Artykuł przeglądowy Review
Choroby układu oddechowego występują u koni na całym świecie i stanowią istotny problem kliniczny, epidemiologiczny i terapeutyczny w stadninach, staj-niach treningowych, a także w mniejszych hodowlach. Zakażenia dróg oddechowych dotyczą koni w każdym wieku, niezależnie od typu użytkowego. Wzrastająca częstotliwość występowania chorób zakaźnych układu oddechowego koni związana jest głównie z intensy-fikacją krajowego i międzynarodowego obrotu tymi zwierzętami (40). Główną rolę w etiologii zakażeń dróg oddechowych koni odgrywają wirusy wykazujące tro-pizm do komórek nabłonka górnych dróg oddechowych i płuc, wśród których największe znaczenie przypisywa-ne jest wirusom grypy oraz herpeswirusom koni (EHV-1 i EHV-4). Mniejsze znaczenie, z punktu widzenia kli-nicznego i epidemiologicznego, posiadają zakażenia wywoływane przez wirus zapalenia tętnic koni (EAV) oraz tzw. choroby grypopodobne, wywoływane przez adenowirusy, rinowirusy, pikornawirusy i wirus para-influenzy. Oprócz chorób wirusowych ważny problem w hodowli koni stanowią bakteryjne zakażenia układu
oddechowego, spośród których największe znaczenie mają zołzy oraz rodokokoza (51).
Zwalczanie chorób zakaźnych układu oddechowego koni powinno być oparte na postępowaniu komplekso-wym, obejmującym m.in.: specyficzną terapię antybio-tykową, wzmocnienie odporności nieswoistej, dewasta-cję zarazków w środowisku oraz racjonalne zarządzanie stadniną (farm management). Najważniejszym ele-mentem postępowania, zwłaszcza w odniesieniu do chorób o etiologii wirusowej, jest zapobieganie ich występowaniu w środowisku hodowlanym, osiągane poprzez stosowanie programów profilaktyki swoistej. Systematyczne wykonywanie szczepień prowadzi do stymulacji układu immunologicznego koni oraz wy-tworzenia ochronnej odpowiedzi organizmu zabezpie-czającej przed zakażeniem lub łagodzącej jego skutki kliniczne (63).
Niniejszy artykuł przedstawia aktualny stan wie-dzy nt. immunoprofilaktyki najważniejszych chorób zakaźnych układu oddechowego koni ze zwróceniem uwagi na szczepienia ochronne z użyciem preparatów
Immunoprofilaktyka chorób zakaźnych
układu oddechowego koni – aktualny stan wiedzy
MARCIN KALINOWSKI, ZBIGNIEW GRĄDZKI, ŁUKASZ JAROSZ Katedra Epizootiologii i Klinika Chorób Zakaźnych, Wydział Medycyny Weterynaryjnej,
Uniwersytet Przyrodniczy w Lublinie, ul. Głęboka 30, 20-612 Lublin
Otrzymano 20.12.2013 Zaakceptowano 28.03.2014
Kalinowski M., Grądzki Z., Jarosz Ł.
Immunoprophylaxis of respiratory tract diseases in horses – the current state of knowledge Summary
Respiratory tract diseases are distributed in the horse population world-wide and used to be a significant clinical, epidemiological and therapeutic problem in studs, training stables and small farms. Respiratory tract infections occur in horses of all ages regardless of their type of utility. The main role in the aetiology of respiratory tract infections in horses is played by viruses, with the most important being influenza viruses (EIV) and herpesviruses (EHV1 and EHV4). Less important from the clinical and epidemiological point of view is the Equine Arteritis Virus (EAV). Besides viral diseases, bacterial respiratory tract infections, mainly strangles and rhodococcosis, are also an important problem in the horse breeding industry.
Control of respiratory tract diseases in horses should be based on a complex procedure including antibiotic therapy, enhancement of the non-specific immunity, devastation of pathogens in the environment, and farm management. The most important procedures, especially concerning viral diseases, are preventive measures achieved by specific prophylaxis. Systematic vaccinations lead to the stimulation of the equine immune system with the generation of protective immunity against infections or reduction their clinical consequences. This paper presents the current state of knowledge on the immunoprophylaxis of the most important respiratory tract infections of horses, with special attention to the vaccinations, with the use of products officially approved in Poland and the EU.
dopuszczonych do obrotu w kraju (tab. 1) i w Unii Europejskiej (tab. 2).
Zakażenia herpeswirusowe
Herpeswirusy koni (EHV) należą do rodziny Her- pesviridae. Aktualnie poznanych jest 9 podtypów tych zarazków (EHV1-9), przy czym EHV-1 do EHV-5 występują u koni domowych, natomiast EHV-6 do EHV-9 u dzikich koniowatych (54). W populacji koni domo-wych najbardziej rozpowszechnione są podtypy EHV-1 i EHV-4, należące do podrodziny Alphaherpesvirinae (49). EHV-1 jest typowym wirusem poliorganotro-powym i w hodowli koni powoduje znaczne straty ekonomiczne, głównie na skutek wywoływania spora-dycznych i masowych ronień oraz zaburzeń ze strony układów nerwowego i oddechowego. EHV-4 pomimo szerokiego rozprzestrzenienia w środowisku hodow-lanym powoduje najczęściej łagodnie przebiegające zakażenia górnych dróg oddechowych, a sporadycznie ronienia (49, 54). Obydwa herpeswirusy mają zdolność wywoływania stanu latencji oraz zakażenia trwałego, utrzymującego się przez całe życie zwierzęcia (49, 50). Do zakażenia koni w warunkach naturalnych dochodzi drogą kropelkową przez kontakt bezpośredni lub
po-średnio poprzez zanieczyszczone wirusami środowisko zwierzęce (58).
Próby szczepień przeciwko zakażeniom EHV-1 przeprowadzano jeszcze w latach 40. XX w. w Stanach Zjednoczonych z zastosowaniem żywych szczepionek, które, niestety, okazały się nieskuteczne (49). Pierwszy, szerzej zakrojony program szczepień przeciwko EHV-1 zainicjowano w Kentucky w 1961 r. z użyciem żywej, atenuowanej szczepionki opracowanej na bazie szczepu wirusa adaptowanego do chomików. Uzyskana odpor-ność była jednak krótkotrwała i zapewniała ochronę przed zakażeniem układu oddechowego tylko przez około 3 miesiące. Stosowane szczepienia wpływały także w ograniczonym stopniu na zmniejszenie częstości ronień u ciężarnych klaczy (54). W latach 70. ubiegłego wieku równolegle w Europie i w USA wprowadzono szczepionki inaktywowane, zawierające adiuwant, do produkcji których wykorzystywano wirusy EHV1 pasażowane w hodowlach komórkowych. Pomimo zadowalających wyników wstępnych prób klinicznych w późniejszych latach okazało się, że żadna z tych szczepionek nie zapobiegała ronieniom u klaczy (49). Ponadto cechowały się one niską immunogennością i nie indukowały wystarczającej miejscowej i ogólnej
Tab. 1. Wykaz szczepionek przeciwko zakażeniom układu oddechowego koni dopuszczonych do stosowania na terytorium Rzeczypospolitej Polskiej*
