POSTĘPOWANIE W PRZYPADKU PACJENTÓW ZAKAŻONYCH LUB
PODEJRZANYCH O ZAKAŻENIE WIELOOPORNYMI BAKTERIAMI
GRAM-UJEMNYMI
PROCEDURE FOR PATIENTS INFECTED OR SUSPECTED OF INFECTION BY MULTIDRUG-RESISTANT
GRAM-NEGATIVE BACTERIA
STRESZCZENIE: Zakażenia wywoływane przez wielooporne Gram-ujemne bakterie (MDR--GNB) stają się coraz powszechniejsze. Obecnie stanowią poważne zagrożenie dla zdrowia pu-blicznego na całym świecie, ponieważ są trudne do leczenia i wiążą się z wysoką zachorowal-nością oraz umieralzachorowal-nością. Kontrola zakażeń wywołanych przez MDR-GNB wymaga komplek-sowego podejścia. Personel medyczny powinien być świadomy, zaangażowany i współodpo-wiedzialny. Musi także wiedzieć, do jakich konsekwencji może dojść w przypadku nieprawi-dłowego działania w zakresie kontroli infekcji. Zalecenia obejmują badania przesiewowe, dia-gnostykę i środki kontroli zakażeń, w tym: higienę rąk, izolację pacjentów oraz czyszczenie śro-dowiska. Mogą one stanowić podstawę do wprowadzenia lub weryfikacji obecnie stosowa-nych standardów proceduralstosowa-nych, ograniczających do minimum ryzyko wystąpienia zakaże-nia szpitalnego wywołanego przez pałeczki Gram-ujemne wytwarzające beta-laktamazy typu ESBL, AmpC czy metaloenzymy (beta-laktamazy cynkowe, inaczej karbapenemazy KPC, MBL, OXA-48). Przedstawione w pracy rekomendacje zostały opracowane przez Wspólną Grupę Ro-boczą w Wielkiej Brytanii w 2016 roku.
SŁOWA KLUCZOWE: Acinetobacter baumannii, badania przesiewowe, czyszczenie środowi-ska, Enterobacteriaceae, izolacja, Pseudomonas aeruginosa
ABSTRACT: Infections caused by multidrug-resistant Gram-negative bacteria (MDR-GNB) are becoming increasingly prevalent. Now constitute a serious threat to public health worldwide, because they are difficult to threat and are associated with high morbidity and mortality rates. Control of MDR-GNB infection requires a comprehensive approach. Medical personnel sho-uld be aware, involved and co-responsible. They also need to know the consequences which brings their incorrect actions in the field of infection control. Recommendations are made in the following areas: screening, diagnosis and infection control precautions including hand hy-giene, single-room accommodation, and environmental cleaning. They also can provide a ba-sis for the introduction or revision of the currently used procedural standards which minimize the risk of hospital infections caused by Gram-negative bacteria that produce beta-lactamase type ESBL, AmpC or metalloenzymes (beta-lactamase zinc otherwise carbapenemases – KPC, MBL, OXA-48). Recommendations presented in this paper were elaborated in UK by a Working Party in 2016.
KEY WORDS: Acinetobacter baumannii, Enterobacteriaceae, environmental cleaning, isolation,
Pseudomonas aeruginosa, screening
Klinika Obserwacyjno-Zakaźna Dzieci, Uniwersytecki Dziecięcy Szpital Kliniczny w Białymstoku,
ul. Waszyngtona 17, 15-274 Białystok, Tel.: (85) 745 06 85,
e-mail: dorota.rozkiewicz@umb.edu.pl Wpłynęło: 25.05.2016
Zaakceptowano: 08.06.2016 DOI: dx.doi.org/10.15374/FZ2016023
WSTĘP
Gram-ujemne bakterie mogą wchodzić w skład prawi-dłowego mikrobiomu człowieka, zasiedlając jelita, skórę, nosogardło oraz inne części ludzkiego ciała. Jednak w sprzy-jających warunkach (hospitalizacja, choroby przewlekłe, an-tybiotykoterapia, otwarte rany, obecność cewników naczy-niowych lub moczowych, mechaniczna wentylacja) mogą być także odpowiedzialne za: zakażenia krwiopochodne, za-palenia płuc – w tym VAP (ang. ventilator-associated pneu-monia) – zakażenia układu moczowego (ZUM), zakaże-nia wewnątrzbrzuszne, zakażezakaże-nia miejsca operowanego (ZMO), zakażenia ran oraz zmian oparzeniowych. Bakterie Gram-ujemne są najczęstszym czynnikiem etiologicznym zakażeń związanych z opieką zdrowotną (ang. healthcare- -associated infections – HAI). Niepokojącym zjawiskiem jest narastająca oporność na antybiotyki oraz zdolność do szybkiego rozprzestrzeniania się Gram-ujemnych szcze-pów wieloopornych (ang. multidrug-resistant Gram-negati-ve bacteria – MDR-GNB) w obrębie szpitala, pomiędzy re-gionami, krajami czy kontynentami.
Do bakterii Gram-ujemnych odpowiedzialnych za HAI, u których obserwuje się narastanie oporności na antybioty-ki, należą fermentujące pałeczki z rodziny Enterobacteriace-ae (E. coli, Klebsiella spp., Enterobacter spp., Serratia spp., Ci-trobacter spp., Proteus spp.) oraz niefermentujące z gatunku Acinetobacter baumannii i Pseudomonas aeruginosa.
Wszystkie Gram-ujemne bakterie w przypadku opor-ności na trzy lub więcej klas antybiotyków na potrzeby tego opracowania zostały sklasyfikowane do jednej gru-py – MDR-GNB – pomimo, że w przypadku oporności na 7 grup antybiotyków łącznie z kolistyną mówi się o szcze-pach PDR (ang. pandrug-resistant) [1].
