Artyku³ przegl¹dowy Review
Pryszczyca (foot-and-mouth disease FMD) pozo-staje nadal jedn¹ z najwa¿niejszych chorób zakanych zwierz¹t. Chocia¿ w jej zwalczaniu osi¹gniêto znaczny postêp, to ci¹gle stanowi problem w skali globalnej, wystêpuje w krajach Afryki, Azji, na rodkowym Wschodzie i w Ameryce Po³udniowej. Choroba nie-ustannie powraca do Europy i jest jednym z najwiêk-szych ekonomicznych zagro¿eñ, a trudno jest przewi-dzieæ, sk¹d oraz do jakiego kraju mo¿e zostaæ wprowa-dzona. Przyk³adem jest epidemia z 2001 r. w Wielkiej Brytanii, w kraju o nadzwyczaj restrykcyjnych przepi-sach i postêpowaniu w przypadku chorób zakanych zwierz¹t. Wystêpowanie ognisk pryszczycy w okresie od stycznia do wrzenia 2009 r., potwierdzonych przez wiatowe Laboratorium Referencyjne w Pirbright, przedstawia tab. 1.
Pryszczycê wywo³uje wirus (foot-and-mouth disease virus FMDV) wykryty w 1897 r. przez Loefflera i Froscha, nale¿¹cy do rodziny Picornaviridae, rodzaj Aphthovirus. Obecnie znanych jest siedem serotypów wirusa: A, O, C, Asia 1, SAT 1-3 i ponad szeædziesi¹t podtypów. Naturalnymi gospodarzami FMDV s¹ zwie-rzêta z rzêdu parzystokopytnych Artiodactyla, przede wszystkim: byd³o, winie, owce, kozy oraz dziko ¿yj¹-ce jelenie, sarny, dziki, bawo³y, antylopy i wielb³¹dy (9). Chorobê charakteryzuje: gor¹czka, obfite linienie, pêcherzyki oraz nad¿erki powsta³e po pêcherzach,
zlo-kalizowane na b³onie luzowej jêzyka, jamy gêbowej, w szparach miêdzyracicowych, na koronce racic oraz na strzykach i wymieniu. U byd³a przebieg FMD jest gwa³towny, u wiñ, owiec i kóz ³agodniejszy, trudniej-szy do diagnozy klinicznej, a póno wykryta infekcja sprzyja rozprzestrzenianiu siê wirusa. Na ryzyko za-chorowania nara¿eni s¹ równie¿ ludzie maj¹cy kontakt z zaka¿onymi zwierzêtami oraz pracownicy laborato-ryjni. W pimiennictwie opisano niewiele potwierdzo-nych laboratoryjnie przypadków pryszczycy u ludzi. Szczegó³owe informacje dotycz¹ce FMD przedstawio-no w innym artykule (20).
Wybrane choroby uwzglêdniane
w diagnostyce ró¿nicowej pryszczycy
GRA¯YNA PAPROCKA, ANDRZEJ FITZNER
Zak³ad Pryszczycy Pañstwowego Instytutu Weterynaryjnego Pañstwowego Instytutu Badawczego w Pu³awach, ul. Wodna 7, 98-220 Zduñska Wola
Paprocka G., Fitzner A.
Selected diseases included in the differential diagnosis of foot-and-mouth disease Summary
A number of diseases have similar or identical clinical symptoms as does foot-and-mouth disease, including swine vesicular disease (SVD), vesicular stomatitis (VS), rinderpest (RP) and peste des petits ruminants (PPR). SVD is an acute, highly contagious viral disease of pigs caused by a virus belonging to the genus Enterovirus in the family Picornaviridae. VS is a vesicular disease of horses, cattle and pigs caused by vesiculoviruses of the family Rhabdoviridae. RP and PPR are acute viral diseases caused by the Morbillivirus genus within the family Paramyxoviridae. Classic descriptions of RP refer to it as a highly fatal disease of domestic cattle, buffaloes and yaks. PPR affects sheep and goats and occasionally small wild ruminants. Laboratory investigations are a key to their precise diagnosis. The most important data regarding these diseases are presented in this article.
Keywords: foot-and-mouth disease (FMD), swine vesicular disease (SVD), rinderpest (RP), peste des petits ruminants (PPR) a s u ri w p y t o r e S y c y z c z s y r p Kraj O , n a rI , g n o k g n o H , a i p o it E ,t p i g E , a k s j y d u a S a i b a r A ,l a p e N ,r a m n a y M , a i n e K , a ¿ d o b m a K , n e m e J ,l e a r zI , a i d n a lj a T , n a d u S , a k n a L ir S , a n y t s e l a P , n a t s i k a P e i k s b a r A y t a ri m E e n o z c o n d e j Z , a j c r u T , n a w j a T A BKaamhrbajond,¿aC,hiKneyn,iEa,giKpu,twEeitjo,tpLiaib,iarI,akL,ibarIann,,PazIrkaiseta,ln, a j c r u T , a i d n a lj a T , a n y t s e l a P 1 a i s A Bahrajn,Pakistan 1 T A S Kenia,Mozambik,Zambia 2 T A S Botswana,Eitopia,Kenia,Malaw,iSudan,Zambia Tab. 1. Wystêpowanie pryszczycy z uwzglêdnieniem serotypu wirusa (styczeñ-wrzesieñ 2009 r.) wg www.oie.int/eng/info/ hebdo/adsum.htm
Szereg chorób zakanych przebiega z identycznymi lub podobnymi do pryszczycy objawami klinicznymi; nale¿¹ do nich m.in.: choroba pêcherzykowa wiñ, pê-cherzykowe zapalenie jamy ustnej, ksiêgosusz, pomór ma³ych prze¿uwaczy, które s¹ umieszczone na licie chorób zg³aszanych do OIE oraz zosta³y wpisane do krajowego wykazu chorób zakanych zwierz¹t podle-gaj¹cych obowi¹zkowi zwalczania (Ustawa z dnia 11 marca 2004 r. o ochronie zdrowia zwierz¹t oraz zwal-czaniu chorób zakanych zwierz¹t (Dz. U. 69, poz. 625, 2004). Podstaw¹ ich w³aciwego rozpoznania s¹ diag-nostyczne badania laboratoryjne. Funkcjê krajowego laboratorium referencyjnego ds. pryszczycy, choroby pêcherzykowej wiñ, pêcherzykowego zapalenia jamy ustnej, ksiêgosuszu i pomoru ma³ych prze¿uwaczy pe³-ni Zak³ad Pryszczycy PIWet-PIB w Zduñskiej Woli (Rozporz¹dzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi w sprawie wykazu laboratoriów referencyjnych w³aci-wych dla poszczególnych rodzajów i kierunków badañ z dnia 17 maja 2002 r., Dz. U. Nr 67, poz. 6161). W artykule przedstawiono wa¿niejsze dane dotycz¹ce wymienionych jednostek chorobowych.