Nazwa Rodzaj Przeznaczenie
Skład Schemat szczepienia
antygeny adjuwant podstawoweszczepienie dawki przypominające Equip EHV 1,4
(Duvaxyn EHV 1,4) inaktywowana EHV 1,4 EHV 1, 438/77EHV 4, 405/76 karbomer (Carbopol 934P) dwukrotnie w odstępie 4-6 tyg. od 5.-6. m-ca życia
co 6 m-cy
Equiffa inaktywowana EHV 1
grypa EHV 1A1/ Praga/56/H7N7 A2/Newmarket/2/93/H3N8
adjuwant olejowy dwukrotnie w odstępie
4 tyg. pierwsza dawka 6 m-cy po drugiej dawce podstawowej, następne co 12 m-cy Equilis
Equenza T inaktywowana podjednostkowa grypa tężec
A1/Praga/56/H7N7 A2/Newmarket/1/93/H3N8 A2/Newmarket/2/93/H3N8 toksoid tężcowy
ISCOM dwukrotnie w odstępie 4 tygodni od 6. m-ca życia co 6 m-cy Equilis Resequin NN Plus inaktywowana EHV 1,4 grypa EHV 1 RAC-H EHV 4 2252 A1/Praga/56/H7N7 A2/Newmarket/1/93/H3N8 A2/Newmarket/2/93/H3N8 ISCOM, wodorotlenek glinu dwukrotnie w odstępie 6 tyg. (3 tyg. - 3 m-ce) od 4. m-ca życia, trzecia dawka po 2-6 m-cach
co 6 m-cy
Tab. 2. Wykaz szczepionek przeciwko zakażeniom układu oddechowego koni dopuszczonych do stosowania na terytorium Unii Europejskiej*
Nazwa Rodzaj Przeznaczenie Skład Schemat szczepienia
antygeny adjuwant szczepienie podstawowe dawki przypominające Equilis Prequenza,
Equilis Prequenza Te inaktywowana, podjednostkowa grypa tężec
A2/South Africa/4/03/H3N8 A2/Newmarket/2/93/H3N8 toksoid tężcowy
ISCOM dwukrotnie w odstępie
4 tyg. od 6. m-ca życia pierwsza dawka po 5 m-cach, kolejne co 12 m-cy Equilis StrepE żywa, delecyjna zołzy S. equi TW928 – dwukrotnie w odstępie
4 tyg. od 4. m-ca życia co 3 m-ce lub co 6 m-cy ProteqFlu,
ProteqFlu Te rekombinowana wektorowa grypa tężec
A2/Ohio/03/H3N8 A2/Newmarket/2/93/H3N8 toksoid tężcowy
karbomer dwukrotnie w odstępie 4-6 tyg. od 5.-6. m-ca życia pierwsza dawka po 5 m-cach, kolejne co 12 m-cy * Źródło: http://www.mz.gov.pl/wwwmz/index?mr=b4&ms=631&ml=pl&mi=631&mx=0&ma=17531
odpowiedzi immunologicznej u szczepionych koni (40). Badania Thomson i wsp. (57) wykazały, że immunizacja koni inaktywowanymi formaldehydem preparatami za-wierającymi EHV-1 prowadziła do indukcji odpowiedzi typu humoralnego w stosunku do herpeswirusa typu 1 (EHV-1), natomiast nie zabezpieczała przeciwko EHV-4. Podjęto więc badania nad opracowaniem szczepionek inaktywowanych zawierających jako antygeny obydwa podtypy wirusa. Użycie w tych szczepionkach nowocze-snych adjuwantów typu karbomer, będących polimerami kwasu akrylowego, zapewniało uzyskiwanie u szczepio-nych kuców częściowej ochrony przed wystąpieniem klinicznych objawów zakażenia EHV-1 i EHV-4 oraz siewstwem obydwu wirusów (30).
Aktualnie na świecie zarejestrowanych jest co naj-mniej 12 szczepionek przeciwko zakażeniom herpe-swirusowym koni, spośród których dwie szczepionki żywe dostępne są, odpowiednio, w Europie i USA, natomiast spośród 10 preparatów inaktywowanych 2 zarejestrowane są w Europie, a 8 w USA. Z badań klinicznych wynika, że żadna z dostępnych na rynku szczepionek nie zapobiega w pełni zakażeniu układu oddechowego, natomiast zmniejszają one nasilenie klinicznych objawów zakażenia, ograniczają czas trwa-nia wiremii i siewstwa oraz występowanie masowych ronień u klaczy (26). Preparaty te nie zabezpieczają również przed wystąpieniem objawów neurologicznych związanych z zakażeniami EHV-1. Niekorzystną cechą tych szczepionek jest także indukowanie krótkotrwałej odporności poszczepiennej, utrzymującej się od 3 do 6 miesięcy (54).
Na efektywność szczepionek przeciwko zakażeniom herpeswirusowym wpływa m.in. status immunologiczny koni, występowanie zakażeń latentnych oraz genetyczne zróżnicowanie szczepów wirusa. Żadna z dostępnych aktualnie na rynku szczepionek nie indukuje pełnej odporności na zakażenie naturalne, a ich oddziaływa-nie na układ immunologiczny ogranicza się główoddziaływa-nie do pobudzenia odpowiedzi typu humoralnego (49). Prowadzone badania zmierzają natomiast w kierunku uzyskania preparatów stymulujących również odpo-wiedź typu komórkowego, w tym zwłaszcza z udziałem prekursorów limfocytów cytotoksycznych (CTLp) oraz lokalną odporność błony śluzowej. Duże nadzieje w tym zakresie wiązane są ze szczepionkami nowej generacji, głównie wektorowymi i genetycznymi (40). Do pro-dukcji współczesnych szczepionek rekombinowanych wykorzystywane są m.in. wektory bakulowirusowe oraz wirus ospy kanarków, które są dobrymi nośnika-mi glikoprotein gB, gC i gD EHV-1 (41). Tego typu szczepionki powodowały zmniejszenie siewstwa wirusa i czasu trwania wiremii oraz indukowały pojawienie się surowiczych przeciwciał neutralizujących i wiążących dopełniacz, jakkolwiek słabo stymulowały odporność lokalną błony śluzowej (54). Szczepionki genetyczne (DNA), zawierające geny kodujące glikoproteiny wi-rusowe oraz epitopy dla limfocytów CTL okazały się, niestety, mniej efektywne niż pierwotnie zakładano, głównie z powodu trudności uzyskania odpowiedzi
organizmu ze strony cytotoksycznych limfocytów T. Wspólną słabą stroną większości współczesnych szcze-pionek przeciwko zakażeniom herpeswirusowym koni jest niska indukcja odpowiedzi typu komórkowego oraz odporności lokalnej, których pobudzenie decyduje o skuteczności immunizacji. W niektórych krajach do-puszczone są do stosowania u koni preparaty zawierają-ce żywe, zmodyfikowane wirusy (MLV), zawierają-cechujązawierają-ce się wysoką immunogennością, a jednocześnie zapewniające bezpieczeństwo stosowania u ciężarnych klaczy (9, 10). Podobnie jak szczepionki rekombinowane powo-dują one ograniczenie wiremii oraz siewstwa wirusa, natomiast nie stymulują wystarczająco odporności miejscowej (9). Pomimo prowadzonych badań doty-czących nowych szczepionek przeciwko zakażeniom herpeswirusowym koni nie opracowano dotychczas preparatu spełniającego wszystkie kryteria decydujące o ich skuteczności. Równolegle prowadzone są zatem badania nad nowymi adjuwantami oraz modyfikowa-niem dróg podawania szczepionek (54). Wykazano, że zastosowanie w szczepionce adjuwantu w postaci kompleksu immunostymulacyjnego typu ISCOM przy-czyniało się do indukcji wysokiego miana przeciwciał neutralizujących, utrzymującego się na poziomie co najmniej 1 : 1000, jednak nawet tak wysokie miano nie chroniło przed zakażeniem (29). Podobnie, tylko czę-ściowo skuteczne okazały się biopreparaty, w których jako adjuwant wykorzystywano karbomer (30). Wyniki dotychczasowych badań wskazują na konieczność dal-szego doskonalenia metod swoistego zapobiegania zaka-żeniom herpeswirusowym koni z użyciem szczepionek nowej generacji, zapewniających równoczesną indukcję odporności lokalnej, humoralnej i komórkowej (35).
