Medycyna Weterynaryjna - Summary Medycyna Wet. 64 (11), 1344-1348, 2008

Praca oryginalna Original paper

Kiszonka z ca³ych roœlin kukurydzy jest najbardziej wartoœciow¹ pasz¹ objêtoœciow¹, spe³niaj¹c¹ wyma-gania pokarmowe krów mlecznych i byd³a opaso-wego w odniesieniu do zawartoœci energii, wielkoœci dowolnego pobrania oraz wartoœci wype³nieniowej (30). Jakoœæ kiszonki uzale¿niona jest g³ównie od za-wartoœci suchej masy i stopnia rozdrobnienia zielon-ki, rodzaju fermentacji i iloœci jej produktów oraz zdol-noœci do utrzymania warunków beztlenowych (20, 30). Aktualnie zaleca siê zakiszaæ kukurydzê o zawar-toœci suchej masy 290-350 g·kg–1_{, d³ugoœci cz¹stek}

5-15 mm i zgniecionym ziarnie, co u³atwia ubicie surowca, zapewnia optymalne warunki beztlenowe w zakiszanej biomasie oraz pozwala na uzyskanie ki-szonki o wysokiej jakoœci i ma³ych stratach sk³adni-ków pokarmowych (9, 30). W³aœciw¹ strukturê paszy w ¿waczu zapewnia jednak kiszonka z kukurydzy,

spo-rz¹dzona z zielonki pociêtej na cz¹stki o d³ugoœci 20-25 mm, która mo¿e stanowiæ jedyn¹ paszê objê-toœciow¹ w dawce pokarmowej (13, 17).

Zielonka z kukurydzy o zawartoœci suchej masy 290-350 g·kg–1 _{i cz¹stkach 20-25 mm musi byæ}

bar-dzo dok³adnie ubita w silosie, co nie zawsze jest mo¿-liwe w praktyce rolniczej. Brak dok³adnego ubicia takiej zielonki sprzyja rozwojowi mikroflory patogen-nej w przestrzeniach miêdzycz¹steczkowych. Popra-wê warunków beztlenowych w zakiszanej kukurydzy mo¿na uzyskaæ, dodaj¹c do zielonki naturalne surow-ce paszowe, które dok³adnie zagêszczaj¹c i wype³nia-j¹c przestrzenie miêdzycz¹steczkowe, u³atwi¹ i przy-spiesz¹ ubicie surowca w silosie, a ponadto zwiêksz¹ wartoœæ pokarmow¹ i strawnoœæ sk³adników pokarmo-wych kiszonek (24).

Kiszonka z kukurydzy w warunkach penetracji po-wietrza jest szczególnie podatna na rozk³ad tlenowy. Wynika to g³ównie ze ska¿enia roœlin przez dro¿d¿e

Jakoœæ kiszonek z kukurydzy z dodatkiem œruty

poekstrakcyjnej rzepakowej oraz preparatu

bakteryjnego lub chemicznego*

)

JAN B. PYŒ, KATARZYNA KANIA, JACEK GRZYB*, AGATA KARPOWICZ, WIES£AW BARABASZ*, JAROS£AW KAÑSKI

Katedra ¯ywienia Zwierz¹t Wydzia³u Hodowli i Biologii Zwierz¹t, *Katedra Mikrobiologii Wydzia³u Rolniczo-Ekonomicznego UR, Al. Mickiewicza 24/28, 30-059 Kraków

Pyœ J. B., Kania K., Grzyb J., Karpowicz A., Barabasz W., Kañski J.

Quality of maize silages with the addition of rapeseed meal and bacterial or chemical preparation

Summary

The research was conducted to determine the effect of the addition of rapeseed meal, with or without ensiling preparations, on the chemical and microbiological composition and aerobic stability of whole-plant maize silages. Maize forage (dry matter – 315.5 g × kg–1_{, 20-25 mm particles) was ensiled in 120 l silos. Silages}

were made as to the following variants: without additives – KK; with the addition of rapeseed meal in an amount of 50 g × kg–1 _{of forage – KR; with the addition of rapeseed meal and Lactobacillus buchneri bacteria}

(1.5 × 105 _{cfu × g}–1 _{of a mixture) – KR-B; with the addition of rapeseed meal, L. buchneri (1.5 × 10}5 _{cfu × g}–1

of a mixture) and potassium sorbate (0.3 g × kg–1 _{of a mixture) – KR-BC; with the addition of rapeseed meal}

and chemical preservative (59% of formic acid, 20% of propionic acid, 4.3% of ammonium formate, 2.5% of potassium sorbate; preparation dose – 4 ml × kg–1 _{of a mixture) – KR-C.}