Choroba pêcherzykowa wiñ
Chorobê pêcherzykow¹ wiñ (SVD swine vesicu-lar disease) stwierdzono po raz pierwszy we W³oszech w 1966 r. W latach 70. wystêpowa³a w Europie, w tym tak¿e w Polsce i w Azji. W okresie 1991-2009 r. by³a corocznie notowana we W³oszech oraz w 2003, 2004 i 2007 r. równie¿ w Portugalii. Wystêpowanie choroby pêcherzykowej wiñ w latach 1970-2009 r. przedsta-wia tab. 2.
Czynnikiem etiologicznym choroby jest wirus (swi-ne vesicular disease virus SVDV) z rodziny Picorna-viridae, rodzaj Enterovirus spokrewniony antygenowo z ludzkim wirusem Coxsackie B5. Wiriony SVDV maj¹ rednicê oko³o 28-30 nm, symetriê dwudziestocienn¹, nie posiadaj¹ otoczki. Kapsyd wirionu utworzony jest z 60 jednostek, z których ka¿da zawiera cztery g³ówne bia³ka strukturalne VP1-4. Genom wirusa zbudowany jest z pojedynczej, pozytywnie spolaryzowanej nici RNA, wielkoci oko³o 7400 nukleotydów (15).
Cech¹ charakterystyczn¹ wirusa choroby pêcherzy-kowej wiñ, odró¿niaj¹c¹ go od wirusa pryszczycy jest znaczna opornoæ na czynniki fizyczne i chemiczne.
Jest on stabilny w szerokim zakresie pH od 2,5 do 12,5 i dobrze przechowuje siê w niskich temperaturach. In-aktywuje go temperatura powy¿ej 75°C oraz rodki dezynfekcyjne o pH poni¿ej 2,5 i powy¿ej 12,0. Nie ulega zniszczeniu w procesie peklowania, wêdzenia, mro¿enia miêsa (2).
Zaka¿eniu w warunkach naturalnych ulegaj¹ winie i dziki. Przenoszenie zarazka nastêpuje przede wszyst-kim w wyniku kontaktu bezporedniego ze zwierzêta-mi zaka¿onyzwierzêta-mi, produktazwierzêta-mi pochodz¹cyzwierzêta-mi od zwierz¹t zaka¿onych, poprzez zaka¿one rodki transportu, po-mieszczenia, wybiegi oraz w wyniku karmienia zwie-rz¹t zaka¿onymi odpadkami z rzeni i kuchni (15).
Klinicznie choroba pêcherzykowa wiñ jest nie do odró¿nienia od pryszczycy. Okres inkubacji trwa naj-czêciej od 2 do 7 dni i zale¿y od dawki oraz szczepu wirusa. Choroba przebiega ze zmianami pêcherzowy-mi upêcherzowy-miejscowionypêcherzowy-mi w szparach pêcherzowy-miêdzyracicowych, na koronkach racic, na tarczy ryjowej, wargach, jêzyku, a tak¿e u macior na gruczole mlekowym. Tworzeniu siê pêcherzy towarzyszy gor¹czka do 41°C, kulawizna i brak apetytu. Sporadycznie po pojawieniu siê pêche-rzy mog¹ wystêpowaæ, zazwyczaj u zwierz¹t starszych, objawy ze strony uk³adu nerwowego spowodowane nie-ropnym zapaleniem mózgu i opon mózgowych. Prze-bieg SVD mo¿e byæ ostry lub ³agodny, ale zdarza siê, ¿e przybiera formê bezobjawow¹. W przebiegu ostrym choroba rozprzestrzenia siê gwa³townie, a zachorowal-noæ mo¿e obj¹æ 90-100% podatnych zwierz¹t. W prze-biegu ³agodnym objawy kliniczne s¹ mniej zauwa¿al-ne. Zazwyczaj obserwuje siê pojedyncze zmiany pê-cherzowe na koñczynach. Zaka¿enie bezobjawowe na ogó³ dotyczy zwierz¹t, które drog¹ pokarmow¹ zetknê-³y siê z ma³¹, podprogow¹ dawk¹ wirusa. Forma ta cha-rakteryzuje siê brakiem objawów klinicznych, a jedy-nym dowodem zaka¿enia s¹ obecne w surowicy swo-iste przeciwcia³a. Z powodu pokrewieñstwa SVDV do wirusa Coxsackie B5 mo¿e on stanowiæ zagro¿enie dla ludzi. Istniej¹ doniesienia o wystêpowaniu serokonwer-sji u pracowników laboratoryjnych. Objawy kliniczne choroby u ludzi opisywane by³y jako ³agodne, z wyj¹t-kiem jednego doniesienia wskazuj¹cego na zapalenie opon mózgowych. Natomiast nie udokumentowano przypadków choroby lub serokonwersji u rolników i le-karzy weterynarii pracuj¹cych z zaka¿onymi zwierzê-tami (3, 13, 15, 16).
