Med. Weter. 2013, 69 (11) 678
Praca oryginalna Original paper
W ostatnich latach ubiegłego wieku klasyczne me-tody mikrobiologicznej diagnostyki gruźlicy u ludzi i zwierząt uzupełniono metodami, których podstawą są techniki biologii molekularnej (4, 5). Postępy dotyczą jednak głównie diagnostyki laboratoryjnej. Przyżyciowe rozpoznawanie gruźlicy bydlęcej ba-zuje na metodach odkrytych niemal równocześnie z poznaniem czynnika chorobotwórczego. Metody te, z pewnymi tylko modyfikacjami, stosowane są do chwili obecnej. W 2013 r. mija ponad 100 lat od wpro-wadzenia tuberkuliny do praktyki weterynaryjnej, jako narzędzia diagnostycznego stosowanego u zwierząt (10, 17).
Diagnostyka przyżyciowa gruźlicy u zwierząt wy-łącznie na podstawie obrazu klinicznego jest bardzo trudna i możliwa jedynie w zaawansowanych przy-padkach choroby. Dominuje kaszel o różnym stopniu nasilenia, utrudniony oddech, a osłuchowo szmery i rzężenia. U bydła praktycznie nie można klinicznie diagnozować i odróżniać gruźlicy od paratuberkulozy, a forma kliniczna obu chorób jest zainicjowana wy-stępującymi w otoczeniu zwierząt czynnikami uspo-sabiającymi. Zwykle są to: ciąża i poród, nagły stres lub zmiana systemu żywienia (8). Na obecnym etapie wiedzy zwalczania i kontrolowania gruźlicy u zwierząt
gospodarskich nie dochodzi zwykle do uogólnienia procesu chorobowego. Stąd zmiany gruźlicze zloka-lizowane pozapłucnie, jako gruźlica kości, stawów czy układu rozrodczego, są obecnie rzadko spotykane.
Od kilkudziesięciu lat podstawą diagnostyki przy-życiowej jest test tuberkulinowy. W chwili obecnej jedynymi preparatami stosowanymi w praktyce wete-rynaryjnej do alergicznej diagnostyki gruźlicy bydlę-cej w Polsce są produkty Bovitubal 28000 i Avitubal 28000, produkcji czeskiej. Ich stosowanie opiera się na iniekcji objętości 0,1 ml biopreparatu. Jest to obję-tość dwa razy mniejsza od podawanej wcześniej, przy stosowaniu tuberkulin polskich. Wynika stąd szereg pomyłek w praktyce i iniekcji nowego biopreparatu w dawkach dwukrotnie większych od wymaganych. W niektórych przypadkach może to skutkować fał-szywie dodatnimi wynikami testów tuberkulinowych. Stosowana obecnie objętość 0,1 ml daje, niestety, możliwość liczniejszych pomyłek, a charakterystyczny „groszek” po iniekcji jest znacznie mniejszy (8, 22).
Test ten obarczony jest możliwością popełniania wielu innych pomyłek. Najczęściej notowanym błędem jest niewłaściwa (podskórna) iniekcja tuberkuliny. Błędy mogą wynikać także z nieprawidłowego od-czytania pomiaru grubości fałdu przed iniekcją i przy odczycie rezultatów testu. W praktyce weterynaryjnej najczęściej wynika to ze złego przygotowania miejsca
Wstępne badania nad przydatnością ELISA
w diagnostyce serologicznej gruźlicy bydła w Polsce*
)
MAREK LIPIEC, MONIKA KRAJEWSKA, KRZYSZTOF SZULOWSKI
Zakład Mikrobiologii, Państwowy Instytut Weterynaryjny – Państwowy Instytut Badawczy w Puławach, Al. Partyzantów 57, 24-100 Puławy
Lipiec M., Krajewska M., Szulowski K.
