz³ów ch³onnych wykorzystano woln¹ od zaka-¿eñ PCV liniê komórkow¹ nerki wini PK-15, otrzyman¹ z National Animal Disease Center, Ames, Iowa USA (NADC). Materia³em do izolacji by³a mieszanina zhomo-genizowanych w PBS wêz³ów ch³onnych pobranych pod-czas badania sekcyjnego. Homogenizat mieszano z zawie-sin¹ hodowli komórkowej z dodatkiem bydlêcej surowicy p³odowej (7%), L-glutaminy (292 mg/100 ml) i antybioty-ku (gentamycyna 5 mg/100 ml), a nastêpnie wprowadzano do butelek o powierzchni wzrostu 25 i 75 cm2 oraz do
6-do³kowej p³ytki (Nunc, Nunclon Delta Surface). Bu-telki i p³ytkê inkubowano w 37°C w atmosferze 5% CO2
do osi¹gniêcia oko³o 50% pokrycia powierzchni wzrosto-wej przez komórki. P³yn od¿ywczy zlewano znad hodowli, zastêpowano roztworem glukozaminy (6% w p³ynie Hank-sa) i inkubowano 30-40 min. w 37°C. Nastêpnie roztwór glukozaminy zastêpowano p³ynem od¿ywczym i kontynu-owano hodowlê do momentu osi¹gniêcia pe³nego pokrycia powierzchni wzrostu butelek i p³ytki.
W celu stwierdzenia zaka¿enia wirusem PCV2 komórki w basenikach p³ytki poddawano reakcji immunoenzyma-tycznej (peroxidase linked antibodies assay PLA) (20) z wykorzystaniem surowic specyficznych dla PCV1 i PCV2 umo¿liwiaj¹cych wybarwienie komórek zaka¿onych odpo-wiednio PCV1 i PCV2. W przypadku braku lub niskiej licz-by zaka¿onych (zabarwionych) komórek wykonywano ich nadka¿enie. W tym celu 3-krotnie zamro¿on¹ i rozmro¿o-n¹ hodowlê komórek z butelki 25 cm2 ³¹czono z zawiesin¹
komórek z butelki 75 cm2 w p³ynie od¿ywczym. Zawiesinê
wprowadzano do nowych butelek 25 i 75 ml oraz do 6-do³kowej p³ytki. Nastêpnie hodowlê poddawano inkuba-cji z glukozamin¹ jak przy pierwszym pasa¿u. Procedurê tê powtarzano do uzyskania znacznej liczby zaka¿onych wirusem komórek.
Wyniki i omówienie
Wybrane wyniki badania klinicznego i sekcyjnego
zawarto w tabeli 1. Wszystkie warchlaki oraz 2 z 11
tuczników by³y w bardzo z³ej kondycji. Sporód 19
warchlaków poddanych badaniu sekcyjnemu jedynie
15,7% (3 z 19) wykazywa³o bladoæ skóry. Bladoæ
skóry stwierdzono natomiast u 90,9% (10 z 11)
tucz-ników, przy czym u 72% (8 z 11) z nich wystêpowa³y
zmiany skórne pod postaci¹ wybroczyn. U oko³o 57,9%
(11 z 19) warchlaków i wszystkich badanych
tuczni-ków wystêpowa³o powiêkszenie wêz³ów ch³onnych
pa-chwinowych, które wykazywa³y oznaki przekrwienia
na przekroju. U wiêkszoci zwierz¹t (73,6%
warchla-ków i 90,9% tuczniwarchla-ków) zaobserwowano naloty
w³ók-nikowe na worku osierdziowym.
W wiêkszoci przypadków stwierdzano zmiany
w p³ucach dotycz¹ce g³ównie p³atów doczaszkowych
(78,9% warchlaków i 90,9% tuczników). Tkanka
p³uc-na w obrêbie zmian charakteryzowa³a siê
zw¹trobie-niem i konsystencj¹ têg¹. U 26,3% (5/19) warchlaków
i 27,2% (3/11) tuczników wystêpowa³y ogniskowe,
wyranie odgraniczone zmiany w p³atach
doogono-wych p³uc. Badanie sekcyjne wykaza³o powiêkszenie
w¹troby. Konsystencja w¹troby by³a krucha, barwa
czerwono-¿ó³ta, w niektórych przypadkach na
po-wierzchni narz¹du wystêpowa³y wybroczyny. Zmiany
dotycz¹ce ledziony (powiêkszenie, zawa³y brze¿ne,
wybroczyny) zaobserwowano u 36,8% (7/19)
warchla-ków i 90,9% (10/11) tuczniwarchla-ków. Powiêkszenie nerek,
czasami 2-krotne, bladoæ i/lub obecnoæ wybroczyn
pod torebk¹ zaobserwowano u 52,6% (3/19)
warchla-ków i u wszystkich tuczniwarchla-ków. Wybroczyny na b³onie
luzowej pêcherza moczowego widoczne by³y u 15,7%
(3/19) warchlaków oraz u 54,5% (6/11) tuczników.