Ze wzglêdu na podobne do pryszczycy objawy kli-niczne o ostatecznym rozpoznaniu SVD decyduj¹ ba-dania laboratoryjne. Materia³em do badañ jest: nab³o-nek z pêcherzy, p³yn surowiczy z pêcherzy, ka³, wyma-zy z nosa i odbytu, krew pobrana na antykoagulant oraz surowica do badania serologicznego. Diagnostyka la-boratoryjna opiera siê na badaniach wirusologicznych i serologicznych. Badanie wirusologiczne umo¿liwia wykrywanie wirusa, wirusowego antygenu i kwasu nukleinowego. Do izolacji wirusa in vitro u¿ywane s¹ komórki pochodz¹ce od wiñ, g³ównie IB-RS-2 oraz pierwotna hodowla komórek nerki wini. Poprzez k o R Kraj 0 8 9 1 -0 7 9 1 AJaupsotniraia,,BMelagitlaa,,FProalnskcaja,,RGurmecujna,iaH,oSlzawnadijcaa,Hirao,ngkong, y h c o ³ W , a i n a t y r B a k l e i W 0 9 9 1 -1 8 9 1 FWraienlckjaa,BHryotalanniad,iaW,³Hoocnhgykong,Niemcy,Rumunia, 0 0 0 2 -1 9 9 1 BWe³logciah,y,HTisazjpwaannia,Holandia,Hongkong,Potrugaila, 9 0 0 2 -1 0 0 2 Potrugaila,W³ochy
Tab. 2. Wystêpowanie choroby pêcherzykowej wiñ (1970--2009 r.) wg www.oie.int/eng/info/hebdo/adsum.htm
równoczesne zaka¿enie komórek wiñskich i bydlêcych, np. tarczycy bydlêcej, nerki cielêcej, mo¿na ró¿nico-waæ FMDV i SVDV. Wirus pryszczycy replikuje siê we wszystkich tych hodowlach, powoduj¹c efekt cyto-patyczny (CPE), natomiast wirus choroby pêcherzyko-wej wiñ wy³¹cznie w hodowlach komórek wiñskich. Do wykazania antygenu wirusowego wykorzystuje siê test IS-ELISA (indirect sandwich ELISA), natomiast do rozpoznania materia³u genetycznego wirusa test RT--PCR. W badaniu serologicznym stosowane s¹ testy MAC-ELISA (monoclonal antibody competitive ELI-SA) i seroneutralizacji (3).
Pêcherzykowe zapalenie jamy ustnej
Pêcherzykowe zapalenie jamy ustnej (VS vesicu-lar stomatitis) opisano po raz pierwszy w latach 1926--1927 u koni w Stanach Zjednoczonych Ameryki (USA), a nastêpnie u byd³a i wiñ. Chocia¿ wystêpowanie cho-roby ogranicza siê do kontynentów amerykañskich, jej ogniska stwierdzono w przesz³oci w 1915 i 1917 r. we Francji oraz w 1886 i 1897 r. w Afryce Po³udniowej, w Polsce nie by³y dotychczas notowane. Aktualnie VS wystêpuje endemicznie w Ameryce rodkowej i w pó³-nocnej czêci Ameryki Po³udniowej, gdzie stwierdza siê corocznie nowe przypadki, natomiast okresowo, zazwyczaj w kilkuletnich odstêpach czasu, pojawiaj¹ siê epizootie na terytorium po³udniowo-zachodnich i po³udniowych stanów USA (25). Wystêpowanie ognisk pêcherzykowego zapalenia jamy ustnej w okre-sie od 2004 r. do czerwca 2009 r. przedstawia tab. 3.
Chorobê wywo³uje wirus (vesicular stomatitis virus VSV) nale¿¹cy do rodziny Rhabdoviridae, rodzaj Vesiculovirus. Wiriony o kszta³cie cylindrycznym, d³u-goci oko³o 180 nm i szerokoci 75 nm, przypominaj¹-ce pocisk karabinowy posiadaj¹ otoczkê glikoproteino-w¹. Materia³em genetycznym VSV jest pojedyncza, ujemnie spolaryzowana niæ RNA, wielkoci oko³o 11 161 nukleotydów. Genom koduje piêæ bia³ek struk-turalnych: nukleoproteinê (N), fosfoproteinê (P), bia³-ko macierzy (M), glibia³-koproteinê (G) i du¿e bia³bia³-ko (L) o funkcji RNA zale¿nej RNA polimerazy (10-12, 25). Znane s¹ dwa ró¿ne typy immunologiczne wirusa: New Jersey (NJ) i Indiana (IND). W obrêbie serotypu India-na wyró¿niono trzy podtypy: IND-1 (klasyczny IND virus, VSIV), IND-2 (cocal virus, COCV) oraz IND-3
(alagoas virus, ACV) (1). Szczepy serotypu NJ oraz szczepy podtypu IND-1 identyfikowane s¹ na obsza-rach, na których choroba wystêpuje endemicznie, a wiêc na terenie po³udniowego Meksyku, w Ameryce rod-kowej, Wenezueli, Kolumbii, Ekwadorze, Peru oraz sporadycznie na pó³nocy Meksyku i w zachodniej czêci USA. Szczepy Salto-Argentyna/63, Maipu-Ar-gentina/86, Rancharia- Brazil/66 i Riberao-Brazil/79 nale¿¹ce do podtypu IND-2 izolowano tylko od koni. U byd³a przebywaj¹cego razem z zaka¿onymi koñmi nie stwierdzono serokonwersji. Podtyp IND-3 reprezen-towany przez szczep (Alagoas-Brazil/64) by³ wykry-wany okazjonalnie, wy³¹cznie od koni w Brazylii, jed-nak w 1977 r. zidentyfikowano pierwszy szczep IND-3 (Espinosa-Brazil/77) pochodz¹cy od byd³a. Poznane szczepy podtypu IND-3 w mniejszym stopniu zaka¿aj¹ byd³o ni¿ konie. Serotypy VSV ró¿ni¹ siê w³aciwo-ciami immunogennymi, a szczepienie nie zapewnia trwa³ej ochrony przed zaka¿eniem krzy¿owym (7, 22, 25, 28).
