Praca poglądowa
Forum Zakażeń 2011;2(3):71–74 © Evereth Publishing, 2011
Magdalena Frej-Mądrzak1 | Iwona Krzemińska2 | Irena Choroszy-Król1
Zakażenia chlamydialne u dzieci
Chlamydial infections in children
1 Zakład Nauk Podstawowych Akademii Medycznej im. Piastów Śląskich we Wrocławiu 2 Szpital Specjalistyczny im. A. Falkiewicza we Wrocławiu
} Magdalena Frej-Mądrzak, Zakład Nauk Podstawowych Akademii Medycznej im. Piastów Śląskich we Wrocławiu, ul. Chałubińskiego 4, 50-368 Wrocław, Tel.: (71) 784 13 06, Fax: (71) 784 00 76, e-mail: magdamad@mbio.am.wroc.pl
Wpłynęło: 14.09.2011 Zaakceptowano: 21.09.2011
Streszczenie: Chlamydia trachomatis u dzieci może być przyczyną
zakażenia spojówek i błony śluzowej nosa i gardła. Drobnoustrój
Chlamydophila pneumoniae jest czynnikiem etiologicznym
zapa-leń gardła, oskrzeli i płuc. Zakażeniu towarzyszy chrypka i długo utrzymujący się suchy kaszel. W pracy przedstawiono wady i zale-ty metod stosowanych w diagnosi zale-tyce chlamydioz, takich jak DIF, PCR i testy serologiczne. Może to pomóc w indywidualnym dobo-rze metody badań pacjenta.
Słowa kluczowe: dzieci | Chlamydophila pneumoniae | Chlamydia
trachomatis
Abstract: Chlamydia trachomatis in children can cause infection,
conjunctiva and mucous membranes of the nose and throat.
Chla-mydophila pneumoniae organism is the etiologic agent of
phar-yngitis, bronchitis and pneumonia. Infection is accompanied by hoarseness and a long lasting dry cough. The paper presents the advantages and disadvantages of the methods used in the diag-nosis of chlamydia, such as DIF, PCR and serological tests. This can help the individual patient’s choice of research methods.
Key words: children | Chlamydophila pneumoniae | Chlamydia
tra-chomatis
Postacią kliniczną zakażenia spojówek u noworodków jest wtrętowe zapalenie spojówek, które nieleczone rozwija się między 5.–14. dniem od momentu zainfekowania. Infekcje nieleczone są zwykle długotrwałe, łagodne i ustępują samo-istnie od kilku tygodni do miesiąca. Sporadycznie, nieleczone zakażenia mogą utrzymywać się w postaci błoniastego zapa-lenia spojówek przez okres do dwóch lat. Pierwsze objawy to śluzowa wydzielina, która w późniejszym okresie może zmie-nić charakter na ropny. Spojówki pozostają zaczerwienione, a powieki obrzęknięte. Na dalszym etapie choroba obejmuje całą spojówkę i rogówkę. Pojawiają się zmiany okolicy powie-ki górnej – brodawkowaty przerost w okolicy tarczpowie-ki, blizno-wacenie spojówek, zmiany o charakterze łuszczki rogówki i jej wakuolizacja. Istnieją także doniesienia o zakażeniach spojówek u dzieci starszych, które mają kontakt z osobą zaka-żoną z najbliższego otoczenia (np. zakażenie dróg moczowo-płciowych u rodziców lub opiekunów) [2, 3].