Zaobserwowane objawy kliniczne s¹ typowe dla
PMWS. Quintana i wsp. (19) podaj¹ jako najbardziej
charakterystyczne wyniszczenie organizmu,
powiêk-szenie wêz³ów ch³onnych, ródmi¹¿szowe zapalenie
p³uc, w³óknikowe zapalenie op³ucnej i w³óknikowe
a h c e C Warchlaki Tuczniki y n l ó g o n a t s y ³ Z 100 18,0 y r ó k s æ o d a l B 15,7 90,9 e z r ó k s a n y n y z c o r b y W 0 72,7 h c y n n o ³ h c w ó ³ z ê w h c y w o n i w h c a p e i n e z s k ê i w o P 57,8 100 a iz d r e i s o e i n e l a p a z e w o k i n k ó ³ W 73,6 90,9 c u ³ p h c y w o k z s a z c o d h c a t a ³ p w y n a i m Z 78,9 90,9 c u ³ p h c y w o n o g o o d h c a t a ³ p w y n a i m Z 26,3 27,3 y b o rt ¹ w e i n e i n d o r y w z i e i n e z s k ê i w o P 89,5 72,7 y n o iz d e l e i n e z s k ê i w o P 36,8 90,9 k e r e n æ o d a l b i e i n e z s k ê i w o P 52,6 100 u z r e h c ê p w y n y z c o r b y W 15,8 54,5
Tab. 1. Wyniki badania sekcyjnego 19 warchlaków i 11 tucz-ników z fermy B (% zmian)
zapalenie osierdzia. Do rzadziej wystêpuj¹cych
obja-wów PMWS zalicza siê tak¿e powiêkszenie i bladoæ
nerek, biegunkê, powiêkszenie lub atrofiê w¹troby,
¿ó³taczkê, owrzodzenie ¿o³¹dka i zapalenie stawów
(22, 25). Czêæ opisanych zmian zwi¹zana jest
naj-prawdopodobniej z zaka¿eniami wtórnymi czêsto
ob-serwowanymi w przebiegu PMWS. Stwierdzone
u tuczników zmiany dotycz¹ce skóry i nerek nale¿¹
do typowych objawów obserwowanych przy PDNS.
Obraz kliniczny i zmiany anatomopatologiczne
w przebiegu PMWS nie s¹ specyficzne, mog¹ tak¿e
ró¿niæ siê w znacznym stopniu miêdzy
poszczególny-mi przypadkaposzczególny-mi (19, 22, 25). Laboratoryjne
potwier-dzenie diagnozy PMWS stwarza pewne trudnoci ze
wzglêdu na powszechne wystêpowanie PCV2 w
po-pulacji wiñ (4, 22). Wynika st¹d niewielka
przydat-noæ metod wykrywania obecnoci wirusa. W
przy-padku PMWS konieczne jest wykazanie
wystêpowa-nia charakterystycznych zmian morfologicznych
i obecnoci PCV2 w ich obrêbie.
Badanie mikroskopowe wêz³ów ch³onnych
warchla-ków i tuczniwarchla-ków wykaza³o ubytek komórek
limfoidal-nych (ryc. 2, 3), obecnoæ nacieków histiocytarlimfoidal-nych
i neutrofili a tak¿e wewn¹trzcytoplazmatycznych
cia-³ek wtrêtowych (ryc. 5) i wieloj¹drzastych komórek
olbrzymich (ryc. 4). Zmiany te by³y silniej wyra¿one
w preparatach pochodz¹cych od
warchlaków. Jest to zgodne z
obser-wacjami innych autorów (22, 26).
W wielu przypadkach stwierdzano
cofanie siê zmian, które w
póniej-szych fazach choroby mog¹ byæ
s³a-bo wyra¿one lub ca³kowicie
zani-kaæ. Podobnie obni¿eniu mo¿e
ule-gaæ iloæ wirusa w obrêbie zmian
histopatologicznych. Przy u¿yciu
metody ISH wykazano obecnoæ
du¿ej iloci DNA PCV2 w obrêbie
wy¿ej opisanych zmian we
wszyst-kich preparatach pochodz¹cych od
warchlaków i tylko w jednym od
tucznika (ryc. 6). Interesuj¹ce jest,
¿e tucznik ten znajdowa³ siê w
dob-rej kondycji i badanie mikroskopowe nerek nie
wyka-za³o obecnoci zmian charakterystycznych dla PDNS.
