Komentarz do publikacji: María Díez-Aguilar, Rafael Cantón "Nowe aspekty mikrobiologiczne fosfomycyny"

PRACA POGLĄDOWA

NOWE ASPEKTY MIKROBIOLOGICZNE FOSFOMYCYNY

NEW MICROBIOLOGICAL ASPECTS OF FOSFOMYCIN

✎

Servicio de Microbiología. Hospital Universitario Ramón y Cajal e Instituto Ramón y Cajal de Investigación Sanitaria (IRYCIS). Madryt. Red Española de Investigación en Patología Infecciosa (REIPI).

STRESZCZENIE:

Odkrycie fosfomycyny ponad 40 lat temu było ważnym kamieniem milowym w antybiotykoterapii. Przydatność tego antybiotyku – w monoterapii lub w le-czeniu skojarzonym – w terapii zakażeń wywołanych przez drobnoustroje wie-lolekooporne jest obecnie bardziej oczywista niż kiedykolwiek wcześniej. Euro-pejska Agencja Leków i amerykańska Agencja ds. Żywności i Leków zainicjowały procesy przeglądu zebranych informacji na temat zastosowania fosfomycyny oraz danych z nowych badań klinicznych dotyczących tego związku. Celem agencji jest ustalenie wspólnych kryteriów stosowania leku w Europie oraz do-puszczenie fosfomycyny do obrotu w USA. Mechanizm działania fosfomycyny powoduje brak oporności krzyżowej z innymi antybiotykami. Opisano jednak róż-ne mechanizmy oporności na fosfomycynę, a najważniejszym z nich z punktu widzenia epidemiologicznego jest inaktywacja enzymatyczna, która zasadniczo jest związana z genem fosA3 przenoszonym przez plazmid. Fosfomycynę sto-sowano częściej w Azji w zakażeniach pałeczkami z rzędu Enterobacterales wy-twarzających beta-laktamazę o rozszerzonym spektrum oraz wywy-twarzających karbapenemazę. Pomimo że fosfomycyna wykazuje niższą naturalną aktywność względem Pseudomonas aeruginosa niż względem Escherichia coli, udowodniono jej aktywność w biofilmach, zwłaszcza w kombinacji z aminoglikozydami. Obecne umieszczenie fosfomycyny w arsenale terapeutycznym do leczenia zakażeń wołanych przez drobnoustroje wielolekooporne wymaga podjęcia nowych wy-siłków mających na celu lepsze poznanie tego związku, również w zakresie me-tod laboratoryjnych wykorzystywanych w badaniu wrażliwości na antybiotyki. SŁOWA KLUCZOWE: fosfomycyna, mechanizmy oporności, badanie wrażliwości, biofilmy, kombinacje przeciwdrobnoustrojowe

ABSTRACT:

The discovery of fosfomycin more than 40 years ago was an important mile-stone in antibiotic therapy. The antibiotic’s usefulness, alone or in combination, for treating infections caused by multidrug-resistant microorganisms is clearer

m

Rafael Cantón

Servicio de Microbiología. Hospital Universi-tario Ramón y Cajal e Instituto Ramón y Cajal de Investigación Sanitaria (IRYCIS). Madryt. Red Española de Investigación en Patología Infecciosa (REIPI)

rafael.canton@salud.madrid.org

Tekst stanowi tłumaczenie artykułu „Nuevos aspectos micro-biológicos de la fosfomicina” opublikowanego w czasopiśmie „Revista Española de Quimioterapia” autorstwa María Díez--Aguilar i Rafael Cantón.

Rev Esp Quimioter 2019;32(Suppl 1):8–18

Rozpowszechniany na podstawie licencji „Uznanie autorstwa 4.0 Międzynarodowe (CC BY 4.0)"

Copyright ©2019 María Díez-Aguilar, Rafael Cantón Tłumaczenie oraz publikacja w czasopiśmie „Zakażenia XXI wieku" za zgodą wydawcy: Sociedad Española de Quimio-terapia

Zakażenia XXI wieku 2019;2(5):205–216.

 10.31350/zakazenia/2019/5/Z2019040

206

than ever. Both the European Medicines Agency and the US Food and Drug Administration have open processes for review-ing the accumulated information on the use of fosfomycin and the information from new clinical trials on this compound. The agencies’ objectives are to establish common usage criteria for Europe and authorize the sale of fosfomycin in the US, respectively. Fosfomycin’s single mechanism of action results in no cross-resistance with other antibiotics. However, various fosfomycin-resistance mechanisms have been described, the most important of which, from the epidemiological standpoint, is enzymatic inactivation, which is essentially associated with a gene carrying a fosA3-harboring plasmid. Fosfomycin has been found more frequently in Asia in extended-spectrum beta-lactamase-producing and carbapenemase-producing En-terobacterales. Although fosfomycin presents lower intrinsic activity against Pseudomonas aeruginosa compared with that presented against Escherichia coli, fosfomycin’s activity has been demonstrated in biofilms, especially in combination with aminoglycosides. The current positioning of fosfomycin in the therapeutic arsenal for the treatment of infections caused by multidrug-resistant microorganisms requires new efforts to deepen our understanding of this compound, including those related to the laboratory methods employed in the antimicrobial susceptibility testing study.

KEY WORDS: fosfomycin, mechanisms of resistance, susceptibility testing study, biofilms, antimicrobial combinations

artykułu jest przeanalizowanie nowych dowodów z mikro-biologicznego punktu widzenia na potwierdzenie zastoso-wań klinicznych fosfomycyny.

MECHANIZM DZIAŁANIA

I WŁAŚCIWOŚCI FARMAKODYNAMICZNE

FOSFOMYCYNY

Fosfomycyna ma pojedynczy mechanizm działania: blo-kowanie pierwszego etapu syntezy peptydoglikanów. Jest transportowana do wnętrza bakterii przy udziale permeaz, takich jak transporter glicerolo-3-fosforanu (GlpT) i trans-porter glukozo-6-fosforanu  [G6P] (UhpT). GlpT zacho-wuje podstawową aktywność bez konieczności indukcji, natomiast UhpT nie wykazuje aktywności w przypadku nie-obecności G6P. Kiedy fosfomycyna znajdzie się wewnątrz komórki bakterii, hamuje enzym transferazę UDP-N-ace-tyloglukozamino enolopirogronianową (MurA), odpowie-dzialny za katalizowanie powstawania kwasu N-acetylomu-raminowego (prekursor peptydoglikanu) przez wiązanie N-acetyloglukozaminy i fosfoenolopirogronianu. Fosfomy-cyna jest analogiem fosfoenolopirogronianu, z pierścieniem epoksydowym (mającym zasadnicze znaczenie dla mecha-nizmu jej działania) i grupą fosfonową. Fosfomycyna tworzy wiązanie kowalencyjne z MurA, powodując jej zahamowa-nie, i w ten sposób wywołuje lizę komórek bakterii (ryc. 1).

Fosfomycyna jest zatem związkiem bakteriobójczym oddziałującym na  bakterie w  fazie wzrostu. A  ponieważ bakterie Gram-dodatnie i Gram-ujemne wymagają do syn-tezy peptydoglikanów powstania kwasu N-acetylomurami-nowego, więc spektrum działania fosfomycyny jest bardzo szerokie. Brak jest również możliwości oporności krzyżowej z tym związkiem. Fosfomycynę stosuje się więc w leczeniu zakażeń wywołanych przez patogeny wielolekooporne, ta-kie jak: metycylinooporny Staphylococcus aureus (MRSA),

WPROWADZENIE

Fosfomycyna, bakteriobójczy antybiotyk wytwarzany między innymi przez bakterie Streptomyces fradiae, została odkryta przez hiszpański zespół z hiszpańskiej firmy zajmu-jącej się penicylinami i antybiotykami (Compahia Espanola de Penicilina y Antibióticos) w 1969 r. Od tego czasu fosfo-mycynę stosowano w wielu krajach w różnych wskazaniach zarówno w preparatach dożylnych (sól disodowa), jak i do-ustnych (sól wapniowa lub trometamol). W ostatnich latach wykorzystanie fosfomycyny znacznie się zwiększyło z uwagi na dużą częstość występowania drobnoustrojów wieloleko-opornych, w ich przypadku bowiem fosfomycyna stosowana w monoterapii lub kombinacji stanowi alternatywne lecze-nie [1, 2]. Ze względu na znaczne różnice w zastosowaniach na świecie, konieczność ustalenia wspólnych kryteriów oraz poszerzenia wiedzy na temat tego antybiotyku Europejska Agencja Leków zainicjowała proces mający na  celu zgro-madzenie dowodów potwierdzających wskazania dla fos-fomycyny oraz zatwierdzenie i ujednolicenie kryteriów jej stosowania w Europie (www.ema.europa.eu/en/medicines/ human/referrals/fosfomycin-containing-medicinal-pro-ducts). Ponadto amerykańska Agencja ds. Żywności i  Le-ków umieściła fosfomycynę (według danych z laboratorium prowadzącego badania kliniczne tego antybiotyku) na liście leków o działaniu przeciwdrobnoustrojowym (kwalifikowa-ny produkt przeciwzakaź(kwalifikowa-ny), co ułatwia priorytetowy prze-gląd wyników badań klinicznych i przyspieszenie procesu rejestracji.

Przeprowadzenie epidemiologicznych badań obserwa-cyjnych obejmujących fosfomycynę, nowych badań tego środka przeciwdrobnoustrojowego oraz badań farmako-kinetyki-farmakodynamiki (PK-PD), koniecznych do  po-twierdzenia jej receptury i poznania znaczenia ewentualne-go rozwoju oporności, umożliwiło lepsze zrozumienie teewentualne-go leku pod względem mikrobiologicznym. Celem niniejszego

207 metycylinooporne koagulazoujemne gronkowce (MRCNS),

enterokoki oporne na wankomycynę (VRE), oporny na pe-nicylinę Streptococcus pneumoniae, Enterobacterales wytwa-rzające beta-laktamazę (ESBL) o  rozszerzonym spektrum,

Enterobacterales wytwarzające karbapenemazę (CPE)

i wie-lolekooporny Pseudomonas aeruginosa [3].