Wirusowe zapalenie tętnic koni
Czynnikiem etiologicznym wirusowego zapalenia tętnic koni jest wirus EA (Equine Arteritis Virus) nale-żący do rodziny Arteriviridae, rodzaju Arterivirus (40). Zarazek posiada otoczkę, a jego materiałem genetycz-nym jest jednoniciowy RNA, w obrębie którego znajduje się 10 otwartych ramek odczytu (ORF – Open Reading Frame) kodujących białka strukturalne i niestrukturalne (20, 39). Białko GP5 oraz podobne do niego pod wzglę-dem konformacji przestrzennej białko M odpowiedzial-ne są za indukcję odpowiedzi immunologiczodpowiedzial-nej u koni (5). Do zakażenia w warunkach naturalnych dochodzi najczęściej poprzez drogi oddechowe oraz drogą krycia lub sztucznej inseminacji z udziałem ogierów będących trwałymi nosicielami wirusa. Większość zakażeń EAV przebiega bezobjawowo, natomiast w przypadku jawne-go przebiegu choroby u dorosłych koni stwierdza się naj-częściej objawy grypopodobne, u źrebiąt zapalenie płuc, a u klaczy ciężarnych ronienia (65). Aktualnie w Polsce nie jest zarejestrowana żadna szczepionka przeciwko zakażeniom EAV. W USA i Kanadzie dopuszczona jest do obrotu szczepionka o nazwie Arvac, wytwarzana na bazie żywego, modyfikowanego wirusa i stosowana w celach profilaktycznych oraz jako jeden z elemen-tów zwalczania zakażeń EAV u koni (2, 39). Masowe
szczepienia przeciwko tej chorobie wprowadzono po wybuchu epizootii w stanie Kentucky w 1984 r. (5, 65). Do produkcji szczepionek dla koni wykorzystywano prototypowy szczep wirusa EA – Bucyrus, wyizolowany w ognisku naturalnego zakażenia i atenuowany poprzez wielokrotne pasaże in vitro na komórkach końskich i króliczych (7, 40). Arvac jest preparatem skutecznym i bezpiecznym, jednak – zgodnie z zaleceniami pro-ducenta – nie powinno się go stosować u ciężarnych klaczy, zwłaszcza w ostatnich 2 miesiącach ciąży oraz u źrebiąt w wieku poniżej 6. tygodnia życia z wyjątkiem sytuacji zagrożenia zakażeniami naturalnymi (5, 65). Wykazano, że wirus używany do produkcji szczepionki może być okazjonalne izolowany z jamy nosowo-gar-dłowej oraz z wymazów z odbytu immunizowanych koni, co dowodzi możliwości rozsiewania w środowisku żywego zarazka (23). Obserwacje kliniczne wskazują, że szczepienie koni nie zapobiega zakażeniu EAV, nato-miast w znacznym stopniu ogranicza nasilenie objawów klinicznych (40). Ponadto wykazano, że stosowanie szczepień przed sezonem hodowlanym zapobiega usta-nawianiu stanu trwałego nosicielstwa u ogierów, przez co przyczynia się do ograniczenia transmisji wirusa drogą płciową oraz ochrony klaczy krytych ogierami--nosicielami przed rozwojem klinicznej formy choroby (39). Efektem stosowania swoistej profilaktyki zakażeń EAV u koni jest także ograniczenie naturalnego rezer-wuaru wirusa w środowisku hodowlanym.
W niektórych państwach europejskich do obrotu dopuszczona jest szczepionka o nazwie Equip Artervac (wcześniejsza nazwa Artervac), zawierająca inaktywo-wany szczep Bucyrus, zastosowana po raz pierwszy w Zjednoczonym Królestwie po wybuchu epizootii wirusowego zapalenia tętnic w 1993 r. (2, 6, 39, 40). Preparat przeznaczony jest do podawania drogą do-mięśniową z zalecaną rewakcynacją po 3-4 tygodniach. W badaniach eksperymentalnych wykazano, że szcze-pionka indukuje u immunizowanych koni wysokie mia-no swoistych przeciwciał przeciwwirusowych, jednak w porównaniu do szczepionki żywej modyfikowanej (MLV – Modified Live Vaccine) słabiej chroni przed wystąpieniem klinicznych objawów choroby oraz stanu trwałego nosicielstwa u ogierów (6).
Niedoskonałość aktualnie dostępnych szczepionek przeciwko zakażeniom EAV u koni skłania do podej-mowania badań nad opracowywaniem bardziej efektyw-nych preparatów, opartych na technologiach inżynierii genetycznej i biologii molekularnej. W ostatnich latach podjęto m.in. próbę skonstruowania szczepionki żywej modyfikowanej (MLV), która dzięki delecji w obrębie genu kodującego białko GP5 wirusa EA oraz zastoso-waniu strategii DIVA (Differentiating Infected from Vaccinated Animals) umożliwia różnicowanie koni szczepionych i naturalnie zakażonych. Taka możliwość jest istotna z punktu widzenia badań epidemiologicznych oraz ważna w aspekcie międzynarodowego obrotu koń-mi (39). Badania Castillo-Olivares i wsp. (13) wykazały, że zastosowanie pojedynczej dawki szczepionki delecyj-nej u kuców zapewniało ochronę przed pojawieniem się
klinicznych objawów choroby, jakkolwiek indukowana odpowiedź typu humoralnego była słaba. Znacznie lepszą stymulację odporności humoralnej, wyrażającą się indukcją wysokiego miana przeciwciał, uzyskiwano po zastosowaniu szczepionki DNA skonstruowanej na bazie otwartych ramek odczytu ORF 2b, 5 i 7, zwłasz-cza w przypadku jej podawania w połączeniu z końską IL-2 (39). W innych badaniach eksperymentalnych (3, 4) wykazano skuteczność rekombinowanej szczepionki wektorowej przeciwko zakażeniom EAV, w której jako nośnik informacji genetycznej zastosowano wirus we-nezuelskiego zapalenia mózgu i rdzenia koni (VEE), zawierający geny kodujące białka GP5 i M wirusa EA. Zastosowany konstrukt genetyczny stymulował u koni odpowiedź typu humoralnego oraz częściowo chronił przed zakażeniem i ograniczał występowanie objawów klinicznych lub całkowicie im zapobiegał. Pomimo obiecujących wyników badań eksperymentalnych z użyciem szczepionki rekombinowanej jej szersze za-stosowanie w profilaktyce wirusowego zapalenia tętnic koni wydaje się mało prawdopodobne. Spowodowane jest to, z jednej strony, utrwaloną opinią odnośnie do bezpieczeństwa i niezawodności szczepionki żywej modyfikowanej MLV, z drugiej natomiast, faktem rów-noczesnej indukcji przeciwciał przeciwko wirusowi EA i VEE, co może komplikować międzynarodowy obrót końmi (39). Odrębnym problemem w profilaktyce zakażeń EAV u koni, ważnym w aspekcie klinicznym i ekonomicznym, jest zapobieganie występowaniu ronień u klaczy ciężarnych oraz trwałego zakażenia u ogierów. Z uwagi na niejednoznaczne dotychczasowe wyniki badań w tym zakresie, tak z użyciem szczepionek konwencjonalnych, jak i nowej generacji, konieczne są dalsze badania mające na celu doskonalenie metod swoistej profilaktyki zakażeń EAV.
Grypa
Grypa koni jest zakaźną i wysoce zaraźliwą chorobą układu oddechowego, szerzącą się drogą inhalacyjną, cechującą się wysokim współczynnikiem zachorowal-ności oraz niską śmiertelzachorowal-nością. Wirusy grypy należą do rodziny Orthomyxoviridae, jako materiał genetyczny zawierają jednoniciowy, segmentowany kwas RNA oraz posiadają otoczkę, w której zakotwiczone są glikopro-teinowe wypustki, hemaglutynina i neuraminidaza, od-powiedzialne za zjadliwość oraz stymulację odporności. Ważną cechą wirusów grypy jest bardzo duża zmienność genetyczna i antygenowa oparta na zjawiskach dryfu i skoku antygenowego (16). Spośród trzech poznanych dotychczas typów tych zarazków, różniących się struktu-rą białek wewnętrznych, znaczenie kliniczne i epidemio-logiczne u koni, innych gatunków zwierząt i człowieka posiadają wirusy należące do typu A, w obrębie którego występują różne podtypy. Zakażenia koni w warunkach naturalnych mogą wywoływać 2 podtypy wirusa, ozna-czane jako H7N7 i H3N8. Podtyp H7N7 został po raz pierwszy wyizolowany od koni podczas wybuchu choro-by w choro-byłej Czechosłowacji w 1956 r., a uzyskany proto-typowy szczep wirusa oznaczono jako A/equi/Praga/56/
H7N7 (11). Obecnie podtyp ten nie odgrywa większej roli w epidemiologii zakażeń u koni i uznawany jest za wygasły. Dominującą rolę w epidemiologii grypy koni w Europie i na świecie odgrywa podtyp H3N8, a za-każenia tym wirusem przynoszą znaczne straty ekono-miczne w hodowli (11, 19, 40). Podtyp ten został po raz pierwszy wyizolowany w Ameryce Północnej, w Miami na Florydzie, w 1963 r. i oznaczony jako A/equi/ Miami/63/H3N8 (60). Początkowo wirus ten cechował się względną stabilnością genetyczną i antygenową, natomiast w oparciu o wyniki badań filogenetycznych prowadzonych w latach 80. XX w. wśród szczepów należących do podtypu H3N8 wyodrębniono 2 linie, określane jako europejska i amerykańska (12, 17).