Pozosta³e tuczniki bez wzglêdu na kondycjê
wykazy-wa³y obecnoæ zmian zapalnych
rozplemowo-wysiê-kowych z rozplemem komórek mezangium i
pojawie-niem siê wysiêku, prowadz¹cego do martwicy
k³êbusz-ków nerkowych. W wietle kanalik³êbusz-ków nerkowych
stwierdzano obecnoæ eozynoch³onnej substancji.
Zmiany tego typu s¹ charakterystyczne w przebiegu
PDNS (18, 28).
Inokulacja hodowli komórkowej homogenizatem
wêz³ów ch³onnych wywo³a³a efekt cytopatyczny
cha-rakterystyczny dla PCV. Obecnoæ tego wirusa
potwier-dzono immunoenzymatycznie przy u¿yciu surowicy
swoistej dla PCV2. Uzyskany izolat jest pierwszym
szczepem PCV2 wyizolowanym w Polsce.
Przyczyna nag³ego pojawienia siê PMWS i PDNS
w fermie B nie zosta³a ustalona. Pocz¹tkowe
podej-rzenia o zawleczenie PCV2 z wprowadzonymi w celu
remontu stada loszkami nie potwierdzi³y siê. Badanie
surowic od wiñ z fermy B z 1994 r. wykaza³o
obec-noæ przeciwcia³ dla tego wirusa w tym okresie.
Nale-¿y podkreliæ, ¿e przeciwcia³a dla PCV2 wykryto
rów-nie¿ w stadzie, z którego zakupiono loszki
remonto-we. Nie wydaje siê wiêc prawdopodobne, ¿e do
kli-nicznego ujawnienia siê zaka¿enia PCV2 przyczyni³
Ryc. 5. Struktura wêz³a ch³onnego wini z objawami PMWS. Strza³ki wskazuj¹ cia³ka wtrêtowe w cytoplazmie histiocy-tów. Barwienie HE, powiêkszenie 600 ×
Ryc. 6. Wycinek wêz³a ch³onnego wini z objawami PMWS, hybrydyzacja in situ. Ciemnoniebieskie zabarwienie wskazuje na obecnoæ DNA PCV2. Widoczne wie-loj¹drowe komórki olbrzymie z zabar-wion¹ cytoplazm¹. Powiêkszenie 400 × Ryc. 2. Struktura wêz³a ch³onnego wini
zdrowej. Barwienie HE, powiêkszenie 100 ×
Ryc. 3. Struktura wêz³a ch³onnego wini z objawami PMWS. Ubytek utkania lim-fatycznego. Barwienie HE, powiêkszenie 100 ×
Ryc. 4. Struktura wêz³a ch³onnego wini z objawami PMWS. Strza³ki wskazuj¹ wieloj¹drowe komórki olbrzymie. Bar-wienie HE, powiêkszenie 200 ×
siê remont stada podstawowego. Jednym z elementów
podejrzewanych o wspó³dzia³anie z PCV2 w rozwoju
PMWS jest zaka¿enie PRRSV (3, 10, 23). Poniewa¿
wprowadzane loszki remontowe nie by³y odporne na
zaka¿enie PRRSV, a skutecznoæ aklimatyzacji nie
by³a kontrolowana laboratoryjnie, mo¿na przyj¹æ, ¿e
nie wszystkie zwierzêta przechorowa³y PRRS przed
wprowadzeniem do rozrodu. Mog³o to doprowadziæ
do intensyfikacji kr¹¿enia PRRSV w stadzie, a przez
to przyczyniæ siê do wyst¹pienia opisanych objawów.
Przeprowadzone badania pozwalaj¹ na
stwierdze-nie, ¿e w fermie B dosz³o do jednoczesnego
ujawnie-nia siê PMWS i PDNS. Obecnoæ PCV2 w wêz³ach
ch³onnych tuczników z PDNS pozwala na
przypusz-czenie, ¿e wirus ten mo¿e braæ udzia³ w rozwoju
rów-nie¿ tego zespo³u. Podobne obserwacje opisali inni
autorzy (7, 17, 21, 28). Zwykle PDNS nie jest
ród-³em du¿ych strat ekonomicznych jednak w
omawia-nym przypadku straty wynikaj¹ce z koniecznoci
wy-brakowania 10% tuczników oraz wyd³u¿eniu okresu
tuczu o 30 dni nale¿y uznaæ za wyj¹tkowo dotkliwe.