Pod względem właściwości fizykochemicznych fosfomy-cyna jest związkiem o niskiej masie cząsteczkowej, rozpusz-czalnym w wodzie, słabo wiążącym się z białkami osocza, ponadto łatwo rozprzestrzenia się do  większości tkanek i do płynu tkankowego. W badaniach udowodniono, że fos-fomycyna przenika do  objętych stanem zapalnym tkanek, cieczy wodnistej oka i ciała szklistego, kości oraz płuc i osią-ga w nich odpowiednie stężenia [4].

Fosfomycyna w  sposób aktywny dociera również do  wnętrza leukocytów polimorfojądrowych. Związek ten jest wydalany niemal wyłącznie z  moczem w  postaci niezmetabolizowanej [5].

Parametr PK-PD związany z  aktywnością bakteriobój-czą związku nie został wyraźnie zdefiniowany i wydaje się, że jest zależny od drobnoustroju. W najnowszych badaniach ustalono, że parametrem PK-PD umożliwiającym najlepsze prognozowanie aktywności fosfomycyny względem pałe-czek Gram-ujemnych (P. aeruginosa, Escherichia coli

i Pro-teus spp.) jest pole powierzchni pod krzywą

(AUC)/mini-malne stężenie hamujące (MIC) [6, 7], natomiast względem

S. aureus i enterokoków fosfomycyna wykazuje aktywność

zależną od  czasu (T>MIC)  [8]. W  badaniu udowodniono także silny efekt poantybiotykowy, nawet w stężeniach po-niżej stężenia hamującego [9].

Opublikowano różne badania, w  których próbowano wyjaśnić parametr PK-PD decydujący o aktywności fosfo-mycyny u P. aeruginosa, uzyskano jednak wiele sprzecznych wyników. W  badaniu z  wykorzystaniem modelu mysiego zaobserwowano, że AUC/MIC jest parametrem, który najle-piej określa aktywność fosfomycyny [6], natomiast w innym badaniu wykazano, że aktywność antybiotyku jest zależna od czasu [10]. Bilal i wsp. stwierdzili, że parametrem PK-PD określającym całkowitą aktywność bakteriobójczą fosfomy-cyny wobec P. aeruginosa jest AUC/MIC, natomiast T>MIC ma związek z zahamowaniem oporności [11].

MECHANIZMY OPORNOŚCI NA

FOSFOMYCYNĘ

Oporność na  fosfomycynę może powstawać według trzech oddzielnych mechanizmów: 1) upośledzenia trans-portu, 2) zmiana miejsca docelowego działania oraz 3) in-aktywacja enzymatyczna (tab. 1) [5, 12, 13]. Pierwszy z tych mechanizmów jest wywoływany przez mutacje w  genach chromosomowych transporterów GlpT i  UhpT lub w  ich genach regulatorowych, co  utrudnia dotarcie fosfomycy-ny do miejsca działania. Mechanizm ten został opisafosfomycy-ny dla izolatów E. coli i  P. aeruginosa. W  przypadku

Acinetobac-ter baumannii wykazano, że  mutacje w  genie

chromoso-mowym abrp (mające podstawowe znaczenie dla wzrostu bakterii i  wpływające na  przepuszczalność ściany komór-kowej) decydują o oporności na fosfomycynę, tetracykliny i chloramfenikol.

Miejsce docelowe działania może zostać zmienione w spo-sób naturalny bądź w wyniku mutacji genu murA, wpływa-jących na strukturę MurA, przy braku możliwości działania fosfomycyny jako substratu. Mycobacterium tuberculosis w sposób naturalny zawiera MurA z resztą asparaginianową zamiast cysteiny w pozycji 117 i nie ma zdolności interakcji z fosfomycyną, co powoduje naturalną oporność. Mutacje ze zmienionym centrum aktywnym MurA występują dość często u  E. coli. Nadmierne wytwarzanie MurA prowadzi również do  niewystarczającego zahamowania przez fosfo-mycynę, przy czym drobnoustrój jest niewrażliwy na działa-nie tego antybiotyku. U na działa-niektórych drobnoustrojów, takich jak P. aeruginosa i Pseudomonas putida, stwierdzono alter-natywne szlaki metaboliczne niezależne od  MurA w  syn-tezie peptydoglikanów, co  wyjaśnia niską wrażliwość tych drobnoustrojów na fosfomycynę. Brak wrażliwości bakterii

Chlamydia trachomatis na  ten antybiotyk wynika z  braku

znaczenia MurA w ich cyklu biologicznym.

Mechanizmem najbardziej interesującym ze  względu na  jego większe znaczenie epidemiologiczne jest inakty-wacja fosfomycyny; może ona zostać spowodowana przez metaloenzymy skutecznie upośledzające działanie tego antybiotyku przez blokowanie jego hamującego działania na MurA. Opisano różne metaloenzymy, np. FosX i FosA,

W

208

które inaktywują fosfomycynę przez otwarcie pierścienia epoksydowego w wyniku włączenia odpowiednio cząsteczki wody lub glutationu. FosB, inny metaloenzym, inaktywuje fosfomycynę przez dodanie cząsteczki cysteiny lub bacilli-thiolu, przy czym ta druga jest wykorzystywana przez drob-noustroje Gram-ujemne (Firmicutes) niewytwarzające glu-tationu. Włączenie fosA do plazmidów i ich przekształcenie w E. coli powoduje wzrost wartości MIC dla fosfomycyny.

FosX odkryto w drobnoustrojach środowiskowych o na-turalnej oporności na fosfomycynę, takich jak Mesorhizobium

loti i Desulfitobacterium hafniense, oraz w takich patogenach,

jak Listeria monocytogenes, Brucella melitensis i Clostridium

botulinum. FosA i FosB mają homologię sekwencji

amino-kwasów, wynoszącą w przybliżeniu 48%, a ich odpowiednie geny stwierdzono w przypadku fosB w plazmidach i chro-mosomach drobnoustrojów Gram-dodatnich

(Staphylococ-cus epidermidis i Bacillus subtilis), w niektórych przypadkach

były one związane z  plazmidami w  Enterobacterales  [14]. Gen fosA i jego różne geny homologiczne, takie jak: fosA2,

fosA3, fosA4, fosA5 i fosA6, są związane z plazmidami

w izo-latach E. coli wytwarzających ESBL i Klebsiella pneumoniae wytwarzających karbapenemazę. W  przypadku

Klebsiel-la spp., Enterobacter spp., Serratia marcescens, Kluyvera spp.

i P. aeruginosa warianty fosA zidentyfikowano w ich chromo-somie, z różnymi sekwencjami, ale z zachowaniem centrum

aktywnego, co może wyjaśniać niską aktywność fosfomycyny (modalna wartość MIC, 4–64 mg/l) u tych gatunków w po-równaniu z aktywnością względem E. coli (modalna wartość MIC 2–4 mg/l) (www.mic.eucast.org/Eucast2/). Wykazano, że delecja tych genów chromosomowych powoduje obniże-nie wartości MIC dla fosfomycyny i że ich insercja do pla-zmidu i transformacja w E. coli powoduje wzrost wartości MIC.

W badaniach opisywano także kinazy (FomA i FomB), które fosforylują grupę fosfonianową fosfomycyny, powo-dując utworzenie związków difosforanowych i  trifosfora-nowych niewykazujących aktywności przeciwdrobnoustro-jowej. Kolejną opisywaną kinazą jest FosC, homologiczna fosfotransferaza FomA, która w Pseudomonas syringae (inny drobnoustrój mający zdolność syntezowania fosfomycyny) przekształca fosfomycynę w  monofosforan fosfomycyny niewrażliwy na MurA.

SKUTKI MIKROBIOLOGICZNE ORAZ

ZNACZENIE KLINICZNE ROZWOJU

OPORNOŚCI NA FOSFOMYCYNĘ

Pomimo znacznej łatwości otrzymywania mutacji skut-kujących opornością na fosfomycynę kliniczne następstwa Proces Mechanizm oporności Drobnoustrój Lokalizacja

Ograniczenie transportu Mutacje w genach transporterowych glpT lub uhpT

Escherichia coli Chrom. Mutacje w genach regulatorowych glpT lub uhpT Escherichia coli Chrom. Mutacje w cyaA i ptsI (regulacja cAMP dla glpT) Escherichia coli Chrom. Mutacje w abrp Acinetobater baumannii Chrom. Zmiany miejsca docelowego

lub ekspresji Mutacje w murA Mycobaterium tuberculosis

a _{Vibrio fischeri}a_,

Escherichia coli Chrom. Zwiększona ekspresja murA Escherichia coli Chrom. Alternatywne szlaki do MurA w syntezie

pepty-doglikanów Pseudomonas aeruginosa

bc_{, Pseudomonas}

putidab

Chrom. Ograniczony udział MurA w cyklu biologicznym Chlamydia trachomatisa

Inaktywacja Inaktywacja przez metaloenzymy przez włączenie: – glutationu (FosA, FosA2, FosA3, FosA4, FosA5,

FosA6 itd.) Enterobacterales

c_{, Pseudomonas spp}b,c _{Chrom. / Pl.}

Acinetobacter spp. Chrom. – Bacillithiol lub L-cysteina (FosB) Staphylococcus spp., Enterococcus spp. Chrom. / Pl.

Bacillus subtillisa _Chrom.

– woda (FosX) Listeria monocytogenesa _Chrom.

Fosforylowanie grupy fosfonianowej przez kinazy i tworzenie:

– difosforany i trifosforany (FomA i FomB) Streptomyces spp. Chrom. – monofosforan (FosC) Pseudomonas syringae Chrom. – monofosforan (FosC2) Escherichia coli Pl.

W

a – naturalna oporność; b – obniżona wrażliwość; c – niektóre gatunki Enterobacterales (Serratia marcescens, Klebsiella spp., Enterobacter spp, Kluyvera georgiana itd. mają homologiczne geny fosA i mogą wykazywać mniejszą wrażliwość na fosfomycynę); Chrom. – chromosom; Pl. – plazmid.

209 takich mutacji nie zostały odpowiednio przebadane  [13].