Ensiling maize forage with only rapeseed meal guaranteed good quality of fermentation, eliminated the growth of moulds and increased aerobic stability of the obtained silages. The addition to ensiling preparations of maize forage with rapeseed meal influenced the further improvement of fermentation quality, decreased the growth of Clostridium bacteria and yeasts, excluded moulds, and increased the resistance to aerobic deterioration. The greatest limitation of yeast and mould growth during aerobic exposure and the highest resistance to aerobic deterioration were obtained by ensiling maize forage with rapeseed meal and the addition of Lactobacillus buchneri bacteria with potassium sorbate.

Keywords: maize silage, additives, chemical and microbiological composition

*) _{Badania wykonano w ramach projektu badawczego Nr 2 P06Z 015 28}

i grzyby pleœniowe podczas d³ugiego okresu ich wzros-tu i rozwoju w warunkach polowych. Wtórna fermen-tacja jest wynikiem dzia³alnoœci dro¿d¿y oraz grzy-bów pleœniowych, rozk³adaj¹cych cukry rozpuszczal-ne w wodzie, kwas mlekowy i bia³ko (2, 4, 7, 31). Rozwój dro¿d¿y i grzybów pleœniowych powoduje wzrost pH i temperatury w kiszonkach, co u³atwia szybki rozwój bakterii niepo¿¹danych, g³ównie z ro-dzaju Clostridium (32, 33).

Redukcjê dro¿d¿y i grzybów pleœniowych w kiszon-ce z kukurydzy oraz zwiêkszenie jej odpornoœci na rozk³ad tlenowy mo¿na uzyskaæ, zakiszaj¹c zielonkê z dodatkiem inokulantów zawieraj¹cych szczepy bak-terii, dzia³aj¹cych specyficznie na mikroflorê patogen-n¹. Takim dzia³aniem charakteryzuj¹ siê bakterie Lac-tobacillus buchneri, których produkty metabolizmu (kwasy octowy i propionowy, 1,2-propandiol) ograni-czaj¹ rozwój mikroflory patogennej odpowiedzialnej za rozk³ad tlenowy kiszonki (22, 25, 26).

Rozk³ad tlenowy kiszonek najskuteczniej ogranicza-j¹ dodatki chemiczne, zawieraogranicza-j¹ce krótko³añcuchowe kwasy organiczne oraz ich estry lub sole. Kwasy te bardzo szybko zakwaszaj¹ biomasê, stwarzaj¹c wa-runki niekorzystne dla rozwoju mikroflory patogen-nej (19, 27). Sole kwasów organicznych stabilizuj¹ populacjê dro¿d¿y i grzybów pleœniowych w kiszon-ce, w dalszym okresie jej przechowywania (19).

W dotychczasowych badaniach z zakresu konser-wacji kukurydzy nie okreœlano wp³ywu dodatków bia³kowych na jakoœæ i stabilnoœæ tlenow¹ kiszonek. Badania, opisane w prezentowanej pracy, podjêto za-k³adaj¹c, ¿e zakiszanie kukurydzy ze œrut¹ poekstrak-cyjn¹ rzepakow¹ wp³ynie korzystnie na jakoœæ fermen-tacji, a przede wszystkim przyczyni siê do istotnego wzrostu wartoœci bia³kowej kiszonek. Zak³adano rów-nie¿, ¿e zakiszanie kukurydzy ze œrut¹ poekstrakcyjn¹ rzepakow¹ i dodatkami stymuluj¹cymi syntezê po¿¹-danych kwasów organicznych oraz redukuj¹cymi lub eliminuj¹cymi rozwój niepo¿¹danych mikroorga-nizmów w procesie fermentacji zwiêkszy odpornoœæ kiszonek na rozk³ad tlenowy.

Celem badañ by³o okreœlenie wp³ywu dodatku œru-ty poekstrakcyjnej rzepakowej, bez lub z preparatami kiszonkarskimi, na jakoœæ, stabilnoœæ tlenow¹ oraz sk³ad mikrobiologiczny kiszonek z kukurydzy.