Z wyjątkiem szczególnych klonów wysokiego ryzy-ka, nie ma dowodów, że szczepy MDR Enterobacteriaceae są w większym stopniu odpowiedzialne za zakażenia zwią-zane z opieką zdrowotną (w porównaniu do szczepów wraż-liwych), ale infekcje te mają cięższy przebieg, są trudne do leczenia ze względu na ograniczone opcje terapeutyczne i wiążą się ze zwiększoną śmiertelnością [2–4].
W 2016 roku w Wielkiej Brytanii Wspólna Grupa Robocza (ang. Joint Working Party) – składająca się z mikrobiologów klinicznych, lekarzy różnych specjalności, pielęgniarek, osób zajmujących się kontrolą zakażeń szpitalnych oraz przedsta-wicieli pacjentów – opracowała wytyczne dotyczące badań przesiewowych, izolacji chorych i innych środków ostrożno-ści oraz higieny środowiska nieożywionego, mających na celu ograniczenie rozprzestrzeniania się MDR-GNB [1].
Zalecenia zostały opracowane w oparciu o opublikowane dowody, są klinicznie skuteczne w zapobieganiu infekcji i z za-łożenia powinny być wykorzystywane przy tworzeniu proce-dur w różnych jednostkach opieki zdrowotnej (szpitale, od-działy dziennego pobytu, odod-działy opieki długoterminowej).
Wytyczne są uniwersalne i mogą być stosowane w warunkach polskich, będąc uzupełnieniem procedur Narodowego Pro-gramu Ochrony Antybiotyków (NPOA).
BADANIA PRZESIEWOWE
ENTEROBACTERIACEAE
Aktywne badania przesiewowe w kierunku KPC (ang. Klebsiella pneumoniae carbapenemase) są zalecane w wysoce wyspecjalizowanych jednostkach (np. oddziały intensywnej terapii (OIT)). Powinny być przeprowadzone u pacjentów z grup wysokiego ryzyka, czyli:
t osób, które w ciągu ostatnich 12 miesięcy były ho-spitalizowane za granicą (np. w Indiach) lub w kraju – w ośrodku, w którym produkujące karbapenemazy Enterobacteriaceae (ang. carbapenemase-producing Enterobacteriaceae – CPE) występują endemicznie; t chorych, którzy byli zakażeni lub skolonizowali CPE
na przestrzeni ostatniego roku.
Dokładnie zebrany wywiad musi obejmować ostatnie 12 miesięcy, ponieważ dane z piśmiennictwa pokazują, że ko-lonizacja i potencjał do wywołania zakażenia w przypadku CPE może utrzymywać się przez dłuższy okres [5]. Bada-nie przesiewowe z następującą po wykryciu karbapenemaz Enterobacteriaceae izolacją pacjentów jest skuteczną me-todą zapobiegającą dalszej transmisji oraz odgrywa ważną rolę we wczesnym wykrywaniu zakażenia.
Rutynowe badania przesiewowe nie są zalecane dla Ente-robacteriaceae produkujących beta-laktamazy o rozszerzo-nym spektrum substratowym (ang. extended-spectrum be-ta-lactamases – ESBL) oraz AmpC (chromosomalne cefalo-sporynazy), a także w przypadku, gdy w środowisku jest wy-soka częstość nosicielstwa tych bakterii [1].
ACINETOBACTER BAUMANNII
W przeciwieństwie do MDR Enterobacteriaceae, kolo-nizacja skóry, przewodu pokarmowego czy dróg oddecho-wych w przypadku Acinetobacter baumannii utrzymuje się znacznie krócej, najczęściej kilka dni lub tygodni. Bada-nia przesiewowe są wskazane tylko w przypadku wystąpie-nia ogniska w oddziale (najczęściej OIT). W innych sytu-acjach wystarczy monitorowanie raportów laboratoryjnych. Niektórzy autorzy wskazują na korzyści wynikające z badań przesiewowych pacjentów w kierunku A. baumannii [6–9].
PSEUDOMONAS AERUGINOSA
Istnieją nikłe dowody na konieczność stosowania badań przesiewowych w kierunku MDR Pseudomonas aeruginosa,
a jeśli, to tylko w grupach wysokiego ryzyka (pacjenci z mu-kowiscydozą, oparzeni, hematologiczni). Sporadyczne i epi-demiczne szczepy współistnieją, dlatego śledzenie ognisk może być problematyczne [10, 11].
MATERIAŁ DO BADAŃ
W przypadku badania przesiewowego w kierunku MDR Enterobacteriaceae i P. aeruginosa powinny być pobierane wymazy z odbytu/próbki stolca, a u pacjenta zacewnikowa-nego – próbki moczu [12]. Gdy podejrzewa się koloniza-cję/zakażenie MDR A. baumannii, należy pobierać wymazy ze skóry (pachy, pachwiny), mocz (u pacjentów zacewniko-wanych) lub wydzielinę z drzewa oskrzelowego (u pacjen-tów zaintubowanych) [13].
Należy mieć świadomość, że wczesne wykrycie MDR- -GNB oraz zastosowanie działań prewencyjnych reduku-je rozprzestrzenianie się bakterii w środowisku szpitalnym.
Wskazania do wykonania badań przesiewowych zostały podzielone przez Grupę Roboczą na obowiązkowe i warun-kowe [1].
Obowiązkowo badanie przesiewowe należy przeprowa-dzić w następujących grupach pacjentów:
t pacjenci z grup ryzyka – ocena wymazów z odbytu oraz z ran w kierunku nosicielstwa Enterobacteriace-ae produkujących karbapenemazy;
t wszyscy pacjenci przeniesieni z innych jednostek (oddziałów, szpitali) lub z historią pobytu w ciągu poprzedzającego roku w placówkach opieki zdro-wotnej ze znanym endemicznym występowaniem CPE;
t wszyscy pacjenci z oddziału w przypadku opanowy-wania epidemii wywołanej przez oporny na karba-penemy Acinetobacter baumannii (carbapenem-re-sistant Acinetobacter baumannii – CRAb) oraz MDR Pseudomonas aeruginosa (MDR-Pa).