W zapobieganiu grypie najważniejszą rolę odgrywają szczepienia ochronne, które łagodzą nasilenie klinicz-nych objawów choroby, natomiast nie chronią przed zakażeniem. Pierwsze szczepionki przeciwko grypie, dostępne już w latach 60. XX w., wytwarzane były w oparciu o inaktywowane pełne wiriony lub izolowane białka powierzchniowe (18, 40). Szczepy wykorzysty-wane do produkcji szczepionek namnażano na zarod-kach kurzych lub w hodowlach komórkowych, a w celu zwiększenia immunogenności preparatów stosowano adjuwanty (16). Szczepionki inaktywowane cechowały się bezpieczeństwem dla koni i indukowały silną odpo-wiedź immunologiczną w postaci przeciwciał, skiero-wanych głównie przeciwko hemaglutyninie. W bada-niach eksperymentalnych wykazano, że przeciwciała te odgrywają najważniejszą rolę w ochronie zwierzęcia przed zachorowaniem, ponieważ neutralizując antygen odpowiedzialny za wnikanie wirusa do komórek układu oddechowego, zapobiegają wewnątrzkomórkowej re-plikacji zarazka. Czas ochronnego działania tego typu szczepionek uzależniony jest od koncentracji krążących przeciwciał skierowanych przeciwko glikoproteinom powierzchniowym, jednak z reguły odporność jest krótkotrwała, co wiąże się z koniecznością częstych rewakcynacji, co 3-4 miesiące (42). W tym kontekście błędny okazał się lansowany przez wiele lat pogląd, zgodnie z którym do zapewnienia dostatecznego po-ziomu odporności wystarczające jest podanie dwóch dawek szczepionki w cyklu podstawowym oraz dawki przypominającej w odstępach rocznych. Poglądy te zweryfikowano m.in. w wyniku obserwacji klinicznych prowadzonych podczas epidemii grypy koni w 1979 r. w Europie Zachodniej które dowiodły, że stosowane w tym okresie programy profilaktyczne nie zapewniały zwierzętom dostatecznego potencjału ochronnego (40). Wadą konwencjonalnych szczepionek inaktywowanych przeciwko grypie koni jest słaba stymulacja odporności lokalnej błony śluzowej oraz odpowiedzi typu komór-kowego, która pożądana jest w przypadku zakażeń wywoływanych przez drobnoustroje wewnątrzkomór-kowe (18, 42). Odnosi się to zwłaszcza do pobudzenia odpowiedzi ze strony limfocytów T cytotoksycznych (CTL) (36). Nadzieje na spełnienie tych oczekiwań pokłada się m.in. w szczepionkach nowej generacji oraz w nowych adjuwantach (46).
W celu zwiększenia spektrum ochronnego działania szczepionek przeciwko grypie koni powinny one, zgod-nie z aktualnymi zaleceniami, zawierać obie lizgod-nie gene-tyczne podtypu H3N8, tj. linię amerykańską i europejską (11, 46). W aktualnie zarejestrowanych szczepionkach dla koni wykorzystywane są m.in. szczepy A/equi2/ Newmarket1/93 oraz A/equi2/Newmarket2/93, należą-ce, odpowiednio, do linii amerykańskiej i europejskiej (tab. 1, tab. 2).
Istotnym problemem w profilaktyce swoistej grypy, tak u człowieka, jak i u zwierząt, jest duża zmienność wirusów, co stwarza konieczność ciągłego uaktual-niania składu antygenowego dostępnych szczepionek. Procesy zmienności wśród wirusów grypy koni postę-pują znacznie wolniej niż ma to miejsce w przypadku wirusów grypy człowieka. Z tego względu szczepionki dla koni nie muszą być corocznie modyfikowane celem dostosowania ich składu do aktualnej sytuacji epide-miologicznej. Optymalny przedział czasowy dotyczący uaktualniania składu szczepionek przeciwko grypie koni wynosi około 5 lat (33, 64).
Stosowane współcześnie technologie produkcji szczepionek przeciwko grypie wykorzystują m.in. ad-juwancyjne działanie kompleksu immunostymulującego (ISCOM). Bryant i wsp. (11) w badaniach z użyciem preparatu Equip F, zawierającego ISCOM wykazali, że dwukrotne podanie szczepionki w odstępie 5 tygodni znacząco ograniczało nasilenie klinicznych objawów choroby oraz siewstwo wirusa u szczepionych koni. Kompleks immunostymulujący (ISCOM) okazał się ponadto silnym induktorem odporności typu komórko-wego u ludzi i myszy, co wyrażało się nasileniem proli-feracji cytotoksycznych limfocytów T (38, 48). W przy-padku koni mechanizm działania ISCOM na poziomie komórkowym poznany jest w mniejszym stopniu, ale uważa się, że pobudza on syntezę interferonu gamma w komórkach jednojądrzastych krwi, co dowodzi stymu-lacji odporności komórkowej (38). Adjuwant w postaci ISCOM zastosowany został w zarejestrowanych w kraju szczepionkach podjednostkowych Equillis Prequenza oraz Equilis Equenza (tab. 1, tab. 2).
Wykorzystując technologię rekombinacji DNA podjęto próbę opracowania nowoczesnej szczepionki wektorowej przeciwko grypie koni z użyciem jako wektora wirusa ospy kanarków (11). Zarazek ten cechuje się brakiem zjadliwości dla koni, łatwo ulega replikacji w komórkach końskich oraz wykazuje zdolność przyję-cia dużego fragmentu obcego materiału genetycznego. Paillot i wsp. (47) oceniali efektywność stymulacji układu immunologicznego koni przy użyciu szczepionki wektorowej i stwierdzili pobudzenie odpowiedzi typu humoralnego, wyrażające się wzrostem stężenia prze-ciwciał w surowicy, jak również typu komórkowego, manifestujące się zwiększoną syntezą IFN-gamma. Spośród dostępnych szczepionek przeciwko grypie koni w Polsce zarejestrowana jest aktualnie szczepionka wektorowa Proteq Flu (tab. 2).
W USA i Kanadzie na rynku dostępna jest żywa, modyfikowana szczepionka przeciwko grypie koni pod
nazwą Flu-Avert I.N., przeznaczona do stosowania dro-gą donosową. Innowacyjność zastosowanej technologii produkcji szczepionki polegała na wykorzystaniu proce-dury atenuacji wirusa grypy w niskiej temperaturze, rzę-du 26°C, drogą seryjnych pasaży na zarodkach kurzych. W efekcie uzyskano szczep wirusa szczepionkowego adaptowany do replikacji w temperaturze niższej od tem-peratury ciała zwierzęcia. Dzięki temu po immunizacji drogą donosową nie dochodzi do niekontrolowanego namnażania się zarazka w tkance płucnej, ograniczając je do błony śluzowej jamy nosowej, w której fizjologicz-nie panuje niższa temperatura. Dotychczasowe badania wykazały, że preparat ten stymuluje odporność ogólną i miejscową błony śluzowej górnych dróg oddechowych w odniesieniu do obydwu linii genetycznych podtypu H3N8, mimo że szczepionka zawiera tylko wirus linii amerykańskiej (15). Odporność pojawia się po około 4 tygodniach od podania pierwszej dawki szczepionki i utrzymuje się co najmniej 6 miesięcy (40).
Grypa koni jest przykładem jednostki chorobowej, w odniesieniu do której dokonał się największy postęp w zakresie swoistego zapobiegania chorobie przy wy-korzystaniu preparatów nowej generacji. Tym niemniej w dalszym ciągu prowadzone są badania, których celem jest zwiększenie potencjału ochronnego szczepionek przy jednoczesnym ograniczeniu występowania efektów niepożądanych. W tym kontekście na uwagę zasługują m.in. badania nad zastosowaniem nowoczesnych adju-wantów, których funkcję mogą pełnić np. liposomy, tok-syny bakteryjne E. coli lub lipid A (8, 37). Prowadzone są także badania nad możliwością wykorzystania białka otoczki M2 jako antygenu szczepionkowego, dzięki czemu możliwe będzie ograniczenie wpływu genetycznej zmienności wirusa grypy na efektywność szczepień. Duże nadzieje wiązane są również ze szcze-pieniami przy użyciu szczepionek DNA, polegającymi na wprowadzaniu do organizmu „nagiego” materiału genetycznego wirusa grypy, pozbawionego balastu białkowego, z reguły odpowiedzialnego za powikłania poszczepienne. Wprawdzie wstępne wyniki stosowania tego typu szczepionek u koni wydają się obiecujące, jednak szersze ich wykorzystywanie w profilaktyce grypy musi być poprzedzone dalszymi badaniami (1).