Materia³ i metody

Surowcem kiszonkarskim by³a zielonka z kukurydzy odmiany Romario, o zawartoœci suchej masy 315,5 g·kg–1_,

pociêta na cz¹stki o d³ugoœci 20-25 mm i zgnieciona. Ku-kurydzê zakiszano bez dodatku – KK oraz z dodatkiem: œruty poekstrakcyjnej rzepakowej (SPR) w iloœci 50 g·kg–1

zielonki – KR; SPR i bakterii Lactobacillus buchneri (1,5 × 105 _jtk×g–1 _{mieszaniny) – KR-B; SPR i L. buchneri}

(1,5 × 105 _jtk×g–1 _{mieszaniny) oraz sorbinianu potasu}

(0,3 g·kg–1 _{mieszaniny) – KR-BC; SPR i konserwantu}

che-micznego (kwas mrówkowy – 59%, kwas propionowy – 20%, mrówczan amonu – 4,3%; sorbinian potasu – 2,5%;

dawka preparatu – 4 ml·kg–1 _{mieszaniny). Kiszonki}

spo-rz¹dzono w silosach polietylenowych o pojemnoœci 120 l i przechowywano w temperaturze 15 ± 2°C, przez okres 90 dni.

W kiszonkach oznaczono zawartoœæ suchej masy (1), amoniaku metod¹ Conwaya (5) oraz pH przy pomocy pH Ion Analyzer MA 235 (Mettler Toledo, Szwajcaria). Za-wartoœæ kwasów – mlekowego, octowego, propionowego i mas³owego – w kiszonkach oznaczono metod¹ chromato-grafii cieczowej, przy pomocy aparatu LC 5000 z detekto-rem UV/VIS (Ingos, Czechy) oraz kolumny kapilarnej Ostion LG-KS0800 H+ _{(Tessek, Czechy). Temperatura}

pra-cy kolumny 50°C, faza ruchoma 0,005 M H₂SO₄. Zawar-toœæ etanolu w kiszonkach oznaczono metod¹ chromato-grafii gazowej, przy pomocy aparatu Varian Star 3400 CX (Varian, USA) z detektorem FID oraz kolumn¹ kapilarn¹ DB-FFAP (d³ugoœæ 30 m, œrednica 0,53 mm), przy u¿yciu argonu jako gazu noœnego. Temperatura pracy kolumny 90-205°C, dozownika 200°C i detektora 240°C.

Stabilnoœæ tlenow¹ kiszonek testowano przez okres 7 dni, w pomieszczeniu klimatyzowanym, w temperaturze 20 ± 1°C (15). Temperaturê kiszonek w warunkach tlenowych mierzono przy pomocy stacji pomiarowej Squirrel 2000 (Grant, Anglia). Zapis temperatury nastêpowa³ co 60 mi-nut, jako œrednia z dwóch pomiarów wykonanych co 30 minut. Miar¹ stabilnoœci tlenowej by³a iloœæ godzin, pod-czas których temperatura kiszonek eksponowanych na dzia-³anie powietrza nie przekracza³a o 2°C temperatury oto-czenia (15).

Analizê mikrobiologiczn¹ surowców kiszonkarskich oraz kiszonek (po otworzeniu zbiorników i po 7-dniowej eks-pozycji tlenowej) wykonano wed³ug Polskiej Normy (23). Okreœlono liczbê bakterii: kwasu mlekowego – po 48 go-dzinach inkubacji w temperaturze 28°C na agarze bulio-nowym z laktoz¹ i b³êkitem chiñskim (Biolacta Texel--CRhodia); kwasu octowego – po 48 godzinach inkubacji w temperaturze 28°C na pod³o¿u Henneberga; Clostridium – po 48 godzinach inkubacji w warunkach beztlenowych, w temperaturze 28°C na pod³o¿u wybiórczym Clostridium pasteurianum (3) oraz ogóln¹ liczbê dro¿d¿y i grzybów pleœ-niowych – po 72 godzinach inkubacji na pod³o¿u Czapek-Dox (Fluka).

Wyniki analiz chemicznych, mikrobiologicznych oraz testu stabilnoœci tlenowej kiszonek opracowano statystycz-nie, stosuj¹c program komputerowy SAS. Istotnoœæ ró¿nic pomiêdzy porównywanymi wartoœciami œrednimi okreœlo-no przy pomocy jedokreœlo-noczynnikowej analizy wariancji i prze-dzia³ów istotnoœci HSD Tukeya.

Wyniki i omówienie

Zawartoœæ suchej masy oraz parametry fermentacji w kiszonkach z kukurydzy przedstawiono w tab. 1. Istotnie wiêksze (p < 0,05) pH w kiszonkach KR-B, KR-BC i KR-C wynika³o g³ównie z mniejszej zawar-toœci kwasu mlekowego w porównaniu z kiszonkami KK.