Zakażenie błony śluzowej nosa i gardła może u nowo-rodków prowadzić do śródmiąższowego zapalenia płuc. Najczęściej rozwija się ono między 2. a 16. tygodniem życia. Zakażenie chlamydialne u noworodków w 3–20% przypad-ków może przebiegać w postaci śródmiąższowego zapalenia płuc. Ponad 95% przypadków zakażeń ma przebieg bezgo-rączkowy, w występujących objawach klinicznych dominuje: tachykardia, przyspieszony oddech oraz krztuścopodobny napadowy kaszel z niewielką ilością wydzieliny, zmniejszo-ny apetyt i utrata masy ciała. Obraz kliniczzmniejszo-ny ma przebieg zwykle łagodny, z tendencją do przewlekania, niekiedy aż do ciężkiej postaci. W obrazie radiologicznym płuc często stwierdza się rozedmę i śródmiąższowe nacieki zapalne. We krwi obwodowej wykrywa się eozynofilię i hiperimmuno-globulinemię, obserwuje się także przedłużającą się hiper-bilirubinemię. U około 50% pacjentów z zapaleniem płuc, towarzyszy lub poprzedza je wtrętowe zapalenie spojówek. Niezdiagnozowane oraz nieleczone lub nieprawidłowo le-czone zapalenie płuc u noworodków może doprowadzić do trwałej destrukcji układu oddechowego. Opisano przypad-ki, w których chlamydie miały związek z zespołem nagłej śmierci niemowląt (SIDS), w materiałach sekcyjnych
dzie-Wstęp
Zakażenia Chlamydia trachomatis
Chlamydia trachomatis u dzieci może być przyczyną
za-każenia spojówek i błony śluzowej nosa i gardła. Do zaka-żenia najczęściej dochodzi podczas porodu fizjologicznego, w czasie przechodzenia dziecka przez zakażony kanał rodny matki. Do zakażenia płodu może dochodzić także w czasie życia płodowego, o czym mogą świadczyć przypadki zain-fekowanych noworodków, które przyszły na świat drogą ce-sarskiego cięcia [1, 2].
Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.
72 © Evereth Publishing, 2011 Forum Zakażeń 2011;2(3)
ci wykazano obecność Chlamydia trachomatis. Zakażenia
C. trachomatis noworodków i starszych dzieci mogą
doty-czyć również: pochwy, odbytnicy, ucha środkowego i jamy nosowo-gardłowej [4–6].
Zakażenia Chlamydophila pneumoniae
Drobnoustrój Chlamydophila pneumoniae jest czynni-kiem etiologicznym zapaleń gardła, oskrzeli i płuc. Zaka-żeniu towarzyszy chrypka i długo utrzymujący się suchy kaszel. Przewlekły kaszel krztuścopodobny i nadwrażliwość oskrzeli najdłużej utrzymuje się u dzieci poniżej 4. roku ży-cia. Często takim zakażeniom towarzyszy infekcja gronkow-cowa lub paciorkowgronkow-cowa, która może rozszerzyć się u dzieci starszych na zapalenie gardła, migdałków podniebiennych lub na zapalenie zatok przynosowych czy zapalenie ucha środkowego z ropnym wysiękiem. Wyniki badań nad chory-mi na astmę sugerują bezpośredni związek Chlamydophila
pneumoniae z zaostrzeniem się objawów choroby. Obecność
tego patogenu stwierdza się o wiele częściej u dzieci z ast-mą niż u pacjentów tylko z ostrym zakażeniem dróg odde-chowych [4, 7]. Drobnoustrój ten rozprzestrzenia się drogą kropelkową, a rezerwuarem są chorzy, a także bezobjawowi nosiciele. [4, 6, 8, 9].
Diagnostyka chlamydioz
Diagnostyka Chlamydia trachomatis głównie opiera się na metodach wykrywających antygen – test immunoflu-orescencji, wykrywających przeciwciała – testy serologicz-ne i wykrywających bakteryjny DNA i RNA – techniki genetyczne.
Metoda immunofluorescencji bezpośredniej – DIF (ang. direct immunofluorescence), z użyciem mysich, swoistych przeciwciał monoklonalnych, znakowanych izotiocyja-nianem fluoresceiny. Przeciwciała monoklonalne reagują z głównym białkiem błony zewnętrznej – MOMP (ang. ma-jor outer membrane protein) 18 serotypów C. trachomatis, w wymazach pobranych od pacjentów.
Wszystkie materiały do badań należy pobierać przed rozpoczęciem antybiotykoterapii lub minimum 7 dni po jej zakończeniu, nieznany jest wpływ aktualnego leczenia na jakość oznaczenia.
Chlamydie przeważnie zakażają nabłonek walcowaty. W celu identyfikacji tych drobnoustrojów należy pobrać ko-mórki nabłonkowe z miejsca zakażenia. Wydzielina nie jest właściwym materiałem do badań. U dzieci materiałami do badań mogą być: wymazy, aspiraty lub popłuczyny z nosogar-dzieli i oczu, wymazy z cewki moczowej lub szyjki macicy, np. od rodziców lub opiekunów (do celów diagnostyki porów-nawczej w celu weryfikacji wyników badań). Pobieranie ma-teriału do badań wymaga przestrzegania określonych zasad.