Preliminary studies of the usefulness of ELISA in serological diagnosis of bovine tuberculosis in Poland Summary
The aim of the study was to perform a preliminary evaluation of the ELISA test for the diagnosis of bovine tuberculosis in Polish conditions. The Idexx kit of immunoassays for detecting the presence of antibodies specific for Mycobacterium bovis in samples of cattle’s blood serum and plasma was used to examine a total of 50 serum samples from clinically healthy animals, 44 sera from cows with previous positive result of tuberculin tests, but negative in microbiological examination, 25 sera from animals from whose tissues strains of Mycobacterium bovis had been isolated (including 10 sera from cows with characteristic tuberculous lesions and 15 sera from animals without these lesions), and 16 serum samples from animals reacting positively for Johne’s disease. On the basis of the results of these examinations, the specificity of the test was determined at 100% and sensitivity at 90%. There were no cross-reactions, and the results indicate that the ELISA Idexx kit may be used as an important diagnostic tool in the diagnosis of bovine tuberculosis.
Keywords: bovine tuberculosis, ELISA, serological diagnosis
*) Publikacja dofinansowana przez Ministerstwo Nauki i Szkolnictwa Wyż-szego w ramach programu Index Plus, nr umowy 77/JxP/dem 2012.
Med. Weter. 2013, 69 (11) 679 iniekcji. Podskórne podanie tuberkuliny może
skutko-wać, z jednej strony, wynikami fałszywie ujemnymi wskutek braku odpowiedniego zgrubienia w miejscu iniekcji, z drugiej zaś – wynikami fałszywie dodatnimi, kiedy minimalny odczyn określany jako ograniczony i twardy, jest interpretowany jako rozlany (8, 11). Test tuberkulinowy obarczony jest także znacznym odsetkiem wyników fałszywie dodatnich pomimo prawidłowego wykonania. Z badań własnych wynika, że wyniki laboratoryjnej diagnostyki mikrobiologicz-nej w badaniu próbek pochodzących od 20% do 50% zwierząt eliminowanych z hodowli nie potwierdzają wcześniejszych, ewidentnie dodatnich wyników tego testu (8). Ponadto test tuberkulinowy nie może być wykonywany częściej niż co 42 dni.
W związku ze wspomnianymi trudnościami tech-nicznymi i interpretacyjnymi istnieje potrzeba wpro-wadzenia do praktyki weterynaryjnej szybkiego testu serologicznego, będącego uzupełnieniem badań tuber-kulinowych. Rozporządzeniem Komisji nr 1226/2002/ WE, do praktyki weterynaryjnej dopuszczono stoso-wanie, jako testu dodatkowego, testu gamma interfe-ronowego, opisanego w rozdziale 2.4.7. Manual OIE (13, 16). Test polega na pomiarze poziomu gamma interferonu uwolnionego pod wpływem swoistych antygenów (tuberkulin PPD) przez uczulone, żywe limfocyty pełnej krwi. Wzajemny stosunek poziomu gamma interferonu wydzielonego w próbie kontrolnej, próbie z tuberkuliną PPD ptasią i tuberkuliną PPD bydlęcą decyduje o klasyfikowaniu zwierzęcia jako wolnego od zakażenia lub podejrzanego o gruźlicę bydlęcą (15). Testy te są dostępne w handlu jako gotowe zestawy diagnostyczne dla bydła (Bovigam) i naczelnych (Primagam) (2, 3).
Test ELISA, czyli test immunoenzymatyczny lub immunoenzymosorbcyjny, to w ostatnich latach jeden z najpowszechniej stosowanych testów w badaniach, zarówno naukowych, jak i diagnostycznych, w tym w odniesieniu do wielu chorób zakaźnych. Na całym świecie trwają obecnie prace nad wprowadzeniem do praktyki weterynaryjnej testu ELISA do rozpozna-wania gruźlicy u bydła (20, 23). Jednym z gotowych zestawów jest ELISA Mycobacterium Bovis Antibody Test Kit, firmy Idexx.