Kiszonki KK, zarówno po otworzeniu zbiorników, jak i po ekspozycji tlenowej, charakteryzowa³y siê najwiêksz¹ (p < 0,05) zawartoœci¹ amoniaku.

Zakisza-nie zielonki z dodatkiem SPR, bez lub z zastosowany-mi preparatazastosowany-mi, ograniczy³o rozwój baterii proteoli-tycznych w zakiszanej biomasie oraz w kiszonkach eksponowanych tlenowo. Kiszonki KR, B, KR--BC i KR-C zawiera³y wiêcej (p < 0,05) suchej masy w porównaniu z KK. Wzrost zawartoœci suchej masy w zakiszanych surowcach wp³ywa na ograniczenie rozk³adu bia³ka do amoniaku, w efekcie zmniejszenia dostêpu bakterii proteolitycznych do wody (21, 28).

Wszystkie zastosowane dodatki spowodowa³y ogra-niczenie (p < 0,05) fermentacji alkoholowej, najsku-teczniej w kiszonkach KR-BC i KR-C.

Kiszonki KR-B, KR-BC i KR-C zawiera³y mniej-sz¹ (p < 0,05) iloœæ kwasu mlekowego w porównaniu z KK. W kiszonkach KR-B i KR-BC wynika³o to z rozk³adu tego kwasu przez bakterie L. buchneri, na-tomiast w KR-C z ograniczenia dzia³alnoœci fermen-tacyjnych bakterii mlekowych przez kwasy organiczne, znajduj¹ce siê w konserwancie. Taki wp³yw L. buch-neri lub kwasów organicznych na zawartoœæ kwasu mlekowego w kiszonkach z kukurydzy wykazano rów-nie¿ w innych badaniach (18, 29).

Najwiêksza iloœæ kwasu octowego wystêpowa³a w ki-szonkach KR-B i KR-BC, co mog³o wynikaæ przede wszystkim z dzia³alnoœci L. buchneri wytwarzaj¹cych ten kwas, w efekcie rozk³adu kwasu mlekowego (14, 22). Po ekspozycji tlenowej wszystkie kiszonki zawie-ra³y mniejsz¹ iloœæ kwasów mlekowego i octowego.

Najwiêkszy ich rozk³ad wystêpowa³ w kiszonkach KK, natomiast najmniejszy w KR-B, KR-BC i KR-C.

Kwas mas³owy wystêpowa³ tylko w kiszonkach KK, zarówno po otworzeniu zbiorników, jak i po ekspozy-cji tlenowej. Brak tego kwasu w pozosta³ych kiszon-kach wskazywa³ na wyeliminowanie fermentacji ma-s³owej przez zastosowane dodatki. Korzystny wp³yw bakterii L. buchneri lub kwasów organicznych i ich soli na zahamowanie fermentacji mas³owej podczas zakiszania kukurydzy stwierdzono równie¿ w innych badaniach (6, 31).

Kwas propionowy wystêpowa³ w kiszonkach KR-B i KR-BC, jako produkt metabolizmu bakterii L. buch-neri oraz w kiszonkach KR-C, jako pozosta³oœæ po dodawanym kwasie w postaci konserwantu. Kwas ten charakteryzowa³ siê najmniejszym rozk³adem podczas ekspozycji tlenowej kiszonek.

Wyniki analizy mikrobiologicznej i testu stabil-noœci tlenowej kiszonek z kukurydzy przedstawiono w tab. 2. Dodatek SPR do zielonki z kukurydzy zwiêk-szy³ liczebnoœæ bakterii mlekowych oraz zmniejzwiêk-szy³ bakterii octowych, bakterii z rodzaju Clostridium oraz dro¿d¿y w tak sporz¹dzonych mieszaninach, w porów-naniu z liczebnoœci¹ tych mikroorganizmów w samej zielonce. Liczebnoœæ grzybów pleœniowych w zielon-ce i mieszaninach by³a bardzo zbli¿ona.

Najwiêksza liczebnoœæ bakterii mlekowych wystê-powa³a w kiszonkach KK. W pozosta³ych by³a