Dla każdego worka spojówkowego wykonuje się osobne preparaty; 48 godzin przed wykonaniem wymazu nie należy używać kropli do oczu. Wymaz z nosogardzieli polega na pobraniu materiału z tylnej ściany gardła poprzez głęboki wymaz cienką wymazówką, aby zebrać komórki nabłonko-we. Aspirat lub popłuczyny pobiera się przez mały cewnik, wprowadzony do nozdrza w tylnej części nosa i delikatnie odsysa się wydzielinę. Nosogardziel przepłukuje się PBS-em, wprowadzając po kilka mililitrów jałowej soli do każdej dziurki nosa, w celu uzyskania płynu przechyla się głowę pacjenta, a w przypadku małych dzieci odsysa płyn przez cewnik.
Przy wymazach z cewki moczowej, pacjent przed po-braniem materiału nie powinien oddawać moczu min. 2 godziny ze względu na możliwość wypłukania (usunię-cia) komórek nabłonkowych podczas mikcji. Nie zaleca się pobierania wymazów z szyjki macicy u pacjentek w czasie krwawienia, z widocznymi zmianami chorobowymi, które mogą powodować krwawienie, w środku cyklu, co wiąże się z dużą ilością śluzu i wydzieliny w szyjce macicy oraz u pa-cjentek bezpośrednio po stosunku płciowym. Ponadto, sto-sowanie doustnych środków antykoncepcyjnych powoduje nadmierne wydzielanie śluzu szyjkowego, a wymaz z szyjki macicy nie powinien zawierać wydzieliny ropnej i płynu wysiękowego. Od kobiet w zaawansowanej ciąży materiał pobiera się tylko z ujścia cewki moczowej. Komórki nabłon-ka walcowatego znajdują się bezpośrednio za wejściem do kanału szyjki macicy. Przejściowa strefa, której nabłonek warstwowy przechodzi w walcowaty, może mieć jednak róż-ne usytuowanie. Po barwieniu preparatu konjugatem my-sich, swoistych przeciwciał monoklonalnych, znakowanych izotiocyjanianem fluoresceiny, obserwacja w mikroskopie fluorescencyjnym pozwala wykryć swoistą, jasnozieloną fluorescencję ciałek elementarnych, widocznych na tle czer-wono zabarwionych komórek nabłonkowych.
Próbka dodatnia zawiera okrągłe ciałka podstawowe o gładkich brzegach i wyraźnie jasnozielonej barwie fluore-scencji. Czasem w materiale znajdują się większe, okrągłe fluoryzujące ciałka siateczkowate, które mogą barwić się na charakterystyczny jabłkowo-zielony kolor, widoczny jako fluoryzujące peryferyjne halo. Cząsteczki fluoryzują-ce w sposób nieswoisty łatwo odróżnić po innym kształ-cie lub nieregularnym wzorze barwienia oraz raczej żółtej, oliwkowo-zielonej lub białej barwie fluorescencji. Wyni-ki badań potwierdza się, porównując z kontrolą dodatnią, która powinna zawierać, co najmniej 100 lub więcej ciałek elementarnych. Preparat od pacjenta powinien zawierać co najmniej 20 komórek nabłonkowych lub więcej – jeśli ich ilość jest niewystarczająca to badanie należy powtórzyć. Wykrycie Chlamydia trachomatis bezpośrednio w materiale klinicznym zależy od prawidłowego pobrania próbki, przy-gotowania szkiełek i transportu – wszystkie etapy badania powinny być wykonywane przez wyszkolony personel.
Wy-Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.
73 © Evereth Publishing, 2011
Forum Zakażeń 2011;2(3)
niki testu należy interpretować w kontekście objawów kli-nicznych oraz innych badań laboratoryjnych, a ze względu na rodzaj materiału, ujemny wynik nie wyklucza zakażenia tym drobnoustrojem. W teście można też wykryć nieżywe komórki chlamydialne obecne w badanym materiale.
Diagnostyka Chlamydophila pneumoniae, podobnie jak w przypadku Chlamydia trachomatis, opiera się na meto-dach wykrywających antygen – test immunofluorescencji, wykrywających przeciwciała – testy serologiczne i wykry-wających bakteryjny DNA i RNA – techniki genetyczne.
