JOANNA NOWICKA1 | GRZEGORZ CHODACZEK2 | GRAŻYNA GOŚCINIAK1
WPŁYW CEFAZOLINY NA TWORZENIE BIOFILMU PRZEZ KLINICZNE
SZCZEPY STAPHYLOCOCCUS EPIDERMIDIS
INFLUENCE OF CEFAZOLIN ON A BIOFILM FORMATION BY CLINICAL STRAINS OF STAPHYLOCOCCUS
EPIDERMIDIS
STRESZCZENIE: Jednym z ważnych elementów zapobiegania zakażeniom związanym z im-plantacją biomateriałów jest stosowanie okołooperacyjnej profilaktyki antybiotykowej. Właści-wie przeprowadzona profilaktyka znacznie zmniejsza zagrożenie bakteryjnego zanieczyszcze-nia elementów obcych podczas zabiegu operacyjnego. W chirurgii ortopedycznej w celu wy-eliminowania infekcji okołooperacyjnych stosuje się cefalosporyny, dlatego w niniejszej racy analizowano wpływ cefazoliny na proces tworzenia, ale także redukcji struktur biofilmu na im-plantach stalowych. Ocenie poddano 30 szczepów Staphylococcus epidermidis pochodzących z zakażeń ortopedycznych.
SŁOWA KLUCZOWE: biofilm, cefazolina, MIC, S. epidermidis
ABSTRACT: One of the important components to prevent infections connected with the im-plantation of biomaterials is perioperative antibiotic prophylaxis. If it is properly performed it significantly reduces the risk of bacterial contamination of foreign elements during a surgery. In orthopedic surgery cephalosporins applied. Wherefore in the thesis the impact of cefazolin on formation, but also reduction biofilm structure on steel implants was analyzed. 30 strains of Staphylococcus epidermidis from orthopedic infections were evaluated.
KEY WORDS: biofilm, cefazolin, MIC, S. epidermidis
1 Katedra i Zakład Mikrobiologii Uniwersytetu Medycznego im. Piastów Śląskich we Wrocławiu
2 Laboratorium Mikroskopii Konfokalnej Wrocławskiego Centrum Badań EIT+
} JOANNA NOWICKA
Katedra i Zakład Mikrobiologii, Uniwersytet Medyczny im. Piastów Śląskich we Wrocławiu,
ul. Chałubińskiego 4, 50-368 Wrocław, Tel.: (71) 784 12 97, Fax: (71) 784 01 17, e-mail: joanna.nowicka@umed.wroc.pl Wpłynęło: 20.09.2016 Zaakceptowano: 15.10.2016 DOI: dx.doi.org/10.15374/FZ2016055
WSTĘP
Chirurgia ortopedyczna, związana z implantacją elemen-tów obcych, czyli biomateriałów w organizmie człowieka, może znacznie poprawić komfort życia pacjentów, ale wiąże się również z ryzykiem powikłań infekcyjnych [1, 2]. Bakte-rie osiadłe na powierzchni biomateriału – najczęściej na sku-tek kontaminacji pola operacyjnego – otaczają się glikokalik-sem, a utworzona w efekcie tego struktura biofilmu umożli-wia ich przetrwanie w miejscu pierwotnej adhezji, stanowiąc punkt wyjścia zakażeń odległych. Ma to związek głównie z dużą opornością utworzonej struktury biofilmu na działa-nie związków przeciwdrobnoustrojowych, ale także elemen-tów układu immunologicznego organizmu człowieka [3–5].
Liczba przeprowadzonych zabiegów wszczepienia en-doprotez rośnie z roku na rok na całym świecie, również
w Polsce [6]. Według autorów pracy z 2011 roku, progno-styczna analiza częstości takich operacji w Stanach Zjed-noczonych pokazała, że do 2030 roku przeprowadzonych zostanie 572 tysiące zabiegów całkowitej artroplastyki sta-wu biodrowego [6]. Według Centralnej Bazy Endoprotezo-plastyki w Polsce w 2010 roku wykonano prawie 50 tysięcy operacji wszczepień endoprotez stawowych [7].