mniej-j a z d o R i k n o z s i k a s a m a h c u S g k · g ( –1₎ pH _(%NN_-o-N_góH_ln3_{ego) (g·k}E_gt–a1no_sl_.m). Kwasyorganiczne(g·kg 1 – _s.m). y w o k e l m octowy mas³owy propionowy . O . P P.E. P.O. P.E. P.O. P.E. P.O. P.E. P.O. P.E. P.O. P.E. P.O. P.E. P.O. P.E. K K 298,5bA _273,1bB _3,89cB _-6,64aA _-3,7aA _-2,2aB _-7,1aA _0,0B _-45,6aA _-3,1cB _-11,8bA _--2,6dB _--2,5aA _--0,5aB _0,0b _0,0b R K 323,5a _315,2a _3,92bcB _-6,44cA _-2,7bA _-1,5bB _-5,5abA _0,0B _-37,4bA _-6,0bB _-13,5bA _--5,3cB _--0,0b _--0,0b _0,0b _0,0b B -R K 320,1a _314,2a _3,96bB _-6,51bA _-2,1bcA _-1,3bcB _-4,8abA _0,0B _-32,1bA _11,6abB _-19,9aA _-10,9aB _--0,0b _--0,0b _1,8a _1,5a C B -R K 319,6a _309,2a _3,99bB _-5,95eA _-2,0cA _-1,2bcB _-3,8bA _0,0B _-31,9bA _14,2aB _-23,8ab _-15,3ab _--0,0b _--0,0b _2,2a _1,8a C -R K 326,7a _324,3a _4,15aB _-6,03dA _-1,5dA _-0,9cB _-1,7cA _0,0B _-20,3cA _10,8abB _-11,0b _--7,7bc _--0,0b _--0,0b _1,0b _0,7b

Tab. 1. ZawartoϾ suchej masy oraz parametry fermentacji w kiszonkach z kukurydzy

Objaœnienia: P.O. – po otworzeniu silosów; P.E. – po ekspozycji tlenowej; wartoœci w kolumnach oznaczone ró¿nymi literami a, b, c, d, e ró¿ni¹ siê istotnie p < 0,05; wartoœci w wierszach, dla uk³adu P.O. – P.E., oznaczone ró¿nymi literami A, B ró¿ni¹ siê istotnie p < 0,05

Objaœnienia: jak w tab. 1.

Tab. 2. Sk³ad mikrobiologiczny surowców kiszonkarskich i kiszonek (log jtk·g–1 _{œwie¿ej masy) oraz stabilnoœæ tlenowa (godz.)} kiszonek z kukurydzy e i n e i n l ó g e z c z s y W Bakteiremlekowe Bakteireoctowe Clostirdium Dro¿d¿e Grzybypleœniowe æ œ o n li b a t S a w o n e lt a k n o l e i Z 6,36 6,02 4,01 7,65 5,02 R P S + a k n o l e i Z 6,97 5,13 3,89 5,89 5,03 i k n o z s i K P.O. P.E. P.O. P.E. P.O. P.E. P.O. P.E. P.O. P.E. K K 8,38a _7,12a _{7,91 7,08 2,61}a _2,48a _6,14aB _8,99aA _2,55aB _8,96aA ₃₃d R K a_7,82ab a_6,29ab _{7,88 7,15} a_1,25ab _1,06b a_5,75abB a_8,51abA _0,00bB a_6,81abA ₅₉c B -R K a_7,16ab a_6,11ab _{8,03 7,87} a_1,13ab _0,97b _5,24ab _6,89ab _0,00cB _4,96bA ₈₅b C B -R K 7,01b a_6,02ab _{8,69 8,05 1,05}b _0,85b _4,88ba _6,13ba _0,00cB _4,69bA ₁₃₁a₁ C -R K 6,04b _5,89b _{6,78 6,00 1,00}b _1,01b _5,03ba _6,75ba _0,00cB _5,12bA ₈₁b

sza, a ró¿nice istotne (p < 0,05) wystêpowa³y tylko pomiêdzy kiszonkami KK a KR-BC i KR-C. Ekspo-zycja tlenowa zredukowa³a liczebnoœæ bakterii mle-kowych do iloœci najmniejszej w wariantach KR-B, KR-BC i KR-C. Dodatek bakterii L. buchneri do za-kiszanych surowców spowodowa³ zmniejszenie licz-by bakterii mlekowych w kiszonkach, podobnie jak w badaniach innych autorów (6, 11, 25). Kwas mrów-kowy ogranicza rozwój wielu bakterii, w tym tak¿e mlekowych (6, 12). Takie dzia³anie tego kwasu po-twierdzono w wykonanym doœwiadczeniu w³asnym.

Nie stwierdzono istotnych (p > 0,05) ró¿nic w li-czebnoœci bakterii octowych, wystêpuj¹cych w kiszon-kach, zarówno po otworzeniu zbiorników, jak i po eks-pozycji tlenowej.