Wirus jest stabilny w pH 4,0-10,0. Dobrze konser-wuje siê w niskich temperaturach. Ginie podczas ogrze-wania w 58°C przez 30 min. Jest wra¿liwy na eter i inne rozpuszczalniki organiczne, niszczy go 1% for-malina (2).
Pêcherzykowe zapalenie jamy ustnej wystêpuje g³ównie u koni, mu³ów, byd³a i wiñ. Zaka¿eniu mog¹ ulegaæ równie¿ owce, kozy, wiele gatunków zwierz¹t dziko ¿yj¹cych oraz ludzie. Mechanizm przenoszenia wirusa nie jest do koñca wyjaniony. Poniewa¿ VSV izolowano od komarów, moskitów oraz innych owadów, na tej podstawie wysuniêto hipotezê, ¿e wektorem prze-nosz¹cym s¹ owady. Wirus izolowano zarówno u doj-rza³ych owadów, jak równie¿ z jaj i larw. Forma lar-walna stanowi rezerwuar, w którym zarazek mo¿e prze-trwaæ w niekorzystnych warunkach rodowiska. Ponad-to zaobserwowano, ¿e choroba wystêpuje sezonowo, zanikaj¹c na obszarach tropikalnych pod koniec pory deszczowej, a w strefie umiarkowanej wraz z nadej-ciem pierwszych mrozów (5). Istnieje tak¿e hipoteza, ¿e jest to wirus rolinny, który mo¿e byæ obecny w pa-szy i zwierzêta s¹ koñcem ³añcucha epidemiologicz-nego. Nastêpnie po adaptacji wirus jest transmitowany pomiêdzy wra¿liwymi zwierzêtami (18). Podczas epi-demii w zachodnich stanach USA w 1982 r. stwierdzo-no wiele takich przypadków bezporedniego przestwierdzo-no- przeno-szenia wirusa wród zwierz¹t (26).
Objawy kliniczne VS u byd³a nie ró¿ni¹ siê od prysz-czycy, natomiast gdy wystêpuj¹ u wiñ, przypominaj¹ pryszczycê lub chorobê pêcherzykow¹ wiñ. Okres in-kubacji wynosi od 2 do 8 dni. Choroba zaczyna siê pod-wy¿szeniem ciep³oty cia³a do 40-41°C. Póniej wystê-puje linotok i pojawiaj¹ siê pêcherze w jamie ustnej, na jêzyku, na koñczynach w okolicy racic lub kopyt, na gruczole mlekowym. Zwierzêta kulej¹ i maj¹ trudnoci w przyjmowaniu pokarmu. Zmiany umiejscawiaj¹ siê zwykle w jednej okolicy cia³a np. w jamie ustnej, na koñczynach lub wymieniu. Choroba mo¿e atakowaæ do k o R Kraj 6 0 0 2 -4 0 0 2 BKoelluzime,bBiao,Kilwoisat,aBryrkaaz,yMilae,kEskywk,aNdoika,rrGawguaate,mPaalnaa,ma, a l e u z e n e W , A S U ,r o d a w l a S , u r e P 8 0 0 2 -7 0 0 2 BHoenlzideu,raBso,ilKwoilau,mBbraiaz,yKilao,stEakrwykaad,oM,reGkswyakt,emNiaklaar,agua, a l e u z e n e W ,r o d a w l a S , u r e P , a m a n a P , n a t s i k a P 9 0 0 2 Gwatemala,Kolumbia,Nikaragua,Peru,USA
Tab. 3. Wystêpowanie pêcherzykowego zapalenia jamy ustnej (2004-czerwiec 2009 r.) wg www.oie.int/eng/info/hebdo/ adsum.htm
100% pog³owia zwierz¹t w stadzie, ale ich odsetek z kli-niczn¹ postaci¹ siêga 10-15%, miertelnoæ jest niska. Byd³o i konie m³odsze ni¿ 1 rok rzadko choruj¹, zwyk-le infekcja nie koñczy siê zejciem miertelnym. Nato-miast wysoki odsetek miertelnoci obserwowano wród wiñ zaka¿onych serotypem NJ. Zwierzêta odzyskuj¹ zdrowie zwykle w ci¹gu 1-2 tygodni. Tylko wyj¹tkowo przebieg choroby jest przewlek³y, gdy dojdzie do wtór-nych zaka¿eñ bakteryjwtór-nych. U ludzi, którzy kontakto-wali siê ze zwierzêtami chorymi lub pracokontakto-wali z wiru-sem, obserwowano objawy grypopodobne, zwykle bez wystêpowania pêcherzy (2, 25).
Kliniczne odró¿nienie VS od FMD i SVD jest nie-mo¿liwe, jedynie zachorowania wród koni mog¹ su-gerowaæ wstêpn¹ diagnozê. Dla prawid³owego rozpo-znania niezbêdne s¹ badania laboratoryjne, do których najbardziej odpowiedni jest nab³onek z pêcherzy, p³yn z pêcherzy, krew pobrana na antykoagulant oraz suro-wica do badania serologicznego. Je¿eli nie s¹ dostêpne próbki tkanki nab³onkowej od byd³a, mo¿na pobraæ próbki luzu prze³ykowo-gard³owego natomiast od wiñ wymazy z gard³a. W badaniu wirusologicznym w celu wykazania antygenu wirusa oraz identyfikacji jego se-rotypu wykorzystuje siê test IS-ELISA (indirect san-dwich ELISA) i odczyn wi¹zania dope³niacza (OWD). Wykrywanie wirusa metod¹ izolacji in vitro wykonuje siê w hodowlach wra¿liwych komórek. Posiew próbek na hodowle komórek Vero, BHK-21, IB-RS-2 pozwala ró¿nicowaæ wirusy pêcherzykowego zapalenia jamy ustnej, choroby pêcherzykowej wiñ i pryszczycy. VSV namna¿a siê, powoduj¹c efekt cytopatyczny we wszyst-kich hodowlach, FMDV w hodowlach komórek BHK--21 i IB-RS-2, natomiast SVDV wy³¹cznie w IB-RS-2. Do wykrywania materia³u genetycznego wirusa u¿ywa-ny jest test RT-PCR. Ze wzglêdu na odmienne cechy morfologiczne tych wirusów u¿ytecznym narzêdziem diagnostycznym mo¿e byæ mikroskopia elektronowa. Do badania serologicznego zalecane s¹ testy LP-ELISA (liquid phase blocking ELISA), c-ELISA (competitive ELISA) i seroneutralizacji (3).