Obecnie rocznie przeprowadza się około 40–50 tysięcy tego rodzaju implantacji. Warto pamiętać, że wraz z upły-wem lat zwiększa się również ryzyko złamań, głównie oste-oporotycznych [8]. Przypuszcza się, że w 2035 roku ich licz-ba wyniesie ponad 4 miliony [9]. W celu leczenia zwyrod-nień stawów, złamań czy innych schorzeń układu kost-no-stawowego często konieczny jest zabieg operacyjny, nie-rzadko z zastosowaniem różnych biomateriałów [10]. Przed-stawione dane liczbowe wyraźnie pokazują, że częstość
przeprowadzanych implantacji będzie rosnąć, co może po-ciągać za sobą wzrost zakażeń związanych z wprowadza-niem na stałe lub czasowo biomateriału [11].
Staphylococcus epidermidis to dominujący czynnik
etio-logiczny zakażeń w ortopedii związanych z implantacją ele-mentów obcych. Zwiększone powinowactwo do biomate-riałów stosowanych w medycynie wynika głównie z ogrom-nych zdolności adhezyjz ogrom-nych tych mikroorganizmów. Gronkowce, w tym również S. epidermidis, odpowiadają za 50–70% tego rodzaju zakażeń [12].
Jednym z ważnych elementów zapobiegania zakaże-niom związanym z implantacją biomateriałów jest stoso-wanie okołooperacyjnej profilaktyki antybiotykowej. Wła-ściwie przeprowadzona profilaktyka znacznie zmniejsza za-grożenie bakteryjnego zanieczyszczenia elementów sztucz-nych podczas zabiegu operacyjnego [13]. Wzrastająca liczba implantacji biomateriałów w ustroju człowieka i dominacja
S. epidermidis w tego rodzaju infekcjach skłoniły do analizy
wpływu cefazoliny (antybiotyk stosowany do wyeliminowa-nia infekcji okołooperacyjnych w ortopedii) na proces two-rzenia, a także redukcji biofilmu S. epidermidis na implan-tach stalowych.
MATERIAŁ I METODY
Analizie poddano 30 szczepów Staphylococcus
epidermi-dis wyizolowanych z wymazów z ran od pacjentów
hospi-talizowanych w Oddziale Ortopedycznym Wielospecjali-stycznego Szpitala Miejskiego im. J. Strusia w Poznaniu oraz Szpitala Specjalistycznego w Kościerzynie. Wraz ze szczepa-mi klinicznyze szczepa-mi analizie poddano szczepy referencyjne:
Sta-phylococcus epidermidis RP 62A (ATCC 35984) i Staphylo-coccus epidermidis IW 1533 (ATCC 12228).
Biomateriały stanowiły stalowe (316L) wkręty do ko-ści korowej (zawartość najważniejszych składników stopo-wych: Cr – 19,0%, Ni – 15% i Mo – 3,5%).
TWORZENIE BIOFILMU NA IMPLANTACH
ORTOPEDYCZNYCH
Ocenę zdolności tworzenia biofilmu na implantach or-topedycznych przeprowadzono metodą ilościową z zasto-sowaniem saponiny [14]. Po 24 godzinach inkubacji im-plantów w hodowli gronkowców, wkręty wytrząsano w 1 ml 0,5% roztworu saponiny. Uzyskaną zawiesinę bakteryjną posiewano ilościowo na podłoże Columbia Agar z dodat-kiem 5% krwi baraniej i wyliczano wartość jednostek two-rzących kolonię (cfu/ml).
MINIMALNE STĘŻENIE HAMUJĄCE WZROST
MIKROORGANIZMÓW
Wartość MIC (ang. minimal inhibitory concentration – MIC) cefazoliny względem gronkowców w hodowli plank-tonowej i biofilmowej oznaczano metodą seryjnych rozcień-czeń antybiotyku w podłożu płynnym.