Warunkowo badanie przesiewowe powinno być wykona-ne w następujących grupach pacjentów:
t pacjenci, u których poprzednio wyhodowano opor-ne na karbapeopor-nemy bakterie lub inopor-ne MDR bakte-rii Gram-ujemnych (badanie w momencie przyjęcia do szpitala);
t pacjenci przyjmowani do OIT oraz do
oddzia-łów długoterminowej opieki medycznej, ze wzglę-du na wysokie ryzyko kolonizacji drobnoustrojami opornymi na karbapenemy.
Nie zaleca się rutynowego wykonywania badań w kierun-ku MDR-GNB u członków rodziny pacjentów oraz u perso-nelu medycznego [1].
W przypadku pacjentów z grup wysokiego ryzyka pre-ferowany jest aktywny proces przesiewowy, a nie retro-spektywna ocena wyników posiewów i przeglądanie kart informacyjnych. Badanie przesiewowe szybko identyfikuje
chorych z MDR-GNB, którzy wymagają izolacji, a mogli być umieszczeni w salach ogólnych. Bierny nadzór ru-tynowych posiewów nie rozróżnił 12 (86%) z 14 pacjen-tów, u których później wykryto nosicielstwo KPC w stol-cu [14]. Rutynowe posiewy są w stanie wykryć nosiciel-stwo Enterobacteriaceae ESBL średnio 3 dni później niż aktywny skrining [15]. Izolacja i środki kontroli zaka-żeń są skuteczne tylko w połączeniu z aktywnym monito-ringiem [16]. Optymalnie pacjenci zidentyfikowani jako należący do grup wysokiego ryzyka (CPE(+), CRAb(+) w ostatnim czasie powinni podlegać izolacji do momen-tu uzyskania ujemnych wyników badań przesiewowych. Przemieszczanie tych chorych powinno być ograniczone do minimum [1].
W przypadku stwierdzenia ogniska epidemicznego w oddziale, badania przesiewowe wszystkich pacjentów po-winny być powtarzane co tydzień oraz w momencie wypi-su tych osób z jednostki. Taka procedura musi obowiązywać do momentu stwierdzenia braku nowych przypadków zaka-żeń w oddziale przez okres powyżej 7 dni [1].
Pacjenci skolonizowani nie wymagają terapii. Jeże-li dojdzie do objawowego zakażenia MDR-GNB, wskazane by było, aby najbardziej optymalne leczenie przedyskutować przez zespół leczący i lekarza/mikrobiologa klinicznego od-powiedzialnego za kontrolę nad zakażeniami [1].
NADZÓR MIKROBIOLOGICZNY
Każda jednostka opieki zdrowotnej powinna mieć dostęp do laboratorium mikrobiologicznego, kierowanego przez diagnostę laboratoryjnego z tytułem specjalisty w dziedzinie mikrobiologii, z szerokim zakresem możliwości wykrywa-nia i raportowawykrywa-nia wszystkich Gram-ujemnych MDR drob-noustrojów przy rutynowym pobieraniu próbek od pacjen-tów oraz przeprowadzania tesod pacjen-tów przesiewowych z możli-wością uzyskania wyniku w ciągu <48 godzin. Szybka iden-tyfikacja MDR-GNB i terminowe przekazywanie wyników badań do lekarzy, pielęgniarek i zespołów do spraw kontro-li zakażeń są niezwykle ważne w celu wdrożenia odpowied-niego postępowania leczniczego oraz profilaktycznego [1].
Potwierdzenie konkretnych karbapenemaz jest ważne, ale wymaga metod molekularnych, które są przeważnie do-stępne tylko w laboratoriach referencyjnych. Typowanie izo-latów w laboratoriach referencyjnych pozwala na śledzenie krajowego i międzynarodowego rozprzestrzeniania się klo-nów wysokiego ryzyka (np. K. pneumoniae ST 258). Wyni-ki typowania muszą być interpretowane w kontekście dostęp-nych dadostęp-nych epidemiologiczdostęp-nych, kliniczdostęp-nych oraz demogra-ficznych [17]. Typowanie szczepów bakteryjnych uzyskanych od pacjentów i ze środowiska może być pomocne przy opra-cowywaniu ogniska epidemicznego, zwłaszcza gdy jedno źró-dło zakażenia w środowisku szpitalnym jest podejrzane.
Szybkie metody diagnostyczne, w których wynik uzy-skuje się w ciągu 24 godzin, powinny być wykorzystywane szczególnie podczas epidemii. W przypadku stosowania te-stów molekularnych bezpośrednio dla próbek materiałów, wynik otrzymuje się w ciągu kilku godzin. Niestety, na ra-zie taka diagnostyka jest możliwa jedynie w nielicznych jed-nostkach.
Niezbędny jest krajowy nadzór nad opornością bakterii na antybiotyki, ponieważ umożliwia śledzenie rozprzestrze-niania się szczepów opornych, wykrywanie nowych szcze-pów i mechanizmów oporności. Jest to niezbędne przy opra-cowywaniu strategii kontroli zakażeń. W Polsce nadzór kra-jowy został utworzony w 2004 roku jako program zdrowot-ny – NPOA – w odpowiedzi na decyzje 2119/98/WE z 1998 roku Parlamentu Europejskiego i Rady Europy o utworze-niu systemu wczesnego ostrzegania i reagowania (ang. Ear-ly Warning Response System – EWRS), związanego między innymi z rozprzestrzenianiem się niebezpiecznych mecha-nizmów oporności na leki przeciwdrobnoustrojowe.