Ksiêgosusz
Ksiêgosusz, pomór byd³a (cattle plague) jest po-wszechnie znany pod nazw¹ niemieck¹ Rinderpest. Historia tej niezwykle zaraliwej plagi zwierz¹t siêga ponad dwu tysi¹cleci. Miejscem pierwotnego wystêpo-wania ksiêgosuszu, z którego wziê³a pocz¹tek jego d³uga wêdrówka obejmuj¹ca Azjê, Europê i Afrykê, jest re-gion basenu Morza Kaspijskiego. Choroba by³a nastêp-stwem wielu wojen. W Europie i Azji grone epizo-otie, które sta³y siê przyczyn¹ klêski g³odu oraz wiel-kich strat ekonomicznych, wyst¹pi³y w XVII i XVIII stuleciu. Do Afryki zaraza wtargnê³a pod koniec XIX w., natomiast w Ameryce Po³udniowej oraz Australii od-notowano jej pojedyncze przypadki na pocz¹tku lat 20. XX wieku, zwi¹zane z importem zwierz¹t zaka¿onych z Azji. W Europie ksiêgosusz zosta³ zlikwidowany pod koniec XIX wieku, w Polsce ostatnie ognisko
stwier-dzono w 1918 r. (27). Wspó³czenie choroba by³a obec-na w Afryce i Azji, gdzie skoordynowane dzia³ania wielu krajów, oparte na regionalnych i ponadregio-nalnych programach zwalczania przyczyni³y siê do jej stopniowego eliminowania. Niew¹tpliwy postêp w lik-widacji zarazy i jej skutków osi¹gniêto dziêki zaini-cjowaniu w 1992 r. przez Organizacjê Narodów Zjed-noczonych do Spraw Wy¿ywienia i Rolnictwa FAO ogólnowiatowego programu zwalczania ksiêgosuszu (Global Rinderpest Eradication Programme GREP), obejmuj¹cego masowe szczepienia podatnych gatunków zwierz¹t hodowlanych, w powi¹zaniu z systemem mo-nitoringu serologicznego. Ostatnie potwierdzone przez OIE ogniska ksiêgosuszu odnotowano w 2000 r. w Pa-kistanie oraz w 2003 r. w Kenii. Obszary endemiczne-go wystêpowania choroby w Afryce w tzw. ekosyste-mie somalijskim obejmuj¹cym tereny Somalii, Etiopii i Kenii znajduj¹ siê nadal pod szczególnym nadzorem epidemiologicznym. Termin zakoñczenia programu GREP zaplanowano na rok 2010 (24). Postêp w likwi-dacji ksiêgosuszu na wiecie przedstawia ryc. 1.
Przyczyn¹ choroby jest wirus z rodziny Paramyxo-viridae, rodzaj Morbillivirus, do którego nale¿¹ tak¿e wirusy pomoru ma³ych prze¿uwaczy, odry, nosówki psów, nosówki fok, morbilliwirusy ssaków morskich delfinów i morwinów. Pleomorficzne wiriony ksiêgo-suszu o rednicy 150-300 nm i d³ugoci 1000-10000 nm zawieraj¹ pojedyncz¹ niæ RNA o ujemnej polary-zacji. Jednosegmentowy genom wielkoci 15-16 000 nukleotydów koduje szeæ bia³ek strukturalnych: bia³-ko nukleokapsydu (Np), fosfoptroteinê (P), bia³bia³-ko L, bia³ko macierzy (M), bia³ko fuzyjne (F) i hemagluty-ninê (H) oraz dwa bia³ka niestrukturalne C i V, które prawdopodobnie uczestnicz¹ w replikacji. Znany jest tylko jeden serotyp wirusa, ale liczne szczepy tereno-we ró¿ni¹ siê znacznie pod wzglêdem wirulentnoci i zdolnoci do szerzenia siê w populacji zwierz¹t po-datnych (4). Na podstawie analizy molekularnej wy-izolowanych szczepów wyró¿niono wród nich trzy linie genetyczne: dwie afrykañskie (linia 1 i linia 2) oraz jedn¹ azjatyck¹ (linia 3) (17, 23).
Ryc. 1. Postêp w likwidacji ksiêgosuszu w ramach programu GREP (A, B, C ogniska choroby w latach 1980, 1990, 2001; D nadzór epidemiologiczny od 2006 r.) wg FAO (ftp:// ftp.fao.org/docrep/fao/011/aj120e/aj120e00.pdf)
Wirus ksiêgosuszu jest stabilny w pH 4,0-10,0. Mo¿e przetrwaæ w 56°C przez 1 godz. i w 60°C do 30 min. Jest wra¿liwy na dzia³anie chloroformu, fenolu, forma-liny i 2% wodorotlenku sodowego. Szybko ginie w tkan-kach pad³ych zwierz¹t, natomiast przez d³ugi czas prze-¿ywa w tuszach zamro¿onych (2).