Zołzy
Zołzy to jedna z najczęściej rozpoznawanych cho-rób koni o etiologii bakteryjnej, występująca na całym świecie (62). Czynnikiem przyczynowym choroby jest Streptococcus equi subsp. equi, należący do pacior-kowców z grupy C wg klasyfikacji Lancefield (61). Choroba dotyczy głównie koni młodych, ale może pojawić się u zwierząt w każdym wieku, zwłaszcza nieszczepionych, a także u osobników starszych, które dotychczas nie przebyły zakażenia naturalnego. Do zakażenia w warunkach naturalnych dochodzi poprzez kontakt bezpośredni ze zwierzętami chorymi lub z bez-objawowymi nosicielami oraz drogą pośrednią poprzez zanieczyszczone zarazkiem: wodę, paszę, pastwiska, stajnie, boksy i elementy wyposażenia pomieszczeń
inwentarskich. W podtrzymywaniu i utrwalaniu źródła zakażenia w stadninach istotną rolę odgrywa bezobja-wowe nosicielstwo zarazka, dlatego ważnym elementem prewencyjnym jest stosowanie kwarantanny w odnie-sieniu do koni nowo wprowadzanych do stada (52, 62). U zwierząt będących nosicielami bakterie są w stanie przez długi okres czasu utrzymywać się w workach powietrznych, a siewstwo z wydzieliną z jamy nosowej u ozdrowieńców może trwać nawet do 8 miesięcy.
Podstawowym elementem zapobiegania chorobie są szczepienia, które przyczyniają się także do ograniczenia występowania nosicielstwa u koni (52). Poszczepienna odpowiedź immunologiczna skierowana jest głównie przeciwko białku M (SeM), będącemu podstawowym składnikiem ściany komórkowej bakterii i obejmuje odpowiedź ogólną oraz lokalną błony śluzowej jamy nosowo-gardłowej (52, 61). Współcześnie wykorzysty-wane preparaty do swoistej profilaktyki zołzów cechują się na ogół umiarkowaną skutecznością i ograniczonym marginesem bezpieczeństwa dla koni. Przykładem ta-kich szczepionek są klasyczne preparaty pełnokomór-kowe, zawierające inaktywowane bakterie lub ekstrakty białkowe zarazka, cechujące się niską skutecznością oraz licznymi działaniami niepożądanymi (62). W bada-niach eksperymentalnych obiecujące efekty z użyciem tego typu szczepionek uzyskiwano na modelu mysim, jednak w odniesieniu do koni, pomimo uzyskiwania wysokiego miana surowiczych przeciwciał anty-SeM, nie stwierdzano efektu protekcyjnego w przypadku zakażenia doświadczalnego lub naturalnego (53). Przypuszcza się zatem, że w celu uzyskania pełniejszej ochrony konieczne jest zastosowanie w szczepionce dodatkowych antygenów wzmacniających odpowiedź immunologiczną (62). Niski potencjał odporności u koni po podaniu szczepionki przeciwko zołzom wiąże się nie-wątpliwie także ze słabą stymulacją odpowiedzi lokalnej z udziałem przeciwciał klasy sIgA. Wykazano jednak, że systematyczne stosowanie szczepień zmniejszało ryzyko pojawienia się choroby w stadzie lub nasilenie klinicznych objawów zakażenia w przypadku jej wystą-pienia. W porównaniu do efektu szczepień ochronnych korzystniej kształtuje się odporność u koni w następ-stwie naturalnego przechorowania zołzów, która na ogół utrzymuje się przez okres ponad 5 lat (61, 62).
Analogicznie jak w przypadku grypy koni prowa-dzone są badania nad zastosowaniem żywej, atenu-owanej szczepionki przeciwko zołzom, podawanej drogą donosową. Nowoczesna szczepionka tego typu o nazwie Pinnacle I.N. (Fort Dodge) oparta została na bezotoczkowym szczepie Streptococcus. equi subsp. equi poddawanym procesowi chemicznej mutagenezy w celu wywołania przypadkowych mutacji w genomie bakteryjnym. Badania wykazały, że szczepionka ta in-dukuje odporność lokalną błony śluzowej jamy nosowej, chroniąc konie częściowo lub całkowicie przed zakaże-niem, jednak w porównaniu do preparatów iniekcyjnych znacznie słabiej stymuluje ogólną odpowiedź typu humoralnego, mierzoną wysokością miana swoistych przeciwciał (52, 61, 62).
W ostatnich latach w Europie i w Polsce dopuszczona została do obrotu szczepionka przeciwko zołzom pod na-zwą Equilis StrepE, zawierająca żywy szczep TW 928, będący mutantem delecyjnym w odniesieniu do genu aroA, atenuowany drogą seryjnych dootrzewnowych pasaży ma myszach (tab. 2). Wykazano, że domięśniowe podanie tej szczepionki praktycznie w 100% chroniło immunizowane konie przed zakażeniem, jednak równo-cześnie stwierdzano znaczną odczynowość w miejscu iniekcji, co wykluczało tę drogę podania (62). W celu ograniczenia odczynów poszczepiennych przy równo-czesnym zachowaniu potencjału ochronnego prepa-ratu opracowano metodę aplikacji szczepionki drogą podśluzówkową w wewnętrzną powierzchnię górnej wargi. U koni immunizowanych w ten sposób w 50% przypadków stwierdzano ochronę przed rozwojem typo-wych ropni w węzłach chłonnych w wyniku zakażenia donosowego, natomiast w 25% widoczne było zmniej-szenie nasilenia pozostałych klinicznych objawów choroby. Jedyną wadą tej drogi aplikacji szczepionki jest pojawianie się niekiedy drobnych krost w miejscu iniekcji, z których można wyizolować szczepionkowy szczep paciorkowca. Wykazano, że obecność tych zmian może wpływać niekorzystnie na indukcję skutecznej odpowiedzi immunologicznej (34).
Podobnie jak w odniesieniu do innych jednostek chorobowych o etiologii bakteryjnej i wirusowej, przy-szłość swoistej profilaktyki zołzów leży w opracowaniu szczepionek opartych o wysoce immunogenne antyge-ny i cechujących się bezpieczeństwem dla koni (62). W tym kontekście alternatywą dla żywych, atenuowa-nych szczepionek mogą okazać się wieloskładnikowe preparaty podjednostkowe oparte o izolowane białka powierzchniowe S. equi. Słuszność tego kierunku po-twierdzają m.in. badania Flock i wsp. (21) wykonane na myszach, którym podawano 3 białka powierzchniowe S. equi, FNZ (cell surface-bound fibronectin binding protein), SFS (secreted fibronectin binding protein) oraz EAG (α2-macroglobulin, albumin and immunoglobulin G binding protein). W badaniach tych wykazano, że immunizacja myszy preparatem stanowiącym kom-binację wymienionych białek zapewniała zwierzętom doświadczalnym pełną ochronę przed zakażeniem eksperymentalnym. Podobne rezultaty uzyskiwano stosując immunizację myszy z użyciem dwóch innych białek S. equi, CNE (collagen-binding protein) i SclC (collagen-like protein) w połączeniu z białkiem EAG (22). Wyniki tych badań wskazują, że szczepionki pod-jednostkowe mogą stanowić alternatywę dla konwen-cjonalnych szczepionek żywych, o ile ich skuteczność u koni okaże się porównywalna z uzyskiwaną na modelu mysim. Słuszność tych przewidywań potwierdzają m.in. badania Guss i wsp. (28), w których wykazano podobny potencjał odporności ochronnej przeciwko zakażeniom paciorkowcowym uzyskiwany u myszy i koni po im-munizacji z użyciem wieloskładnikowej szczepionki rekombinowanej. W ostatnich latach dokonał się znaczą-cy postęp w badaniach dotycząznaczą-cych poznania genomu S. equi, który w najbliższej przyszłości powinien
dopro-wadzić do odkrycia nieznanych dotychczas czynników wirulencji, potencjalnie mogących być wykorzystywane jako antygeny do uodporniania koni (62).