W niektórych przypadkach mechanizmy oporności na fos-fomycynę zmniejszają sprawność bakterii wykazujących oporność na fosfomycynę, a często powodują zmniejszenie wirulencji bakterii. Ma to miejsce w przypadku niektórych mutacji w genach uczestniczących w transporcie fosfomycy-ny, takich jak cysA lub pstI, które w E. coli ograniczają two-rzenie fimbrii, co osłabia ich wirulentny charakter wskutek zmniejszenia zdolności do przylegania do komórek nabłon-ka i takich materiałów syntetycznych, jak na przykład cew-niki. Mniejszą sprawność obserwowano także w  izolatach wytwarzających nadmierne ilości MurA, nie udowodnio-no jednak, że  ma  to  związek z  niepowodzeniem klinicz-nym. Warto przytoczyć przykład bakterii L.

monocytoge-nes uznawanej w warunkach in vitro za naturalnie oporną

na fosfomycynę nie tylko z uwagi na zawartość FosX, który inaktywuje fosfomycynę, ale także z powodu niezdolności do transportu fosfomycyny i dotarcia do miejsca jej działa-nia. Natomiast w warunkach in vivo L. monocytogenes wy-kazuje ekspresję permeazy (Hpt) G6P, co ułatwia wprowa-dzenie antybiotyku i wrażliwość na jego działanie.

Zjawisko heterooporności opisano u  różnych drobno-ustrojów, takich jak: E. coli, A. baumannii, P. aeruginosa, a nawet S. pneumoniae, co wskazuje na obecność podzbio-rów bakterii o niższej wrażliwości na fosfomycynę. Zjawi-sko to częściowo wyjaśnia wysoką częstotliwość mutacji dla fosfomycyny. Oporne mutanty można uzyskać maksymal-nie w 40% izolatów E. coli z szybkością 10-7_–10-5_{. Wartości}

MIC dla tych mutacji wynoszą 32–64 mg/l, ze sporadycz-nymi mutacjami w genach glpT i uhpT. Stabilność in vitro w  pożywkach laboratoryjnych i  moczu jest słaba, a  typo-we wartości MIC można odzyskać w  kolejnych pasażach (2–4 mg/l). W przypadku około 1% izolatów oporne mutan-ty można uzyskać z mniejszą szybkością (10-11_–10-7₎

w wy-niku delecji lub insercji w genach uhpT i uhpA. Mutanty te wykazują wysokie wartości MIC (512–1024 mg/) i mniej-szą stabilność wzrostu niż szczepy izogeniczne, ale więki mniej-szą niż mutacje glpT i uhpT [15, 16, 17]. Mutanty te uzyskuje się częściej w szczepach hipermutacyjnych. We wszystkich jednak przypadkach ich mniejsza sprawność, brak stabil-ności i mniejsze prawdopodobieństwo selekcji w środowi-skach kwaśnych (np. w moczu) wyjaśniają także niewielkie w warunkach in vivo skutki oporności na fosfomycynę, ob-serwowanej w  warunkach in vitro  [18]. Należy zauważyć, że wysokie stężenia, jakie fosfomycyna osiąga w niektórych lokalizacjach, np. w moczu, i jej dobre przenikanie w biofil-mach minimalizują możliwą selekcję tych mutacji. Fakt ten udowodniono na modelach in vitro, w których można było zdefiniować okno selekcji mutacji (zakres stężeń osiąganych przez oporne mutacje). Tego okna selekcji można uniknąć przy schematach terapeutycznych powyżej 4 g/8 h [19].

W  ostatniej metaanalizie oszacowano, że  ryzyko selek-cji opornych mutaselek-cji podczas monoterapii fosfomycyną

w różnych rodzajach zakażeń (układu moczowego, układu oddechowego, bakteriemii, ośrodkowego układu nerwowe-go i  kości) z  udziałem różnych drobnoustrojów wynosiło 3,4% [20]. Oporne mutacje uzyskano z większą szybkością u Klebsiella spp., Proteus spp., Enterobacter spp. i P.

aerugi-nosa; w przypadku tych ostatnich można osiągnąć poziom

20%. Fakt ten może wynikać z mniejszej naturalnej aktyw-ności fosfomycyny w  stosunku do  aktywaktyw-ności względem

E. coli, co ułatwiałoby jej wejście do okna selekcji

i uzasad-niałoby podawanie fosfomycyny w  skojarzeniu z  innymi środkami przeciwdrobnoustrojowymi w  leczeniu zakażeń wywołanych przez P. aeruginosa. Ponadto nie wykazano kosztów przystosowania, związanych z opornością na fosfo-mycynę w izolatach P. aeruginosa opornych na fosfona fosfo-mycynę, co może potwierdzać konieczność zastosowania terapii sko-jarzonej w przypadku zakażeń wywołanych przez ten pato-gen. Kombinacje te ograniczałyby okno selekcji, w którym może dojść do selekcji opornych gatunków [21].

Niezależnie od wcześniej odkrytych mechanizmów, naj-ważniejszym z  nich z  epidemiologicznego i  klinicznego punktu widzenia jest inaktywacja enzymatyczna związana z genami fos. Najważniejszym z tych genów jest fosA3 z uwa-gi na jego większe rozpowszechnienie, właściwości plazmi-du i  obecność w  Enterobacterales wytwarzających ESBL i  karbapenemazę  [14]. Gen ten, opisany po  raz pierwszy w 2010 r., częściej występuje w Azji, w izolatach ludzkich i zwierzęcych, chociaż występuje także w Europie [22, 23]. Odsetek fosA3 jest różny w  zależności od  analizowanego zbioru, ale może on występować w 90% izolatów opornych na fosfomycynę (3–15% wszystkich izolatów), wytwarzają-cych ESBL lub karbapenemazę.

Ostatnio potwierdzono pochodzenie genu fosA3 od bak-terii Kluyvera georgina. Jego włączenie do plazmidów róż-nych grup niezgodności może mieć związek z transpozona-mi złożonyz transpozona-mi o sekwencji insercji IS26 [24].

BADANIE WRAŻLIWOŚCI NA

FOSFOMYCYNĘ W LABORATORIUM,

KLINICZNE I EPIDEMIOLOGICZNE

WARTOŚCI GRANICZNE

Badanie wrażliwości na fosfomycynę in vitro zawsze sta-nowiło wyzwanie dla laboratoriów z uwagi na brak jedno-litych kryteriów sposobu jego wykonania dla wszystkich drobnoustrojów wywołujących zakażenia, w  których le-czeniu jest wskazana fosfomycyna. Ponadto nie wszystkie drobnoustroje mają obecnie nadające się do  interpretacji wartości graniczne (tab. 2). Sytuacja ta mogła się zmienić dzięki rosnącemu zainteresowaniu tym antybiotykiem i ko-nieczności jego przebadania względem wielolekoopornych drobnoustrojów, w przypadku których fosfomycyna stanowi opcję leczenia.

210

Do tej pory metodą referencyjną zalecaną przez Europej-ski Komitet ds. Oznaczania Lekowrażliwości (EUCAST) oraz Instytut Norm Klinicznych i Laboratoryjnych (CLSI) do ba-dania wrażliwości na  fosfomycynę jest metoda rozcieńczeń w podłożu agarowym, z dodatkiem G6P do podłoża (25 mg/l). Uzasadnieniem dla tego zalecenia jest wykorzystywanie przez fosfomycynę dwóch rodzajów transporterów w  celu przeni-kania do komórek bakterii. Pierwszy transporter wykazujący ekspresję konstytutywną wykorzystuje glicerolo-3-fosforan. Transporter ten zmniejsza aktywność w podłożach hodowla-nych zawierających glukozę lub fosforan, tj. w podłożu Muel-lera-Hintona, co powoduje wzrost wartości MIC dla fosfomy-cyny w porównaniu z innymi podłożami hodowlanymi. Drugi transporter jest indukowany przez obecność G6P; z tego po-wodu po podaniu G6P do podłoża fosfomycyna skuteczniej przenika do bakterii, a jej wartości MIC ulegają radykalnemu obniżeniu. Dodatek 25  mg/l G6P imituje fizjologiczną sytu-ację bakterii w miejscu zakażenia, wartości MIC osiągają za-tem wartości teoretyczne. Wzrost ilości G6P powyżej 25 mg/l w podłożu ma niewielki wpływ na wartości MIC.

Niektóre drobnoustroje, takie jak P. aeruginosa, nie mają transportera G6P-zależnego i zawierają jedynie transporter za-leżny od glicerolo-3-fosforanu. W tym przypadku dodatek G6P do podłoża nie powoduje zmiany wartości MIC [25]. Ostatnio udowodniono, że aktywność fosfomycyny w tym drobnoustro-ju wzrasta (mniejsze wartości MIC) w  przypadku badania w warunkach o ograniczonej dostępności tlenu. Można to wy-tłumaczyć większą ekspresją transportera zależnego od glicero-lo-3-fosforanu GlpT; przypomina ona warunki wzrostu w bio-filmach i wyjaśniałaby silną aktywność fosfomycyny względem

P. aeruginosa w przypadku wzrostu w tych warunkach [26].

Pomimo że metoda mikrorozcieńczeń w bulionie nie jest zalecana do badania wrażliwości na fosfomycynę, kilku au-torów wykazało równoważność rozcieńczeń w podłożu aga-rowym i mikrorocieńczeń w bulionie u P. aeruginosa [25]. W  przypadku Enterobacterales istnieje bardzo niewielka

korelacja między różnymi metodami, w tym układami auto-matycznymi i rozcieńczeniem w podłożu agarowym, a więc nie są one zalecane do badania wrażliwości [27, 28].