Zalecenia Grupy Roboczej odnośnie nadzoru mikrobio-logicznego:
t wszystkie wyizolowane bakterie Gram-ujemne
po-winny mieć oznaczoną wrażliwość na meronem (minimum); dodatkowo bakterie z rodziny Entero-bacteriaceae należy oceniać w kierunku oporności na cefpodoksym, a Pseudomonas spp. – na ceftazy-dym. W Polsce obowiązują algorytmy wykonywa-nia testów przesiewowych w celu wykrycia karbape-nemaz u pałeczek jelitowych z rodziny Enterobacte-riaceae oraz pałeczek niefermentujących z rodzajów Pseudomonas i Acinetobacter wydane w 2015 roku przez Krajowy Ośrodek Referencyjny ds. Lekowraż-liwości Drobnoustrojów (KORLD). Coraz częściej jednak zwraca się uwagę, że w przypadku złożo-nych i groźzłożo-nych mechanizmów oporności niezbęd-ne jest rutynowe stosowanie metod przeglądowych, oznaczanie minimalnego stężenia hamującego leku (ang. minimal inhibitory concentration – MIC) oraz identyfikacja genu warunkującego oporność; t u wszystkich pacjentów, u których wykryto
Gra-m-ujemne bakterie produkujące karbapenemazy, należy zebrać dokładny wywiad dotyczący podró-ży odbytych w ostatnim roku, szczególnie do kra-jów o znanym ryzyku endemicznego występowania MDR-GNB [1].
ZAPOBIEGANIE TRANSMISJI
W celu zapobiegania rozprzestrzenianiu się MDR-GNB konieczne jest stałe stosowanie się do zaleceń standardowej kontroli zakażeń. Standardowe środki zaradcze odnośnie kontroli nad infekcjami (ang. standard infection control
precautions – SICPs) powinny być wykorzystywane przez wszystkich pracowników, we wszystkich placówkach opie-ki zdrowotnej, w każdym czasie, wobec wszystopie-kich pacjen-tów (dorosłych, dzieci) w celu zapewnienia bezpieczeństwa pacjentom, pracownikom i odwiedzającym. Aby były sku-teczne, muszą być stosowane przez wszystkich pracowni-ków w sposób ciągły. Przeważnie personelowi medycznemu nie jest znany status mikrobiologiczny pacjenta, który trafił z innego oddziału, szpitala, oddziału opieki długotermino-wej czy domu.
SICPs stanowią podstawę w zapobieganiu zakażeniom i zmniejszaniu ryzyka przeniesienia drobnoustrojów z roz-poznanych oraz nieznanych źródeł. Potencjalne źródła in-fekcji obejmują: krew i inne płyny ustrojowe, kał, mocz, skó-rę i błony śluzowe oraz wszelkie sprzęty i urządzenia, które mogły ulec skażeniu w otoczeniu pacjenta.
Standardowe środki zaradcze do kontroli nad zakażenia-mi obejmują:
t higienę rąk;
t higienę środowiska nieożywionego, w tym dekonta-minację sprzętu do pielęgnacji pacjenta;
t bezpieczne zarządzanie bielizną pościelową;
t unieszkodliwianie odpadów medycznych;
t bezpieczne użytkowanie ostrych narzędzi;
t procedury aseptyczne w przypadku stosowania cew-ników;
t higienę układu oddechowego u osób
wentylo-wanych;
t stosowanie środków ochrony osobistej [18].
SICPs są niezbędną, integralną częścią każdej strategii kontroli MDR Gram-ujemnych bakterii. Środki zaradcze powinny podlegać monitoringowi, dodatkowo jak najczę-ściej należy przypominać personelowi medycznemu o ich znaczeniu [19, 20].
Ręce personelu odgrywają znaczącą rolę w transmisji MDR Enterobacteriaceae, mniejszą w przypadku A. bau-mannii i P. aeruginosa [1]. Szczególnie w sytuacji, gdy w trakcie postępowania w przypadku epidemii nie zosta-nie zidentyfikowane jedno źródło środowiskowe, sugeru-je się, że patogen został przeniesiony przez ręce personelu medycznego. Skażenie dłoni ma charakter przejściowy – jest to przypuszczalnie przyczyna częstych ujemnych wyników posiewów [21]. Ponadto niektórzy autorzy zwracają uwagę, że nawet w przypadku wyizolowania bakterii z rąk perso-nelu, różnią się one fenotypowo od tych odpowiedzialnych za zakażenia u pacjentów [22, 23].
Pomimo że udział dłoni w przenoszeniu P. aerugino-sa i A. baumannii jest mniejszy niż innych bakterii Gram--ujemnych, to higiena rąk zawsze musi być elementem szerszej strategii zapobiegania zakażeniom [24–26]. Należy pamiętać, że stosowanie rękawic bez właściwej dezynfekcji rąk lub posia-danie sztucznych paznokci może być czynnikiem zwiększają-cymi skażenie dłoni bakteriami [23, 27, 28].
Środki ochrony osobistej powinny być stosowane przez personel medyczny podczas opieki nad pacjentami z MDR--GNB z jednym zastrzeżeniem – maseczki konieczne są je-dynie podczas opieki nad pacjentami z mukowiscydozą za-każonymi MDR P. aeruginosa ze względu na możliwe prze-noszenie patogenów drogą powietrzną (obecność bakterii w jądrach kondensacji) [29].
Stosowanie rękawic, masek oraz odzieży ochronnej jest istotnym elementem profilaktyki zakażeń wywoływanych przez MDR Gram-ujemne bakterie – pod warunkiem, że będą one właściwie wykorzystywane. Istnieje wiele dowo-dów, że w trakcie opieki nad pacjentami z MDR-GNB ele-menty odzieży ochronnej ulegają skażeniu i mogą być istot-nym czynnikiem transmisji patogenów na innych pacjen-tów czy do środowiska szpitalnego [28, 30–33].