Rodokokoza
Rodokokoza jest zakaźną, bakteryjną chorobą układu oddechowego koni, występującą głównie u młodych źrebiąt w wieku od 1.-6. m-ca życia (55). Choroba przebiega najczęściej w formie podostrej lub przewle-kłej pod postacią zapalenia oskrzeli i płuc o charakterze ropno-ziarniakowatym, z tworzeniem się w tkance płucnej i niekiedy poza płucami charakterystycznych uformowanych ropni (24, 27). Czynnikiem etiologicz-nym choroby jest Gram-dodatnia bakteria Rhodococcus equi występująca ubikwitarnie w stadninach, w których może być izolowana z kału koni oraz z wierzchnich warstw gleby (56). Do zakażenia źrebiąt w warunkach naturalnych dochodzi najczęściej drogą oddechową po-przez wdychanie cząsteczek kurzu z pylistego podłoża, zawierających na powierzchni opłaszczone drobnoustro-je (55). Terapia antybiotykowa, rutynowo wykorzy-stywana w większości chorób o etiologii bakteryjnej, w przypadku rodokokozy z reguły jest długotrwała, kosztowna i nie zawsze skuteczna. Z tego powodu wysiłek badaczy na całym świecie skoncentrowany jest na opracowaniu skutecznej metody zapobiegania chorobie. Niestety, dotychczas nie opracowano w pełni efektywnego programu profilaktyki swoistej rodokoko-zy tak w odniesieniu do klacrodokoko-zy ciężarnych, jak i źrebiąt. W oparciu o wyniki dotychczasowych badań nad ro-dokokozą przyjmuje się, że najskuteczniejszą metodą zapobiegania chorobie u źrebiąt jest bierna immunizacja poprzez dożylne podawanie osocza pozyskiwanego od dawców hiperimmunizowanych antygenami R. equi (25, 43). Z danych piśmiennictwa wynika, że meto-da ta była stosowana w wielu stadninach, zwłaszcza z enzootycznie występującą rodokokozą, przyczynia-jąc się do istotnej poprawy parametrów zdrowotnych oraz obniżenia strat ekonomicznych (31). Korzystny efekt stosowania osocza u źrebiąt wyraża się m.in. zwiększeniem miana specyficznych przeciwciał, które utrzymują się do 30 dni, obniżeniem współczynnika zachorowalności i śmiertelności, a także ograniczeniem konieczności stosowania kosztownej antybiotykoterapii (31, 43). Pomimo niewątpliwej skuteczności osocza w zapobieganiu rodokokozie mechanizmy decydujące o jego właściwościach ochronnych nie zostały dokład-niej poznane. Przypuszcza się, że ważną rolę odgrywają zawarte w osoczu przeciwciała skierowane przeciwko białkom VapA i VapC, jak również inne czynniki, takie jak cytokiny, składowe układu dopełniacza oraz fibro-nektyna (43). Nie ustalono także najbardziej optymalne-go terminu podawania osocza źrebiętom ani jeoptymalne-go dawki, na które oddziaływać mogą takie czynniki, jak stopień zanieczyszczenia środowiska fermowego zjadliwymi szczepami R. equi, metody zarządzania stadniną, sto-sowane zabiegi ogólnosanitarne i inne (31, 43). Wyniki badań sugerują, że w stadninach zapowietrzonych oso-cze powinno być podawane w okresie pomiędzy 1. a 60.
dniem życia źrebiąt w zróżnicowanej dawce od 0,7 do 2,1 litra w zależności od prognozowanego przebiegu choroby oraz udziału różnorodnych czynników ryzyka (43). Biorąc pod uwagę wspomniany wcześniej czas utrzymywania się u źrebiąt przeciwciał pochodzących z osocza, należy liczyć się z faktem, że zbyt wczesne jego podanie może skutkować obniżeniem koncentracji przeciwciał w surowicy w okresie, kiedy źrebięta będą w dalszym ciągu wrażliwe na zakażenie.
Alternatywną dla stosowania osocza metodą zapobie-gania rodokokozie źrebiąt mogłaby być immunizacja czynna, jednak dotychczas nie opracowano skutecznie działającej szczepionki przeciwko tej chorobie. Wyniki badań eksperymentalnych oraz obserwacje kliniczne dowodzą, że czynne uodpornianie ciężarnych klaczy nie przynosi oczekiwanych efektów w postaci zapewnienia biernej ochrony źrebiętom, mimo stwierdzanego wzrostu miana specyficznych przeciwciał w siarze (24). Bardziej obiecujące wyniki uzyskiwano w przypadku czynnego uodporniania źrebiąt. Varga i wsp. (59) przeprowadzili badania z użyciem dwóch różnych szczepionek inak-tywowanych, którymi immunizowano klacze ciężarne na 6 i 2 tygodnie przed terminem porodu oraz źrebięta pochodzące od szczepionych klaczy w 3., 5. i 7. tygo-dniu życia. W przypadku obydwu szczepionek miana przeciwciał u klaczy immunizowanych oraz kontrolnych w całym okresie doświadczenia niewiele różniły się od siebie. U źrebiąt natomiast miano przeciwciał w grupie doświadczalnej utrzymywało się na niskim poziomie do 5. tygodnia życia, po czym począwszy od 5. tygodnia stwierdzono jego stopniowy wzrost. Wyniki tych badań pozwalają przypuszczać, że w obronie immunologicznej źrebiąt większą rolę odgrywają przeciwciała pochodzące z syntezy własnej niż biernie przekazywane przez kla-cze. W ostatnich latach podejmowano próby uodpornia-nia klaczy ciężarnych przy użyciu eksperymentalnych szczepionek zawierających białko VapA związane z ad-juwantem transportowanym za pomocą nanocząsteczek i w efekcie, tak u klaczy, jak i u źrebiąt pobierających siarę, uzyskiwano wzrost miana przeciwciał klasy IgG anty-vapA (14). Potwierdzenie ochronnej funkcji tych przeciwciał w przypadku naturalnego zakażenia R. equi wymaga jednak dalszych badań.
Z uwagi na niską efektywność szczepionek podawa-nych parenteralnie podjęto także badania nad metodą doustnego uodporniania przeciwko rodokokozie (44, 45). Oliveira i wsp. (45) w badaniach na myszach wy-kazali ochronny efekt eksperymentalnej szczepionki podawanej per os, w której białko vapA R. equi wprowa-dzane było za pośrednictwem wektora transmisyjnego w postaci bakterii Salmonella enterica subsp. enterica serowar Typhimurium. Badania z użyciem szczepio-nek doustnych prowadzone były także na źrebiętach. Hooper-McGrevy i wsp. (44) wykazali, że doustne po-danie źrebiętom żywych, zjadliwych szczepów R. equi powodowało wzrost miana przeciwciał przeciwko białkom vapA i vapC. Chociaż wykazano, że doustne podanie zjadliwych szczepów zarazka zapewnia także ochronę przed zakażeniem naturalnym, w praktyce taka
metoda nie znalazła szerszego zastosowania z uwagi na ryzyko wywołania choroby, a także zanieczyszczenia środowiska hodowlanego pełnozjadliwymi bakteriami wydalanymi z kałem.
W fazie badań eksperymentalnych są także próby wykorzystania szczepionek podjednostkowych za-wierających egzoenzymy wytwarzane przez R. equi, tj. oksydazę cholesterolową i fosfolipazę C, jednak wstępne wyniki tych badań dowodzą, że nie zapew-niają one skutecznej ochrony przed tworzeniem się ropni w płucach (31). Mało efektywne okazały się także szczepionki DNA zawierające gen vapA, przy użyciu których uzyskiwano wprawdzie ochronę u dorosłych koni, natomiast nie chroniły one źrebiąt przed zakaże-niem naturalnym (24).
Pomimo podejmowania na świecie wielu prób uod-porniania klaczy ciężarnych i źrebiąt z użyciem różnych rodzajów szczepionek dotychczas nie opracowano bardziej efektywnej metody swoistej profilaktyki rodo-kokozy niż użycie osocza pozyskiwanego od hiperim-munizowanych dawców. Uzyskanie w pełni skutecznego i bezpiecznego preparatu do czynnej immunizacji źrebiąt przeciwko rodokokozie pozostaje w dalszym ciągu w sferze badań.