W metodach dyfuzyjnych G6P jest dodawany na krążek lub paski gradientowe. Dawka na  krążku zalecana przez EUCAST i CLSI wynosi 200 µg przy zawartości 50 µg G6P. Odczyt strefy zahamowania lub elips zazwyczaj jest proble-matyczny, ponieważ kolonie mogą się pojawiać wewnątrz strefy zahamowania wzrostu nawet u 41% izolatów E. coli. EUCAST wystandaryzował odczyt dla E. coli, zapropono-wał bowiem ignorowanie kolonii uznawanych za wrażliwe w obrębie strefy zahamowania, planuje też przedstawienie zaleceń dla K. pneumoniae i P. aeruginosa. Z zastosowaniem sekwencjonowania pełnego genomu Lucas i wsp. [17] badali ostatnio kolonie obserwowane w obrębie strefy zahamowa-nia; ocenili, że jedynie 0,8% przypadków uznano za opor-ne w  ponownym badaniu za  pomocą metody dyfuzyjno--krążkowej. Kolonie te stanowią mutacje, których oporność wynika z delecji lub mutacji nonsensownych w genie uhpT związanym z zależnym od G6P transportem fosfomycyny.

Aby ułatwić odczyt stref zahamowania lub elips dla

P. aerugi-nosa, zaproponowano zredukowanie standardowego inokulum

z 1,5×108 _do 1,5×106 _{jednostek tworzących kolonie/ml [29].}

Re-dukcja ta powoduje zmniejszenie obecności kolonii wewnętrz-nych i poprawia korelację z wartościami MIC dla rozcieńczeń w podłożu agarowym w celu lepszego zdefiniowania populacji typu dzikiego [wartości MIC mniejsze lub równe epidemio-logicznej wartości granicznej (ECOFF), 128 mg/l]. Podejście to należy także przeanalizować w przypadku Enterobacterales.

NOWE DANE Z EPIDEMIOLOGICZNYCH

BADAŃ OBSERWACYJNYCH

Ponowna ocena fosfomycyny w ostatnich latach wynika z niedoboru nowych opcji antybiotykoterapii i zwiększonej

EUCAST CLSI

MIC (mg/l) Strefa zahamowania (mm) MIC (mg/l) Strefa zahamowania (mm)

≤S >R ≥S <R ≤S ≥R ≥S ≤R Enterobacterales 32a ₃₂a ₂₄a ₂₄a ₆₄b ₂₅₆b ₁₆b ₁₂b Pseudomonas spp. 128c ₁₂₈c ₁₂c ₁₂c _{– – – –} Enterococcus spp. – – – – 64d ₂₅₆d ₁₆d ₁₂d Staphylococcus spp. 32e ₃₂e _{– – – – – –} Streptococcus pneumoniae IE IE IE IE – – – – Haemophilus influenzae IE IE IE IE – – – – Moraxella catarrhalis IE IE IE IE – – – –

W

EUCAST – Europejski Komitet ds. Badania Wrażliwości Drobnoustrojów; CLSI – Instytut Norm Klinicznych i Laboratoryjnych; IE – niewystarczające dowody do ustalenia wartości granicznych.

a – Zastosowanie dożylne i doustne (niepowikłane ZUM); b – Izolaty E. coli z układu moczowego; c – Zastosowanie epidemiologicznych wartości granicznych (ECOFF) w skojarzeniu z innymi środkami przeciwdrobnoustrojowymi; d – Izolaty E. faecalis z układu moczowego; e – Zastosowanie dożylne

211 częstości występowania zakażeń drobnoustrojami

wielole-koopornymi. Unikalny mechanizm działania fosfomycyny powoduje brak oporności krzyżowej z innymi antybiotyka-mi. Fosfomycynę postrzega się zatem jako jedną z niewielu opcji terapeutycznych przeciw zakażeniom przez drobno-ustroje wielolekooporne. W tabeli 3 wymieniono najnowsze badania przedstawiające aktywność fosfomycyny w  zwal-czaniu patogenów o różnych mechanizmach oporności.

ENTEROBACTERALES Z BETA-LAKTAMAZAMI

O ROZSZERZONYM SPEKTRUM

I KARBAPENEMAZAMI

Według różnych badań wrażliwości in vitro fosfomycyna zachowuje aktywność względem Enterobacterales wytwa-rzających ESBL i karbapenemazę. Podawano, że wskaźniki wrażliwości na fosfomycynę dla tych drobnoustrojów wy-noszą ponad 80%. Autorzy najnowszego artykułu opisujące-go aktywność fosfomycyny względem klinicznych izolatów z  USA zaobserwowali 100% (43/43 izolatów) wrażliwość na fosfomycynę u E. coli i K. pneumoniae wytwarzających ESBL (wartości MIC₅₀/MIC₉₀ wynoszące odpowiednio 0,5/2 mg/l i 4/8 mg/l). Co do CPE, to zaobserwowano wraż-liwość wynoszącą 81,8% (MIC50/90 1/>256 mg/l) dla izola-tów E. coli i 91,7% (wartości MIC_50/90 wynoszące 8/64 mg/l) dla K. pneumoniae  [30]. Wrażliwość wynoszącą 94,9% zaobserwowano u  CPE z  Grecji  [31], natomiast wartość 78% zaobserwowano u  K. pneumoniae włącznie z 

Kleb-siella pneumoniae wytwarzającymi karbapenemazę (KPC)

z Włoch [32].

W przeglądzie Falagasa i wsp. [33], obejmującym dane

in vitro, obliczono wrażliwość fosfomycyny wynoszącą

od-powiednio 96,8% i 81,3% dla E. coli wytwarzających ESBL i  K.  pneumoniae. W  Chinach zaobserwowano wrażliwość wynoszącą 92,7% u  E. coli wytwarzających ESBL z  zaka-żeń dróg moczowych. Oporność w  większości izolatów była związana z  plazmidem przenoszącym geny bla_fosA i bla_CTX-M [34].

W badaniu, w którym porównywano wrażliwość na fos-fomycynę z  innymi antybiotykami niekarbapenemowymi u  Enterobacterales z  ESBL, 98% izolatów było wrażliwych na  fosfomycynę, natomiast 100% było wrażliwych na  ce-ftazydym-awibaktam, 97% było wrażliwych na  amika-cynę i  piperacylinę/tazobaktam, a  96% było wrażliwych na nitrofurantoinę [35].

Pomimo że dane te wskazują na wysoką wrażliwość tego rodzaju drobnoustrojów, w Hiszpanii w ciągu czterech lat zgłoszono wzrost liczby izolatów opornych na fosfomycy-nę, co przypisuje się zwiększonemu stosowaniu tego anty-biotyku w pozaszpitalnych zakażeniach układu moczowego oraz rozproszeniu epidemicznych klonów  [36]. Również w  badaniach PD z  wykorzystaniem krzywych czasu-eli-minacji i modeli in vitro pojawiania się opornych mutacji

u enterobakterii z ESBL i/lub karbapenemazami wykazano nie tylko aktywność bakteriobójczą fosfomycyny, ale także ponowny wzrost podgrup opornych, różny w  zależności od gatunku i izolatu [37].

WIELOLEKOOPORNE PSEUDOMONAS

AERUGINOSA

Aktywność fosfomycyny względem P. aeruginosa jest kontrowersyjna z  uwagi na  wskaźnik częstości mutacji, z jakim pojawiają się oporne mutacje. Występuje znaczna zmienność wyników wrażliwości w warunkach in vitro, czę-sto wynikająca z metody zaczę-stosowanej do odczytu wrażliwo-ści. W badaniu przeprowadzonym w Australii 61% wielole-koopornych i niewielolewielole-koopornych izolatów P. aeruginosa było wrażliwych na fosfomycynę (przy założeniu wartości granicznej MIC ≤64 mg/l), przy podobnym rozkładzie MIC w dwóch grupach [10]. W izolatach P. aeruginosa niewraż-liwych na  ceftazydym-awibaktam i  niewrażniewraż-liwych na  me-ropenem zaobserwowano wrażliwość na fosfomycynę, wy-noszącą odpowiednio 85,7% i  75%  [30]. Znacznie niższe wskaźniki wrażliwości (7%) zaobserwowali Perdigão-Neto i wsp. w Brazylii [38].

W  przeglądzie aktywności fosfomycyny względem nie-fermentujących pałeczek Gram-ujemnych zebrano 19 ba-dań, w których zmierzono wskaźnik wrażliwości u wielole-koopornych P. aeruginosa, wynoszący 30,2%, przy znacznej zmienności zastosowanych metod i  różnych średnich wskaźnikach wrażliwości dla każdej z nich [39]: mikroroz-cieńczenie 91,1% (średnia 58,1%, zakres 0–100%, SD±45%); agar 90% (średnia 70%, zakres 0–100%, SD ±41%); met. dy-fuzyjno-krążkowa 56,3% (średnia 51%, zakres 0–100%, SD±35%) i test gradientowy MIC 11,1% (średnia 28,6%, za-kres 0–93,3%, SD ±35%). Wobec tego że metoda rozcieńczeń w podłożu agarowym jest metodą referencyjną do badania wrażliwości na  fosfomycynę, nasza grupa zaproponowała alternatywną procedurę do wprowadzenia metod dyfuzyj-nych, w niej inokulum o gęstości 0,5 jednostki McFarlanda rozcieńcza się 100-krotnie, co znacznie poprawia korelację z metodą referencyjną [29].

METYCYLINOOPORNY STAPHYLOCOCCUS

AUREUS I ENTEROCOCCUS OPORNY

NA WANKOMYCYNĘ

W wielu badaniach zaobserwowano dobrą aktywność fos-fomycyny w przypadku S. aureus wrażliwego na metycylinę (MSSA) i MRSA, ze wskaźnikami wrażliwości do 99,2% [30, 40, 41], w innych jednak badaniach przedstawiano wrażli-wość wynoszącą poniżej 50% u MRSA [42], a różnice były zależne od  linii klonalnej  [43]. Również dane na  temat aktywności fosfomycyny względem enterokoków różnią się w  zależności od  badania. Zatem ponad 80% bakterii

212 Autor data publi-kacji Drobnoustrój, oporność, (n) % wrażli-wości na fosfomy-cynę

Inne dane dotyczące

wraż-liwości Metodyka (wartości graniczne) Źródło izolatu Państwo Piśm.