WPŁYW CEFAZOLINY NA ADHEZJĘ I TWORZENIE
BIOFILMU NA WKRĘTACH DO KOŚCI KOROWEJ
Świeża, 18-godzinna hodowla gronkowców na podłożu Columbia Agar (37°C) posłużyła przygotowaniu zawiesi-ny drobnoustrojów z dodatkiem antybiotyku o odpowied-nim stężeniu (podprogowe, odpowiadające wartości MIC, wielokrotność wartości MIC). Biomateriał wprowadzano do otrzymanej zawiesiny i inkubowano 4 godziny (37°C). Następnie biomateriały płukano trzykrotnie w roztworze PBS (soli fizjologicznej) i przenoszono do probówek za-wierających 1 ml 0,5% roztworu saponiny. Całość wytrzą-sano przez jedną minutę, a uzyskaną zawiesinę bakteryjną
Ryc. 1. 24-godzinny biofilm S. epidermidis (obraz uzyskany z zastosowa-niem mikroskopu elektronowego).
Ryc. 2. Biofilm S. epidermidis (obraz uzyskany z zastosowaniem mikrosko-pu konfokalnego).
posiewano ilościowo na podłoże Columbia Agar z dodat-kiem 5% krwi baraniej. Płytki inkubowano (24 godziny w temperaturze 37°C), a następnie zliczano wyrosłe kolo-nie bakteryjne i oceniano ilość jednostek koloniotwórczych na 1 ml zawiesiny.
WPŁYW CEFAZOLINY NA DOJRZAŁY BIOFILM
UTWORZONY NA IMPLANTACH ORTOPEDYCZNYCH
W celu utworzenia biofilmu biomateriały wprowadza-no do zawiesiny drobwprowadza-noustrojów w płynnym podłożu TSB (ang. tryptic soy broth). Po 24-godzinnej inkubacji (w tem-peraturze 37°C) implanty płukano trzykrotnie w roztworze PBS i przenoszono do probówek zawierających świeże pod-łoże TSB z dodatkiem antybiotyku o odpowiednim stężeniu (podprogowe, odpowiadające wartości MIC, wielokrotność wartości MIC). Po inkubacji (24 godziny) biomateriały płu-kano trzykrotnie w roztworze PBS i wytrząsano w 1 ml 0,5% roztworu saponiny. Uzyskaną zawiesinę posiewano ilościo-wo na podłoże Columbia Agar z dodatkiem 5% krwi ba-raniej. Ilość jednostek koloniotwórczych na 1 ml roztworu oceniano po 24-godzinnej inkubacji.
Zarówno w ocenie wpływu cefazoliny na tworzenie bio-filmu na implantach ortopedycznych, jak i w ocenie wpływu tego antybiotyku na dojrzałą strukturę biofilmu dokonywa-no pomiaru kontrolnego, który stadokonywa-nowiła hodowla danego szczepu bez dodatku antybiotyku.
DYNAMIKA TWORZENIA BIOFILMU W OBECNOŚCI
ANTYBIOTYKU
Do przygotowanej zawiesiny gronkowców (w płynnym podłożu TSB) dodawano cefazolinę, uzyskując stężenia odpowiadające wartościom podprogowym, wartości MIC i wielokrotności MIC. Po wprowadzeniu biomateriałów ca-łość inkubowano 72 godziny. Posiewów ilościowych doko-nywano po: 2, 4, 8, 24, 48 i 72 godzinach inkubacji.
Kontrolę przy ocenie wpływu cefazoliny na szybkość tworzenia biofilmu stanowiła zawiesina drobnoustrojów bez dodatku antybiotyku.