Piśmiennictwo
1. Ault A., Zajac A. M., Kong W. P., Gorres J. P., Royals M., Wei C. J., Bao S.,
Yang Z. Y., Reedy S. E., Sturgill T. L., Page A. E., Donofrio-Newman J., Adams A. A., Balasuriya U. B., Horohov D. W., Chambers T. M., Nabel G. J., Rao S. S.: Immunogenicity and clinical protection against equine influenza by DNA
vaccination of ponies. Vaccine 2012, 30, 3965-3974.
2. Balasuriya U. B., Go Y. Y., Maclachlan N. J.: Equine arteritis virus. Vet. Microbiol. 2013, in press.
3. Balasuriya U. B., Heidner H. W., Davis N. L., Wagner H. M., Hullinger P. J.,
Hedges J. F.: Alphavirus replicon particles expressing the two major envelope
proteins of equine arteritis virus induce high level protection against challenge with virulent virus in vaccinated horses. Vaccine 2002, 20, 1609-1617. 4. Balasuriya U. B., Heidner H. W., Hedges J. F., Williams J. C., Davis N. L.,
Johnston R. E.: Expression of two major envelope proteins of equine arteritis
virus as a heterodimer is necessary for induction of neutralizing antibodies in mice immunized with recombinant Venezuelan equine encephalitis virus replicon particles. J. Virol. 2000, 74, 10623-10630.
5. Balasuriya U. B., Maclachlan N. J.: The immune response to equine arteritis virus: potential lessons for other arteriviruses. Vet. Immunol. Immunopathol. 2004, 102, 107-129.
6. Balasuriya U. B., MacLachlan N. J.: Equine viral arteritis, [w:] Sellon D. C., Long M. T. (ed.): Equine Infectious Diseases. Saunders Elsevier, St. Louis 2007, s. 153-164.
7. Balasuriya U. B., Snijder E. J., Heidner H. W., Zhang J., Zevenhoven-Dobbe
J. C., Boone J. D., McCollum W. H., Timoney P. J., MacLachlan N. J.:
Development and characterization of an infectious cDNA clone of the virulent Bucyrus strain of Equine arteritis virus. J. Gen. Virol. 2007, 88, 918-924. 8. Barnier Quer C., Elsharkawy A., Romeijn S., Kros A., Jiskoot W.: Cationic
liposomes as adjuvants for influenza hemagglutinin: more than charge alone. Eur. J. Pharm. Biopharm. 2012, 81, 294-302.
9. Breathnach C. C., Yeargan M. R., Sheoran A. S., Allen G. P.: The mucosal humoral immune response of the horse to infective challenge and vaccination with equine herpesvirus-1 antigens. Equine Vet. J. 2001, 33, 651-657. 10. Bresgen C., Lämmer M., Wagner B., Osterrieder N., Damiani A. M.: Serological
responses and clinical outcome after vaccination of mares and foals with equine herpesvirus type 1 and 4 (EHV-1 and EHV-4) vaccines. Vet. Microbiol. 2012, 160, 9-16.
11. Bryant N. A., Paillot R., Rash A. S., Medcalf E., Montesso F., Ross J., Watson J.,
Jeggo M., Lewis N. S., Newton J. R., Elton D. M.: Comparison of two modern
vaccines and previous influenza infection against challenge with an equine influenza virus from the Australian 2007 outbreak. Vet. Res. 2010, 41, 19. 12. Bryant N. A., Rash A. S., Russell C. A., Ross J., Cooke A., Bowman S.: Antigenic
and genetic variations in European and North American equine influenza virus strains (H3N8) isolated from 2006 to 2007. Vet. Microbiol. 2009, 138, 41-52. 13. Castillo-Olivares J., Wieringa R., Bakonyi T., Vries A. A. de, Davis-Poynter
arteritis virus by deletion of the major virus neutralization domain. J. Virol. 2003, 77, 8470-8480.
14. Cauchard J., Sevin C., Ballet J. J., Taouji S.: Foal IgG and opsonizing anti--Rhodococcus equi antibodies after immunization of pregnant mares with a protective VapA candidate vaccine. Vet. Microbiol. 2004, 104, 73-81. 15. Chambers T. M., Holland R. E., Tudor L. R., Townsend H. G., Cook A.,
Bogdan J., Lunn D. P., Hussey S., Whitaker-Dowling P., Youngner J. S., Sebring R. W., Penner S. J., Stiegler G. L.: A new modified live equine influenza virus
vaccine: phenotypic stability, restricted spread and efficacy against heterolo-gous virus challenge. Equine Vet. J. 2001, 33, 630-636.
16. Cullinane A., Newton J. R.: Equine influenza-A global perspective. Vet. Microbiol. 2013, in press.
17. Daly J. M., Lai A. C., Binns M. M., Chambers T. M., Barrandeguy M., Mumford
J. A.: Antigenic and genetic evolution of equine H3N8 influenza A viruses.
J. Gen. Virol. 1996, 77, 661-671.
18. Elton D., Bryant N.: HBLB’s advances in equine veterinary science and practice Facing the threat of equine influenza. Equine Vet. J. 2011, 43, 250-258. 19. Equine influenza. Conclusions and Recommendations. OIE Expert Surveillance
Panel on Equine Influenza Vaccine Composition, OIE Headquarters, 4 March 2013. http://www.oie.int/our-scientific-expertise/specific-information-and--recommendations/equine-influenza.
20. Firth A. E., Zevenhoven-Dobbe J. C., Wills N. M., Go Y. Y., Balasuriya U. B.,
Atkins J. F., Snijder E. J., Posthuma C. C.: Discovery of a small arterivirus gene
that overlaps the GP5 coding sequence and is important for virus production. J. Gen. Virol. 2011, 92, 1097-1106.
21. Flock M., Jacobsson K., Frykberg L., Hirst T. R., Franklin A., Guss B., Flock
J. I.: Recombinant Streptococcus equi proteins protect mice in challenge
experiments and induce immune response in horses. Infect. Immun. 2004, 72, 3228-3236.
22. Flock M., Karlstrom A., Lannergard J., Guss B., Flock J. I.: Protective effect of vaccination with recombinant proteins from Streptococcus equi subspecies equi in a strangles model in the mouse. Vaccine 2006, 24, 4144-4152. 23. Fukunaga Y., Wada R., Hirasawa K., Kamada M., Kunanomido T., Akiyama Y.:
Effect of the modified Bucyrus strain of equine arteritis virus experimentally inoculated into horses. Bull. Equine Res. Inst. 1982, 19, 97-101.
24. Giguere S., Cohen N. D., Keith Chaffin M., Hines S. A., Hondalus M. K.,
Prescott J. F., Slovis N. M.: Rhodococcus equi: Clinical Manifestations,
Virulence, and Immunity. J. Vet. Intern. Med. 2011, 25, 1221-1230. 25. Giguère S., Gaskin J. M., Miller C., Bowman J. L.: Evaluation of a
commer-cially available hyperimmune plasma product for prevention of naturally acquired pneumonia caused by Rhodococcus equi in foals. J. Am. Vet. Med. Assoc. 2002, 220, 59-63.
26. Goehring L. S., Wagner B., Bigbie R., Hussey S. B., Rao S., Morley P. S., Lunn
D. P.: Control of EHV-1 viremia and nasal shedding by commercial vaccines.
Vaccine 2010, 28, 5203-5211.
27. Grądzki Z., Zietek-Barszcz A.: Detection of Rhodococcus equi in tracheobron-chial aspirate of foals in enzootic farms depending on age and season. Bull. Vet. Inst. Pulawy 2011, 55, 619-624.
28. Guss B., Flock M., Frykberg L., Waller A. S., Robinson C., Smith K. C., Flock
J. I.: Getting to grips with strangles: an effective multi-component recombinant
vaccine for the protection of horses from Streptococcus equi infection. PLoS Pathog. 2009, 5, e1000584.
29. Hannant D., Jessett D., O’Neill T., Dolby C. A., Cook R. F., Mumford J. A.: Responses of ponies to equid herpesvirus-1 ISCOM vaccination and challenge with virus to the homologous strain. Res. Vet. Sci. 1993, 54, 299-305. 30. Heldens J. G. M., Hannant D., Cullinane A. A., Prendergast M. J., Mumford
J. A., Nelly M., Kydd J. H., Weststrate M. W., Hoven R. Van Den: Clinical and
virological evaluation of the efficacy of an inactivated EHV-1 and EHV-4 whole virus vaccine (Duvaxyn EHV1,4). Vaccination/challenge experiments
in foals and pregnant mares. Vaccine 2001, 19, 4307-4317.