Wszyscy pacjenci skolonizowani/zakażeni Enterobac-teriaceae i A. baumannii produkującymi karbapenema-zy powinni podlegać izolacji kontaktowej w ciągu 6 godzin od identyfikacji drobnoustroju. Izolacja powinna trwać do końca hospitalizacji [1].
Istnieje niewiele dowodów na to, że izolacja pacjenta w pojedynczej sali zmniejsza poziom endemicznego skaże-nia P. aeruginosa MDR, ale w warunkach epidemii zasto-sowanie izolacji jako części z podejmowanych działań nad kontrolą zakażeń jest powszechne [34, 35].
Brak jest jednomyślnej opinii co do zasadności dedyko-wania personelu do pacjentów kohortowanych, jednak nie-którzy autorzy wskazują na taką konieczność w wieloaspek-towej strategii opanowywania epidemii [6, 36–38].
Grupa Robocza przedstawiła następujące zalecenia doty-czące zapobiegania transmisji:
t pacjenci zakażeni/skolonizowani MDR-GNB
po-winni być hospitalizowani w salach jednoosobo-wych (jeśli są dostępne) z węzłem sanitarnym, z za-chowaniem następującego priorytetu izolacji: – Enterobacteriaceae oporne na karbapenemy, – Acinetobacter baumannii oporne na
karbape-nemy,
– Klebsiella spp. produkujące ESBL,
– Pseudomonas aeruginosa wytwarzające karbape-nemazy,
– Escherichia coli ESBL,
– inne Enterobacteriaceae produkujące ESBL, – Enterobacteriaceae AmpC;
t optymalnie izolacja kontaktowa powinna
obowią-zywać podczas całego pobytu tych chorych w szpi-talu. W Polsce obowiązują w tym względzie zale-cenia NPOA dotyczące postępowania w przypadku identyfikacji w zakładach opieki zdrowotnej szcze-pów bakteryjnych Enterobacteriaceae wytwarzają-cych karbapenemazy typu KPC, MBL oraz OXA-48. W sytuacji pacjenta CPE+ izolacja kontaktowa po-winna być utrzymana do końca hospitalizacji;
t jeśli nie jest dostępna odpowiednia ilość sal chorych, należy kohorotować pacjentów, u których uzyska-no izolaty o tych samych feuzyska-notypowo wzorach opor-ności;
t dla pacjentów zakażonych CPE powinien być dedy-kowany oddzielny personel;
t w trakcie opieki nad chorymi z zakażeniami MDR--GNB należy stosować jednorazowe rękawiczki oraz fartuchy ochronne;
t higiena dłoni jest wymagana: przed i po bezpośred-nim kontakcie z pacjentem, po kontakcie z płynami ciała, śluzówkami i nienaruszoną skórą, po kontak-cie z bezpośrednim otoczeniem chorego, a także nie-zwłocznie po zdjęciu rękawic ochronnych;
t w przypadku, gdy stosuje się kohortowanie pacjen-tów, konieczna jest kontrola przestrzegania higieny rąk przez cały personel;
t osoby odwiedzające pacjenta z MDR-GNB nie
mu-szą zakładać odzieży ochronnej. Powinny nato-miast przestrzegać zasad higieny rąk przed wejściem i po wyjściu z sali chorych [1].
HIGIENA ŚRODOWISKA NIEOŻYWIONEGO
Enterobacteriaceae mogą przetrwać na suchych po-wierzchniach szpitalnych przez godziny lub tygodnie, jed-nak zwraca się uwagę, że zanieczyszczone środowisko nie-ożywione – jako zespół czynników abiotycznych – odgry-wa niewielką rolę w transmisji tych bakterii [39, 40]. Środo-wiskowe źródła zakażenia są okazjonalnie opisywane w li-teraturze i powinny być poszukiwane w przypadku braku obecności konkretnego wektora infekcji [41, 42]. Środowi-sko nieożywione odgrywa za to poważną rolę w transmisji zakażeń w przypadku pałeczek niefermentujących.
Źródła i mechanizmy przenoszenia MDR Pseudomonas aeruginosa są różnorodne. Związek z wilgotnymi źródła-mi w środowisku szpitalnym jest dobrze udokumentowany, chociaż istotna też jest obecność tego patogenu na suchych powierzchniach, w tym pościeli i podłogach, wynosząca od 6 godzin do 16 dni [43]. Rezerwuarem bakterii mogą być też: krany, zlewy, respiratory, nawilżacze powietrza. Syste-my wodne są źródłem zakażenia P. aeruginosa lub wskazują na skażenie środowiskowe z innych źródeł (np. dłoni perso-nelu lub sprzętów medycznych wielokrotnego użytku, któ-re podlegają czyszczeniu w umywalkach służących do my-cia rąk) [44]. Stopień kolonizacji zlewów jest wyższy w OIT niż w oddziałach ogólnych [45]. Opisano epidemie związa-ne z systemami wentylacyjnymi. Sporadyczzwiąza-ne i epidemiczzwiąza-ne szczepy MDR P. aeruginosa mają tendencję do koegzysten-cji, dlatego śledzenie ognisk może być problematyczne, a ich rozróżnienie bez przeprowadzenia typowania molekularne-go – niemożliwe [25].
Acinetobacter baumannii jest bardzo trudny do eradyka-cji ze środowiska szpitalnego i może przetrwać na suchych powierzchniach do kilku miesięcy. Wykazuje szczególną zdolność do przeżycia w kurzu, na poręczach łóżek, w hi-groskopijnych bandażach. Posiada zdolność przeżycia rów-nież w środowisku wilgotnym [46, 47]. Przy opanowywa-niu epidemii A. baumannii często udaje się znaleźć wspólne źródło zakażenia. Przegląd danych pochodzących z 51 szpi-tali wykazał, iż w 25 przypadkach usunięcie lub sterylizacja skażonego wentylatora (lub podobnego sprzętu) albo skażo-nych wilgotskażo-nych przedmiotów przyczyniły się do opanowa-nia epidemii [48].
