ZNACZENIE CHLORHEKSYDYNY W PROFILAKTYCE ZAKAŻEŃ
SZPITALNYCH
CHLORHEXIDINE USE IN THE PREVENTION OF HOSPITAL-ACQUIRED INFECTIONS
STRESZCZENIE: Chlorheksydyna – z uwagi na szerokie spektrum aktywności i bezpieczeń-stwo stosowania – jest jednym z najczęściej wykorzystywanych środków antyseptycznych. Antyseptyk ten jest zalecany do chirurgicznej dezynfekcji rąk i odkażania skóry przed zabie-gami chirurgicznymi, a także w profilaktyce zakażeń szpitalnych, w tym zakażeń krwi związa-nych z cewnikiem naczyniowym i odrespiratorowych zapaleń płuc. Chlorheksydyna jest rów-nież rekomendowana do mycia pacjentów szczególnie narażonych na kolonizację i zakażenia, zwłaszcza z udziałem szczepów wieloopornych. Reakcje alergiczne na chlorheksydynę (takie jak kontaktowe zapalenie skóry) nie są częste, a reakcje anafilaksji występują bardzo rzadko. Opisywana w ostatnich latach redukcja poziomu wrażliwości bakterii na chlorheksydynę nie wpływa na kliniczną skuteczność tego antyseptyku, pod warunkiem przestrzegania zaleceń dotyczących jego prawidłowego stosowania.
SŁOWA KLUCZOWE: antyseptyki, chlorheksydyna, kontrola zakażeń szpitalnych, oporność na chlorheksydynę
ABSTRACT: Chlorhexidine is one of the most frequently used antiseptic agents due to its bro-ad spectrum of activity and a good safety profile. Chlorhexidine is recommended for use in sur-gical hand disinfection and skin disinfection prior to the sursur-gical procedures as well as in pre-vention of nosocomial infections, including catheter-related bloodstream infections and ven-tilator-associated pneumonia. Chlorhexidine is also recommended for antiseptic body washes in patients colonized or infected with multidrug-resistant organisms. Allergic reactions such as dermatitis are relatively uncommon and severe allergic reactions are rare. If chlorhexidine is used according to recommendations, the reduced levels of susceptibility that have been re-ported within the last years do not decrease its expected clinical effect.
KEY WORDS: antiseptic, chlorhexidine, chlorhexidine resistance, nosocomial infection control
1 Katedra i Zakład Mikrobiologii Uniwersytetu Medycznego im. Piastów Śląskich we Wrocławiu
2 Katedra Chorób Zakaźnych, Chorób Wątroby i Nabytych Niedoborów Odpornościowych Uniwersytetu Medycznego im. Piastów Śląskich we Wrocławiu
} MAŁGORZATA FLEISCHER Katedra i Zakład Mikrobiologii, Uniwersytet Medyczny
im. Piastów Śląskich we Wrocławiu, ul Chałubińskiego 4, 50-368 Wrocław, Tel.: 71 784 12 80, e-mail: malgorzata.fleischer@umed.wroc.pl Wpłynęło: 05.04.2017 Zaakceptowano: 21.04.2017 DOI: dx.doi.org/10.15374/FZ2017024
WSTĘP
Chlorheksydyna jest chlorofenylo-dwu-biguanidem, związkiem słabo rozpuszczalnym w wodzie. Formy roz-puszczalne to powszechnie stosowany w antyseptyce gluko-nian chlorheksydyny (CHG) i octan. Właściwości przeciw-drobnoustrojowe chlorheksydyny opisano już w 1954 roku. CHG wykazuje aktywność bakteriobójczą, wirusobójczą i grzybobójczą. W niskich stężeniach działa na bakterie
Gram-dodatnie, w wyższych na bakterie Gram-ujemne i grzyby. Aktywność przeciwwirusowa dotyczy wirusów osłonkowych, w tym: HIV (ang. human immunodeficien-cy virus), CMV (immunodeficien-cytomegalowirus) i innych wirusów Her-pes, RSV (ang. respiratory syncytial virus), wirusów grypy; natomiast nie obejmuje wirusów bezosłonkowych, takich jak: rotawirusy, adenowirusy i enterowirusy [1, 2]. CHG nie działa na spory bakteryjne i prątki, a w podwyższonej tem-peraturze i zmienionym pH może uzyskać słabą aktywność
wobec spor bakteryjnych [3]. Główny mechanizm działania bójczego tego antyseptyku jest oparty na destabilizacji osłon komórkowych bakterii [1]. CHG niszczy bakterie w ciągu 30 sekund od kontaktu z nimi. Kationowy charakter chlorhek-sydyny ułatwia połączenie z białkami na powierzchni skó-ry i błon śluzowych, przedłużając jej aktywność do 48 go-dzin od aplikacji [4]. Wiązanie z białkami ogranicza także absorpcję, co znacznie zmniejsza ryzyko działania ogólno-ustrojowego [5]. Na aktywność CHG nie wpływa znaczą-co obecność substancji organicznych, w tym krwi. Reduk-cję aktywności chlorheksydyny obserwowano w obecno-ści: mydła, nieorganicznych anionów, niejonowych surfak-tantów i kremów do pielęgnacji rąk zawierających aniono-we emulgatory [1, 6].
Chlorheksydyna od ponad 50 lat jest stosowana w anty-septyce, przede wszystkim do dekontaminacji skóry i błon śluzowych. Najczęściej wykorzystuje się roztwory alkoholo-we CHG w stężeniach 0,5–2% lub roztwory wodne w stę-żeniach 2–4% [4]. W ostatnim czasie asortyment środków zawierających chlorheksydynę znacznie się poszerzył. CHG jest dostępna w postaci żelu (w tym: żelu do zakładania cew-ników moczowych), płynów do płukania jamy ustnej, a tak-że tabletek do ssania stosowanych w stanach zapalnych gar-dła. W celu ograniczenia zakażeń wykorzystywane są im-pregnowane chlorheksydyną cewniki naczyniowe, obłoże-nia chirurgiczne oraz opatrunki z CHG [4].
ZASTOSOWANIE CHLORHEKSYDYNY
W PLACÓWKACH OPIEKI ZDROWOTNEJ
Ze względu na szerokie spektrum działania przeciwbak-teryjnego i profil bezpieczeństwa, stosowanie chlorheksydy-ny jest zalecane przez wiele instytucji i towarzystw nauko-wych jako element profilaktyki zakażeń związanych z opie-ką zdrowotną, w tym: zakażeń krwi związanych z obecno-ścią cewnika naczyniowego (ang. catheter-associated blood-stream infection – CA-BSI), zakażeń miejsca operowanego (ZMO) i zapaleń płuc u pacjentów z wentylacją mechanicz-ną (ang. ventilator-associated pneumonia – VAP) (Tabela 1).