Wnioski
Niniejsze opracowanie jest pierwszym na temat
wystêpowania PMWS w Polsce. Obecnoæ DNA
PCV2 i charakterystycznych zmian mikroskopowych
sugeruje, ¿e wirus ten mo¿e mieæ udzia³ równie¿
w roz-woju PDNS. Wyst¹pienie PMWS i PDNS wi¹¿e siê
ze znacznymi stratami w produkcji wiñ. Badanie
mi-kroskopowe wycinków wêz³ów ch³onnych oraz
meto-da ISH umo¿liwiaj¹ rozpoznanie PMWS jako ród³a
char³aczenia wiñ w okresie poodsadzeniowym.
Pimiennictwo
1.Allan G. M., Kennedy S., McNeilly F., Foster J. C., Ellis J. A., Krakowka S. J., Meehan B. M., Adair B. M.: Experimental reproduction of severe wasting disease by co-infection of pigs with porcine circovirus and porcine parvo-virus. J. Comp. Pathol. 1999, 121, 1-11.
2.Allan G. M., McNeilly F., Ellis J., Krakowka S., Botner A., McCullough K., Nauwynck H., Kennedy S., Meehan B., Charreyre C.: PMWS: experimental model and co-infections. Vet. Microbiol. 2004, 98, 165-168.
3.Allan G. M., McNeilly F., Ellis J., Krakowka S., Meehan B., McNair I., Walker I., Kennedy S.: Experimental infection of colostrum deprived piglets with porcine circovirus type 2 (PCV-2) and porcine reproductive and respi-ratory syndrome virus (PRRSV) potentiates PCV-2 replication. Arch. Virol. 2000, 145, 2421-2429.
4.Chae C.: Postweaning multisystemic wasting syndrome: a review of aetiolo-gy, diagnosis and pathology. Vet. J. 2004, 168 (1), 41-49.
5.Ellis J., Clark E., Haines D., West K., Krakowka S., Kennedy S., Allan G. M.: Porcine circovirus-2 and concurrent infections in the field. Vet. Microbiol. 2004, 98, 159-163.
6.Fenaux M., Halbur P. G., Haqshenas G., Royer R., Thomas P., Nawagitgul P., Gill M., Toth T. E., Meng X. J.: Cloned genomic DNA of type 2 porcine circovirus is infectious when injected directly into the liver and lymph nodes of pigs: characterization of clinical disease, virus distribution, and patholo-gic lesions. J. Virol. 2002, 76 (2), 541-551.
7.Gresham A., Allan G. M., McNeilly F., Kennedy S.: Links between post-weaning multisystemic wasting syndrome and porcine dermatitis nephropa-thy syndrome. Pig J. 2001, 155-159.
8.Hasslung F., Wallgren P., Ladekjaer-Hansen A. S., Botner A., Nielsen J., Wattrang E., Allan G. M., McNeilly F., Ellis J., Timmusk S., Belak K., Segall T., Melin L., Berg M., Fossum C.: Experimental reproduction of post-weaning multisystemic wasting syndrome (PMWS) in pigs in Sweden and Denmark with a Swedish isolate of porcine circovirus type 2. Vet. Microbiol. 2005, 106 (1-2), 49-60.
9.Harding J. C. S.: The clinical expression and emergence of porcine circo-virus 2. Vet. Microbiol. 2004, 98, 131-135.
10.Harms P. A., Sorden S. D., Halbur P. G., Bolin S. R., Lager K. M., Morozov I., Paul P. S.: Experimental reproduction of severe disease in CD/CD pigs con-currently infected with the 2 porcine circovirus and porcine reproductive and respiratory syndrome virus. Vet. Pathol. 2001, 38, 528-539.
11.Kennedy S., Moffett D., McNeilly F., Meehan B., Ellis J., Krakowka S., Allan G. M.: Reproduction of lesions of postweaning multisystemic wasting syndrome by infection of conventional pigs with porcine parvovirus. J. Comp. Pathol. 2000, 122, 9-24.
12.Kim J., Chung H.-K., Chae C.: Association of porcine circovirus 2 with por-cine respiratory disease complex. Vet. J. 2003, 166 (3), 251-256.