Na zaka¿enie naturalne podatne s¹ zwierzêta parzy-stokopytne, g³ównie byd³o, bawo³y i jaki. Ksiêgosusz mo¿e wystêpowaæ tak¿e u owiec, kóz, wiñ i licznych gatunków zwierz¹t wolno ¿yj¹cych, u których zazwy-czaj przebiega ³agodnie. Przenoszenie zarazka nastê-puje g³ównie przez kontakt bezporedni, najczêciej poprzez wprowadzenie zwierz¹t zaka¿onych do wra¿-liwej populacji. Chorobê charakteryzuje: wysoka go-r¹czka, surowiczy, przechodz¹cy w ropny wyciek z oczu, martwicowe zapalenie jamy ustnej, zapalenie ¿o³¹dka i jelit, silna biegunka oraz bardzo wysoka za-chorowalnoæ, wskanik miertelnoci zwierz¹t siêga nawet 100%. Obraz kliniczny jest zró¿nicowany. Wy-ró¿nia siê cztery postacie choroby: nadostr¹, ostr¹, pod-ostr¹ i przewlek³¹. W najbardziej powszechnej, ostrej postaci okres inkubacji wynosi 2-4 dni. W pocz¹tko-wej fazie stwierdza siê wzrost temperatury cia³a do oko-³o 41,5°C. Zwierzêta s¹ niespokojne, wykazuj¹ siln¹ depresjê, zaburzenia w oddychaniu, brak apetytu, od³¹-czaj¹ siê od stada. Obserwuje siê stan zapalny b³on lu-zowych jamy ustnej, jam nosowych i spojówek oraz uk³adu moczo-p³ciowego, a nastêpnie ogniska martwi-cy przechodz¹ce w nad¿erki. Objawom towarzysz¹ wycieki luzowe przechodz¹ce w luzowo-ropne z jam nosowych i spojówek. Zwykle 1-2 dni po wyst¹pieniu zmian na b³onach luzowych pojawiaj¹ siê zaburzenia ze strony przewodu pokarmowego, których rezultatem s¹ zaparcia, a nastêpnie biegunki prowadz¹ce do od-wodnienia i mierci, najczêciej po 10-12 dniach trwa-nia choroby. Zwierzêta, które prze¿yj¹, przechodz¹ d³u-gi, kilkutygodniowy okres rekonwalescencji. Przypad-ki nadostre dotycz¹ zwykle zwierz¹t m³odych, u któ-rych stwierdza siê wysok¹ gor¹czkê i stan zapalny b³on luzowych prowadz¹cy do mierci w ci¹gu 2-3 dni. W postaci przewlek³ej objawy kliniczne s¹ s³abo wyra-¿one, a odsetek miertelnoci niski. W postaci bezobja-wowej gor¹czka jest nieregularna, biegunka nie wystê-puje lub jest znacznie s³abiej nasilona (4, 30).
Pojawiaj¹ce siê w przebiegu ksiêgosuszu ogniska martwicy i nad¿erki na b³onach luzowych jamy ustnej mog¹ przypominaæ zmiany pryszczycowe. O rozpozna-niu choroby decyduj¹ badania laboratoryjne. Materia-³em do badañ s¹: wymazy z worka spojówkowego, nosa, jamy ustnej, odbytu, krew pobrana na antykoagulant oraz surowica do badania serologicznego. W badaniu wirusologicznym do identyfikacji antygenu wirusa wy-korzystuje siê test dyfuzji w ¿elu agarozowym (AGID) i test IC-ELISA (immunocapture ELISA). Izolacjê wi-rusa in vitro wykonuje siê w hodowlach komórek nerki cielêcej i komórek Vero, natomiast do wykrywania materia³u genetycznego wirusa zalecany jest test RT--PCR. W badaniu serologicznym stosowane s¹ testy
c-ELISA (competitive ELISA) i seroneutralizacji. Do ró¿nicowania zaka¿enia wirusem ksiêgosuszu i pomoru ma³ych prze¿uwaczy wykorzystuje siê test IC-ELISA z udzia³em specyficznych przeciwcia³ monoklonalnych oraz RT-PCR, do którego zaprojektowano startery od-powiednio dobrane dla badanych patogenów (3).
Pomór ma³ych prze¿uwaczy
Pomór ma³ych prze¿uwaczy (PPR peste des petits ruminants) rozpoznano po raz pierwszy w 1942 r. w Afryce Zachodniej na Wybrze¿u Koci S³oniowej i dwa lata póniej w Beninie, po czym w krótkim cza-sie choroba zosta³a zawleczona do Nigerii oraz Togo. W kolejnych kilkudziesiêciu latach rozprzestrzeni³a siê w kierunku wschodniego wybrze¿a, a nastêpnie na te-renie Azji, g³ównie w rejonie subkontynentu indyjskie-go (14, 19). Od lat 70. XX w. znalaz³a doindyjskie-godne warun-ki do dalszego rozprzestrzeniania siê w krajach ubo-gich, w których hodowla ma³ych prze¿uwaczy stanowi podstawê wy¿ywienia ludnoci. Obecnie pomór ma³ych prze¿uwaczy wystêpuje w Afryce, w krajach po³o¿o-nych miêdzy równikiem i Sahar¹, na Pó³wyspie Arab-skim, na Bliskim i rodkowym Wschodzie oraz w po-³udniowo-zachodniej Azji (29). Na podkrelenie zas³u-guje fakt, ¿e jeszcze do niedawna kraje pó³nocnej czê-ci Afryki by³y wolne od choroby. Sytuacja ta uleg³a zmianie w 2008 r., kiedy to pojawi³y siê jej pierwsze przypadki w Maroku oraz zaka¿enia bezobjawowe wród zwierz¹t w Tunezji. W Polsce PPR nigdy nie by³ notowany. Rozprzestrzenianie wirusa pomoru ma³ych prze¿uwaczy przedstawia ryc. 2.