Flamm R,

2018 E. coli (22)/ESBL K. pneumoniae (21) 81,8%/91,7% MICMIC50, MIC90=4, 8 mg/l50, MIC90=0,5, 2 mg/l / Rozcieńczenia w podłożu agarowym (CLSI)

Badanie SENTRY USA [30] E. coli (11)/K. pneumoniae

wytw. karbapenemazę (12)

92% MIC₅₀, MIC₉₀=8, 64 mg/l /

MIC₅₀, MIC₉₀=1, >256 mg/l Rozcieńczenia w podłożu agarowym (CLSI) Badanie SENTRY Falagas M, 2009 MDR/XDR Enterobacte-rales (152) 98% Paski gradientowe (CLSI)

Izolaty kliniczne Grecja [31] Bouxom H, 2018 E. coli i K. pneumoniae wytw. ESBL (100) 92,7% Rozcieńczenia w podłożu agarowym (EUCAST) Izolaty z bak-teriemii z dróg moczowych Francja [35] Bi W, 2017 E. coli ESBL (356)

92,7% MIC₅₀, MIC₉₀=0,5, 32 mg/l Rozcieńczenia w podłożu agarowym (CLSI) Izolaty z układu moczowego Chiny [34] Mezzatesta ML, 2017 E. coli ESBL (24)/

K. pneumoniae KPC (53) 100%/78% MICMIC50₅₀, MIC, MIC90₉₀=0,5, 1 mg/l / =32, 128 mg/l Rozcieńczenia w podłożu agarowym/ mikrorozcieńczenia/ dyfuzja gradientowa (CLSI) Izolaty z układu moczowego Włochy [32] P. aeruginosa

niewrażli-we na CAZ-AVI (21) 85,7% MIC50, MIC90=32, 128 mg/l Rozcieńczenia w podłożu agarowym/ mikrorozcieńczenia/ dyfuzja gradientowa (CLSI) Izolaty z układu moczowego Flamm R,

2018 P. aeruginosa niewrażli-we na MER (20) 75% MIC50, MIC90= 32, 128 mg/l Rozcieńczenia w podłożu agarowym (CLSI)

Badanie SENTRY USA [30] Walsh C,

2015

P. aeruginosa MDR i nie--MDR (64)

61% MIC₅₀, MIC₉₀=64, 512 mg/l Rozcieńczenia w podłożu agarowym/ mikrorozcieńczenia (CLSI) Mukowiscydoza, bakteriemia Australia [10] Perdigão-Neto LV, 2014 P. aeruginosa MDR (15) 7% Rozcieńczenia w podłożu agarowym/ mikrorozcieńczenia (CLSI) Izolaty z układu moczowego, bakteriemii i dróg oddechowych Brazylia [38] Flamm R,

2018 MRSA (101) 100% MIC50, MIC90=4, 8 mg/l Rozcieńczenia w podłożu agarowym (CLSI)

Badanie SENTRY USA [30] Falagas M,

2010 MRSA (130) 99,2% Met. dyfuz.-krążk. (200) (CLSI) Inne niż układ moczowy Grecja [40] Lu CL,

2011 MRSA (100) 89% Rozcieńczenia w pod-łożu agarowym (NE) Izolaty kliniczne Tajwan [41] López Díaz

MC, 2017

MRSA (55) 43,6% MIC₅₀, MIC₉₀=128, 512 mg/l Rozcieńczenia w

pod-łożu agarowym (NE) Izolaty kliniczne Hiszpa-nia [42] Wu D, 2018 MRSA (293) 46,8% Rozcieńczenia w podłożu agarowym (CLSI) Izolaty z układu moczowego, bakteriemii i dróg oddechowych Chiny [43] Guo Y, 2017 VRE (890) 85,1% wrażliwych 13,4% śre- dniowrażli-wych Rozcieńczenia w podłożu agarowym (CLSI) Wymazy z od-bytu USA [44] Tang HJ, 2013 E. faecium VR (19)E. faecalis VR (21) 30%

44% MIC50, MIC90=128 mg/l Rozcieńczenia w podłożu agarowym (CLSI)

Izolaty kliniczne Tajwan [45]

W

CAZ/AVI – ceftazydym/awibaktam; CLSI – Instytut Norm Klinicznych i Laboratoryjnych; ESBL – beta-laktamazy o rozszerzonym spektrum; EUCAST – Europejski Komitet ds. Oznaczania Lekowrażliwości; KPC – Klebsiella pneumoniae wytwarzające karbapenemazę; MER – meropenem; MIC – minimalne stężenie hamujące; MDR – wielolekooporne; MRSA – metycylinooporny S. aureus; NS – nie określono; VR – oporne na wankomycynę; VRE – enterokoki oporne na wankomycynę; XDR – ekstremalnie lekooporne.

213 ze szczepu Enterococcus faecium opornego

na wankomycy-nę zachowało wrażliwość na fosfomycyna wankomycy-nę [44] w porówna-niu z wartością 30% podawaną w innych badaniach [45].

AKTYWNOŚĆ

PRZECIWDROBNOUSTROJOWA

W BIOFILMACH

Fosfomycyna wykazuje wysoki stopień przenikania w  dojrzałych biofilmach P. aeruginosa  [46]. Również śro-dowisko beztlenowe występujące wewnątrz tych struktur sprzyja ekspresji transportera fosfomycyny GlpT. Z tego po-wodu większa ilość antybiotyku przenika do wnętrza bakte-rii [26]. W kilku badaniach przeprowadzonych w warunkach

in vitro i na modelach zwierzęcych wykazano,

że fosfomy-cyna w skojarzeniu z różnymi antybiotykami ma zdolność eradykacji lub zmniejszania biofilmów bakterii Gram-do-datnich i  Gram-ujemnych. Przykładem są  opublikowane badania dotyczące zwalczania biofilmów MRSA, uzyskano bowiem dobre wyniki dla fosfomycyny stosowanej w skoja-rzeniu z wankomycyną [47], ryfampicyną [48], linezolidem, minocykliną, wankomycyną lub teikoplaniną [49, 50], oraz dla fosfomycyny stosowanej przeciwko Enterococcus faecalis w monoterapii i w skojarzeniu z gentamycyną [8]. Wyka-zano również synergię względem biofilmów P. aeruginosa w skojarzeniu z tobramycyną, która poprawia przenikanie tego antybiotyku do wnętrza komórki [51, 52, 53].

AKTYWNOŚĆ FOSFOMYCYNY

W SKOJARZENIU Z INNYMI LEKAMI

PRZECIWDROBNOUSTROJOWYMI

Jednym z głównych problemów związanych ze stosowa-niem fosfomycyny jest duża szybkość pojawiania się muta-cji w trakcie leczenia, co w połączeniu z brakiem oporności krzyżowej i  antagonizmem z  innymi rodzinami oznacza, że  fosfomycyna jest podawana w  większości przypadków w skojarzeniu z innymi lekami przeciwdrobnoustrojowymi. Istnieje wiele badań in vitro, w których próbowano wyjaśnić wpływ leczenia skojarzonego przeciw pałeczkom Gram--ujemnym i drobnoustrojom Gram-dodatnim.

KOMBINACJE PRZECIW BAKTERIOM

GRAM--UJEMNYM

Fosfomycyna jest jedną z  niewielu możliwości leczenia (wraz z aminoglikozydami i kolistyną) wykazujących war-tości MIC w zakresie wrażliwości u CPE. Z tego względu badano aktywność kombinacji tych antybiotyków. Wpływ kombinacji fosfomycyny i amikacyny lub kolistyny wzglę-dem K.  pneumoniae wytwarzających KPC-2 oznaczano

na  modelu PK-PD. Zaobserwowano mniejszy wskaźnik oporności dla kombinacji fosfomycyny z  kolistyną niż w  przypadku stosowania kolistyny w  monoterapii  [54]. To  działanie synergistyczne wydaje się wynikać z  faktu, że  kolistyna ułatwia wnikanie fosfomycyny do  wnętrza bakterii, co powoduje wzrost stężenia fosfomycyny w miej-scu aktywnym. Wpływ kombinacji fosfomycyny-kolistyny wydaje się być uzależniony od rodzaju badanego szczepu. Działanie bakteriobójcze nie zostało więc wzmocnione przez zastosowanie kombinacji u szczepów heteroopornych na kolistynę lub opornych na kolistynę [55, 56]. Synergię in

vitro z imipenemem, ertapenemem i tigecykliną wykazano

także na krzywych czasu-eliminacji i modelach szachowni-cy u K. pneumoniae wytwarzająszachowni-cych KPC [57].

Interesująca jest kombinacja z pochodnymi kwasu fosfo-nomrówkowego (foscarnet), leku przeciwwirusowego, któ-ry wykazuje także aktywność jako inhibitor enzymu FosA hydrolizującego fosfomycynę u  drobnoustrojów Gram--ujemnych. Aktywność fosfomycyny ulega zatem zwięk-szeniu u takich bakterii. jak P. aeruginosa, K. pneumoniae i Enterobacter cloacae, u których enzym ten jest zakodowany w chromosomie [58].

Wykazano również działanie synergistyczne kombinacji temocyliny i fosfomycyny in vitro i in vivo; zapobiega ono pojawianiu się opornych mutacji w przypadku zastosowania przeciw E. coli z karbepenemazami KPC, a nawet OXA-48, które powodują oporność na temocylinę [59].

U P. aeruginosa występuje alternatywny szlak związany z przetwarzaniem peptydoglikanu, co zapobiega nowej syn-tezie. Fakt ten może wyjaśniać niższą aktywność fosfomy-cyny u tego drobnoustroju. Wykazano, że inhibitory prze-twarzające inhibitory recyklingu peptydoglikanu powodują wzrost wrażliwości na fosfomycynę [60].

Co  do  antybiotyków beta-laktamowych, to  ceftolozan--tazobaktam w skojarzeniu z fosfomycyną wykazał synergię

in vitro, co może być przydatne w leczeniu zakażeń

wywo-łanych przez wielolekooporne P. aeruginosa [61]. Również kombinacja z meropenemem w modelu zakażenia membra-ny „hollow fiber” zwiększyła działanie bakteriobójcze i za-pobiegła pojawianiu się opornych mutacji [62].