Metoda immunofluorescencji pośredniej – IF, to test z użyciem mysich, swoistych przeciwciał monoklonalnych i kozich anty-mysich, znakowanych izotiocyjanianem flu-oresceiny FITC. Przeciwciała monoklonalne przeciwko
Chl. pneumoniae reagują bezpośrednio z drobnoustrojami,
a drugie przeciwciała znakowane FITC dają reakcję barw-ną w wymazach pobranych od pacjentów. Podobnie jak w przypadku Chlamydia trachomatis, wszystkie materiały do badań należy pobierać przed rozpoczęciem antybiotyko-terapii lub minimum 7 dni po jej zakończeniu. Nieznany jest wpływ aktualnego leczenia na jakość oznaczenia.
Materiał powinien zostać pobrany od pacjenta na czczo i bez wykonanej wcześniej porannej toalety. Materiały do badań to między innymi wymazy gardła, aspiraty z noso-gardzieli (NPA) lub popłuczyny oskrzelowo-pęcherzykowe (BAL) i próbki plwociny.
Metody genetyczne
Metody genetyczne w diagnostyce Chlamydia trachomatis
Polimerazowa i ligazowa reakcja łańcuchowa – PCR i LCR – są oparte na zasadzie amplifikacji, pozwalającej na uzyskanie określonej sekwencji DNA (ograniczonej przez primery) i jej powielaniu. W reakcji PCR powiela się gen wczesny, kodujący główne białko błony zewnętrz-nej (MOMP). Produkty reakcji analizuje się jakościowo za pomocą elektroforezy w żelu agarozowym. Inną metodą wykrywania chlamydialnego DNA jest reakcja łańcuchowa ligazy (LCR). Jej przebieg jest podobny do PCR, z tym że sto-suje się dwa zestawy oligonukleotydów komplementarnych do obu nici docelowego DNA oraz enzymu ligazy. Real-time PCR pozwala na jednoczesną identyfikację plazmidu kryp-tycznego i chlamydialnego DNA genomowego Chlamydia
trachomatis. W reakcji real-time PCR, w celu zwiększenia
czułości metody w reakcji, powielone zostają dwie specy-ficzne sekwencje DNA – wielokrotna sekwencja plazmidu kryptycznego obecnego w C. trachomatis oraz charaktery-styczna dla C. trachomatis sekwencja genu 16S RNA. Identy-fikacja sekwencji plazmidu kryptycznego pozwala uzyskać bardzo wysoką czułość zestawu, a jednoczesna identyfikacja sekwencji w chromosomalnym DNA zwiększa swoistość
re-akcji i pozwala wykrywać szczepy bezplazmidowe. Metoda może mieć zastosowanie dla badania wymazów i wycinków pobranych z układu moczowego, pochwy i worków spojów-kowych oraz próbek moczu i spermy zawierających komór-ki C. trachomatis.
Wartość diagnostyczna metod jest podobna i była bardzo wysoko oceniana przez większość autorów. Zaletą jest pro-stota i szybkość wykonania, większa czułość, możliwość za-stosowania różnorodnego materiału biologicznego. Metody genetyczne charakteryzuje wysoka czułość i swoistość uza-leżniona od doboru starterów, automatyzacja procesu, pro-sta interpretacja, możliwość użycia bardzo zróżnicowanego materiału biologicznego (krew, surowica, plazma, mocz, ślina, płyn mózgowo-rdzeniowy, skrawki tkankowe, płyn owodniowy), brak reakcji krzyżowych. Ograniczeniami metod genetycznych są wysokie koszty procesu, możliwość kontaminacji badanej próbki materiałem genetycznym po-chodzącym z innego organizmu, np. E. coli. W metodach genetycznych brak jest kontroli pobrania materiału, wy-kazującej obecność komórek nabłonkowych pacjenta, co w przypadku ujemnego wyniku badań może sugerować złe pobranie materiału – wynik fałszywie ujemny.
Metody genetyczne w diagnostyce Chlamydophila
pneumoniae
W reakcji PCR powiela się np. gen ompA lub gen
16S rRNA, który jest różny dla C. trachomatis i C. psittaci.
Produkty reakcji analizuje się jakościowo za pomocą elek-troforezy w żelu agarozowym.