Celem badań było wstępne określenie przydatności w warunkach polskich zestawu ELISA firmy Idexx do serologicznej diagnostyki gruźlicy bydła.
Materiał i metody
Test ELISA. W badaniach użyto gotowego zestawu
immunoenzymatycznego firmy Idexx przeznaczonego do wykrywania obecności przeciwciał swoistych dla
Myco-bacterium bovis w próbkach surowicy i osocza krwi bydła.
Badanie przeprowadza się bezpośrednio na płytce testowej, zawierającej 96 dołków opłaszczonych rekombinowanym antygenem M. bovis. Test wykonywano zgodnie z procedu-rą opisaną przez producenta, a mianowicie: płytkę lub jej
część przygotowano do wykonania badania, zaś pozostałą, nie używaną część płytki zabezpieczano i przenoszono do chłodziarki (2-8°C). Do odpowiednich dołków dodawano 100 µl przygotowanej, rozcieńczonej 1 : 100 próbki suro-wicy (w powtórzeniu lub pojedynczo) oraz rozcieńczonych surowic kontrolnych – dodatniej i ujemnej. Płytkę przykry-wano i inkuboprzykry-wano w 18-26°C przez 60 min. (± 5 min.). Płyn z dołków aspirowano i przemywano poprzez doda-nie do każdego dołka około 300 µl roztworu do płukania (łącznie 3-5 płukań). Dodawano do każdego dołka 100 µl koniugatu HRPO i po inkubacji w 18-26°C przez 30 min. (± 2 min.) ponownie płukano, a następnie dodawano 100 µl substratu TMB do każdego dołka. Po 15-minutowej inku-bacji reakcję zatrzymywano i wykonywano odczyt przy długości fali 450 nm. Test uważano za wykonany prawi-dłowo, jeżeli średnia wartość absorbancji (OD) dla suro-wicy kontrolnej dodatniej wynosiła co najmniej 0,300, zaś średnia wartość dla surowicy kontrolnej ujemnej nie była wyższa niż 0,200. Wyniki obliczano wyznaczając wartość S/P, równą ilorazowi różnicy między wartością OD dla badanej próbki surowicy a średnią wartością OD dla suro-wicy kontrolnej ujemnej i różnicy średniej wartości OD dla surowicy kontrolnej dodatniej i średniej wartości OD dla surowicy kontrolnej ujemnej. Każdą wartość S/P większą lub równą 0,300 uważano za wartość dodatnią, zaś próbki, dla których wartość S/P była niższa niż 0,300 uznawano za ujemne.
Surowice badane. W badaniach użyto łącznie 50 próbek
surowic pochodzących od zwierząt klinicznie zdrowych, 44 surowice od krów, u których stwierdzono dodatni wynik testu tuberkulinowego pojedynczego i porównawczego, jednakże wynik badania mikrobiologicznego był ujem-ny, 25 surowic od krów, z tkanek których wyodrębniono szczepy M. bovis, w tym 10 surowic od krów, w tkankach których stwierdzono charakterystyczne zmiany gruźlicze i 15 surowic od zwierząt bez charakterystycznych zmian anatomopatologicznych oraz 16 próbek surowic od zwie-rząt reagujących dodatnio w testach serologicznych w kie-runku paratuberkulozy. Wszystkie próbki surowic badano w dwóch powtórzeniach.
Wyniki i omówienie
Zbiorcze wyniki badania przedstawiono w tab. 1, z podaniem liczby zwierząt badanych (n) oraz średnich wartości OD i zakresu wartości dla każdej z grup. Jak wynika z danych tabeli, wartości kontroli dodatniej i ujemnej wskazują na prawidłowość wykonania testu. W każdym przypadku uzyskana wartość dla surowicy kontrolnej dodatniej wynosiła co najmniej 0,300, zaś średnia wartość dla surowicy kontrolnej ujemnej nie przekraczała 0,200.