KOMBINACJE PRZECIW BAKTERIOM

GRAM--DODATNIM

Kombinacja fosfomycyny z  daptomycyną jest jedną z najczęściej badanych strategii przeciw bakteriom Gram--dodatnim. W najnowszym przeglądzie, w którym zebrano przypadki zakażeń wywołanych przez drobnoustroje Gram--dodatnie i leczonych różnymi kombinacjami fosfomycyny oraz wyniki krzywych czasu-eliminacji dla MRSA i MSSA, wykazano, że najskuteczniejsza była kombinacja z daptomy-cyną [63]. Na modelu zwierzęcym zapalenia wsierdzia wy-wołanego przez MRSA wykazano działanie bakteriobójcze

214

i synergistyczne tej kombinacji, przy czym poprawie uległ także odsetek jałowych wegetacji i  inokulum bakteryjne-go w wegetacjach [64]. Daptomycyna w skojarzeniu z fos-fomycyną wykazała także synergię w  warunkach in vitro oraz na  modelu PK-PD u  VRE  [65]. U  MRSA o  średniej wrażliwości na  glikopeptydy kombinacja z  imipenemem lub ceftriaksonem miała działanie synergistyczne na  mo-delu zwierzęcym i  krzywych czasu-eliminacji  [66]. Stosu-jąc krzywe czasu-eliminacji i  oznaczenia szachownicowe, synergię in vitro wykazano także względem MRSA w przy-padku kombinacji fosfomycyny z  linezolidem  [67], ry-fampicyną, tigecykliną  [68], kwasem fusydowym  [69] lub chinuprystyną-dalfoprystyną [70].

WNIOSKI

W  ostatnich latach poszerzyła się wiedza mikrobiolo-giczna i zwiększyło się zastosowanie kliniczne fosfomycyny. Wciąż jednak jest konieczne zdefiniowanie różnych aspek-tów, np. dotyczących badania wrażliwości in vitro oraz pa-rametrów PK-PD najlepiej prognozujących jej skuteczność kliniczną. Pomimo tej konieczności i  wprowadzenia no-wych środków przeciwdrobnoustrojono-wych, które wykazują aktywność względem drobnoustrojów wielolekoopornych, zwiększyło się empiryczne i  celowane zastosowanie fosfo-mycyny (w  monoterapii lub w  kombinacji z  innymi leka-mi przeciwdrobnoustrojowyleka-mi). Bardzo istotne znaczenie ma zatem dostępność fosfomycyny w krajach o najwyższych wskaźnikach oporności, co potwierdzają badania obserwa-cyjne dotyczące oporności oraz wytyczne kliniczne. KONFLIKT INTERESÓW: RC uczestniczył w szkoleniach zorga-nizowanych przez ERN, Pfizer i MDS.

PODZIĘKOWANIA: MDA otrzymała fundusze z konsorcjum iABC (odnośnik 115721–2) należącego do Inicjatywy dotyczącej Innowacyjnych Leków Komisji Europejskiej.

PIŚMIENNICTWO

1. Falagas ME, Vouloumanou EK, Samonis G, Vardakas KZ. Fosfomycin. Clin Microbiol Rev 2016;29(2):321–347.  10.1128/CMR.00068-15. 2. Candel FJ, Cantón R. Current approach to fosfomycin: From bench

to bedside. Enferm Infecc Microbiol Clin 2019;37(1):1–3. 10.1016/j. ijggc.2010.08.005

3. Falagas ME, Giannopoulou KP, Kokolakis GN, Rafailidis PI. Fosfo-mycin: use beyond urinary tract and gastrointestinal infections. Clin Infect Dis 2008;46(7):1069–1077. 10.1086/527442

4. Roussos N, Karageorgopoulos DE, Samonis G, Falagas ME. Clinical significance of the pharmacokinetic and pharmacodynamic charac-teristics of fosfomycin for the treatment of patients with systemic infections. Int J Antimicrob Agents 2009;34(6):506–515. 10.1016/j. ijantimicag.2009.08.013

5. Dijkmans AC, Zacarias NVO, Burggraaf J i wsp. Fosfomycin: pharma-cological, clinical and future perspectives. Antibiotics 2017;6(4):e24.

6. Lepak AJ, Zhao M, VanScoy B i wsp. In vivo pharmacokinetics and pharmacodynamics of ZTI-01 (fosfomycin for injection) in the neu-tropenic murine thigh infection model against Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, and Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother 2017;61(6):e00476–17. 10.1128/AAC.00476–17 7. Docobo-Pérez F, Drusano GL, Johnson A i wsp. Pharmacodynamics

of fosfomycin: Insights into clinical use for antimicrobial resistance. Antimicrob Agents Chemother 2015;59(9):5602–5610. 10.1128/ AAC.00752–15

8. Oliva A, Furustrand Tafin U, Maiolo EM, Jeddari S, Betrisey B, Trampuza A. Activities of fosfomycin and rifampin on planktonic and adherent Enterococcus faecalis strains in an experimen-tal foreign-body infection model. Antimicrob Agents Chemother 2014;58(3):1284–1293. 10.1128/AAC.02583–12

9. Mazzei T, Cassetta MI, Fallani S, Arrigucci S, Novelli A. Pharmaco-kinetic and pharmacodynamic aspects of antimicrobial agents for the treatment of uncomplicated urinary tract infections. Int J An-timicrob Agents 2006;28(Suppl 1):S35–S41. 10.1016/j.ijantimi-cag.2006.05.019

10. Walsh CC, McIntosh MP, Peleg AY, Kirkpatrick CM, Bergen PJ. In vitro pharmacodynamics of fosfomycin against clinical isolates of Pseu-domonas aeruginosa. J Antimicrob Chemother 2015;70(11):3042– 3050. 10.1093/jac/dkv221

11. Louie A, Maynard M, Duncanson B, Nole J, Vicchiarelli M, Drusa-no GL. Determination of the dynamically linked indices of fosfomy-cin for Pseudomonas aeruginosa in the hollow fiber infection model. Antimicrob Agents Chemother 2018;62(6):e02627–17. 10.1128/ AAC.02627-17

12. Castañeda-García A, Blázquez J, Rodríguez-Rojas A. Molecular mechanisms and clinical impact of acquired and intrinsic fosfo-mycin resistance. Antibiotics 2013;2(2):217–221. 10.3390/antibio-tics2020217

13. Falagas ME, Athanasaki F, Voulgaris GL, Triarides NA, Vardakas KZ. Resistance to fosfomycin: mechanisms, frequency and clinical con-sequences. Int J Antimicrob Agents 2019;53(1):22–28. 10.1016/j. ijantimicag.2018.09.013

14. Yang TY, Lu PL, Tseng SP. Update on fosfomycin-modified genes in Enterobacteriaceae. J Microbiol Immunol Infect 2019;52(1):9–21. 10.1016/j.jmii.2017.10.006

15. Nilsson AI, Otto B, Aspevall O, Kahlmeter G, Andersson DI. Biological costs and mechanisms of fosfomycin resistance in Escherichia coli. Antimicrob Agents Chemother 2003;47(9):2850–2858. 10.1128/ AAC.47.9.2850

16. Ballestero-Téllez M, Docobo-Pérez F, Portillo-Calderón I i wsp. Mo-lecular insights into fosfomycin resistance in Escherichia coli. J An-timicrob Chemother 2017;72(5):1303–1309. 10.1093/jac/dkw573 17. Lucas AE, Ito R, Mustapha MM, McElheny CL, Mettus RT, Bowler SL

i wsp. Frequency and mechanisms of spontaneous fosfomycin non-susceptibility observed upon disk diffusion testing of Escherichia coli. J Clin Microbiol 2018;56(1):e01368–17. 10.1128/JCM.01368–17 18. Karageorgopoulos DE, Wang R, Yu X-H, Falagas ME. Fosfomycin:

evaluation of the published evidence on the emergence of antimi-crobial resistance in Gram-negative pathogens. J Antimicrob Che-mother 2012;67(2):255–268. 10.1093/jac/dkr466

19. VanScoy B, McCauley J, Bhavnani SM, Ellis-Grosse EJ, Ambro-se PG. Relationship between fosfomycin exposure and amplifica-tion of Escherichia coli subpopulaamplifica-tions with reduced susceptibility in a hollow-fiber infection model. Antimicrob Agents Chemother 2016;60(9):5141–5145. 10.1128/AAC.00355-16

20. Grabein B, Graninger W, Rodriguez Bano J, Dinh A, Liesenfeld DB. Intravenous fosfomycin-back to the future. Systematic review and meta-analysis of the clinical literature. Clin Microbiol Infect 2017;23(6):363–372. 10.1016/j.cmi.2016.12.005

21. Diez-Aguilar M, Morosini MI, Tedim AP, Rodríguez I, Akta Z, Canton R. Antimicrobial activity of fosfomycin-tobramycin combination against Pseudomonas aeruginosa isolates assessed by time-kill assays and mutant prevention concentrations. Antimicrob Agents Chemother 2015;59(10):6039-6045. 10.1128/AAC.00822-15 22. Chen J, Wang D, Ding Y, Zhang L, Li X. Molecular epidemiology of

plasmid-mediated fosfomycin resistance gene determinants in Klebsiella pneumoniae carbapenemase-producing Klebsiella pneu-moniae isolates in China. Microb Drug Resist 2018;25(2):251-257. 10.1089/mdr.2018.0137

215

23. Benzerara Y, Gallah S, Hommeril B i wsp. Emergence of plasmid--mediated fosfomycin-resistance genes among Escherichia coli isolates, France. Emerg Infect Dis 2017;23(9):1564–1567. 10.3201/ eid2309.170560

24. Ito R, Pacey MP, Mettus RT, Sluis-Cremer N, Doi Y. Origin of the plasmid-mediated fosfomycin resistance gene fosA3. J Antimicrob Chemother 2018;73(2):373–376. 10.1093/jac/dkx389

25. Díez-Aguilar M, Morosini M-I, Del Campo R, García-Castillo M, Za-mora J, Cantóna R. In vitro activity of fosfomycin against a collec-tion of clinical Pseudomonas aeruginosa isolates from 16 Spanish hospitals: Establishing the validity of standard broth microdilution as susceptibility testing method. Antimicrob Agents Chemother 2013;57(11):5701-5703. 10.1128/AAC.00589-13