Kiszonki KK, zarówno po otworzeniu zbiorników, jak i po ekspozycji tlenowej, charakteryzowa³y siê najwiêksz¹ liczebnoœci¹ bakterii z rodzaju Clostridium. W kiszonkach KR, KR-B, KR-BC i KR-C liczba tych bakterii by³a œrednio 2-2,5-krotnie mniejsza. W kiszon-kach tych, pomimo wystêpowania bakterii Clostridium, nie stwierdzono obecnoœci kwasu mas³owego. Gatun-kami bakterii produkuj¹cymi ten kwas s¹ g³ównie: Clostridium acetobutyricum, C. botulinum, C. pasteu-rianum, C. perfringens, C. tyrobutyricum (32). Brak kwasu mas³owego w kiszonkach móg³ wskazywaæ na wystêpowanie bakterii innych ni¿ cytowane, lub na ich niezdolnoœæ do rozmna¿ania (16).

Najwiêksz¹ liczebnoœæ komórek dro¿d¿y stwierdzo-no w kiszonkach KK. Zakiszanie kukurydzy z zasto-sowanymi dodatkami zredukowa³o liczbê dro¿d¿y podczas fermentacji, przede wszystkim w kiszonkach KR-BC i KR-C. Inkubacja tlenowa spowodowa³a wzrost liczby komórek dro¿d¿y, najwiêkszy w kiszon-kach KK. Podkreœliæ nale¿y, ¿e najmniejsza liczebnoœæ dro¿d¿y po ekspozycji tlenowej wystêpowa³a w kiszon-kach KR-B, KR-BC i KR-C. Uzyskane wyniki potwier-dza³y inne doniesienia, w których podkreœlano korzyst-ny wp³yw bakterii L. buchneri (10, 25), sorbinianu potasu (19) lub kwasów propionowego i mrówkowe-go (8, 27) na redukcjê dro¿d¿y, zarówno podczas fer-mentacji, jak i ekspozycji tlenowej kiszonek.

Po otworzeniu zbiorników grzyby pleœniowe wystê-powa³y tylko w kiszonkach KK. Po ekspozycji tleno-wej najwiêksz¹ ich liczebnoœci¹ charakteryzowa³y siê równie¿ kiszonki KK, natomiast w pozosta³ych liczba grzybów pleœniowych by³a znacznie mniejsza, szcze-gólnie w KR-B, KR-BC i KR-C. W kiszonkach KR-B i KR-BC rozwój grzybów pleœniowych mog³y ograni-czaæ metabolity bakterii L. buchnerii (14, 22) oraz sor-binian potasu stabilizuj¹cy ich populacjê (19). Reduk-cja grzybów pleœniowych w kiszonkach KR-C mog³a wynikaæ z restrykcyjnego oddzia³ywania kwasów mrówkowego i propionowego na te mikroorganizmy (18, 27).

Kiszonki KK by³y stabilne tlenowo tylko przez 33 godziny. Dodatek SPR do zakiszanej kukurydzy zwiêk-szy³ stabilnoœæ tlenow¹ kiszonek KR do 59 godzin.

Zdecydowanie lepszy efekt uzyskano, zakiszaj¹c ku-kurydzê z dodatkiem SPR oraz zastosowanych pre-paratów. Okres stabilnoœci tlenowej kiszonek KR-B, KR-C i KR-BC wynosi³, odpowiednio, 85, 92 i 131 godzin. Wysoka odpornoœæ na rozk³ad tlenowy kiszo-nek z dodatkiem bakterii L. buchneri i sorbinianu po-tasu wynika³a z faktu, ¿e kwasy octowy i propionowy, wystêpuj¹ce w najwiêkszej iloœci w tych kiszonkach, zarówno po otworzeniu zbiorników, jak i po ekspozy-cji tlenowej, dzia³a³y silne restrykcyjnie na mikroor-ganizmy powoduj¹ce wtórn¹ fermentacjê (19). Sorbi-nian potasu ogranicza³ i stabilizowa³ populacjê dro¿d¿y i grzybów pleœniowych w kiszonkach wystawionych na dzia³anie powietrza (19, 31). Kiszonki KR-C by³y mniej odporne na rozk³ad tlenowy. Zwiera³y one nie-wiele kwasów octowego i propionowego, a ponadto wiêksz¹ liczbê dro¿d¿y i grzybów pleœniowych po ekspozycji tlenowej w porównaniu z kiszonkami KR-BC. W zastosowanym konserwancie chemicznym dominowa³ kwas mrówkowy, który charakteryzuje siê gorszymi w³aœciwoœciami antygrzybowymi w porów-naniu z kwasem propionowym (20, 31).