31. Hines M. T.: Rhodococcus equi, [w:] Sellon D. C., Long M. T. (ed.): Equine Infectious Diseases. Saunders Elsevier, St. Louis 2007, s. 281-295. 32. Hooper-McGrevy K. E., Wilkie B. N., Prescott J. F.: Virulence-associated
protein-specific serum immunoglobulin G-isotype expression in young foals protected against Rhodococcus equi pneumonia by oral immunization with virulent R. equi. Vaccine 2005, 23, 5760-5767.
33. Horspool L. J., King A.: Equine influenza vaccines in Europe: A view from the animal health industry. Equine Vet. J. 2013, 45, 774-775.
34. Jacobs A. A., Goovaerts D., Nuijten P. J., Theelen R. P., Hartford O. M.,
Foster T. J.: Investigations towards an efficacious and safe strangles vaccine:
submucosal vaccination with a live attenuated Streptococcus equi. Vet. Rec. 2000, 147, 563-567.
35. Kydd J. H., Townsend H. G., Hannant D.: The equine immune response to equine herpesvirus-1: the virus and its vaccines. Vet. Immunol. Immunopathol. 2006, 111, 15-30.
36. Landolt G. A., Townsend H. G., Lunn D. P.: Equine influenza infection, [w:] Sellon D. C., Long M. T. (ed.): Equine Infectious Diseases. Saunders Elsevier, St. Louis 2007, s. 124-134.
37. Li Y., Wang Z., Chen J., Ernst R. K., Wang X.: Influence of lipid A acylation pattern on membrane permeability and innate immune stimulation. Mar. Drugs. 2013, 11, 3197-3208.
38. Maanen C. van, Cullinane A.: Equine influenza virus infections: an update. Vet. Q. 2002 24, 79-94.
39. MacLachlan N. J., Balasuriya U. B., Davis N. L., Collier M., Johnston R. E.,
Ferraro G. L., Guthrie A. J.: Experiences with new generation vaccines against
equine viral arteritis, West Nile disease and African horse sickness. Vaccine 2007, 25, 5577-5582.
40. Minke J. M., Audonnet J. C., Fischer L.: Equine viral vaccines: the past, present and future. Vet. Res. 2004, 35, 425-443.
41. Minke J. M., Fischer L., Baudu P., Guigal P. M., Sindle T., Mumford J. A.,
Audonnet J. C.: Use of DNA and recombinant canarypox viral (ALVAC)
vectors for equine herpes virus vaccination. Vet. Immunol. Immunopathol. 2006, 111, 47-57.
42. Mumford J. A., Wood J.: Establishing an acceptable threshold for equine influenza vaccines. Dev. Biol. Stand. 1992, 79, 137-146.
43. Muscatello G.: Rhodococcus equi pneumonia in the foal – part 2: diagnostics, treatment and disease management. Vet. J. 2012, 192, 27-33.
44. Oliveira A. F., Ferraz L. C., Brocchi M., Roque-Barreira M. C.: Oral admi-nistration of a live attenuated Salmonella vaccine strain expressing the VapA protein induces protection against infection by Rhodococcus equi. Microbes Infect. 2007, 9, 382-390.
45. Oliveira A. F., Ruas L. P., Cardoso S. A., Soares S. G., Roque-Barreira M. C.: Vaccination of mice with salmonella expressing VapA: mucosal and systemic Th1 responses provide protection against Rhodococcus equi infection. PLoS One 2010, 5, e8644.
46. Paillot R., Hannant D., Kydd J. H., Daly J. M.: Vaccination against equine influenza: Quid novi? Vaccine 2006, 24, 4047-4061.
47. Paillot R., Kydd J. H., Sindle T., Hannant D., Edlund Toulemonde C., Audonnet
J. C., Minke J. M., Daly J. M.: Antibody and IFN-gamma responses induced
by a recombinant canarypox vaccine and challenge infection with equine influenza virus. Vet. Immunol. Immunopathol. 2006, 112, 225-233. 48. Paillot R., Prowse L.: ISCOM-matrix-based equine influenza (EIV) vaccine
stimulates cell-mediated immunity in the horse. Vet. Immunol. Immunopathol. 2012, 145, 516-521.
49. Patel J. R., Heldens J.: Equine herpesviruses 1 (EHV-1) and 4 (EHV-4) – epidemiology, disease and immunoprophylaxis: A brief review. Vet. J. 2005, 170, 14-23.
50. Pusterla N., Hussey S. B., Mapes S., Johnson C., Collier J. R., Hill J., Lunn
D. P., Wilson W. D.: Molecular investigation of the viral kinetics of equine
her-pesvirus-1 in blood and nasal secretions of horses after corticosteroid-induced recrudescence of latent infection. J. Vet. Intern. Med. 2010, 24, 1153-1157. 51. Rush B., Mair T. (ed.): Equine respiratory diseases. Blackwell Science Ltd,
Oxford 2004, p. xvii.
52. Sellon D. C., Sweeney C. R., Timoney P. J., Newton J. R., Hines M. T.: Streptococcal infections, [w:] Sellon D. C., Long M. T. (ed.): Equine Infectious Diseases. Saunders Elsevier, St. Louis 2007, s. 244-257.
53. Sheoran A. S., Artiushin S., Timoney J. F.: Nasal mucosal immunogenicity for the horse of a SeM peptide of Streptococcus equi genetically coupled to cholera toxin. Vaccine 2002, 20, 1653-1659.
54. Slater J. D.: Equine herpesviruses, [w:] Sellon D. C., Long M. T. (ed.): Equine Infectious Diseases. Saunders Elsevier, St. Louis 2007, s. 134-153. 55. Takai S.: Epidemiology of Rhodococcus equi infections: a review. Vet.
Microbiol. 1997, 56, 167-176.
56. Takai S., Ohbushi S., Koike K., Tsubaki S., Oishi H., Kamada M.: Prevalence of virulent Rhodococcus equi in isolates from soil and feces of horses from horse-breeding farms with and without endemic infections. J. Clin. Microbiol. 1991, 29, 2887-2889.
57. Thomson G. R., Mumford J. A., Smith I. M.: Experimental immunization against respiratory disease due to equine herpesvirus 1 infection (rhinopneumonitis) using formalin-inactivated virus with various adjuvants. Vet. Microbiol. 1979, 4, 209-222.
58. Thormanna N., Walleb G. R. Van de, Azaba W., Osterriedera N.: The role of secreted glycoprotein G of equine herpesvirus type 1 and type 4 (EHV-1 and EHV-4) in immune modulation and virulence. Virus Res. 2012, 169, 203-211. 59. Varga J., Fodor L., Rusvai M., Soos I., Makrai L.: Prevention of Rhodococcus
equi pneumonia of foals using two different inactivated vaccines. Vet. Microbiol. 1997, 56, 205-210.
60. Waddell G. H., Teigland M. B., Sigel M. M.: A new influenza virus associated with equine respiratory disease. J. Am. Vet. Med. Assoc. 1963, 143, 587-590. 61. Waller A. S.: Strangles: Taking steps towards eradication. Vet. Microbiol. 2013,
in press.
62. Waller A. S., Keith A. J.: Getting a grip on strangles: recent progress towards improved diagnostics and vaccines. Vet. J. 2007, 173, 492-501.
63. Wilson W. D., Pusterla N.: Immunoprophylaxis, [w:] Sellon D. C., Long M. T. (ed.): Equine Infectious Diseases. Saunders Elsevier, St. Louis 2007, s. 556-577. 64. Woodland R. M.: Influenza vaccine strains: Licensing perspectives. Equine
Vet. J. 2013, 45, 772-773.
65. Zhang J., Go Y. Y., Huang C. M., Meade B. J., Lu Z., Snijder E. J., Timoney
P. J., Balasuriya U. B.: Development and characterization of an infectious
cDNA clone of the modified live virus vaccine strain of equine arteritis virus. Clin. Vaccine Immunol. 2012, 19, 1312-1321.
Adres autora: lek. wet. Marcin Kalinowski, ul. Głęboka 30, 20-612 Lublin; e-mail: marcin.kalinowski@up.lublin.pl