METODY MIKROSKOPOWE
W celu wizualizacji utworzonej struktury biofilmu, wpły-wu cefazoliny na biofilm dojrzały lub jego tworzenie czy ana-lizę aktywności metabolicznej szczepów w biofilmie stoso-wano mikroskopię elektronową i mikroskopię konfokalną.
MIKROSKOPIA ELEKTRONOWA
Wkręty do kości korowej, z utworzonym lub tworzą-cym się biofilmem, utrwalano w 2,5% wodnym roztwo-rze aldehydu glutarowego w temperaturoztwo-rze 4–8°C proztwo-rzez
2 godziny. Następnie płukano i poddawano dehydratacji w rosnących (25%, 50%, 70%, 90% i 100%) stężeniach al-koholu etylowego. W każdym stężeniu implanty pozosta-wiano przez 10 minut w temperaturze pokojowej. Po eta-pie odwodnienia próbki suszono, napylano złotem i ocenia-no z zastosowaniem mikroskopu elektroi ocenia-nowego Evo® Ma25 (Zeiss).
MIKROSKOPIA KONFOKALNA
Implanty płukano trzykrotnie w jałowym roztworze PBS i wprowadzano do mieszaniny barwników Live⁄Dead, przy-gotowanej według wskazań producenta. Biomateriały pod-dawano ocenie z zastosowaniem mikroskopu konfokalnego Cell Observer SD (Zeiss). Komórki wykazujące zieloną flu-orescencję uznawano za żywe, zaś te o fluorescencji czerwo-nej określano jako martwe.
WYNIKI
Wszystkie analizowane szczepy S. epidermidis wy-kazywały zdolność tworzenia biofilmu na biomateria-łach ortopedycznych. Zakres jednostek tworzących ko-lonię dla zastosowanych implantów stalowych wynosił 1,0×104–7,8×108 cfu/ml.
Na Ryc. 1 i 2 przedstawiono biofilm S. epidermidis na sta-lowym wkręcie do kości korowej.
Zakres wartości minimalnego stężenia hamujące-go wzrost mikroorganizmów dla cefazoliny w odniesie-niu do szczepów S. epidermidis mieścił się w przedziale 0,062–0,5 μg/ml i 0,124–512 μg/ml odpowiednio dla ho-dowli planktonowej i biofilmowej.
Analiza wpływu cefazoliny (w stężeniach równych wartości MIC, sub-MIC i powyżej MIC) na zdolności ad-hezyjne gronkowców w stosunku do stalowych wkrętów do kości korowej wykazała zmniejszenie liczby zaadhero-wanych komórek średnio o 65%. Stężenia powyżej war-tości MIC (2×MIC, 4×MIC) zmniejszały zdolności adhe-zyjne gronkowców średnio o 90%. Przy stężeniach subin-hibicyjnych (½ MIC, ¼ MIC) liczba zaadherowanych ko-mórek była mniejsza o 40% i 60% odpowiednio dla stęże-nia ½ MIC i ¼ MIC. U 2% zaobserwowano wzrost liczby zaadherowanych komórek przy zastosowaniu stężeń sub-inhibicyjnych.
Tworzenie biofilmu w obecności cefazoliny wykazało re-dukcję liczby cfu/ml średnio o 70% przy stężeniach równych wartości MIC i odpowiednio o 50% i 65% w przypadku stę-żeń ½ i ¼ MIC.
Na Ryc. 3 przedstawiono wpływ różnych stężeń cefa-zoliny na tworzenie biofilmu u wybranego szczepu S.
epi-dermidis (szczep silnie tworzący biofilm, wkręt stalowy,
Redukcja biofilmu pod wpływem cefazoliny była zależ-na od stężenia antybiotyku. W stężeniach odpowiadających wartości MIC wynosiła 30%, w stężeniach 2× i 4×MIC od-powiednio 60% i 90%. Stężenia 4×MIC całkowicie reduko-wały biofilm u 5% szczepów.