Przyczyn¹ PPR jest wirus (peste des petits ruminants virus PPRV) z rodziny Paramyxoviridae, rodzaj Mor-billivirus, spokrewniony antygenowo i genetycznie z wi-rusem ksiêgosuszu. Budowa wirionów i organizacja genomu tych wirusów s¹ identyczne. Z uwagi na fakt, ¿e pomór ma³ych prze¿uwaczy wystêpowa³ na obsza-rach, gdzie przez wiele lat notowano ogniska ksiêgosu-szu, PPRV by³ uwa¿any za wariant antygenowy wirusa ksiêgosuszu, który utraci³ w³aciwoæ zaka¿ania i wy-wo³ywania choroby u byd³a, a zaadaptowa³ siê do ma-³ych prze¿uwaczy. Odrêbnoæ obu patogenów
po-Ryc. 2 Rozprzestrzenianie wirusa pomoru ma³ych prze¿u-waczy wg FAO (ftp://ftp.fao.org/docrep/fao/011/aj120e/ aj120e00.pdf)
twierdzono na podstawie sekwencjonowania materia³u genetycznego. W oparciu o analizê genetyczn¹ izola-tów PPRV wyró¿niono cztery genogrupy, trzy wystê-puj¹ce w Afryce, jedn¹ w Azji. Na Bliskim Wschodzie wykazano obecnoæ obok genogrupy azjatyckiej tak¿e jednej linii afrykañskiej. Znany jest jeden serotyp tego wirusa (4, 6, 8).
Wirus pomoru ma³ych prze¿uwaczy charakteryzuje podobna do wirusa ksiêgosuszu wra¿liwoæ na oddzia-³ywanie rodowiska i czynników fizykochemicznych. Jest stabilny w pH 4,0-10,0. Prze¿ywa w 60°C przez 1 godz. Jest wra¿liwy na dzia³anie: fenolu, eteru, alko-holu, detergentów i 2% wodorotlenku sodowego. Wa-runki gnilne sprzyjaj¹ jego inaktywacji, natomiast przez wiele miesiêcy prze¿ywa w tkankach zamro¿onych (2). PPR wystêpuje u owiec, kóz oraz u niektórych ga-tunków nieudomowionych ma³ych prze¿uwaczy. Zasad-nicz¹ drog¹ transmisji zarazka jest przede wszystkim bezporedni kontakt zwierz¹t zaka¿onych i zdrowych, przebywaj¹cych na pastwiskach, targowiskach, korzy-staj¹cych z wodopoju. Objawy kliniczne choroby s¹ podobne do ksiêgosuszu. Okres inkubacji wynosi 2-8 dni. Infekcja mo¿e przebiegaæ w postaci: nadostrej, ostrej, podostrej i przewlek³ej. Charakteryzuje j¹: wy-soka gor¹czka (40-41°C), utrata apetytu, os³abienie, lu-zowo-ropne wycieki z oczu i nosa oraz nad¿erki w ja-mie ustnej i jamach nosowych. U wiêkszoci zwierz¹t wystêpuje biegunka. Zachorowalnoæ i miertelnoæ zale¿¹ od gatunku zwierz¹t i postaci choroby. W posta-ci nadostrej i ostrej zachorowalnoæ wynosi 90-100%, wskanik miertelnoci znacznie powy¿ej 50%. Obser-wacje wykaza³y, ¿e w Afryce kozy s¹ bardziej podatne na zaka¿enie ni¿ owce, z kolei w Azji czêciej stwier-dzano zachorowania wród owiec (14, 21, 30).
W celu prawid³owego rozpoznania niezbêdne s¹ ba-dania laboratoryjne, które umo¿liwiaj¹ równie¿ ró¿ni-cowanie pomoru ma³ych prze¿uwaczy i ksiêgosuszu. Materia³em do badañ s¹: wymazy z worka spojówko-wego, nosa, jamy ustnej, odbytu, pe³na krew pobrana na antykoagulant oraz surowica do badania serologicz-nego. W badaniu wirusologicznym do wykrywania an-tygenu wirusowego wykorzystuje siê test dyfuzji w ¿elu agarozowym (AGID), immunoelektroforezê przeciw-pr¹dow¹ (counter immunoelectrophoresis CIEP), metodê immunofluorescencji (IF) i test IC-ELISA (im-munocapture ELISA). Izolacjê wirusa in vitro prowa-dzi siê w hodowlach komórkowych. Optymaln¹ repli-kacjê uzyskuje siê w hodowli komórek nerki jagniêcia oraz komórek Vero. Do wykrywania materia³u gene-tycznego wirusa stosowany jest test RT-PCR. W bada-niu serologicznym u¿ywane s¹ testy c-ELISA (compe-titive ELISA) i seroneutralizacji (3).
Przedstawione choroby, obecne w Europie lub w re-gionach zwi¹zanych z ni¹ poprzez handel i turystykê, zas³uguj¹ na uwagê ze wzglêdu na ich znaczenie w roz-poznaniu ró¿nicowym pryszczycy oraz zagro¿enie, ja-kie stanowi¹ dla populacji zwierz¹t, a tak¿e dla miê-dzynarodowego obrotu zwierzêtami i produktami po-chodzenia zwierzêcego.
Pimiennictwo
1.Alonso A., Martins M., Gomes M. P. D., Allende R., Sondahl M. S.: Develop-ment and evaluation of an enzyme-linked immunosorbent assay for detection, typing and subtyping of vesicular stomatitis virus. J. Vet. Diagn. Invest. 1991, 3, 287-392.
2.Anon.: OIE Compilation of data by disease 2010.
3.Anon.: OIE Manual of Diagnostic Test and Vaccines for Terrestrial Animals (mammals, birds and bees). Paris 2008.
4.Banyard A. C., Rima B. K., Barrett T.: The morbilliviruses, [w:] Barrett T., Pastoret P. P., Taylor W. P.: Rinderpest and Peste des Petits Ruminants. Elsevier, Academic Press, UK, London 2006, 12-26.