Do identyfikacji genomowego DNA Chlamydophila
pneumoniae wykorzystuje się także reakcję real-time PCR.
W reakcji powielona zostaje specyficzna, konserwatywna sekwencja pojedynczego genu ompA, charakterystyczna dla
Chl. pneumoniae. Pomiar stężenia produktu amplifikacji
od-bywa się przy pomocy fluorescencyjnie znakowanych sond. Wzrost natężenia fluorescencji fluoroforu FAM wskazuje na obecność Chl. pneumoniae. Technika ta może być stoso-wana i wykazuje dużą wartość diagnostyczną w wymazach bronchoskopowych, popłuczyn pęcherzyków oskrzelowych i krwi.
Metody genetyczne mogą jednak zawyżać liczbę wyników dodatnich, gdyż wykrywają bezobjawowe nosicielstwo [4].
Serologia Chlamydia trachomatis i Chlamydophila
pneumoniae
W trakcie ciąży IgG matki przechodzą przez łożysko, co może spowodować ich podwyższony poziom zaraz po poro-dzie. Okres półtrwania przeciwciał pochodzących od matki wynosi około miesiąca i po tym czasie ich poziom spada, aby całkowicie zaniknąć w dziewiątym miesiącu życia dziecka. Pierwsze półrocze życia dziecka to okres, w którym
całkowi-Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.
74 © Evereth Publishing, 2011 Forum Zakażeń 2011;2(3)
te stężenie przeciwciał jest najmniejsze. Przeciwciała klasy IgG u noworodków, wytwarzane od momentu urodzin, po 12 miesiącach osiągają wartość około 60% dorosłego czło-wieka. Własne przeciwciała klasy IgM dziecko produkuje jeszcze prenatalnie. U wcześniaków i dzieci z rodzin o obni-żonej odporności może występować niski poziom przeciw-ciał, na granicy niedoboru odporności, nawet do trzeciego roku życia [10].
Serologia opiera się na wykrywaniu przeciwciał klas IgG, IgM i IgA w surowicy pacjenta za pomocą testów ELISA lub mikroimmunofluorescencji. W testach tych ważną rolę odgrywa pobranie i przechowywanie surowicy krwi. Tem-peratura przechowywania powinna wynosić 2–8°C ≤7 dni i -20°C >7 dni. Surowica powinna być klarowna (odwirowa-ne cząstki i agregaty fibryny); próbek nie należy wielokrot-nie zamrażać. Odrzuca się próbki: lipemiczne, zhemolizo-wane i mętne – skażone mikrobiologicznie. Wyniki należy interpretować w oparciu o objawy kliniczne pacjenta.
Przeciwciała klasy IgG w infekcji pierwotnej pojawiają się późno, ich poziom rośnie po około 3–6 tygodniach od momentu zakażenia. Przy reinfekcji obserwowana jest se-rokonwersja w klasie IgG. U osób dorosłych poziom może przekraczać ponad 50% i utrzymywać się przez wiele lat. Wynik dodatni nie świadczy o toczącej się aktualnie infek-cji, poza tym surowica we wczesnej fazie infekcji nie zawiera przeciwciał IgG. Jednorazowe badanie surowicy krwi nie ma znaczenia diagnostycznego – brak opisu dynamiki przeciw-ciał, dlatego zalecane jest co najmniej dwukrotne badanie w odstępie dwóch tygodni. Wysoki poziom IgG może utrzy-mywać się u osób zdrowych, nie jest to jednak badanie pre-dysponujące pacjenta do leczenia.
W infekcji pierwotnej IgM to wczesna odpowiedź immu-nologiczna, przeciwciała tej klasy przy reinfekcji są niewy-krywalne. U niemowląt poniżej 6. miesiąca życia wykrywa-nie IgM jest bardziej miarodajne niż IgG. Obecność czynnika reumatoidalnego surowicy może być przyczyną wyników fałszywie dodatnich przy oznaczaniu IgM lub IgA. Podczas reinfekcji szybko wzrasta poziom IgA wraz z IgG. Przeciw-ciała anty-Chl. pneumoniae występują u około 10% dzieci w wieku od 5–10 lat, u 30–50 % dorosłych i u ponad 80% ludzi starszych. Przypuszcza się, że niski poziom przeciwciał u dzieci poniżej 5. roku życia wynika z tego, że
Chl. pneumo-niae jest słabym immunogennie drobnoustrojem.