Analiza szybkości tworzenia biofilmu w odstępach cza-sowych w obecności antybiotyku w stężeniach MIC, ½ MIC i 2×MIC wykazała, że biofilm tworzył się wolniej w porów-naniu do próby kontrolnej (bez obecności cefazoliny).
Przykładową krzywą szybkości tworzenia biofilmu w obecności różnych stężeń cefazoliny przedstawiono na Ryc. 4 (szczep S. epidermidis izolowany z biomateriału, MIC=0,25 μg/ml, wkręt stalowy).
OMÓWIENIE
Mimo braku wytwarzania przez Staphylococcus
epider-midis wielu wyznaczników chorobotwórczości – takich jak
toksyny czy enzymy – zakażenia wywołane przez te mikro-organizmy mogą być bardzo ciężkie w przebiegu i zagrażać bezpośrednio życiu pacjenta [15–17]. S. epidermidis domi-nuje w infekcjach związanych z wprowadzeniem do ustro-ju człowieka biomateriału. Analiza obejmująca grupę 699 pacjentów oddziału ortopedycznego przeprowadzona przez Monatanaro i wsp. w latach 2000–2003 wykazała, że mikro-organizmy te były dominujące u chorych, u których zabieg operacyjny wiązał się z wprowadzeniem implantu ortope-dycznego [6]. Podobna analiza, przeprowadzona w latach 2007–2011 przez tych samych badaczy, potwierdziła „domi-nację” gronkowców jako czynników etiologicznych zakażeń u pacjentów ortopedycznych oraz dowiodła częstszej izola-cji S. epidermidis niż S. aureus [6].
Analizie poddano stalowe (316L) wkręty do kości ko-rowej. Obecnie stal 316L, czyli chromowo-niklowo-molib-denowa (stop Co-Cr-Mo), to najpopularniejsza i o najszer-szym zastosowaniu stal w ortopedii [18]. Służy do wytwa-rzania m.in. biomateriałów, takich jak: wkręty, śruby, gwoź-dzie czy stabilizatory.
Zapobieganie zakażeniom w ortopedii opiera się na wła-ściwej antybiotykowej profilaktyce okołooperacyjnej. Do analizy w niniejszej pracy wybrano cefazolinę – jako an-tybiotyk zalecany w ogólnoustrojowej profilaktyce około-operacyjnej, szczególnie w złamaniach otwartych. Wskaza-nia kliniczne do stosowaWskaza-nia cefazoliny dotyczą głównie pro-filaktyki w chirurgii, w tym również w ortopedii i chirur-gii urazowej. Antybiotyk powinien być podany pół godziny przed planowanym zabiegiem operacyjnym. W przypadku operacji implantowania endoprotez stawu biodrowego, ce-fazolinę zaleca się zastosować jednorazowo lub co 8 godzin w ciągu doby. W otwartych złamaniach kości, zgodnie z wy-tycznymi, rekomenduje się zastosowanie cefazoliny dożyl-nie w dawce 1–2 g. W przypadku leczenia zakażeń związa-nych ze stosowaniem protez, antybiotyk (3× 1–2 g dożylnie) zaleca się jako leczenie alternatywne, gdy czynnikiem etio-logicznym infekcji są gronkowce metycylinowrażliwe, za-równo S. aureus, jak i gronkowce koagulazo-ujemne. Cefa-zolina jest również rekomendowana jako składowa prepara-tu do ostrzykiwania rany operacyjnej [12, 13, 19].