5.Comer S. A., Corn J. L., Stallknecht D. E., Landgraf J. G., Nettles V. F.: Titers of vesicular stomatitis virus New Jersey serotype in naturally infected male and female Lutzomyia shannoni (Diptera: Psychodidae) in Georgia. J. Med. Entomol. 1992, 29, 368-370.
6.Diallo A., Karett T., Barbron M., Subbarao S. M., Taylor W. P.: Differentiation of rinderpest and peste des petits ruminants viruses fusing specific cDNA clones. J. Virol. Methods. 1988, 23, 127-136.
7.Federer K. E., Burrows R., Brooksby J. B.: Vesicular stomatitis virus (the relation between some strains of the Indiana serotype). Res. Vet. Sci. 1967, 8, 103-117.
8.George A., Dhar P., Sreenivasa B. P., Singh R. P., Bandyopahyay S. K.: The M and N genes based simplex and multiplex PCRs are better than the F or H gene based simplex PCR for peste des petits ruminants virus. Acta. Virol. 2006, 50, 217-222.
9.Grubman M. J., Baxt B.: Foot-and-Mouth Disease. Clin. Microbiol. Rev. 2004, 17, 465-475.
10.Hanson R. P.: The natural history of vesicular stomatitis. Bacteriol. Rev. 1952, 16, 179-204.
11.Hole K., Clavijo A., Pineda L. A.: Detection and serotype-specific differentia-tion of vesicular stomatitis virus using a multiplex, real-time, reverse transcrip-tion-polymerase chain reaction assay. J. Vet. Diagn. Invest. 2006, 18, 139-146. 12.Irie T., Carnero E., Okumura A., Garcia-Sastre A., Harty R. N.: Modifications of the PSAP region of the matrix protein lead to attenuation of vesicular stomatitis virus in vitro and in vivo. J. Gen. Virol. 2007, 88, 2559-2567. 13.Ko Y. J., Choi K. S., Nah J. J., Paton D. J., Oem J. K., Wilsden G., Kang S. Y.,
Jo N. I., Kim J. H., Lee H. W., Park J. M.: Noninfectious virus-like particle antigen for detection of swine vesicular disease virus antibodies in pigs by enzyme linked immunosorbent assay. Clin. Diagn. Lab. Immunol. 2005, 12, 922-929.
14.Lefevre P. C., Diallo A.: Peste des petits ruminants. Rev. sci. tech. Off. int. Epiz. 1990, 9, 951-965.
15.Lin F., Kitching R. P.: Swine Vesicular Disease: An Overview. Vet. J. 2000, 160, 192-201.
16.Loxam J. R., Hedger R. S.: Swine vesicular disease: clinical signs, diagnosis, epidemiology and control. Rev. sci. tech. Off. int. Epiz. 1983, 2, 11-24. 17.Mariner J. C., Roeder P. L.: Use of participatory epidemiology in studies of the
persistence of lineage 2 rinderpest virus in East Africa. Vet. Rec. 2003, 152, 641-647.
18.Mason J.: The epidemiology of vesicular stomatitis. Bol. Cen. Panam. Fiebre Aftosa 1978, 29, 35-53.
19.Ozkul A., Akca Y., Alkan F., Barrett T., Karaoglu T., Dagalp S. B., Andersen J., Yesilbag K., Cockaliskan C., Gencay A., Burgu I.: Prevalence, distribution and host range of PPR virus in Turkey. Emerg Infect Dis. 2002, 8, 708-712. 20.Paprocka G., Kêsy A.: Pryszczyca wystêpowanie i zwalczanie choroby.
Medycyna Wet. 2006, 62, 251-253.
21.Perl S., Alexander A., Yakobson B., Nyska A., Harmelin A., Sheikhat N., Shimshony A., Davidson N., Abramson N., Rapport E.: Peste des petits rumi-nants (PPR) of sheep in Israel: case report. Israel J. Vet. Med. 1994, 49, 59-62. 22.Rodriquez L. L., Letchworth G. J., Spiropoulou C. F., Nichol S. T.: Rapid detection of vesicular stomatitis virus New Jersey serotype in clinical samples by using polymerase chain reaction. J. Clin. Microbiol. 1993, 31, 2016-2020. 23.Roeder P. L., Taylor W. P.: Rinderpest. Vet. Clin. North Am. Food Anim. Pract.
2002, 18, 515-547.
24.Rweyemamu M. M., Roeder P. L., Taylor W. P.: Towards the global eradication of rinderpest, [w:] Barrett T., Pastoret P. P., Taylor W. P.: Rinderpest and Peste des Petits Ruminants. Elsevier, Academic Press, UK, London 2006, 298-319. 25.Schmitt B.: Vesicular stomatitis. Vet. Clin. North Am. Food Anim. Pract. 2002,
18, 453-459.
26.Sellers R. F., Maarouf A. R.: Trajectory analysis of winds in vesicular stomatitis in North America. Epidemiol. Infect. 1990, 104, 313-328.
27.Stryszak A.: Epizootiologia szczegó³owa. PWRiL, Warszawa 1952, 545-560. 28.Stuart T. N.: Molecular epizootiology and evolution of Vesicular Stomatitis
Virus New Jersey. J. Virol. 1987, 61, 1029-1036.
29.Taylor W. P.: The distribution and epidemiology of peste des petits ruminants. Preventive Vet. Med. 1984, 2, 157-166.
30.Wohlsein P., Saliki J.: Rinderpest and peste des petits ruminants the diseases: clinical signs and pathology, [w:] Barrett T., Pastoret P. P., Taylor W. P.: Rinder-pest and Peste des Petits Ruminants. Elsevier, Academic Press, UK, London 2006, 68-102.
Adres autora: doc. dr hab. Gra¿yna Paprocka, ul. Wodna 7, 98-220 Zduñ-ska Wola; e-mail: grazyna@piwzp.invar.net.pl