PROFILAKTYKA ZAKAŻEŃ KRWI ZWIĄZANYCH
Z OBECNOŚCIĄ CEWNIKA
Chlorheksydyna znalazła szczególne miejsce w profilak-tyce zakażeń związanych z obecnością cewników naczynio-wych. Alkoholowe (rzadziej wodne) roztwory CHG zaleca-ne są do dezynfekcji skóry: przed założeniem cewnika na-czyniowego, w czasie zmiany opatrunku w miejscu wpro-wadzenia cewnika, a także do dezynfekcji ujścia cewnika przed podłączeniem linii naczyniowej. Dostępne i stosowa-ne są również opatrunki z chlorheksydyną w formie żelu lub gąbki i cewniki impregnowane CHG.
Zgodnie z zaleceniami CDC (ang. Centers for Disease Control and Prevention), do dezynfekcji skóry przed zało-żeniem cewnika centralnego zalecany jest >0,5% roztwór al-koholowy CHG (IA) [7]. Podobne zalecenia, różniące się rodzajem stosowanych stężeń omawianego antyseptyku, zo-stały opracowane przez SHEA (ang. Society for Healthcare Epidemiology of America) i NICE (ang. National Institute for Health and Care Excellence) [8, 9]. W większości reko-mendacji preferowany jest 2% roztwór CHG w 70% alkoho-lu izopropylowym (Wielka Brytania) alkoho-lub etylowym (Austra-lia), a u pacjentów uczulonych na chlorheksydynę i u dzieci poniżej 2. miesiąca życia zalecany jest alkoholowy roztwór jodopowidonu [7–9]. W polskich rekomendacjach dotyczą-cych oddziałów intensywnej terapii (OIT) preparaty z chlor-heksydyną są antyseptykami z wyboru do dekontaminacji skóry – zarówno przed założeniem cewnika centralnego, jak i podczas zmiany opatrunków. Zalecane są alkoholowe roz-twory CHG w stężeniu 0,5–2%, natomiast rozroz-twory wod-ne należy stosować przy zmianie opatrunków, w przypadku gdy producent cewników zabrania stosowania środków al-koholowych w kontakcie z cewnikiem [10]. W wytycznych CDC, NICE, a także CHRISP (ang. Centre for Healthcare--Related Infection Surveillance and Prevention and Tuber-culosis Control, Australia) chlorheksydynę rekomenduje się również do dezynfekcji miejsca wprowadzenia cewnika ob-wodowego (siła zalecenia niska) [7, 9, 11].
Pozytywny wpływ chlorheksydyny na ograniczanie kolo-nizacji cewnika, bez lub z istotnym ograniczeniem zakażeń krwi związanych z cewnikiem, wykazano w wielu badaniach. Udowodniono, że CHG pozwala zminimalizować ryzyko wy-stąpienia powikłań infekcyjnych związanych z dożylną tera-pią w grupie pacjentów z immunosupresją, a także u chorych pediatrycznych, w tym u osób po przeszczepie szpiku i dia-lizowanych [12–15]. Największym jak dotąd randomizowa-nym badaniem porównującym skuteczność chlorheksydyny i jodopowidonu w ograniczaniu kolonizacji i CA-BSI, a także w ograniczaniu bakteryjnej kolonizacji cewnika, było bada-nie CLEAN, przeprowadzone w latach 2012–2014 w 11 OIT we Francji [16]. Obejmowało ono grupę 2546 dorosłych pa-cjentów z cewnikiem centralnym tętniczym lub żylnym. Uzy-skane wyniki wskazywały na przewagę 2% roztworu chlor-heksydyny w 70% alkoholu izopropylowym nad 5% roztwo-rem jodopowidonu w 69% alkoholu etylowym. W porówna-niu z alkoholowym roztworem jodopowidonu, stosowanie al-koholowego roztworu CHG skutkowało sześciokrotnie niż-szym wskaźnikiem zakażeń związanych z cewnikiem (0,28 vs. 1,77 na 1000 dni z cewnikiem). Przewaga chlorheksydy-ny nad jodopowidonem występowała niezależnie od: specy-fiki pacjentów (OIT medyczne, chirurgiczne), ciężkości cho-roby podstawowej, typu stosowanego cewnika i miejsca jego założenia [16]. Uzyskane wyniki potwierdzają zasadność sto-sowania CHG do dekontaminacji skóry przed założeniem i w czasie utrzymywania cewników naczyniowych.
Zalecane stosowanie chlorheksydyny Dokument Autor rekomendacji; pozycja piśmiennictwa Profilaktyka zakażeń związanych z obecnością cewnika naczyniowego
Antyseptyka skóry przed założeniem cewnika naczyniowego: alkoholowy roztwór CHG >0,5%, cewnik centralny (IA) lub obwodowy (IB)
Cewniki impregnowane substancją antybakteryjną: CVC impregnowany chlorheksydyną/sulfa-diazyną srebra (1A) (jedna z zalecanych opcji)
Codzienne mycie pacjenta z użyciem 2% chlorheksydyny (II)
Łączniki bezigłowe: przecieranie portu właściwym antyseptykiem, jedną z opcji jest chlorhek-sydyna (1A)
Guidelines for the prevention of intravascular catheter-related in-fections; 2011 rok
Centers for Disease Control and Prevention (CDC) [7]
Antyseptyka skóry przed założeniem cewnika naczyniowego u pacjentów >2. miesiąca życia: chlorheksydyna (AI)
Cewniki impregnowane substancją antybakteryjną u pacjentów dorosłych: jedną z zalecanych opcji jest stosowanie CVC impregnowanego chlorheksydyną/sulfadiazyną srebra (AI)
Opatrunki w miejscu założenia cewnika: opatrunki z chlorheksydyną u pacjentów >2. miesią-ca życia (BI)
Strategies to prevent central li-ne-associated bloodstream in-fections in acute care hospitals; 2008 rok
Society for Healthcare Epidemiology of Ame-rica (SHEA) [8]
Antyseptyka skóry przed założeniem cewnika naczyniowego: 2% roztwór CHG w 70% alkoholu izopropylowym (u pacjentów uczulonych na CHG alkoholowy roztwór jodopowidonu) – zarów-no w przypadku cewników centralnych (klasa A), jak i obwodowych (klasa D)
Opatrunki z chlorheksydyną w miejscu założenia cewnika u pacjentów dorosłych (klasa B) Codzienna kąpiel z chlorheksydyną pacjentów z CVC jako metoda redukcji związanych z cewni-kiem zakażeń krwi (klasa B)
Antyseptyka skóry przy zmianie opatrunku: 2% roztwór CHG w 70% alkoholu izopropylowym (u pacjentów uczulonych na CHG alkoholowy roztwór jodopowidonu) w miejscu założenia cew-nika centralnego (klasa A) i obwodowego (klasa D)
Przed podłączeniem linii infuzyjnej dezynfekowanie metodą przecierania ujścia cewnika lub łącznika: 2% roztwór CHG w 70% alkoholu izopropylowym (u pacjentów uczulonych na CHG al-koholowy roztwór jodopowidonu) minimum przez 15 sekund (klasa D)
epic3: national evidence-based guidelines for preventing he-althcare-associated infections in NHS hospitals in England; 2014 rok
National Institute for Health and Care Excel-lence (NICE) [9]