Stosując metodę ilościową do oznaczania wrażliwości analizowanych szczepów na cefazolinę, wyznaczono war-tość MIC i warwar-tość MIC w utworzonej strukturze biofil-mu dla tego antybiotyku. Analiza porównawcza obu warto-ści wykazała dużą oporność szczepów S. epidermidis w bio-filmie na antybiotyk (w porównaniu do ich form plankto-nowych). Prawie wszystkie wrażliwe – w formie planktono-wej – analizowane szczepy zmieniały swój profil wrażliwo-ści na całkowicie oporny w utworzonej strukturze biofilmu. Wzrost oporności wynosił średnio 2–1000× i może być wy-nikiem trudności w penetracji danego związku przez struk-tury biofilmu. Śluz wydzielany przez szczepy S.
epidermi-dis nie pozwalał na penetrację antybiotyków w głębsze
war-stwy biofilmu. Udało się wykazać, że szybkość przenikania związków przeciwdrobnoustrojowych w biofilmie jest oko-ło 60–80% mniejsza, przyrównując do kinetyki przenikania tych samych związków, ale przez skupiska komórek znaj-dujących się nie pod postacią biofilmu, lecz zawieszonych w płynie hodowlanym [20].
Ocena wpływu cefazoliny na zdolności adhezyjne anali-zowanych szczepów w stosunku do zastosowanych wkrętów
0% 20% 40% 60% 80% 100%
¼ MIC ½ MIC MIC 2×MIC
Adhezja Tworzenie biofilmu
redukcja cfu/ml 1,E+06 1,E+07 1,E+08 1,E+09 2 4 8 24 48 72 cf u /m l czas (godziny) Kontrola ½ MIC MIC 2×MIC
Ryc. 3. Wpływ cefazoliny na adhezję i tworzenie biofilmu.
Ryc. 4. Szybkość tworzenia biofilmu w obecności różnych stężeń cefa-zoliny.
do kości korowej wykazała zmniejszenie liczby zaadhero-wanych komórek średnio o 65%. Wysoki poziom redukcji, wynoszący 90% zaadherowanych komórek, zaobserwowa-no przy stężeniach powyżej wartości MIC. Stężenia poniżej wartości MIC zmniejszały liczbę zaadherowanych komórek od 40–60%, przy czym należy zaznaczyć, że u 2% szczepów zaobserwowano wzrost liczby przylegających do biomate-riałów komórek. Tworzenie biofilmu w obecności cefazoli-ny redukowało liczbę cfu/ml średnio o 70% przy stężeniach równych wartości MIC i o 50–65% w przypadku stężeń sub-inhibicyjnych. Analiza szybkości narastania biofilmu w od-stępach czasowych w obecności różnych stężeń antybioty-ku wykazała, że biofilm tworzył się wolniej w porównaniu do próby kontrolnej, bez obecności cefazoliny.
Eradykacja dojrzałych struktur biofilmu również była za-leżna od zastosowanych stężeń cefazoliny. Przy stężeniach równych wartości MIC wynosiła 30%, będących wielokrot-nością wartości MIC od 60 do 90%, u 5% szczepów stężenia 4×MIC całkowicie redukowały utworzony biofilm.
W analizowanej pracy oceniano wpływ różnych stężeń na zdolności adhezyjne, a także eradykacji dojrzałych struk-tur biofilmu. Istotne w tym temacie wydają się stężenia sub-inhibicyjne, czyli poniżej wartości MIC. Według Wojno-wicz podczas terapii zakażeń bakteryjnych efekt terapeu-tyczny będzie osiągnięty wtedy, gdy mikroorganizm zosta-nie poddany działaniu stężeń ponad wartość MIC przez po-łowę czasu pomiędzy dawkowaniem leku [21]. Mimo indy-widualnego dawkowania, często nie udaje się jednak unik-nąć wpływu stężeń poniżej wartości MIC na mikroorgani-zmy. Ma to szczególnie znaczenie, do sytuacji takiej może dojść w przypadku stosowania leków z utrudnioną penetra-cją w tkanki ustroju człowieka. Stężenie sub-MIC nie do-prowadzi do śmierci mikroorganizmów, ale może doprowa-dzić do selekcji szczepów opornych lub – co bardziej istot-ne w kontekście adhezji mikroorganizmów – może wpły-nąć na ich właściwości powierzchniowe. Wartości poniżej minimalnego stężenia dla β-laktamów powodują pojawie-nie się wydłużonych, tracących zdolność podziałów komó-rek. Wykazano, że takie zmiany morfologii niektórych mi-kroorganizmów mogą mieć wpływ na ich zdolności przyle-gania [21]. Zaobserwowano zmniejszenie zdolności adhe-zyjnych szczepów Staphylococcus aureus pod wpływem pod-progowych stężeń ceftazydymu oraz szczepów Enterococcus
faecalis pod wpływem ampicyliny [21].