26. Hirakawa H, Kurabayashi K, Tanimoto K, Tomita H. Oxygen limita-tion enhances the antimicrobial activity of fosfomycin in Pseudo-monas aeruginosa following overexpression of glpT which enco-des glycerol-3-phosphate/fosfomycin symporter. Front Microbiol 2018;9:1950. 10.3389/fmicb.2018.01950

27. Camarlinghi G, Parisio EM, Antonelli A i wsp. Discrepancies in fosfo-mycin susceptibility testing of KPC-producing Klebsiella pneumo-niae with various commercial methods. Diagn Microbiol Infect Dis. 2019;93(1):74-76. 10.1016/j.diagmicrobio.2018.07.014

28. van Mens SP, ten Doesschate T, Kluytmans-van den Bergh MFQ i wsp. Fosfomycin Etest for Enterobacteralesceae: Interobserver and interlaboratory agreement. Int J Antimicrob Agents 2018;52(5):678– 681. 10.1016/j.ijantimicag.2018.06.014

29. Diez-Aguilar M, Martinez-Garcia L, Canton R, Morosini MI. Is a new standard needed for diffusion methods for in vitro susceptibility te-sting of fosfomycin against Pseudomonas aeruginosa? Antimicrob Agents Chemother. 2015;60(2):1158-1161. 10.1128/AAC.02237-15 30. Flamm RK, Rhomberg PR, Watters A, Sweeney K,

Ellis-Gros-se EJ, Shortridge D. Activity of fosfomycin when tested against US contemporary bacterial isolates. Diagn Microbiol Infect Dis 2019;93(2):143-146. 10.1016/j.diagmicrobio.2018.08.010

31. Falagas ME, Kastoris AC, Karageorgopoulos DE, Rafailidis PI. Fos-fomycin for the treatment of infections caused by multidrug-resi-stant non-fermenting Gram-negative bacilli: a systematic review of microbiological, animal and clinical studies. Int J Antimicrob Agents 2009;34(2):111–120. 10.1016/j.ijantimicag.2009.03.009

32. Mezzatesta ML, La Rosa G, Maugeri G i wsp. In vitro activity of fosfo-mycin trometamol and other oral antibiotics against multidrug-re-sistant uropathogens. Int J Antimicrob Agents 2017;49(6):763–766. 10.1016/j.ijantimicag.2017.01.020

33. Falagas ME, Kastoris AC, Kapaskelis AM, Karageorgopoulos DE. Fosfomycin for the treatment of multidrug-resistant, including extended-spectrum p-lactamase producing, Enterobacteriaceae infections: a systematic review. Lancet Infect Dis 2010;10(1):43–50. 10.1016/S1473-3099(09)70325-1

34. Bi W, Li B, Song J i wsp. Antimicrobial susceptibility and mechani-sms of fosfomycin resistance in extended- spectrum β-lactamase-producing Escherichia coli strains from urinary tract infections in Wenzhou, China. Int J Antimicrob Agents 2017;50(1):29–34. 10.1016/j.ijantimicag.2017.02.010

35. Bouxom H, Fournier D, Bouiller K, Hocquet D, Bertrand X. Which non-carbapenem antibiotics are active against extended-spec-trum β-lactamase-producing Enterobacteriaceae? Int J Antimicrob Agents 2018;52(1):100–103. 10.1016/j.ijantimicag.2018.03.014 36. Oteo J, Bautista V, Lara N i wsp. Parallel increase in community use

of fosfomycin and resistance to fosfomycin in extended-spectrum β-lactamase (ESBL)-producing Escherichia coli. J Antimicrob Che-mother 2010;65(11):2459–2463. 10.1093/jac/dkq346.

37. Fransen F, Hermans K, Melchers MJB, Lagarde CCM, Meletiadis J, Mouton JW. Pharmacodynamics of fosfomycin against ESBL- and/ or carbapenemase-producing Enterobacteriaceae. J Antimicrob Chemother 2017;72(12):3374–3381. 10.1093/jac/dkx328

38. Perdigão-Neto LV., Oliveira MS, Rizek CF, Carrilho CMDM, Costa SF, Levin AS. Susceptibility of multiresistant gram-negative bacteria to fosfomycin and performance of different susceptibility testing methods. Antimicrob Agents Chemother 2014;58(3):1763–1767. 10.1128/AAC.02048-13

39. Bilal H, Peleg AY, McIntosh MP i wsp. comment on: Elucidation of the pharmacokinetic/pharmacodynamic determinants of fosfomycin acti-vity against Pseudomonas aeruginosa using a dynamic in vitro model. J Antimicrob Chemother 2018;73(6):1570–1578. 10.1093/jac/dky045

40. Falagas ME, Maraki S, Karageorgopoulos DE, Kastoris AC, Ka-paskelis A, Samonis G. Antimicrobial susceptibility of Gram-posi-tive non-urinary isolates to fosfomycin. Int J Antimicrob Agents 2010;35(5):497–499. 10.1016/j.ijantimicag.2010.01.010

41. Lu CL, Liu CY, Huang YT i wsp. Antimicrobial susceptibilities of com-monly encountered bacterial isolates to fosfomycin determined by agar dilution and disk diffusion methods. Antimicrob Agents Chemo-ther 2011;55(9):4295–4301. 10.1128/AAC.00349-11

42. López Díaz MC, Ríos E, Rodríguez-Avial I, Simaluiza RJ, Picazo JJ, Culebras E. In-vitro activity of several antimicrobial agents aga-inst methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) isolates expressing aminoglycoside-modifying enzymes: potency of plazo-micin alone and in combination with other agents. Int J Antimicrob Agents 2017;50(2):191–196. 10.1016/j.ijantimicag.2017.01.039 43. Wu D, Chen Y, Sun L, Qu T, Wang H, Yu Y. Prevalence of fosfomycin

resistance in methicillin-resistant Staphylococcus aureus isolated from patients in a university hospital in China, 2013–2015. Jpn J In-fect Dis 2018;71(4):312-314. 10.7883/yoken.JJID.2018.013. 44. Guo Y, Tomich AD, McElheny CL i wsp. High-level fosfomycin

resi-stance in vancomycin-resistant Enterococcus faecium. Emerg Infect Dis 2017;23(11):1902–1904. 10.3201/eid231 1.171 130.

45. Tang HJ, Chen CC, Zhang CC i wsp. In vitro efficacy of fosfomycin--based combinations against clinical vancomycin-resistant Ente-rococcus isolates. Diagn Microbiol Infect Dis 2013;77(3):254–257. 10.1016/j.diagmicrobio.2013.07.012

46. Rodriguez-Martinez J, Ballesta S, Pascual A. Activity and penetra-tion of fosfomycin, ciprofloxacin, amoxicillin/clavulanic acid and co-trimoxazole in Escherichia coli and Pseudomonas aeruginosa biofilm. Int J Antimicrob Agents 2007;30(4):366–368. 10.1016/j. ijantimicag.2007.05.005

47. Shi J, Mao NF, Wang L i wsp. Efficacy of combined vancomycin and fosfomycin against methicillin-resistant Staphylococcus aureus in biofilms in vivo. PLoS One 2014;9(12):e113133. 10.1371/journal. pone.0113133

48. Mihailescu R, Tafin UF, Corvec S i wsp. High activity of fosfomycin and rifampin against methicillin-resistant Staphylococcus aureus biofilm in vitro and in an experimental foreign-body infection model. Antimicrob Agents Chemother 2014;58(5):2547–2553. 10.1128/ AAC.02420-12

49. Tang HJ, Chen CC, Cheng KC i wsp. In vitro efficacy of fosfomycin--containing regimens against methicillin-resistant Staphylococcus aureus in biofilms. J Antimicrob Chemother 2012;67(4):944–950. 10.1093/jac/dkr535

50. Chai D, Liu X, Wang R, Bai Y, Cai Y. Efficacy of linezolid and fosfomy-cin in catheter-related biofilm infection caused by methicillin-resi-stant Staphylococcus aureus. Biomed Res Int 2016;2016:6413982. 10.1 155/2016/6413982.

51. Díez-Aguilar M, Morosini MI, Köksal E, Oliver A, Ekkelenkamp M, Canton R. Use of Calgary and microfluidic BioFlux systems to test the activity of fosfomycin and tobramycin alone and in com-bination against cystic fibrosis Pseudomonas aeruginosa biofilms. Antimicrob Agents Chemother 2018;62(1):e01650-17. 10.1128/ AAC.01650-17

52. Anderson GG, Kenney TF, Macleod DL, Henig NR, O’Toole G. Era-dication of Pseudomonas aeruginosa biofilms on cultured airway cells by a fosfomycin/tobramycin antibiotic combination. Pathog Dis 2013;67(1):39–45. 10.1111/2049-632X.12015

53. Field TR, White A, Elborn JS, Tunney MM. Effect of oxygen limitation on the in vitro antimicrobial susceptibility of clinical isolates of Pseu-domonas aeruginosa grown planktonically and as biofilms. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2005;24(10):677–687. 10.1007/s10096-005-0031-9

54. Yu W, Zhou K, Guo L i wsp. In vitro pharmacokinetics/pharmacody-namics evaluation of fosfomycin combined with amikacin or colistin against KPC2-producing Klebsiella pneumoniae. Front Cell Infect Microbiol 2017;7:246. 10.3389/fcimb.2017.00246

55. Wang J, He JT, Bai Y, Wang R, Cai Y. Synergistic activity of colistin/fos-fomycin combination against carbapenemase-producing Klebsiella pneumoniae in an in vitro pharmacokinetic/pharmacodynamic mo-del. Biomed Res Int 2018;2018:5720417. 10.1155/2018/5720417. 56. Zhao M, Bulman ZP, Lenhard JR i wsp. Pharmacodynamics of

colistin and fosfomycin: A “treasure trove” combination combats KPC-producing Klebsiella pneumoniae. J Antimicrob Chemother 2017;72(7):1985–1990. 10.1093/jac/dkx070.