Antyseptyka skóry przed założeniem cewnika obwodowego: 2% roztwór CHG w ≥70% alkoholu etylowym lub izopropylowym, alternatywnie zalecany jest alkoholowy roztwór jodopowidonu
Queensland guideline: periphe-ral intravenous catheter; 2013 rok
Centre for Healthca-re-Related Infection Su-rveillance and Preven-tion and Tuberculosis Control, Australia [11] Antyseptyka skóry przed założeniem cewnika naczyniowego i podczas wymiany opatrunków
u pacjentów >2. miesiąca życia: 0,5–2% alkoholowe roztwory chlorheksydyny (A1), roztwory wodne chlorheksydyny zalecane są przy wymianie opatrunków, jeżeli producent nie zezwala na stosowania środków alkoholowych w kontakcie z cewnikiem
Przed podłączeniem leku do łącznika bezigłowego zalecane jest dezynfekowanie metodą prze-cierania miejsca ujścia cewnika lub łącznika roztworem alkoholu lub alkoholowym roztworem chlorheksydyny (A1)
Rekomendacje profilaktyki zaka-żeń w OIT; 2013 rok
Narodowy Program Ochrony Antybioty-ków [10]
Profilaktyka zakażeń miejsca operowanego
Odkażanie skóry przed nacięciem: jedną z opcji jest chlorheksydyna Surgical site infection prevention and treatment of surgical site in-fection; 2008 rok
National Institute for Health and Clinical Excellence [22]
Przedoperacyjna kąpiel z użyciem chlorheksydyny: pacjenci przed otwartymi zabiegami klasy I Odkażanie skóry przed nacięciem: jedną z opcji jest chlorheksydyna
Chirurgiczna dezynfekcja rąk: jedną z opcji stanowią preparaty z chlorheksydyną
AORN’s Perioperative Standards and Recommended Practices; 2012 rok
Association of periope-rative Registered Nur-ses (AORN) [23] Eradykacja nosicielstwa Staphylococcus aureus: 2% maść do nosa z mupirocyną, bez lub
w połą-czeniu z myciem ciała roztworem chlorheksydyny przed zabiegiem kardiochirurgicznym lub or-topedycznym. Rozważenie takiego postępowania także przed innymi zabiegami
Przygotowanie pola operacyjnego: stosowanie alkoholowych roztworów na bazie chlorheksy-dyny
Global guidelines for the pre-vention of surgical site infection; 2016 rok
World Health Organiza-tion (WHO) [24]
Profilaktyka zapaleń płuc związanych z wentylacją mechaniczną
Toaleta jamy ustnej z użyciem chlorheksydyny (II) Strategies to prevent ventilator--associated pneumonia in acute care hospitals: 2014 update
Society for Healthcare Epidemiology of Ame-rica (SHEA)
[31] Toaleta jamy ustnej z użyciem chlorheksydyny How-to guide: prevent
ventila-tor-associated pneumonia; 2012 rok
Institute for Healthcare Improvement (IHI) [32]
Antyseptyka jamy ustnej: 2% roztwory chlorheksydyny 2–4 razy dziennie u pacjentów >2. mie-siąca życia po zabiegach kardiochirurgicznych (B1); można rozważyć u innych chorych
Rekomendacje profilaktyki zaka-żeń w OIT; 2013 rok
Narodowy Program Ochrony Antybioty-ków [5]
Przygotowując skórę przed wprowadzeniem cewnika na-czyniowego, nie można zredukować obecnych na niej bakte-rii do zera, a po około 24 godzinach liczba drobnoustrojów w skórze w miejscu wprowadzenia cewnika może osiągnąć poziom sprzed dezynfekcji. Celem stosowania opatrunków z CHG jest stałe hamowanie wzrostu liczby bakterii w skó-rze wokół cewnika, co ogranicza ryzyko kolonizacji cew-nika i migracji drobnoustrojów do naczynia krwionośne-go, a tym samym zmniejsza prawdopodobieństwo wystąpie-nia CA-BSI. W randomizowanym badaniu prowadzonym w 12 oddziałach intensywnej terapii we Francji w latach 2010–2011, do którego włączono ogółem 1879 pacjentów z CVC (ang. central venous catheter) utrzymywanym po-wyżej 48 godzin, w grupie osób, u których stosowano opa-trunki z chlorheksydyną, stwierdzono o 67% niższy ogólny wskaźnik zakażeń związanych z cewnikiem (0,7 vs. 2,1/1000 dni z cewnikiem) i o 60% niższy wskaźnik odcewnikowych zakażeń krwi (0,5 vs. 1,3/1,000 dni z cewnikiem) [17]. Po-nadto stosowanie opatrunków z CHG jest rekomendowane przez SHEA i NICE [8, 9].
PROFILAKTYKA ZAKAŻEŃ MIEJSCA OPEROWANEGO
W chirurgii chlorheksydyna, zwykle w postaci alko-holowych roztworów CHG, jest stosowana do dezynfek-cji skóry przed nacięciem chirurgicznym [18]. W bada-niu obejmującym 849 pacjentów wykazano, że – w porów-naniu z jodopowidonem – alkoholowy roztwór CHG po-zwalał istotnie obniżyć odsetek ZMO, zarówno powierzch-niowych (4,2% vs. 8,6%; p=0,008), jak i głębokich (1% vs. 3%; p=0,05) [19]. Podobnie odnośnie operacji czystych, w badaniach prowadzonych w latach 2003–2012 w Sta-nach Zjednoczonych, obejmujących 7908 pacjentów pod-danych zabiegom chirurgii naczyniowej w 91 szpitalach, wykazano niższy odsetek zakażeń miejsca operowane-go w grupie chorych, u których przed zabiegiem do przy-gotowania skóry stosowano chlorheksydynę (OR=0,53; p=0,002) [19]. W randomizowanym badaniu obejmują-cym grupę 1147 pacjentek, u których stosowano lowe roztwory chlorheksydyny (2% CHG w 70% alkoho-lu izopropylowym) alkoho-lub jodopowidonu (8,3% jodopowi-don w 72,5% alkoholu izopropylowym), częstość ZMO wynosiła odpowiednio 4% i 7,3%. Zakażenia powierzch-niowe rozpoznano u 3,0% osób w grupie, w której stoso-wano CHG i u 4,9% osób, u których do dezynfekcji skó-ry przed cesarskim cięciem wykorzystano alkoholowy roz-twór jodopowidonu. Zakażenia głębokie wystąpiły odpo-wiednio u 1,0% i 2,4% kobiet. W porównaniu z jodopo-widonem, chlorheksydyna skuteczniej ograniczała ZMO, a różnica w częstości tych infekcji była istotna statystycz-nie (p=0,02). Nie odnotowano różnic w występowaniu re-akcji nadwrażliwości na stosowane preparaty [20].Stosowanie chlorheksydyny jest włączone do pakietu
działań, których celem jest ograniczenie występowania za-każeń miejsca operowanego. Pakiet ten obejmuje:
t usuwanie owłosienia strzygarką;
t przedzabiegowy prysznic z użyciem mydła z chlor-heksydyną;
t przygotowanie pola operacyjnego z zastosowaniem 2% alkoholowego roztworu chlorheksydyny;
t właściwą antybiotykową profilaktykę okołozabiegową; t kontrolę właściwej temperatury ciała i glikemii
w czasie oraz po zabiegu.