13.Krakowka S., Ellis J., McNeilly F., Ringler S., Rings D. M., Allan G.: Activa-tion of the immune system is the pivotal event in the producActiva-tion of wasting disease in pigs infected with PCV2. Vet. Pathol. 2001, 38, 31-42. 14.Krakowka S., Ellis J. A., Meehan B., Kennedy S., McNeilly F., Allan G.:
Viral wasting syndrome of swine: experimental reproduction of postweaning multisystemic wasting syndrome in gnotobiotic swine by coinfection with porcine circovirus 2 and porcine parvovirus. Vet. Pathol. 2000, 37, 254-263. 15.Kyriakis S. C., Saoulidis K., Lekkas S., Miliotis Ch. C., Papoutsis P. A., Kennedy S.: The Effects of Immuno-modulation on the Clinical and Patholo-gical Expression of Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome. J. Comp. Path. 2001, 126, 38-46.
16.Ladekjaer-Mikkelsen A.-S., Nielsen J., Stadejek T., Storgaard T., Krakowka S., Ellis J., McNeilly F., Allan G., Botner A.: Reproduction of postweaning mul-tisystemic wasting syndrome (PMWS) in immunostimulated and non--immunostimulated 3-week-old piglets experimentally infected with porcine circovirus type 2 (PCV2). Vet. Microbiol. 2002, 89, 97-114.
17.Meehan B. M., McNeilly F., McNair I., McNair I., Walker I., Ellis J. A., Krakowka S., Allan G. M.: Isolation and characterisation of porcine circovi-rus 2 from cases of sow abortions and porcine dermatitis and nephropathy syndrome Arch. Virol. 2001, 146, 1-8.
18.Pejsak Z., Ko³odziejczyk P., Kozaczyñski W., Stadejek T., Lipowski A., Rosz-kowski J.: Przypadek zespo³u skórno-nerkowego w wielkotowarowej fermie wiñ. Medycyna Wet. 2001, 57, 591-594.
19.Quintana J., Segalés J., Rosell C., Casamiglia M., Rodríguez-Arrioja G. M., Chianini F., Folch M., Maldonado J., Canal M., Plana-Durán J.: Clinical and pathological observations on pigs with postweaning multisystemic wa-sting syndrome. Vet. Rec. 2001, 149, 357-361.
20.Rodríguez-Arrioja G. M., Ségales J., Balasch M., Rosell C., Quintana J., Folch J. M., Plana-Durán J., Mankertz A., Domingo M.: Serum antibodies to porcine circovirus type 1 nad type 2 in pigs with and without PMWS. Vet. Rec. 2000, 146, 762-764.
21.Rosell C., Segales J., Ramos-Vara J. A., Folch J. M., Rodriguez-Arrioja G. M., Duran C. O., Balash M., Plana-Duran J., Domingo M.: Identification of porcine circovirus in tissues of pigs with porcine dermatitis and nephropathy syndrome. Vet. Rec. 2000, 146, 40-43.
22.Rosell C., Segalés J., Plana-Durán J., Balasch M., Rodríguez-Arrioja G. M., Kennedy S., Alan G. M., McNeilly F., Latimer K. S., Domingo M.: Patho-logical, Immunohistochemical, and In-situ Hybridization Studies of Natural Cases of Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome (PMWS) in Pigs. J. Comp. Path. 1999, 120, 59-78.
23.Rovira A., Balash M., Segalés J., García L., Plana-Durán J., Rosell C., Ellebrok H., Markentz A., Domingo M.: Experimental inoculation of conven-tional pigs with porcine reproductive and respiratory syndrome virus and porcine circovirus 2. J. Virol. 2002, 76, 3232-3239.
24.Segalés J.: Praktyczne aspekty zwalczania PMWS. Suplement winie. Mag. Wet. 2004, 42-44.
25.Segalés J., Rosell C., Domingo M.: Pathological findings associated with naturally acquired porcine circovirus type 2 associated disease. Veterinary Microbiology 2004, 98, 137-149.
26.Stadejek T.: Mo¿liwoci laboratoryjnego rozpoznawania poodsadzeniowego, wielonarz¹dowego zespo³u wyniszczaj¹cego wiñ. Suplement winie, Mag. Wet. 2001, 76-78.
27.Stadejek T.: Znaczenie zaka¿eñ cirkowirusem wiñ typ 2 (PCV-2). Medycy-na Wet. 2002, 58, 492-496.
28.Wellenberg G. J., Stockhofe-Zurwieden N., de Jong M. F., Boersma W. J., Elbers A. R.: Excessive porcine circovirus type 2 antibody titres may trigger the development of porcine dermatitis and nephropathy syndrome: a case--control study. Vet. Microbiol. 2004, 99 (3-4), 203-214.
Adres autora: doc. dr hab. Tomasz Stadejek, Al. Partyzantów 57, 24-100 Pu³awy, e-mail: stadejek@piwet.pulawy.pl