216

57. Yu W, Shen P, Bao Z i wsp. In vitro antibacterial activity of fosfo-mycin combined with other antimicrobials against KPC-producing Klebsiella pneumoniae. Int J Antimicrob Agents 2017;50(2):237–241. 10.1016/j.ijantimicag.2017.03.011

58. Ito R, Tomich AD, McElheny CL, Mettus RT, Sluis-Cremer N, Doi Y. In-hibition of fosfomycin resistance protein fosa by phosphonoforma-te (foscarnet) in multidrug-resistant gram-negative pathogens Ry-ota. Antimicrob Agents Chemother 2017;61(12):e01424-17. 10.1128/ AAC.01424-17

59. Berleur M, Guérin F, Massias L i wsp. Activity of fosfomycin alone or combined with temocillin in vitro and in a murine model of peritonitis due to KPC-3- or OXA- 48-producing Escherichia coli. J Antimicrob Chemother 2018;73(11):3074-3080. 10.1093/jac/dky283

60. Hamou-Segarra M, Zamorano L, Vadlamani G i wsp. Synergistic activity of fosfomycin, β-lactams and peptidoglycan recycling in-hibition against Pseudomonas aeruginosa. J Antimicrob Chemother 2017;72(2):448–454. 10.1093/jac/dkw456.

61. Monogue ML, Nicolau DP. Antibacterial activity of ceftolozane/ta-zobactam alone and in combination with other antimicrobial agents against MDR Pseudomonas aeruginosa. J Antimicrob Chemother 2018;73(4):942–952. 10.1093/jac/dkx483

62. Drusano GL, Neely M, Yamada W i wsp. The combination of fosfo-mycin plus meropenem is synergistic for Pseudomonas aeruginosa PA01 in a Hollow Fiber Infection Model (HFIM). Antimicrob Agents Chemother 2018;62(12):e01682-1. 10.1128/AAC.00183-18

63. Coronado-Álvarez NM, Parra D, Parra-Ruiz J. Clinical efficacy of fosfomycin combinations against a variety of gram-positive cocci. Enferm Infecc Microbiol Clin 2019;37(1):4–10. 10.1016/j. eimc.2018.05.009

64. Garcia-De-La-Mària C, Gasch O, Garcia-Gonzalez J, Soy D, Shaw E, Ambrosioni J. The combination of daptomycin and fosfomycin has of experimental endocarditis. Antimicrob Agents Chemother 2018;62(6):e02633-17. 10.1128/AAC.02633-17

65. Snyder ADH, Werth BJ, Nonejuie P i wsp. Fosfomycin enhances the activity of Daptomycin against Vancomycin-Resistant enterococci in an in vitro pharmacokinetic-pharmacodynamic model. Antimicrob Agents Chemother 2016;60(10):5716–5723. 10.1128/AAC.00687-16. 66. Del Rio A, Garcia-de-la-Mària C, Entenza JM i wsp. Fosfomycin plus

β-lactams as synergistic bactericidal combinations for experimen-tal endocarditis due to methicillin- resistant and glycopeptide-in-termediate Staphylococcus aureus. Antimicrob Agents Chemother 2016;60(1):478–486. 10.1128/AAC.02139-15

67. Xu-hong Y, Falagas ME, Dong W, Karageorgopoulos DE, De-feng L, Rui W. In vitro activity of fosfomycin in combination with linezolid against clinical isolates of methicillin-resistant Staphylococcus au-reus. J Antibiot (Tokyo) 2014;67:369–371. 10.1038/ja.2014.5 68. Simonetti O, Morroni G, Ghiselli R i wsp. In vitro and in vivo activity of

fosfomycin alone and in combination with rifampin and tigecycline against Gram-positive cocci isolated from surgical wound infections. J Med Microbiol 2018;67(1):139–143. 10.1099/jmm.0.000649 69. Yu X-H, Song X-J, Cai Y, Liang B-B, Lin D-F, Wang R. In vitro

activi-ty of two old antibiotics against clinical isolates of methicillin-resi-stant Staphylococcus aureus. J Antibiot (Tokyo) 2010;63:657–659. 10.1038/ja.2010.105

70. Duez J-M, Adochitei A, Péchinot A, Siebor E, Sixt N, Neuwirth C. In vi-tro combinations of five intravenous antibiotics with dalfopristin-qu-inupristin against Staphylococcus aureus in a 3-Dimensional Model. J Chemother 2008;20(6):684–689. 10.1179/joc.2008.20.6.684.

KOMENTARZ DO PUBLIKACJI: MARÍA DÍEZ-AGUILAR, RAFAEL CANTÓN „NOWE

ASPEKTY MIKROBIOLOGICZNE FOSFOMYCYNY”

✎

Krajowy Ośrodek Referencyjny ds. Lekowrażliwości Drobnoustrojów, Zakład Epidemiologii i Mikrobiologii Klinicznej, Narodowy Instytut Leków, Warszawa

Rozprzestrzenianie się wielolekoopornych szczepów pałeczek Enterobacterales spowodowało w  ostatnich la-tach wzrost zainteresowania zastosowaniem fosfomycyny w postaci dożylnej w terapii zakażeń. Jednakże ze względu na  częste stosowanie fosfomycyny doustnej zastosowanie fosfomycyny i.v. powinno być poprzedzone oznaczeniem wrażliwości szczepu wywołującego zakażenie.

W tabelach interpretacji wartości granicznych minimal-nych stężeń hamujących (MIC) oraz wielkości stref zaha-mowania wzrostu Europejskiego Komitetu ds. Oznaczania Lekowrażliwości (EUCAST) z 2019 roku znajdują się war-tości graniczne minimalnych stężeń hamujących (MIC) fos-fomycyny oraz wielkości stref wokół krążka z fosfomycyną 200 µg + 50 µg glukozo-6-fosforanu dla pałeczek

Enterobac-terales, wartości graniczne MIC dla Staphylococcus spp. oraz

informacja o możliwości zastosowania fosfomycyny w tera-pii skojarzonej zakażeń wywoływanych przez szczepy dzikie

Pseudomonas spp. o MIC do 128 mg/L, lub o wielkości

stre-fy 12 mm wokół krążka zawierającego 200 µg fosfomycyny +50 µg glukozo-6-fosforanu. W  dokumencie „Stanowisko Zespołu Roboczego ds. oznaczania lekowrażliwości zgodnie

z zaleceniami EUCAST w sprawie najczęściej zgłaszanych pytań dotyczących stosowania rekomendacji EUCAST, wer-sja 3.0, 1 czerwca 2019” zawarte są  również zgodne z  za-leceniami Instytutu Norm Klinicznych i  Laboratoryjnych CLSI wartości graniczne MIC i wielkość stref w metodzie dyfuzyjno-krążkowej dla Enterococcus faecalis izolowanych z dróg moczowych. Jak do tej pory zarówno EUCAST, jak i CLSI nie zaproponowały wartości granicznych fosfomycy-ny dla infosfomycy-nych gatunków drobnoustrojów.

W  rutynowych oznaczeniach wrażliwości na  fosfomy-cynę stosowane są  najczęściej metoda dyfuzyjno-krążko-wa oraz metoda dyfuzji z paska z gradientem antybiotyku. W  obu metodach istotne jest, aby krążek lub pasek gra-dientowy zawierał, oprócz fosfomycyny, również glukozo--6-fosforan w odpowiednim stężeniu, ponieważ umożliwia to wykonanie oznaczenia z użyciem podłoży Mueller-Hin-ton agar, używanych rutynowo w  laboratoriach mikro-biologicznych. Dostępne na  rynku polskim krążki i  paski gradientowe zgodnie z  deklaracją producentów zawierają odpowiednie stężenia glukozo-6-fosforan i taka informacja powinna się znajdować w ulotkach opisujących dany test.

217 W  przypadku wykonania oznaczenia metodą

dyfuzyjno--krążkową oraz metodą dyfuzji z  paska z  gradientem an-tybiotyku największą trudność sprawia prawidłowy odczyt i interpretacja wyniku oznaczania lekowrażliwości. Zgodnie z zaleceniami EUCAST, dokonując odczytu oznaczenia wy-konanego metodą dyfuzyjno-krążkową należy ignorować wzrost pojedynczych kolonii w strefie zahamowania wzrostu i zawężać odczytywaną strefę wzrostu jedynie wtedy, gdy ro-snące kolonie tworzą jednolite przymglenie strefy. Pomimo opublikowania w tabelach EUCAST zdjęć obrazujących od-czyt wyników w metodzie dyfuzyjno-krążkowej, prawidło-wy odczyt i interpretacja prawidło-wyniku często sprawia trudności diagnostom laboratoryjnym wykonującym badanie. Podob-ną zasadę jak przy odczycie wielkości strefy wokół krążka stosuje się przy odczycie wyniku w metodzie dyfuzji z paska z gradientem stężeń. Także w tym przypadku prawidłowa interpretacja wyniku może nastręczać trudności. Opisane w publikacji wykonanie oznaczenia wrażliwości

Pseudomo-nas aeruginosa z zastosowaniem mniejszego inokulum

bak-teryjnego jest metodą, która może ułatwić odczyt wartości

MIC dla tego gatunku. Metoda ta nie jest jednak, jak dotąd zwalidowana przez EUCAST i wymaga wykonania własnej walidacji przez jej wprowadzeniem do laboratorium.

Metodą referencyjną oznaczania wrażliwości na fosfomy-cynę jest metoda rozcieńczeń leku w agarze, umożliwiająca oznaczenie MIC leku. Metoda ta do niedawna była dostępna jedynie w laboratoriach referencyjnych mających możliwo-ści samodzielnego przygotowania płytek z podłożem agaro-wym zawierającym 25 mg/L glukozo-6-fosforanu i kolejne rozcieńczenia fosfomycyny. Obecnie na rynku jest dostępny gotowy test „AD Fosfomycin 0,25–256” firmy Liofilchem, umożliwiający wykonanie oznaczenia MIC metodą rozcień-czeń w agarze zgodnie z rekomendacjami EUCAST. Ogra-niczeniem używania tego testu jest jego cena, ale ze wzglę-du na  fakt, że  test ten umożliwia oznaczenie wrażliwości metodą referencyjną jest on szczególnie polecany w  sytu-acjach konieczności zastosowania fosfomycyny w leczeniu skojarzonym u pacjentów zakażonych przez drobnoustroje wielolekooporne.