W jednym z badań po wprowadzeniu profilaktyki opartej na powyższych zasadach uzyskano spadek zakażeń w zabie-gach czystych z 4,9% do 0%, z jednoczesnym ograniczeniem średniego czasu hospitalizacji z 22,4 do 13,7 dnia. W zabie-gach skażonych zaobserwowano istotną redukcję odsetka ZMO (33,3% vs. 13,9%; p=0,035) [21]. Zalecenia dotyczące stosowania chlorheksydyny w profilaktyce zakażeń miejsca operowanego zostały sformułowane między innymi przez: NICE, AORN (ang. Association of periOperative Registered Nurses) i WHO (ang. World Health Organization) [22–24].
PROFILAKTYKA VAP
Dekontaminacja jamy ustnej z użyciem CHG była z po-wodzeniem stosowana przez wiele lat przez stomatologów u pacjentów z zapaleniem dziąseł i przyzębia. Wykorzysta-nie tej metody w warunkach szpitalnych wynikało z poszu-kiwania metod ograniczenia częstości występowania zapa-leń płuc u pacjentów wentylowanych mechanicznie. Sku-teczność CHG w ograniczaniu VAP oceniano w 16 rando-mizowanych badaniach z grupą kontrolną i w 9 metaanali-zach [25–30]. Wykazano istotny wpływ stosowania tego an-tyseptyku do dekontaminacji jamy ustnej na ograniczenie częstości respiratorowego zapalenia płuc u chorych po za-biegach kardiochirurgicznych [29, 30]. W przypadku pozo-stałych pacjentów redukcja wskaźnika VAP sięgała 10–30%, nie wykazano wpływu stosowania CHG na czas utrzymy-wania wentylacji mechanicznej u chorych, długość poby-tu na OIT i śmiertelność [25–28]. Stosowanie w profilakty-ce VAP dekontaminacji jamy ustnej preparatami zawiera-jącymi chlorheksydynę jest rekomendowane przez SHEA, IHI (ang. Institute for Healthcare Improvement) i Narodo-wy Program Ochrony Antybiotyków (NPOA) [5, 31, 32].
MYCIE PACJENTÓW Z UŻYCIEM PREPARATÓW
ZAWIERAJĄCYCH CHLORHEKSYDYNĘ
Skolonizowana skóra pacjentów leczonych szpitalnie może stanowić istotne źródło patogenów w zakażeniach związanych z zastosowaniem inwazyjnych metod diagno-styki i terapii, a ponadto zwiększa ryzyko przeniesienia drobnoustrojów za pośrednictwem rąk personelu na in-nych chorych i do środowiska [33, 34]. W celu ograniczenia
powyższego ryzyka do mycia pacjentów obarczonych istot-nym prawdopodobieństwem kolonizacji skóry szczepami patogennymi wprowadzono rozwiązania oparte na stosowa-niu antyseptyków. Jednym z zalecanych do tego celu anty-septyków jest chlorheksydyna w postaci 2% lub 4% roztwo-rów albo chusteczek nasączonych 2% roztworem CHG (Ta-bela 2). Mycie chorych z użyciem chlorheksydyny jest sto-sowane głównie w oddziałach intensywnej terapii, ale tak-że w ośrodkach opieki długoterminowej. Toaleta (zwykle codzienna) obejmuje całe ciało do linii szczęki, z pominię-ciem otwartych ran. Najczęściej stosowaną metodą mycia jest przecieranie skóry pacjenta chusteczką nasączoną 2% roztworem CHG. Stosując chusteczki z chlorheksydyną, na-leży omijać okolicę oczu, ponadto (ze względu na potencjal-ną neurotoksyczność) konieczne jest zachowanie ostrożno-ści w przypadku pacjentów z urazami głowy lub kręgosłupa. Skuteczność mycia pacjentów z użyciem CHG ocenia-no w wielu badaniach. Wykazaocenia-no, że toaleta ciała z wyko-rzystaniem omawianego antyseptyku pozwala ograniczyć kolonizację skóry chorego wieloopornymi szczepami bak-terii (ang. multidrug-resistant organisms – MDRO), redu-kuje liczbę zakażeń wywołanych szczepami MDRO i zaka-żeń krwi [35–42]. W badaniu wieloośrodkowym (prowa-dzonym w 9 OIT i 6 oddziałach transplantacji szpiku) u pa-cjentów, u których stosowano CHG, występowanie zakażeń krwi zmniejszyło się odpowiednio o 23% i 28% [43]. Podob-ny efekt uzyskano w badaniu wieloośrodkowym, prowadzo-nym w 10 OIT dziecięcej. W grupie pacjentów, u których stosowano CHG, zaobserwowano niższy wskaźnik bakterie-mii (3,28 vs. 4,93 na 1000 dni) [44]. W badaniu obejmują-cym chorych z 5 oddziałów intensywnej terapii dorosłych nie udowodniono pozytywnego wpływu kąpieli z użyciem
chlorheksydyny na częstość występowania: zakażeń krwi związanych z obecnością cewnika, zakażeń układu moczo-wego (ZUM) związanych z cewnikiem moczowym i zapa-leń płuc u chorych wentylowanych mechanicznie [45]. Słabą stroną prowadzonego badania był brak kontroli nad prze-strzeganiem wprowadzonych zaleceń stosowania CHG. Mimo ponad 95% przestrzegania zaleceń dotyczących ką-pieli z chlorheksydyną, w badaniach prowadzonych w 4 OIT nie uzyskano oczekiwanych efektów w postaci: eradykacji wieloopornych szczepów obecnych na skórze pacjentów, zmniejszenia liczby zakażeń szpitalnych czy skrócenia po-bytu pacjentów na oddziale intensywnej terapii [46]. Opu-blikowana w ostatnim czasie metaanaliza 5 randomizowa-nych badań z grupą kontrolną wykazała natomiast znaczą-co niższy wskaźnik zakażeń krwi w grupie chorych, u któ-rych stosowano codzienną kąpiel z chlorheksydyną. Istotnie rzadziej notowano przypadki bakteriemii z udziałem MRSA (ang. mehicillin-resistant Staphylococcus aureus) [47].
Wpływ kąpieli z chlorheksydyną na ograniczenie zakażeń oceniano także na oddziale intensywnej terapii noworodka. W badaniu antyseptyk zastosowano u 195 niemowląt o ma-sie urodzeniowej powyżej 1000 g i u 24 o mao ma-sie urodzenio-wej wynoszącej 1000 g lub mniej. Nie stosowano CHG u no-worodków. W grupie, w której wykorzystywano ściereczki impregnowane 2% chlorheksydyną, zaobserwowano istot-nie niższy wskaźnik zakażeń krwi związanych z centralną linią naczyniową (1,92 vs. 6,00/1000 dni z cewnikiem cen-tralnym) [40].