Protokoły dezynfekcji do czyszczenia powierzchni za-lecają użycie 0,1% podchlorynu sodu (NaOCL) oraz coraz częściej parę z nadtlenku wodoru do końcowej dezynfekcji po wypisie pacjenta [6, 49–52].
Należy zachować ostrożność przy przygotowywaniu, przechowywaniu i stosowaniu preparatów dezynfekcyjnych, gdyż istnieją dowody na ich skażenie przez Pseudomonas aeruginosa [53].
W salach, w których przebywają pacjenci z MDR-GNB, czyszczenie powierzchni powinno być przeprowadzane dwa razy dziennie, a miejsc często dotykanych (np. poręcze łóż-ka) – co 4 godziny [1].
Zalecenia Grupy Roboczej dotyczące higieny środowiska nieożywionego:
t badanie przesiewowe środowiska powinno być roz-ważone w przypadku niewytłumaczalnego rozprze-strzenienia się MDR-GNB lub istnienia potencjalne-go jednepotencjalne-go źródła epidemii;
t skażony sprzęt medyczny powinien być czyszczony (m.in. pozbycie się wydzielin z dróg oddechowych) z dala od bezpośredniej bliskości łóżka pacjenta, w przeznaczonym do tego zlewie, a nie w zlewie słu-żącym do mycia rąk;
t w przypadku stwierdzenia zwiększenia częstości ko-lonizacji lub zakażeń szczepami P. aeruginosa (w tym MDR) u pacjentów, w celu podjęcia decyzji o zain-stalowaniu filtrów lub wymianie kranów należy oce-nić ryzyko zakażenia zgodnie z lokalnymi planami bezpieczeństwa wody;
t końcowa dezynfekcja sal, w których przebywali pa-cjenci z MDR-GNB, powinna być przeprowadzo-na z użyciem podchlorynu sodu (w celu zapobie-gnięcia transmisji bakterii na nowo przyjmowanych chorych);
t należy rozważyć zastosowanie dodatkowej opcji de-zynfekcyjnej (pod postacią pary wodnej z nadtlen-ku wodoru) stosowanej po oczyszczeniu opuszczo-nych pomieszczeń/sal – wykazuje dużą skuteczność na powierzchniach, ale nie w zlewach czy kranach;
t rutynowe stosowanie selektywnej
dekontamina-cji jamy ustnej lub przewodu pokarmowego nie jest
zalecane w celu kontroli nad Gram-ujemnymi bak-teriami MDR (sprzeczne z racjonalną antybiotyko-terapią) [1].
Dekolonizacja pacjenta z A. baumannii – poprzez zasto-sowanie chlorheksydyny na skórę lub polimyksyn bezpo-średnio na rany, doustnie lub w postaci inhalowanego aero-zolu – może być dodatkowym sposobem kontroli zakażeń, ale też jednocześnie czynnikiem rozwoju oporności [54, 55].
PODSUMOWANIE
Wiedza o wieloopornych bakteriach Gram-ujemnych jest istotna i z tego powodu przekazywanie informacji dotyczą-cych zidentyfikowanych pacjentów zakażonych lub skolo-nizowanych jest konieczne w przypadku przenoszenia ich w obrębie jednego szpitala, między szpitalami lub przy wy-pisie do domu. Status chorego względem MDR-GNB powi-nien być jasno określony w karcie informacyjnej.
Pacjent i jego najbliżsi powinni otrzymać ulotkę infor-macyjną o MDR-GNB, aby mieć świadomość, że standar-dowe zasady ochrony przed zakażeniem są wystarczające, by zapobiec rozprzestrzenianiu się bakterii w warunkach domowych.
Z zaleceniami dotyczącymi badań przesiewowych, izo-lacji pacjentów i innych środków ostrożności mających na celu ograniczenie rozprzestrzeniania się wieloopornych bakterii Gram-ujemnych w jednostkach opieki zdrowotnej powinni zapoznać się wszyscy pracownicy szpitalni (perso-nel medyczny i niemedyczny), mający kontakt z pacjentami skolonizowanymi/zakażonymi MDR-GNB. Wytyczne te po-winny stać się narzędziem w dążeniu do osiągnięcia popra-wy jakości usług.
KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono.
PIŚMIENNICTWO
1. Wilson AP, Livermore DM, Otter JA et al. Prevention and control of multi-drug- -resistant Gram-negative bacteria: recommendations from a Joint Working Party. J Hosp Infect 2016;92(Suppl. 1):S1– S44.
2. Novais A, Rodrigues C, Branquinho R et al. Spread of an OmpK36-modified ST15 Klebsiella pneumoniae variant during an outbreak involving multiple car-bapenem-resistant Enterobacteriaceae species and clones. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2012;31(11):3057– 3063.
3. Suh B, Bae IK, Kim J, Jeong SH, Yong D, Lee K. Outbreak of meropenem-resi-stant Serratia marcescens comediated by chromosomal AmpC beta-lactama-se overproduction and outer membrane protein loss. Antimicrob Agents Che-mother 2010;54(12):5057– 5061.
4. García-Fernández A, Miriagou V, Papagiannitsis CC et al. An ertapenem-resi-stant extended-spectrum-beta-lactamase-producing Klebsiella pneumoniae clone carries a novel OmpK36 porin variant. Antimicrob Agents Chemother 2010;54(10):4178– 4184.
5. Zimmerman FS, Assous MV, Bdolah-Abram T, Lachish T, Yinnon AM, Wiener- -Well Y. Duration of carriage of carbapenem-resistant Enterobacteriaceae follo-wing hospital discharge. Am J Infect Control 2013;41(3):190– 194.
6. Enoch DA, Summers C, Brown NM et al. Investigation and management of an outbreak of multidrug-carbapenem-resistant Acinetobacter baumannii in Cambridge, UK. J Hosp Infect 2008;70(2):109– 118.
pharyngeal, and digestive tract colonization by multiresistant Acinetobacter
baumannii in ICU patients. J Hosp Infect 1997;37(4):287– 295.