W diagnostyce zakażeń chlamydiami stosowane są rów-nież inne metody, takie jak np.: hodowla na komórkach McCoy’a, HELA-229, HL i HEP-2 czy szybkie testy wizu-alne. Jednak ze względu na wysokie koszty linii komór-kowych, czy też niską czułość i swoistość szybkich metod wizualnych i niemiarodajne wyniki, nie znalazły szerokiego zastosowania w rutynowej identyfikacji tych patogenów.
Podsumowanie
Identyfikacja chlamydii u dzieci, dobór metody diagno-stycznej i kierunku badań, muszą być oparte i uzależnione od wieku dziecka i wywiadu lekarskiego – środowiskowego. Według rekomendacji postępowania w pozaszpitalnych za-każeniach układu oddechowego Chlamydia trachomatis wy-mieniany jest, jako patogen dzieci w wieku od 3. tygodnia do 3. miesiąca życia, natomiast Chlamydophila pneumoniae dzieci od 5. do 15. roku życia (rekomendacje 2011). W li-teraturze opisano wyniki badań u dzieci w różnym wieku i wykonane różnymi metodami diagnostycznymi. Najniższy odsetek zakażeń uzyskano u dzieci w wieku 0–3 lat, a naj-wyższy u dzieci powyżej 10. roku życia [5, 11, 12].
Metody diagnostyczne mogą wykazywać obecność pa-togenu, ale w stanach nosicielstwa w organizmie pacjenta powinna panować tak zwana cisza serologiczna, czyli brak odpowiedzi immunologicznej na towarzyszące zakażenie. Antybiotykoterapia nie powinna odbywać się ze szkodą dla pacjenta, leczenie powinno być podejmowane po wy-stąpieniu i nasileniu się objawów. Większość antybiotyków, na które chlamydia są wrażliwe, mają działanie bakteriosta-tyczne, w związku z tym nie jest możliwa całkowita erady-kacja tego patogenu.
Piśmiennictwo
1. Zdrodowska-Stefanow B, Ostaszewska I. Chlamydia trachomatis – zakaże-nia u ludzi. Volumed, Wrocław, 2000.
2. Mardh P, Moller BR, Paavonen J. Chlamydia trachomatis in genital and rela-ted Infections. Almqvist & Wiksell International, Stockholm, 1981. 3. Pawlikowska M, Deptuła W. Choroby u ludzi spowodowane chlamydiami
i chlamydofilami. Postępy Hig Med Dosw 2007;61:708–717.
4. Zielnik-Jurkiewicz B. Zakażenia górnych dróg oddechowych u dzieci wy-wołane przez bakterie atypowe. Pol Merk Lek 2008;XXV(149):415–419. 5. Bartkowiak-Emeryk M. Zakażenia chlamydiowe układu oddechowego
u dzieci. Alergia 2002;15(4), http://alergia.org.pl/lek/index.php?option =com_wrapper&Itemid=70
6. Nitsch-Osuch A, Wardyn KA, Choroszy-Król I. Zakażenia wywołane atypo-wymi patogenami w praktyce lekarskiej. Górnicki Wydawnictwo Medyczne, Wrocław, 2007.
7. Blasi F. Atypical pathogens and respiratory tract infections. Eur Respir J 2004;24(1):171–181.
8. Korzon M. Atypowe zapalenie płuc u dzieci i młodzieży. Forum Medycyny Rodzinnej 2009;3(2):92–98.
9. Chazan R. Zapalenie płuc pozaszpitalne – postępowanie diagnostyczno-terapeutyczne. Terapia 2011;6(258):7–14.
10. Gołąb J, Jakóbisiak M, Lasek W. Immunologia, PWN. Warszawa, 2004. 11. Kowalewska-Pietrzak M, Młynarski W, Pankowska A. Zakażenia
Chlamydo-phila pneumoniae u dzieci młodszych. Doświadczenia jednego ośrodka.
Medycyna Wieku Rozwojowego 2011;XV(1):56–61.
12. Emeryk A. Antybiotyki makrolidowe w terapii zapaleń płuc wywołanych przez drobnoustroje atypowe – cz. I. Alergia 2008;21(1):44–48.
Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.