Podejmując decyzję o wprowadzeniu mycia z użyciem CHG w OIT, należy rozważyć objęcie tym zaleceniem wszystkich pacjentów oddziału, bez względu na status ko-lonizacji szczepami wieloopornymi, np. MRSA. Za takim
Miejsce Zastosowany środek Uzyskany efekt Pozycja piśmiennictwa
Medyczny oddział intensywnej terapii 4% roztwór CHG Redukcja kolonizacji skóry szczepami
Acineto-bacter baumannii i ograniczenie zakażeń krwi
[35] Medyczny oddział intensywnej terapii Chusteczki impregnowane 2% CHG Redukcja zakażeń związanych z centralną
li-nią naczyniową i ograniczenie liczby skażonych próbek krwi
[36] Dwa oddziały intensywnej terapii 4% roztwór CHG i octan chlorheksydyny
(puder) do pach, pachwin i fałdów skórnych
Ograniczenie nabywania szczepów MRSA (nie-qacA/B)
[37] Urazowy oddział intensywnej terapii Chusteczki impregnowane 2% CHG Ograniczenie zakażeń krwi związanych z
cen-tralną linią naczyniową oraz kolonizacji szcze-pami MRSA i Acinetobacter spp.
[38] Cztery oddziały internistyczne Chusteczki impregnowane 2% CHG Redukcja zakażeń wywołanych przez MRSA
i VRE
[39] Oddział intensywnej terapii noworodka Chusteczki impregnowane 2% CHG Redukcja zakażeń krwi związanych z centralną
linią naczyniową
[40] Oddział onkologii Chusteczki impregnowane 2% CHG Redukcja kolonizacji VRE [41] Cztery ośrodki opieki długoterminowej Chusteczki impregnowane 2% CHG Redukcja kolonizacji i zakażeń szczepami
Kleb-siella pneumoniae wytwarzającymi
karbapene-mazy
[42]
postępowaniem przemawiają wyniki wieloośrodkowego ba-dania przeprowadzonego w 74 oddziałach intensywnej tera-pii, w którym wykazano, że uniwersalna dekolonizacja (mu-pirocyna donosowo i codzienne kąpiele z użyciem CHG u wszystkich pacjentów) była skuteczniejsza w ogranicze-niu występowania MRSA niż dekolonizacja ukierunkowa-na (tylko pacjenci skolonizowani) [48]. W ośrodkach opie-ki długoterminowej zastosowanie chlorheksydyny można ograniczyć do rezydentów wysokiego ryzyka, np.: do osób całkowicie uzależnionych od personelu medycznego, uza-leżnionych od respiratora, niekontrolujących swoich po-trzeb fizjologicznych. Z powodu zbyt małej liczby badań na-dal nierozstrzygnięta pozostaje kwestia stosowania CHG na oddziałach neonatologicznych.
REAKCJE ALERGICZNE PO ZASTOSOWANIU
CHLORHEKSYDYNY
Prawidłowo stosowane preparaty zawierające chlorhek-sydynę rzadko prowadzą do wystąpienia reakcji niepożąda-nych. CHG nie wchłania się przez nienaruszoną skórę i bło-ny śluzowe, a po podaniu miejscowym nie stwierdza się wy-krywalnych poziomów tej substancji we krwi. W związku z tym większość działań niepożądanych to zmiany miejsco-we, a najczęstsze obserwowane reakcje to kontaktowe zapa-lenia skóry o różnym nasileniu. Reakcja anafilaksji wystę-puje zdecydowanie rzadziej, zwykle po kolejnej ekspozycji na CHG.
Nie zawsze powodem wystąpienia reakcji alergicznej jest sama chlorheksydyna. Wykazano, że za alergię kontaktową mogą być odpowiedzialne inne składniki roztworu, takie jak np. fenolosulfoftaleina i kurkumina, dodawane w celu uzy-skania roztworu barwnego CHG [49, 50]. W jednym z ba-dań, obejmującym grupę 297 pacjentów ze zmianami skór-nymi, tylko u 39 osób potwierdzono alergię na chlorheksy-dynę [51]. W badaniu CLEAN zmiany skórne po ekspozycji
na CHG wystąpiły u 3% pacjentów, a u dwóch chorych re-akcja alergiczna stała się powodem odstąpienia od stosowa-nia antyseptyku. Po dokładnej analizie u jednej z osób roz-poznano ostrą chorobę przeszczep przeciwko gospodarzowi (ang. graft-versus-host disease – GvHD). Natomiast u ko-lejnego pacjenta (u którego w miejscu stosowania chlorhek-sydyny pojawiły się owrzodzenia skóry) wykluczono reak-cję nadwrażliwości na CHG, stwierdzając ostatecznie uczu-lenie na nikiel, metal obecny w materiałach wykorzystywa-nych do produkcji cewników naczyniowych [16].
Reakcje nadwrażliwości typu natychmiastowego rzad-ko występują po podaniu chlorheksydyny na skórę lub bło-ny śluzowe, natomiast najwięcej opisabło-nych przypadków do-tyczy pacjentów, u których zastosowano cewnik powlekany CHG [52, 53]. Najczęściej wystąpienie anafilaksji poprzedza reakcja skórna, dlatego też rozpoznanie kontaktowego za-palenia skóry indukowanego ekspozycją na chlorheksydy-nę jest przeciwwskazaniem do stosowania tego antyseptyku, a przede wszystkim wyklucza stosowanie u chorego cewni-ków powlekanych tym preparatem [54].
U dzieci – a zwłaszcza u noworodków – do najczęściej zgłaszanych działań niepożądanych należą reakcje skórne, w tym oparzenia notowane po zastosowaniu alkoholowych roztworów chlorheksydyny (głównie u noworodków o wa-dze uroo wa-dzeniowej poniżej 1500 gramów i u wcześniaków urodzonych między 24. a 26. tygodniem ciąży) [55]. W re-komendacjach stosowanie CHG jest zalecane u dzieci powy-żej 2. miesiąca życia [8, 10].
Wśród pracowników opieki zdrowotnej częstość wy-stępowania reakcji nadwrażliwości na chlorheksydynę jest trudna do oszacowania. W badaniu japońskim, obej-mującym 307 pracowników służby zdrowia, u 89 osób zi-dentyfikowano alergie w postaci: kontaktowego zapalenia skóry, alergicznego nieżytu nosa i/lub astmy oskrzelowej. Najczęstsze zmiany alergiczne dotyczyły skóry, a chlorhek-sydyna okazała się drugą, po rękawicach, przyczyną tych zmian [56]. W badaniu duńskim, obejmującym 104 pra-cowników służby zdrowia, nie stwierdzono ani jednego przypadku uczulenia na CHG [57]. Badania przeprowadzo-ne w Queen Elizabeth Hospital w Londynie ujawniły 4 przy-padki alergii wśród 53 badanych operatorów. Autorzy pra-cy sugerują, że wyższa częstość nadwrażliwości na chlor-heksydynę u pracowników służby zdrowia w Wielkiej Bry-tanii może być wynikiem ekspozycji na wyższe – 4% roz-twory CHG [58].
W celu ograniczenia występowania reakcji skórnych, preparaty zawierające chlorheksydynę należy zawsze stoso-wać na suchą skórę, a po ich zastosowaniu odczekać do wy-schnięcia preparatu, zanim np. zostaną nałożone rękawicz-ki lub umieszczony zostanie na skórze opatrunek. Znanymi czynnikami ryzyka wystąpienia reakcji skórnych na CHG są: zespół Stevensa-Johnsona, zespół toksycznej nekrolizy naskórka i GvHD [59].