Badania przeprowadzone przez Cerca i wsp. wykazały, że subinhibicyjne stężenia dikloksacyliny skutkowały two-rzeniem biofilmu Staphylococcus epidermidis i
Staphylo-coccus haemolyticus o znacznie mniejszej gęstości [21, 22].
Analiza wpływu wankomycyny, cefazoliny i dikloksacyli-ny na zdolności adhezyjne gronkowców koagulazo-ujem-nych do powierzchni akrylowych, także autorstwa Cera i wsp., wykazała znaczne zmniejszenie zdolności adhezyj-nych analizowaadhezyj-nych szczepów pod wpływem dikloksacyliny
i cefazoliny. Najmniej skuteczna w zapobieganiu początko-wej adhezji mikroorganizmów okazała się wankomycyna. Wykazano również synergistyczne oddziaływanie pomię-dzy antybiotykami na zdolności adhezyjne analizowanych szczepów [23].
Tamai i wsp. dowiedli, że podprogowe stężenia genta-mycyny zmniejszały zdolności adhezyjne szczepów S.
epi-dermidis izolowanych z zakażeń kości i infekcji związanych
z obecnością biomateriałów. Autorzy pracy wykazali selek-cję szczepów PIA-ujemnych pod wpływem stężeń gentamy-cyny poniżej wartości MIC. W przypadku tych szczepów zaobserwowano zmniejszenie zdolności do tworzenia bio-filmu [24].
Urish i wsp. wykazali zmniejszenie utworzonej masy biofilmu S. aureus pod wpływem wzrastających stężeń ce-fazoliny w porównaniu do próby kontrolnej (bez antybio-tyku) [25].
WNIOSKI
Wyniki pracy wykazały, że wpływ cefazoliny na tworze-nie biofilmu i jego eradykację był zależny od zastosowanego stężenia antybiotyku – im wyższe stężenie tym większa re-dukcja liczby adherujących lub tworzących struktury biofil-mu bakterii. Znajomość wpływu różnych stężeń cefazoliny, szczególnie tych poniżej wartości MIC, wydaje się być po-mocna w walce z tworzeniem struktur biofilmu przez szcze-py S. epidermidis.
KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono.
PIŚMIENNICTWO
1. Majda A, Walas K, Gawełek A. Jakość życia pacjentów z chorobą zwyrodnienio-wą stawów biodrowych. Probl Pielęg 2013;21(1):29– 37.
2. Ribeiro M, Monteiro FJ, Ferraz MP. Infection of orthopedic implants with em-phasis on bacterial adhesion process and techniques used in studying bacte-rial-material interactions. Biomatter 2012;2(4):176– 194.
3. Arciola CR, Campoccia D, Ravaioli S, Montanaro L. Polysaccharide intercellular adhesin in biofilm: structural and regulatory aspects. Front Cell Infect Micro-biol 2015;5:7.
4. Ostrowska K, Strzelczyk A, Różalski A, Stączek P. Biofilm bakteryjny jako przy-czyna zakażeń układu moczowego – mikroorganizmy patogenne, metody prewencji i eradykacji. Postepy Hig Med Dosw 2013;67:1027– 1033. 5. Strzelec-Nowak D, Bogut A, Niedźwiadek J, Kozioł-Montewka M, Sikora A.
krobiologiczna diagnostyka zakażeń implantów stawu biodrowego. Post Mi-korbiol 2012;51(3):219– 225.