W grupie surowic pochodzących od bydła zdrowego średnie wartości OD w badaniu pierwszym i drugim wynosiły, odpowiednio, 0,067 oraz 0,085. W żadnym przypadku nie stwierdzono wyników fałszywie do-datnich, zaś uzyskane wartości były nieco niższe niż wartości kontroli ujemnej.
Interesujące wyniki uzyskano w grupie zwierząt wykazujących dodatnie odczyny w teście
tuberkuli-Med. Weter. 2013, 69 (11) 680
nowym, ale z ujemnym wynikiem badania mikrobio-logicznego próbek pochodzących od tych zwierząt. W obu badaniach uzyskano wartości zbliżone do tych, jakie stwierdzono u bydła zdrowego (w badaniu I – 0,077, w badaniu II – 0,092), a wyniki tego badania były w każdym przypadku ujemne i jednoznacznie wskazywały, że rezultaty wcześniej wykonanych tes- tów tuberkulinowych były fałszywie dodatnie.
W badaniach próbek surowic pochodzących z grup zwierząt, od których wyizolowano szczep M. bovis (ze zmianami i bez zmian anatomopatologicznych), stwier-dzono, że w 45 spośród 50 pomiarów dodatnie wyniki testu potwierdzały istnienie choroby. Niepokojące jest, że w pięciu przypadkach uzyskane wartości nakazy-wały kwalifikować badane próbki jako ujemne, choć usytuowane one były blisko wartości cut-off.
W grupie próbek pochodzących od zwierząt z wcze-śniejszym, dodatnim wynikiem testów serologicznych w kierunku paratuberkulozy stwierdzono, że wszyst-kie uzyskane wyniki były ujemne i brak było reakcji krzyżowych, jakie mogą mieć miejsce np. w teście tuberkulinowym, w stadach zakażonych M. avium ssp.
paratuberculosis.
Na podstawie uzyskanych wyników swoistość badanego testu, liczoną jako iloraz wartości praw-dziwie ujemnych przez sumę prawpraw-dziwie ujemnych i fałszywie dodatnich, określono na 100%, zaś czułość (iloraz prawdziwie dodatnich przez sumę prawdziwie dodatnich i fałszywie ujemnych) określono na 90%.
Jedynym testem serologicznym, który może być zastosowany obecnie w przyżyciowej diagnostyce gruźlicy bydlęcej jest test gamma interferonowy. We wcześniejszych badaniach własnych oceniano jego przydatność w przyżyciowej diagnostyce tej choroby. Test ten wykazuje szereg niedoskonałości. Istotnym i newralgicznym warunkiem prawidłowego wykona-nia badawykona-nia i miarodajności wyników jest pozyskanie i transport krwi. Krew musi być pobrana w objętości co najmniej 5 ml na antykoagulant – heparynę i przesłana w odpowiednich warunkach i dostatecznie szybko
do laboratorium diagnostycznego, nie później niż 30 godz. od pobrania. W przeciwnym wypadku znacząco rośnie liczba wyników fałszywie ujemnych. Ważne jest, aby krew zawierała żywe krwinki białe, zdolne do reagowania na dodane w trakcie badania mitogeny. Pierwszy etap wykonania tego testu – inkubacja próbki krwi z tuberkulinami PPD bydlęcą i ptasią, musi być wykonany niezwłocznie po jej otrzymaniu.
Niektórzy autorzy uznają, że test gamma interfe-ronowy posiada czułość zbliżoną do testu tuberku-linowego. Istnienie zakażenia organizmu zwierzęcia wykrywane jest w podobnym czasie po wniknięciu prątków do organizmu, jak w teście tuberkulinowym. Należy jednak brać pod uwagę, że u zwierząt zaka-żonych swoiście prątkiem typu bydlęcego wykonany wcześniej test tuberkulinowy może stymulować reak-cje w teście gamma interferonowym (21). Uzyskane wyniki wskazują, że test gamma interferonowy może dać wyniki fałszywie ujemne nawet w przypadkach późniejszego wyodrębnienia M. bovis. Interpretację wyników należy przeprowadzać w kontekście do-stępnej historii badań w kierunku gruźlicy w stadzie, informacji epidemiologicznych i klinicznych (2, 12). Inne testy serologiczne nie mają obecnie większego znaczenia praktycznego w przyżyciowym rozpozna-waniu gruźlicy bydlęcej (9).