Szczep Zakres wartości MIC [mg/L] Epidemiologiczny punkt odcięcia [mg/L] Escherichia coli 0,5–16 64 Klebsiella pneumoniae 4–>256 64 Enterobacter spp. 10–75 16
Serratia marcescens <3–400 Nie ustalono
Proteus spp. 10–1600 Nie ustalono
Pseudomonas aeruginosa <2–625 50
Acinetobacter baumannii 8–175 Nie ustalono
Staphylococcus aureus 0,125–16 8
Enterococcus faecalis 2,5–2500 64
Enterococcus faecium 2,5–2500 32
Tabela 3. Minimalne stężenia hamujące chlorheksydyny wobec wybra-nych szczepów. Opracowano na podstawie [63].
OPORNOŚĆ NA CHLORHEKSYDYNĘ
– PRAWDOPODOBNY CZY RZECZYWISTY
PROBLEM?
W ostatnim czasie coraz częściej podnoszony jest pro-blem oporności na chlorheksydynę. Szczegółowo opisa-no zwłaszcza mechanizm aktywnego usuwania tego anty-septyku z komórki bakteryjnej między innymi u szczepów Staphylococcus aureus i Acinetobacter baumannii [60, 61]. Ogólne ryzyko nabytej oporności na chlorheksydynę oce-niane jest jako niewielkie, jednak może być ono zróżnicowa-ne w zależności od gatunku bakterii [62]. Analiza wartości MIC (ang. minimal inhibitory concentration) CHG wobec izolowanych szczepów stała się podstawą ustalenia tzw. epi-demiologicznych punktów odcięcia (Tabela 3), które zostały wprowadzone w 2014 roku [63, 64]. Każdy szczep, u którego stwierdzana jest wartość MIC powyżej wartości epidemio-logicznego punktu odcięcia, umownie traktowany jest jako oporny – niezależnie od tego, czy osiągnięty wzrost MIC bę-dzie korelował z rzeczywistym brakiem skuteczności chlor-heksydyny, czyli tzw. opornością kliniczną [63]. Przykła-dem zachowania aktywności CHG – mimo wzrostu warto-ści MIC – jest opublikowane w ostatnim czasie badanie do-tyczące szczepów A. baumannii przynależnych do między-narodowego klonu II (ICII). Chlorheksydyna (CHG w stę-żeniu 1000 mg/L) bez względu na wartość MIC (izolaty IC II 100 mg/L; izolaty nie-IC II <100 mg/L) skutecznie reduko-wała liczbę komórek bakterii o 5 log10 w ciągu 30 sekund po zastosowaniu. Na aktywność CHG (zmianę wartości MIC) nie miał wpływu dodatek 3% albuminy surowicy by-dlęcej (ang. bovine serum albumin – BSA) [65].
Przyjęcie epidemiologicznych punktów odcięcia zostało uznane za pomocne w ocenie pojawiających się zmian wrażli-wości szczepów i w identyfikacji nabytej odporności [64]. Na-leży podkreślić, że oznaczane w badaniach wartości MIC i war-tości graniczne dla szczepów opornych są nieporównywalnie niższe niż stężenia chlorheksydyny uzyskiwane w praktyce: od 5000 mg/L (0,5% roztwór) do 40 000 mg/L (4% roztwór).
W zachowaniu wrażliwości szczepów na chlorheksydynę istotne jest właściwe stosowanie tego antyseptyku, ograni-czające ryzyko ekspozycji bakterii na zbyt niskie jego stęże-nia. Używając miejscowo CHG należy pamiętać, że w tym samym czasie do pielęgnacji skóry można stosować wyłącz-nie kationowe lub wyłącz-niejonowe (neutralne) emulsje, powyłącz-nieważ kationowy charakter cząsteczki chlorheksydyny sprawia, że po kontakcie z cząsteczkami anionowymi preparat ulega inaktywacji [66, 67]. To samo zalecenie dotyczy stosowania CHG na błony śluzowe. Związki anionowe mogą być obec-ne np. w pastach do zębów, dlatego stosowanie preparatów z omawianym antyseptykiem zalecane jest co najmniej 30 minut po zastosowaniu pasty lub innych produktów denty-stycznych [68]. Częstym błędem jest niewłaściwe mycie pa-cjentów z użyciem CHG [35, 69]. Wykazano, że zgodność
z przyjętymi zasadami postępowania wahała się w zależno-ści od oddziału (od 45% do 95%), a odsetek powierzchni skóry z wykrywalną chlorheksydyną osiągał maksymalnie 70–88%, przy czym niektóre obszary (np. szyja) były często pomijane [35, 69].
PODSUMOWANIE
Chlorheksydyna – ze względu na długi czas i powszech-ność stosowania – jest jednym z najdokładniej przebada-nych antyseptyków. W oparciu o przegląd aktualnego pi-śmiennictwa należy uznać, że nadal jest skuteczna w ograni-czaniu ryzyka zakażeń, zwłaszcza na oddziałach szpitalnych. Sygnalizowany problem nadwrażliwości na chlorheksydynę i wzrost minimalnych stężeń hamujących CHG wobec izo-lowanych szczepów nie umniejsza jej roli w profilaktyce za-każeń szpitalnych, co znajduje odzwierciedlenie w zalece-niach opracowanych przez ekspertów praktyków i przedsta-wicieli towarzystw naukowych.
KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono.
PIŚMIENNICTWO
1. McDonnell G, Russell AD. Antiseptics and disinfectants: activity, action, and resistance. Clin Microbiol Rev 1999;12(1):147– 179.
2. Hibbard J. Analysis comparing the antimicrobial activity and safety of current antiseptics: a review. J Infus Nurs 2005;28(3):194– 207.
3. Nerandzic MM, Donskey CJ. Induced sporicidal activity of chlorhexidine aga-inst Clostridium difficile spores under altered physical and chemical condi-tions. PLoS One 2015;10(4):e0123809.
4. Milstone AM, Passaretti CL, Perl TM. Chlorhexidine: expanding the ar-mamentarium for infection control and prevention. Clin Infect Dis 2008;46(2):274– 281.
5. Lim KS, Kam PC. Chlorhexidine – pharmacology and clinical applications. Anaesth Intensive Care 2008;36(4):502– 512.
6. World Health Organization. WHO guidelines on hand hygiene in health care. First global patient safety challenge “clean care is safer care”. WHO (online) 2009; http://apps.who.int/iris/bitstream/10665/44102/1/9789241597906_eng.pdf 7. O’Grady NP, Alexander M, Burns LA et al. Guidelines for the prevention of
in-travascular catheter-related infections. Clin Infect Dis 2011;52(9):e162– e193. 8. Marschall J, Mermel LA, Classen D et al. Strategies to prevent central line-as-sociated bloodstream infections in acute care hospitals. Infect Control Hosp Epidemiol 2008;29(Suppl. 1):S22– S30.