Podsumowuj¹c wyniki doœwiadczenia mo¿na stwierdziæ, ¿e zakiszanie zielonki z kukurydzy, pociê-tej na cz¹stki 20-25 mm, z dodatkiem samej œruty po-ekstrakcyjnej rzepakowej zapewnia³o dobr¹ jakoœæ fermentacji, eliminowa³o rozwój grzybów pleœniowych i zwiêksza³o stabilnoœæ tlenow¹ uzyskanych kiszonek. Dodatek zastosowanych preparatów kiszonkarskich do zakiszanej mieszaniny kukurydzy ze œrut¹ poeks-trakcyjn¹ rzepakow¹ wp³yn¹³ na dalsz¹ poprawê ja-koœci fermentacji, ograniczenie rozwoju bakterii z ro-dzaju Clostridium oraz dro¿d¿y, wyeliminowanie grzy-bów pleœniowych oraz zwiêkszenie odpornoœci kiszo-nek na rozk³ad tlenowy. Najlepszy efekt, przede wszystkim w odniesieniu do mo¿liwoœci ograniczania rozwoju dro¿d¿y i grzybów pleœniowych podczas eks-pozycji tlenowej oraz du¿ego zwiêkszania odpornoœci kiszonek na rozk³ad tlenowy, uzyskano, zakiszaj¹c ku-kurydzê ze œrut¹ poekstrakcyjn¹ rzepakow¹ oraz do-datkiem bakterii Lactobacillus buchneri i sorbinianu potasu.

Piœmiennictwo

1.Anon.: Official Methods of Analysis. AOAC, Arlington, Washington, DC 2000.

2.Ashbell G., Weinberg Z. G., Hen Y., Filya I.: The effects of temperature on the aerobic stability of wheat and corn silage. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2002, 28, 261-263.

3.Atlas R. M., Parks L. C.: Handbook of Microbiological Media. CRC Press Boca Raton NY, London, Tokyo 1997.

4.Clarke A. F.: Mycology of silage and mycotoxicosis, [w:] Stark B. A., Wil-kinson J. M.: Silage and Health. Marlow, Chalcombe Publication, UK 1998, 7-18.

5.Conway E. J.: Microdiffusion Analysis and Volumetric Error. Crosby Lok-wood, London 1962.

6.Dorszewski P.: Wp³yw ró¿nych dodatków do zakiszania na liczebnoœæ dro¿d¿y i pleœni oraz niestabilnoœæ tlenow¹ kiszonek z kukurydzy. Medycyna Wet. 2005, 61, 919-922.

7.Driehuis F., Oude Elferink S. J. W. H., Spoelstra S. F.: Anaerobie lactic acid degradation during ensilage of whole crop maize inoculated with Lactobacil-lus buchneri inhibits yeast growth and improves aerobic stability. J. Appl. Microbiol. 1999, 87, 583-594.

8.Fellner V., Philip L. E., Sebastian S., Idziak E. S.: Effects of a bacterial inoculant and propionic acid on preservation of high-moisture ear corn, and on rumen fermentation, digestion and growth performance of beef cattle. Can. J. Anim. Sci. 2001, 81, 273-280.

9.Fernandez I., Martin C., Champion M., Michalet-Doreau B.: Effect of corn hybrid and chop length of whole-plant corn silage digestion and intake by dairy cows. J. Dairy Sci. 2004, 87, 1298-1309.

10.Filya I., Sucu E., Karabulut A.: The effect of Lactobacillus buchneri on the fermentation, aerobic stability and ruminal degradability of maize silage. J. Appl. Microbiol. 2006, 101, 1216-1223.

11.Filya I., Sucu E., Karabulut A.: The effect of Propionibacterium acidipro-pionici, with or without Lactobacillus plantarum, on the fermentation and aerobic stability of wheat, sorghum and maize silages. J. Appl. Microbiol. 2004, 97, 818-826.

12.Grajewski J., Potkañski A., Raczkowska-Werwiñska K., Twaru¿ek M., Miklaszewska B., Grabowska M., Guba³a A., Selwet M.: Jakoœæ higieniczna kiszonki z kukurydzy zakiszanej z dodatkiem biologicznym lub chemicz-nym. Medycyna Wet. 2007, 63, 205-208.

13.Heinrichs J., Kononoff P.: Evaluation particie size of forages and TMR using the new Penn state forage particle separator. Penn State, Coll. Agric. Sci., Cooperative Extensions 2002, 1-14.

14.Holzer M., Mayrhuber E., Danner H., Braun R.: The role of Lactobacillus buchneri in forage preservation. Trends Biotechnol. 2003, 21, 282-287. 15.Honig H.: Evaluation of aerobic stability, [w:] Lingvall P., Lindgren S. Proc.