8. Valencia R, Arroyo LA, Conde M et al. Nosocomial outbreak of infection with pan-drug-resistant Acinetobacter baumannii in a tertiary care university hospi-tal. Infect Control Hosp Epidemiol 2009;30(3):257– 263.
9. Dijkshoorn L, Nemec A, Seifert H. An increasing threat in hospitals: multidrug--resistant Acinetobacter baumannii. Nat Rev Microbiol 2007;5(12):939– 951. 10. Cortes JA, Cuervo SI, Urdaneta AM et al. Identifying and controlling
a multire-sistant Pseudomonas aeruginosa outbreak in a Latin-American cancer centre and its associated risk factors. Braz J Infect Dis 2009;13(2):99– 103.
11. Nagao M, Iinuma Y, Igawa J et al. Control of an outbreak of carbapenem-re-sistant Pseudomonas aeruginosa in a haemato-oncology unit. J Hosp Infect 2011;79(1):49– 53.
12. Lerner A, Romano J, Chmelnitsky I, Navon-Venezia S, Edgar R, Carmeli Y. Rec-tal swabs are suitable for quantifying the carriage load of KPC-producing carbapenem-resistant Enterobacteriaceae. Antimicrob Agents Chemother 2013;57(3):1474– 1479.
13. Apisarnthanarak A, Warren DK. Screening for carbapenem-resistant
Acineto-bacter baumannii colonization sites: an implication for combination of
hori-zontal and vertical approaches. Clin Infect Dis 2013;56(7):1057– 1059. 14. Bratu S, Landman D, Haag R et al. Rapid spread of carbapenem resistant
Kleb-siella pneumoniae in New York city: a new threat to our antibiotic
armamenta-rium. Arch Intern Med 2005;165(12):1430– 1435.
15. Harris AD, Nemoy L, Johnson JA et al. Co-carriage rates of vancomycin-resi-stant Enterococcus and extended-spectrum beta-lactamase-producing bacte-ria among a cohort of intensive care unit patients: implications for an active surveillance program. Infect Control Hosp Epidemiol 2004;25(2):105– 108. 16. Tacconelli E, Cataldo MA, Dancer SJ et al. ESCMID guidelines for the
mana-gement of the infection control measures to reduce transmission of multi-drug-resistant Gram-negative bacteria in hospitalized patients. Clin Microbiol Infect 2014;20(Suppl. 1):S1– S55.
17. van Belkum A, Tassios PT, Dijkshoorn L et al. Guidelines for the validation and application of typing methods for use in bacterial epidemiology. Clin Micro-biol Infect 2007;13(Suppl. 3):S1– S46.
18. Siegel JD, Rhinehart E, Jackson M, Chiarello L; Health Care Infection Control Practices Advisory Committee. 2007 guideline for isolation precautions: pre-venting transmission of infectious agents in health care settings. Am J Infect Control 2007;35(Suppl. 2):S65– S164.
19. ECDC technical report. Risk assessment on the spread of carbapenemase-pro-ducing Enterobacteriaceae (CPE) through patient transfer between health-care facilities, with special emphasis on cross-border transfer. ECDC (online) 2011; http://ecdc.europa.eu/en/publications/Publications/110913_Risk_as-sessment_resistant_CPE.pdf
20. Boyce JM, Pittet D; Healthcare Infection Control Practices Advisory Commit-tee et al. Guideline for hand hygiene in health-care settings: recommenda-tions of the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee and the HICPAC/SHEA/APIC/IDSA Hand Hygiene Task Force. Infect Control Hosp Epidemiol 2002;23(Suppl. 12):S3– S40.
21. Robustillo Rodela A, Díaz-Agero Pérez C, Sanchez Sagrado T, Ruiz-Garbajosa P, Pita López MJ, Monge V. Emergence and outbreak of carbapenemase-pro-ducing KPC-3 Klebsiella pneumoniae in Spain. September 2009 to Februrary 2010: control measures. Euro Surveill 2012;17(7).
22. Larson EL, Cimiotti JP, Haas J et al. Gram-negative bacilli associated with cathe-ter-associated and non-cathecathe-ter-associated bloodstream infection and hand carriage by healthcare workers in neonatal intensive care units. Pediatr Crit Care Med 2005;6(4):457– 461.
23. Casewell MW, Desai N. Survival of multiply-resistant Klebsiella aerogenes and other Gram-negative bacilli on finger-tips. J Hosp Infect 1983;4(4):350– 360. 24. Widmer AF, Wenzel RP, Trilla A, Bale MJ, Jones RN, Doebbeling BN.
Outbre-ak of Pseudomonas aeruginosa infections in a surgical intensive care unit: probable transmission via hands of a health care worker. Clin Infect Dis 1993;16(3):372– 376.
25. Crivaro V, Di Popolo A, Caprio A et al. Pseudomonas aeruginosa in a neonatal intensive care unit: molecular epidemiology and infection control measures. BMC Infect Dis 2009;9:70.
26. Roberts SA, Findlay R, Lang SD. Investigation of an outbreak of multi-drug re-sistant Acinetobacter baumannii in an intensive care burns unit. J Hosp Infect 2001;48(3):228– 232.
27. Moolenaar RL, Crutcher JM, San Joaquin VH et al. A prolonged outbreak of P. aeruginosa in a neonatal intensive care unit: did staff fingernails play a role in disease transmission? Infect Control Hosp Epidemiol 2000;21(2):80– 85.
to healthcare workers’ gloves and gowns after patient contact increases with environmental contamination. Crit Care Med 2012;40(4):1045– 1051. 29. Saiman L. Infection prevention and control in cystic fibrosis. Curr Opin Infect
Dis 2011;24(4):390– 395.