9. Loveday HP, Wilson JA, Pratt RJ et al. epic3: national evidence-based guide-lines for preventing healthcare-associated infections in NHS hospitals in En-gland. J Hosp Infect 2014;86(Suppl. 1):S1– S70.
10. Hryniewicz W, Kusza K, Ozorowski T et al. Strategia zapobiegania lekoopor-ności w oddziałach intensywnej terapii. Rekomendacje profilaktyki zakażeń w oddziałach intensywnej terapii. Narodowy Program Ochrony Antybioty-ków (online) 2013; http://www.antybiotyki.edu.pl/pdf/Rekomendacje_pro-filaktyki_zakazen_w_OIT.pdf
11. Guideline. Peripheral intravenous catheter (PIVC). Queensland Health (online); https://www.health.qld.gov.au/__data/assets/pdf_file/0025/444490/ica-re-pivc-guideline.pdf
12. Bouza E, Burillo A, Guembe M. Managing intravascular catheter-related infec-tions in heart transplant patients: how far can we apply IDSA guidelines for immunocompromised patients? Curr Opin Infect Dis 2011;24(4):302– 308. 13. Huang EY, Chen C, Abdullah F et al. Strategies for the prevention of
cen-tral venous catheter infections: an American Pediatric Surgical Association Outcomes and Clinical Trials Committee systematic review. J Pediatr Surg 2011;46(10):2000– 2011.
stream infections followed a change to 2% chlorhexidine in 70% isopro-panol for catheter connection antisepsis: a pediatric single center before/ after study on a hematopoietic stem cell transplant ward. Am J Infect Control 2009;37(8):626– 630.
15. Paglialonga F, Consolo S, Biasuzzi A et al. Reduction in catheter-related infec-tions after switching from povidone-iodine to chlorhexidine for the exit-si-te care of tunneled central venous catheexit-si-ters in children on hemodialysis. He-modial Int 2014;18(Suppl. 1):S13– S18.
16. Mimoz O, Lucet JC, Kerforne T et al. Skin antisepsis with chlorhexidine-al-cohol versus povidone iodine-alchlorhexidine-al-cohol, with and without skin scrubbing, for prevention of intravascular-catheter-related infection (CLEAN): an open-la-bel, multicentre, randomised, controlled, two-by-two factorial trial. Lancet 2015;386(10008):2069– 2077.
17. Timsit JF, Mimoz O, Mourvillier B et al. Randomized controlled trial of chlorhexidine dressing and highly adhesive dressing for preventing ca-theter-related infections in critically ill adults. Am J Respir Crit Care Med 2012;186(12):1272– 1278.
18. Darouichie RO, Wall MJ Jr, Itani KM et al. Chlorhexidine-alcohol versus po-vidone-iodine for surgical-site antisepsis. N Engl J Med 2010;362(1):18– 26. 19. Kalish JA, Farber A, Homa K et al. Factors associated with surgical site
infec-tion after lower extremity bypass in the Society for Vascular Surgery (SV S) Va-scular Quality Initiative (VQI). J Vasc Surg 2014;60(5):1238– 1246.
20. Tuuli MG, Liu J, Stout MJ et al. Randomized trial comparing skin antiseptic agents at cesarean delivery. N Engl J Med 2016;374(7):647– 655.
21. Fernández-Prada M, Martínez-Ortega C, Revuelta-Mariño L, Menéndez- -Herrero Á, Navarro-Gracia JF. Evaluation of the bundle ‘zero surgical site in-fection’ to prevent surgical site infection in vascular surgery. Ann Vasc Surg 2017 [Epub ahead of print].
22. National Collaborating Centre for Women’s and Children’s Health. Surgi-cal site infection. Prevention and treatment of surgiSurgi-cal site infection. NICE (online) 2008; https://www.nice.org.uk/guidance/cg74/evidence/full-gu-ideline-excluded-studies-242005935
23. Association of periOperative Registered Nurses. AORN’s perioperative stan-dards and recommended practices. AORN (online) 2012; http://www.aorn-standards.org
24. World Health Organization. Global guidelines for the prevention of surgical site infection. WHO (online) 2016; http://www.who.int/gpsc/global-guide-lines-web.pdf
25. Pileggi C, Bianco A, Flotta D, Nobile CG, Pavia M. Prevention of ventilator--associated pneumonia, mortality and all intensive care unit acquired in-fections by topically applied antimicrobial or antiseptic agents: a me-ta-analysis of randomized controlled trials in intensive care units. Crit Care 2011;15(3):R155.
26. Labeau SO, Van de Vyver K, Brusselaers N, Vogelaers d, Blot SI. Prevention of ventilator-associated pneumonia with oral antiseptics: a systematic review and meta-analysis. Lancet Infect Dis 2011;11(11):845– 854.
27. Li J, Xie D, Li A, Yue J. Oral topical decontamination for preventing ventila-tor-associated pneumonia: a systematic review and meta-analysis of rando-mized controlled trials. J Hosp Infect 2013;84(4):283– 293.
28. Shi Z, Xie H, Wang P et al. Oral hygiene care for critically ill patients to pre-vent patients to pre-ventilator-associated pneumonia. Cochrane Database Syst Rev 2013;8:CD008367.
29. Klompas M, Speck K, Howell MD, Greene LR, Berenholtz SM. Reappraisal of routine oral care with chlorhexidine gluconate for patients receiving me-chanical ventilation: systematic review and meta-analysis. JAMA Intern Med 2014;174(5):751– 761.
30. Segers P, Speekenbrink RG, Ubbink DT, van Oqtrop ML, de Mol BA. Prevention of nosocomial infection in cardiac surgery by decontamination of the naso-pharynx and oronaso-pharynx with chlorhexidine gluconate: a randomized con-trolled trial. JAMA 2006;296(20):2460– 2466.
31. Klompas M, Branson R, Eichenwald EC et al. Strategies to prevent ventila-tor-associated pneumonia in acute care hospitals: 2014 update. Infect Con-trol Hosp Epidemiol 2014;35(8):915– 936.
32. Institute for Healthcare Improvement. Getting started kit: prevent ventilator--associated pneumonia: how-to guide. Crit Care Nurs Q 2006;29(2):157– 173. 33. Duckro AN, Blom DW, Lyle EA, Weinstein RA, Hayden MK. Transfer of vanco-mycin-resistant enterococci via health care worker hands. Arch Intern Med 2005;165(3):302– 307.
34. Stiefel U, Cadnum JL, Eckstein BC, Guerrero DM, Tima MA, Donskey CJ. Conta-mination of hands with methicillin-resistant Staphylococcus aureus after con-tact with environmental surfaces and after concon-tact with the skin of colonized patients. Infect Control Hosp Epidemiol 2011;32(2):185– 187.
dy washing on multidrug-resistant Acinetobacter baumannii skin colo-nisation among patients in a medical intensive care unit. J Hosp Infect 2007;67(2):149– 155.
36. Popovich KJ, Lyles R, Hayes R et al. Relationship between chlorhexidine glu-conate skin concentration and microbial density on the skin of critically ill patients bathed daily with chlorhexidine gluconate. Infect Control Hosp Epi-demiol 2012;33(9):889– 896.