EUROBAC Conf. 12-16 August 1986. Swed. Univ. Agric. Sci. Grass and Forage Report No 3-1990. Uppsala, Sweden 1990, s. 76-81.

16.Johansson M., Emmoth E., Salomonsson A. C., Albihn A.: Potential risks when spreading anaerobic digestion residues on grass silage crops – survival of bacteria, molds and viruses. Grass Forage Sci. 2005, 60, 175-185. 17.Johnson L. M., Harrisom J. H., Davisom D., Mahanna W. C., Shinners K.:

Corn silage management: effects of hybrid, chop length and mechanical processing on digestion and energy content. J. Dairy Sci. 2003, 86, 208-231. 18.Kleinschmit D. H., Kung L. Jr.: The effects of Lactobacillus buchneri 40788 and Pediococcus pentosaceus R1094 on the fermentation of corn silage. J. Dairy Sci. 2006, 89, 3999-4004.

19.Kleinschmit D. H., Schmidt R. J., Kung L. Jr.: The effects of various antifun-gal additives on the fermentation and aerobic stability of corn silage. J. Dairy Sci. 2005, 88, 2120-2139.

20.McDonald P., Henderson A. R., Heron J. E.: The Biochemistry of Silage. Chalcombe Publication, Marlow, UK 1991.

21.Muck R. E., Mertens D. R., Walgenbach R. P.: Proteolysis in different forage silages. ASAE Paper No. 961031, St. Josep, MI, USA 1996.

22.Oude Elferink S. J. W. H., Krooneman J., Gottschal J. C., Spoelstra S. F., Faber F., Driehuis F.: Aerobic conversion of lactic acid to acetic acid and 1,2-propanediol by Lactobacillus buchneri. Appl. Environ. Microbiol. 2001, 67, 125-132.

23.Polska Norma. PN-R-64791: Pasze. wymagania i badania mikrobiologiczne. PKN 1994.

24.Pyœ J. B.: Wp³yw dodatku inokulantu bakteryjnego i wyt³oków rzepakowych na jakoœæ fermentacji i sk³ad chemiczny kiszonek z kukurydzy oraz straw-noœæ sk³adników pokarmowych i retencjê azotu u kóz. Acta Agr. Silv., s. Zoot. 2001-2002, 39-40, 3-15.

25.Ranjit N. K., Kung L. Jr.: The effect of Lactobacillus buchneri, Lactobacillus plantarum or a chemical preservative on the fermentation and aerobic stabi-lity of corn silage. J. Dairy Sci. 2000, 83, 526-535.

26.Ranjit N. K., Taylor C. C., Kung L. Jr.: Effect of Lactobacillus buchneri 40788 on the fermentation, aerobic stability and nutritive value of maize silage. Grass Forage Sci. 2002, 57, 73-81.

27.Selwet M.: Wp³yw konserwantów z udzia³em kwasu mrówkowego na rozwój dro¿d¿y i grzybów w kiszonkach. Medycyna Wet. 2005, 61, 349-352. 28.Slottner D., Bertilsson J.: Effect of ensiling technology on protein

degrada-tion during ensilage. Anim. Feed Sci. Technol. 2006, 121, 1001-1011. 29.Stryszewska K., Pyœ J. B.: Effects of different silage additives on the

micro-bial population and aerobic stability of maize silage. J. Anim. Feed Sci. 15, suppl. 1, 2006, 121-124.

30.Strzetelski P., Jurkiewicz A., Strzetelski J.: Kiszonka z kukurydzy w ¿ywie-niu byd³a. Biul. Inf. IZ Kraków 2001, 1, 37-48.

31.Uriarte-Archundia M. E. N., Bolsen K. K.: Aerobic deterioration of silage: process and prevention, [w:] Biotechnology in the Feed Industry. Proc. Alltech’s 17th _{Ann. Symposium. Thrumpton, Nottingham Press, UK 2001,}

s. 127-144.

32.Vissers M. M. M., Driehuis F., Eiffel T. M. C., De Jong P., Lankveld J. M. G.: Concentration of butyric acid spores in silage and relations with aerobic deterioration. J. Dairy Sci. 2007, 90, 928-936.

33.Wilkinson J. M.: Silage and animal health. National Toxins 1999, 7, 221--232.

Adres autora: Jan B. Pyœ, Al. Mickiewicza 24/28, 30-059 Kraków; e-mail: rzpys@cyf-kr.edu.pl