Testy ELISA próbuje zastosować się do diagnostyki gruźlicy bydlęcej dopiero od niedawna. Ze względu na różnorodność stosowanych w nich antygenów, trudno jest porównywać wyniki uzyskiwane przez różne laboratoria (18, 19). Czułość ELISA jest często porównywana do czułości OWD, jednakże uznaje się, że test ten posiada znacznie większą wartość w rozpo-znawaniu wczesnych zakażeń bezobjawowych. Brak reakcji może dotyczyć głównie zwierząt we wczesnym stadium zakażenia, zanim zostaną wytworzone swo-iste, wiążące antygen przeciwciała, a także w stadium anergii oraz w wyniku utworzenia w przebiegu za-każenia kompleksów immunologicznych skutecznie maskujących swoiste przeciwciała oraz antygen (14). Tab. 1. Wyniki badania próbek surowic bydła w kierunku gruźlicy
Numer badania
Liczba surowic badanych, średnie wartości OD 450 w poszczególnych grupach oraz zakres wartości
Kontrola
dodatnia Kontrola ujemna zdroweBydło
Bydło dodatnie w teście tuberkulinowym
Bydło z dodatnim wynikiem badania
bakteriologicznego Bydło z dodatnim wynikiem badania na paratuberkulozę Bydło ze zmianami anatomopatologicznymi charakterystycznymi dla gruźlicy
Bydło bez zmian anatomopatologicznych charakterystycznych dla gruźlicy I 0,985n = 2 (0,997-0,973) n = 2 0,0955 (0,094-0,096) n = 50 0,067 (0,054-0,086) n = 44 0,077 (0,056-0,107) n = 10 0,537 (0,306-0,802)* n = 15 0,843 (0,355-1,112)** n = 16 0,081 (0,067-0,096) II 1,465n = 2 (1,537-1,393) n = 2 0,101 (0,096-0,106) n = 50 0,085 (0,064-0,103) n = 44 0,092 (0,068-0,122) n = 10 0,698 (0,462-0,976) n = 15 1,040 (0,862-1,316) n = 16 0,093 (0,087-0,116) Objaśnienia: * – współczynnik S/P dla czterech surowic o wartościach absorbancji 0,306, 0,321, 0,426 i 0,477 wyniósł poniżej 0,300, co kwalifikowało je jako ujemne; ** – współczynnik S/P dla jednej surowicy, o wartości absorbancji 0,355 wyniósł poniżej 0,300, co kwalifikowało ją jako ujemną.
Med. Weter. 2013, 69 (11) 681 Większość opracowywanych obecnie zestawów ELISA,
podobnie jak oceniany, zawiera w swoim składzie także płyny do preabsorpcji. Są to zawiesiny lub prze-sącze hodowli M. phlei lub innych prątków szybko rosnących, a ich rola sprowadza się do wychwycenia z surowicy przeciwciał nieswoistych. Postępowanie to może jednak mieć wpływ na czułość całości badania, obniżając ją (9). Z drugiej strony, mimo zastosowania preabsorpcji, możliwe jest uzyskanie pewnego odsetka wyników fałszywie dodatnich, spowodowanych krzy-żowymi reakcjami z bakteriami z rodzajów Nocardia i Corynebacterium.