37. Batra R, Cooper BS, Whiteley C, Patel AK, Wyncoll D, Edgeworth JD. Efficacy and limitation of a chlorhexidine-based decolonization strategy in preven-ting transmission of methicillin-resistant Staphylococcus aureus in an intensi-ve care unit. Clin Infect Dis 2010;50(2):210– 217.
38. Evans HL, Dellit TH, Chan J, Nathens AB, Maier RV, Cuschieri J. Effect of chlor-hexidine whole-body bathing on hospital-acquired infections among trau-ma patients. Arch Surg 2010;145(3):240– 246.
39. Kassakian SZ, Mermel LA, Jefferson JA, Parenteau Sl, Machan JT. Impact of chlorhexidine bathing on hospital-acquired infections among general medi-cal patients. Infect Control Hosp Epidemiol 2011;32(3):238– 243.
40. Quach C, Milstone AM, Perpête C, Bonenfant M, Moore DL, Perreault T. Chlor-hexidine bathing in a tertiary care neonatal intensive care unit: impact on central line-associated bloodstream infections. Infect Control Hosp Epide-miol 2014;35(2):158– 163.
41. Bass P, Karki S, Rhodes D et al. Impact of chlorhexidine-impregnated washclo-ths on reducing incidence of vancomycin-resistant enterococci colonization in hematology-oncology patients. Am J Infect Control 2013;41(4):345– 348. 42. Hayden MK, Lin MY, Lolans K et al. Prevention of colonization and infection
by Klebsiella pneumoniae carbapenemase-producing Enterobacteriaceae in long-term acute-care hospitals. Clin Infect Dis 2015;60(8):1153– 1161. 43. Climo MW, Yokoe DS, Warren DK et al. Effect of daily chlorhexidine bathing
on hospital-acquired infection. N Engl J Med 2013;368(6):533– 542. 44. Milstone AM, Elward A, Song X et al. Daily chlorhexidine bathing to reduce
bacteraemia in critically ill children: a multicentre, cluster-randomised, cros-sover trial. Lancet 2013;381(9872):1099– 1106.
45. Noto MJ, Domenico HJ, Byrne DW et al. Chlorhexidine bathing and he-alth care-associated infections: a randomized clinical trial. JAMA 2015;313(4):369– 378.
46. Boonyasiri A, Thaisiam P, Permpikul C et al. Effectiveness of chlorhexidine wi-pes for the prevention of multidrug-resistant bacterial colonization and ho-spital-acquired infections in intensive care unit patients: a randomized trial in Thailand. Infect Control Hosp Epidemiol 2016;37(3):245– 253.
47. Choi EY, Park DA, Kim HJ, Park J. Efficacy of chlorhexidine bathing for redu-cing healthcare associated bloodstream infections: a meta-analysis. Ann In-tensive Care 2015;5(1):31.
48. Huang S, Septimus E, Kleinman K et al. Targeted versus universal
decoloniza-tion to prevent ICU infection. N Engl J Med 2013;368(24):2255– 2265. 49. Kaminska R, Mörtenhumer M. Allergic contact dermatitis from
phenolsulfon-phthalein in chlorhexidine solution. Contact Dermatitis 2007;56(6):358– 360. 50. Fischer LA, Agner T. Curcumin allergy in relation to yellow chlorhexidi-ne solution used for skin disinfection prior to surgery. Contact Dermatitis 2004;51(1):39– 40.
51. Knudsen BB, Avnstorp C. Chlorhexidine gluconate and acetate in patch te-sting. Contact Dermatitis 1991(1);24:45– 49.
52. Khoo A, Oziemski P. Chlorhexidine impregnated central venous catheter inducing an anaphylatic shock in the intensive care unit. Heart Lung Circ 2011;20(10):669– 670.
53. Beatty P, Kumar N, Ronald A. A complicated case of chlorhexidine-associated anaphylaxis. Anaesthesia 2011;66(1):60– 61.
54. Beaudouin E, Kanny G, Morisset M et al. Immediate hypersensitivity to chlor-hexidine: literature review. Eur Ann Allergy Clin Immunol 2004;36(4):123– 126. 55. Hocevar SN, Lessa FC, Gallagher L, Conover C, Gorwitz R, Iwamoto M. In-fection prevention practices in neonatal intensive care units repor-ting to the national healthcare safety network. Infect Control Hosp Epide-miol 2014;35(9):1126– 1132.
56. Sato K, Kusaka Y, Suganuma N, Nagasawa S, Deguchi Y. Occupational allergy in medical doctors. J Occup Health 2004;46(2):165– 170.
57. Garvey LH, Roed-Petersen J, Husum B. Is there a risk of sensitization and al-lergy to chlorhexidine in health care workers? Acta Anaesthesiol Scand 2003;47(6):720– 724.
58. Nagendran V, Wicking J, Ekbote A, Onyekwe T, Garvey LH. IgE-media-ted chlorhexidine allergy: a new occupational hazard? Occup Med (Lond) 2009;59(4):270– 272.
ne dressings and necrosis in complicated skin disorder patients. J Crit Care 2014;29(6):1130.e1– 1130.e4.
60. McGann P, Kwak YI, Summers A, Cummings JF, Waterman PE, Lesho EP. De-tection of qacA/B in clinical isolates of methicillin-resistant Staphylococcus
aureus from a regional healthcare network in the eastern United States.
In-fect Control Hosp Epidemiol 2011;32(11):1116– 1119.
61. Hassan KA, Liu Q, Henderson PJ, Paulsen IT. Homologs of the Acinetobacter
baumannii AceI transporter represent a new family of bacterial multidrug
ef-flux systems. MBio 2015;6(1).
62. Meyer B, Cookson B. Does microbial resistance or adaptation to bioci-des create a hazard in infection prevention and control? J Hosp Infect 2010;76(3):200– 2005.
63. Kampf G. Acquired resistance to chlorhexidine – is it time to establish an ‚an-tiseptic stewardship’ initiative? J Hosp Infect 2016;94(3):213– 227.
64. Morrissey I, Oggioni MR, Knight D et al. Evaluation of epidemiological cut-off values indicates that biocide resistant subpopulations are uncom-mon in natural isolates of clinicallyrelevant microorganisms. PLoS One 2014;9(1):e86669.
against multi-drug-resistant Acinetobacter baumannii international clone II. J Hosp Infect 2017;95(3):318– 323.
66. Walsh B, Blakemore PH, Drabu YJ. The effect of handcream on the antibacte-rial activity of chlorhexidine gluconate. J Hosp Infect 1987;9(1):30– 33. 67. Kaiser N, Klein D, Karanja P, Greten Z, Newman J. Inactivation of
chlorhexidi-ne gluconate on skin by incompatible alcohol hand sanitizing gels. Am J In-fect Control 2009;37(7):569– 573.
68. Dallas J, Kollef M. Oral decontamination to prevent ventilator-associated pneumonia: is it a sound strategy? Chest 2009;135(5):1116– 1118.
69. Rupp ME, Cavalieri RJ, Lyden E et al. Effect of hospital-wide chlorhexidine pa-tient bathing on healthcare-associated infections. Infect Control Hosp Epide-miol 2012;33(11):1094– 1100.