30. Loveday HP, Lynam S, Singleton J, Wilson J. Clinical glove use: healthcare wor-kers’ actions and perceptions. J Hosp Infect 2014;86(2):110– 116.
31. Babb JR, Davies JG, Ayliffe GA. Contamination of protective clothing and nur-ses’ uniforms in an isolation ward. J Hosp Infect 1983;4(2):149– 157. 32. Wilson JA, Loveday HP, Hoffman PN, Pratt RJ. Uniform: an evidence review of
the microbiological significance of uniforms and uniform policy in the pre-vention and control of healthcare associated infections. Report to the Depart-ment of Health (England). J Hosp Infect 2007;66(4):301– 307.
33. Morgan DJ, Liang SY, Smith CL et al. Frequent multidrug-resistant
Acinetobac-ter baumannii contamination of gloves, gowns, and hands of healthcare
wor-kers. Infect Control Hosp Epidemiol 2010;31(7):716– 721.
34. Kohlenberg A, Weitzel-Kage D, van der Linden P et al. Outbreak of carbape-nem-resistant Pseudomonas aeruginosa infection in a surgical intensive care unit. J Hosp Infect 2010;74(4):350– 357.
35. Peña C, Suarez C, Tubau F et al. Nosocomial spread of Pseudomonas aeruginosa producing the metallo-beta-lactamase VIM-2 in a Spanish hospital: clinical and epidemiological implications. Clin Microbiol Infect 2007;13(10):1026– 1029. 36. Schwaber MJ, Carmeli Y. An ongoing national intervention to
conta-in the spread of carbapenem-resistant Enterobacteriaceae. Clconta-in Infect Dis 2014;58(5):697– 703.
37. Kochar S, Sheard T, Sharma R et al. Success of an infection control program to reduce the spread of carbapenem-resistant Klebsiella pneumoniae. Infect Control Hosp Epidemiol 2009;30(5):447– 452.
38. Landrum ML, Murray CK. Ventilator associated pneumonia in a military de-ployed setting: the impact of an aggressive infection control program. J Trau-ma 2008;64(Suppl. 2):S123– S127.
39. Nseir S, Blazejewski C, Lubret R, Wallet F, Courcol R, Durocher A. Risk of acqu-iring multidrug-resistant Gram-negative bacilli from prior room occupants in the intensive care unit. Clin Microbiol Infect 2011;17(8):1201– 1208. 40. Ajao AO, Johnson JK, Harris AD et al. Risk of acquiring extended spectrum
beta-lactamase-producing Klebsiella species and Escherichia coli from prior room occupants in the intensive care unit. Infect Control Hosp Epidemiol 2013;34(5):453– 458.
41. Wang SA, Levine RB, Carson LA et al. An outbreak of Gram-negative bacte-remia in hemodialysis patients traced to hemodialysis machine waste drain ports. Infect Control Hosp Epidemiol 1999;20(11):746– 751.
42. Bancroft EA, English L, Terashita D, Yasuda L. Outbreak of Escherichia coli in-fections associated with a contaminated transesophageal echocardiography probe. Infect Control Hosp Epidemiol 2013;34(10):1121– 1123.
43. Kramer A, Schwebke I, Kampf G. How long do nosocomial pathogens persist on inanimate surfaces? A systematic review. BMC Infect Dis 2006;6:130. 44. Loveday HP, Wilson JA, Kerr K, Pitchers R, Walker JT, Browne J. Association
be-tween healthcare water systems and Pseudomonas aeruginosa infections: a rapid systematic review. J Hosp Infect 2014;86(1):7– 15.
45. Dancer SJ, Coyne M, Robertson C, Thomson A, Guleri A, Alcock S. Antibiotic use is associated with resistance of environmental organisms in a teaching hospital. J Hosp Infect 2006;62(2):200– 206.
46. Jawad A, Seifert H, Snelling AM, Heritage J, Hawkey PM. Survival of
Acineto-bacter baumannii on dry surfaces: comparison of outbreak and sporadic
isola-tes. J Clin Microbiol 1998;36(7):1938– 1941.
47. Wendt C, Dietze B, Dietz E, Rüden H. Survival of Acinetobacter baumannii on dry surfaces. J Clin Microbiol 1997;35(6):1394– 1397.
48. Villegas MV, Hartstein AI. Acinetobacter outbreaks, 1977– 2000. Infect Control Hosp Epidemiol 2003;24(4):284– 295.
49. Denton M, Wilcox MH, Parnell P et al. Role of environmental cleaning in con-trolling an outbreak of Acinetobacter baumannii on a neurosurgical intensive care unit. J Hosp Infect 2004;56(2):106– 110.
50. Chmielarczyk A, Higgins PG, Wojkowska-Mach J et al. Control of an outbre-ak of Acinetobacter baumannii infections using vaporized hydrogen peroxide. J Hosp Infect 2012;81(4):239– 245.
51. Manian FA, Griesenauer S, Senkel D et al. Isolation of Acinetobacter baumannii complex and methicillin-resistant Staphylococcus aureus from hospital rooms following terminal cleaning and disinfection: can we do better? Infect Control Hosp Epidemiol 2011;32(7):667– 672.
52. Ray A, Perez F, Beltramini AM et al. Use of vaporized hydrogen peroxide decon-tamination during an outbreak of multidrug-resistant Acinetobacter
bauman-nii infection at a long-term acute care hospital. Infect Control Hosp Epidemiol
spray cleaning of floors in hospital wards. J Hosp Infect 1987;9(2):151– 157. 54. Urban C, Segal-Maurer S, Rahal JJ. Considerations in control and treatment
of nosocomial infections due to multidrug-resistant Acinetobacter baumannii. Clin Infect Dis 2003;36(10):1268– 1274.
ne susceptibility in organisms causing central line-associated bloodstream in-fections. Infect Control Hosp Epidemiol 2014;35(9):1183– 1186.