Uzyskane wyniki wskazują, że oceniany test ELISA może stanowić narzędzie diagnostyczne w rozpozna-waniu gruźlicy bydlęcej. Jest mniej czasochłonny i skomplikowany niż test gamma interferonowy, a wyniki są łatwiejsze do interpretacji. Wcześniej test ELISA z powodzeniem został zaadaptowany do diagnostyki paratuberkulozy bydła, a jego wyniki są podstawą zwalczania choroby (1). Na uwadze należy mieć jednak fakt, że obecnie jedynym, w pełni aprobo-wanym testem, w świetle obowiązujących przepisów, dotyczących zwalczania gruźlicy bydlęcej jest test tuberkulinowy. Wydaje się jednak, że testy serologicz-ne, a szczególnie ELISA, mogą stanowić narzędzie pomocnicze w diagnostyce gruźlicy, głównie w celu potwierdzenia istniejącego zakażenia. Do wyciągnięcia ostatecznych wniosków należałoby powtórzyć badania na znacznie szerszym materiale. Badania z jego uży-ciem mogłyby być stosowane pomiędzy kolejnymi badaniami tuberkulinowymi, zgodnie ze schematem zamieszczonym na ryc. 1. Najdogodniejszy moment to czas pomiędzy pojedynczym testem tuberkulino-wym, z wynikiem dodatnim lub wątplituberkulino-wym, a ko-lejnym testem porównawczym (A). Test mógłby być wykonywany także pomocniczo, jeżeli lekarz już po pierwszym badaniu tuberkulinowym nie ma wątpli-wości co do swoistości reakcji (B), lub po kolejnych badaniach testem porównawczym w celu wyjaśnienia statusu zwierzęcia (C).
Piśmiennictwo
1. Colgrove G. S., Thoen G. O., Blackburn B. O., Murphy C. D.: Paratuber- culosis in cattle: a comparison of three serologic tests with results of fecal culture. Vet. Microbiol. 1989, 19, 183-187.
2. Faye S., Moyen J. L., Gares H., Benet J. J., Garin-Bastuji B., Boschiroli
M. L.: Determination of decisional cut-off values for the optimal diagnosis of
bovine tuberculosis with a modified IFNγ assay (Bovigam®) in a low preva-lence area in France. Vet. Microbiol. 2011, 151, 60-67.
3. Garcia M. A., Yee J., Bouley D. M., Moorhead R., Lerche N. W.: Diagnosis of tuberculosis in macaques, using whole-blood in vitro interferon-gamma (PRIMAGAM) testing. Comp. Med. 2004, 54, 86-92.
4. Issa R., Mohd Hassan N. A., Abdul H., Hashim S. H., Seradja V. H., Abdul
Sani A.: Detection and discrimination of Mycobacterium tuberculosis complex.
Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2012, 72, 62-67.
5. Kazwala R. R., Kusiluka L. J., Sinclair K., Sharp J. M., Daborn C. J.: The molecular epidemiology of Mycobacterium bovis infections in Tanzania. Vet. Microbiol. 2006, 25, 201-210.
6. Kita J., Anusz K.: Rozpoznawanie gruźlicy bydła. Życie Wet. 2009, 84, 467-473.
7. Lauzi S., Pasotto D., Amadori M., Archetti I. L., Poli G., Bonizzi L.: Evalua- tion of the specificity of the gamma-interferon test in Italian bovine tubercu-losis-free herds. Vet. J. 2000, 160, 17-24.
8. Lipiec M.: Gruźlica bydła w Polsce. Wyd. PIWet-PIB, Puławy 2008, s. 36. 9. Lipiec M.: Metody i testy stosowane w praktyce do rozpoznawania zakażeń
prątkami kwasoopornymi u zwierząt domowych i dzikich. Wyd. PIWet-PIB, Puławy 2011, s. 43.
10. Lipiec M.: Tuberkuliny i test tuberkulinowy u zwierząt domowych. Wyd. PIWet.-PIB, Puławy 2010, s. 6.
11. Lipiec M., Pilaszek J.: Instrukcja laboratoryjnej diagnostyki gruźlicy by- dlęcej. Zakład Mikrobiologii Państwowego Instytutu Weterynaryjnego – Państwowego Instytutu Badawczego w Puławach, 2007, s. 14.
12. Lipiec M., Weiner M., Krajewska M.: Gamma Interferon test in cows with positive results of tuberculin test. 31st Annual Congress of the European Society of Mycobacteriology, ESM, 4-7 July, 2010, Bled Slovenia. Abstract Book, s. 213.
13. Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestial Animals 2012, Chapter 2.4.7. Bovine tuberculosis.
14. Molicotti P., Bua A., Cannas S., Ruggeri M., Mura A., Zanetti S.: Preliminary data of different methods for the indirect diagnosis of Mycobacterium bovis infection. New Microbiol. 2011, 34, 323-325.
15. Okafor C. C., Grooms D. L., Bolin S. R., Gravelyn T. D., Kaneene J. B.: Effect of transportation, time of sampling, and lymphocyte numbers on gamma interferon response to Mycobacterium bovis in cattle at time of slaughter. J. Vet. Diagn. Invest. 2013, 25, 248-253.
16. Rozporządzenie Komisji (WE) nr 1226/2002 z dnia 8 lipca 2002 r. zmieniające załącznik B do dyrektywy Rady 64/432/EWG.
17. Sobiech T.: Gruźlica zwierząt. PWRiL, Warszawa 1975, s. 135.
18. Souza I. I., Melo E. S., Ramos C. A., Farias T. A., Osório A. L., Jorge K. S.,
Vidal C. E., Silva A. S., Silva M. R., Pellegrin A. O., Araújo F. R.: Screening
of recombinant proteins as antigens in indirect ELISA for diagnosis of bovine tuberculosis. Springerplus 2012, 1, 77.
19. Waters W. R., Buddle B. M., Vordermeier H. M., Gormley E., Palmer M. V.,
Thacker T. C., Bannantine J. P., Stabel J. R., Linscott R., Martel E., Milian F., Foshaug W., Lawrence J. C.: Development and evaluation of an enzyme-linked
immunosorbent assay for use in the detection of bovine tuberculosis in cattle. Clin. Vaccine Immunol. 2011, 8, 1882-1888.
20. Whelan C., Shuralev E., Kwok H. F., Kenny K., Duignan A., Good M., Davis
W. C., Clarke J.: Use of a multiplex enzyme-linked immunosorbent assay to
detect a subpopulation of Mycobacterium bovis-infected animals deemed negative or inconclusive by the single intradermal comparative tuberculin skin test. J. Vet. Diagn. Invest. 2011, 23, 499-503.
21. Whipple D. L., Palmer M. V., Slaughter R. E., Jones S. L.: Comparison of pu-rified protein derivatives and effect of skin testing on results of a commercial gamma interferon assay for diagnosis of tuberculosis in cattle. J. Vet. Diagn. Invest. 2001, 13, 117-122.
22. Zarden C. F., Marassi C. D., Carvalho A. C., Figueiredo E. E., Lilenbaum W.: Bacteriological and molecular detection of Mycobacterium bovis in cattle with inconclusive results to intradermal tuberculin tests. Epidemiol. Infect. 2012, 25, 1-4.
23. Zarden C. F., Marassi C. D., Oelemann W., Lilienbaum W.: A complementary diagnosis of naturally occurring tuberculosis in water buffaloes (Bubalus bubalis) in Rio de Janeiro using a MPB70-ELISA, Brazil. Trop. Anim. Health Prod. 2012, 4, 13-18.
Adres autora: dr Marek Lipiec, Al. Partyzantów 57, 24-100 Puławy; e-mail: mlipiec@piwet.pulawy.pl
Ryc. 1. Możliwość zastosowania testu ELISA w diagnostyce gruźlicy bydlęcej, w obecnym schemacie badań tuberkuli-nowych
Pojedynczy test tub. (bydlęca PPD)
Eliminacja Eliminacja
Kolejny porównwczy test po 42 dniach Porównawczy test po 42 dniach Eliminacja (nie ma wątpliwości co do swoistości reakcji) (+) (+ lub +/–) (+/–) (+) A B C