6. Montanaro L, Speziale P, Campoccia D et al. Scenery of Staphylococcus implant infections in orthopedics. Future Microbiol 2011;6(11):1329– 1349.
7. Kosowski A, Teter Z, Paszkiewicz J. Analiza ilościowo-finansowa endoprotezo-plastyk dużych stawów przeprowadzonych w Polsce w 2010 roku sporządzo-na sporządzo-na podstawie danych zgromadzonych w centralnej bazie endoprotezopla-styki Narodowego Funduszu Zdrowia. Kwart Ortop 2011;4:305– 313. 8. Ensrud KE. Epidemiology of fracture risk with advancing age. J Gerontol A Biol
Sci Med Sci 2013;68(10):1236– 1242.
9. Czerwiński E, Boczoń K, Kumorek A. Epidemiologia złamań osteoporetycz-nych. Post Nauk Med 2012;3:206– 212.
10. Borkowski L. Kompozyt bioceramiczno-polimerowy jako potencjalny materiał kościozastępczy. Praca doktorska. Uniwersytet Medyczny, Lublin, 2014.
11. Trebše R, Levašič V, Milošev I, Kovač S. Czy rodzaj artykulacji ma wpływ na czę-stość występowania okołoprotezowych zakażeń stawu biodrowego? Cera-News 2014;1:12– 16.
12. Hryniewicz W, Małdyk P, Ozorowski T, Babiak I, Krogulec Z. Profilaktyka, diagno-styka i terapia zakażeń w ortopedii. Narodowy Program Antybiotyków (onli-ne) 2013, p. 16; http://www.antybiotyki.edu.pl/pdf/profilaktykadiagnostyka-terapia25_11.indd.pdf
13. Pokrowiecki R, Tyski S, Zaleska M. Problematyka zakażeń okołowszczepowych. Post Mikrobiol 2014;53(2):123– 134.
14. Różalska B, Sadowska B, Więckowska M, Rudnicka W. Wykrywanie biofil-mu bakteryjnego na biomateriałach medycznych. Med Dosw Mikrobiol 1998;50(1– 2):115– 122.
15. Fey PD, Olson ME. Current concepts in biofilm formation of Staphylococcus
epidermidis. Future Microbiol 2010;5(6):917– 933.
16. McCann MT, Gilmore BF, Gorman SP. Staphylococcus epidermidis device-rela-ted infections: pathogenesis and clinical management. J Pharm Pharmacol 2008;60(12):1551– 1571.
17. Namvar AE, Bastarahang S, Abbasi N et al. Clinical characteristics of
Staphylo-coccus epidermidis: a systematic review. GMS Hyg Infec Control 2014;9(3):23.
18. Świeczko-Żurek B, Zieliński A, Ossowska A, Sobieszczyk A. Biomateriały. Poli-technika Gdańska, Gdańsk, 2011, pp. 4– 13.
19. Hryniewicz W, Kulig J, Ozorowski T, Kulig P, Wąchol D. Stosowanie antybioty-ków w profilaktyce okołooperacyjnej. Narodowy Program Ochrony Antybioty-ków (online) 2011, pp. 13– 14; http://www.antybiotyki.edu.pl/pdf/szpitalna/ stosowanie-antybiotykow.pdf
20. Czaczyk K, Myszka K. Mechanizmy warunkujące oporność biofilmów bakteryj-nych na czynniki antymikrobiologiczne. Biotechnologia 2007;1(76):40– 52. 21. Wojnicz D. Wpływ stężeń podprogowych antybiotyków na zdolności
adhezyj-ne bakterii. Adv Clin Exp Med 2007;16(1):141– 148.
22. Cerca N, Martins S, Sillankorva S et al. Effects of growth in the presence of subinhibitory concentrations of dicloxacillin on Staphylococcus epider-midis and Staphylococcus haemolyticus biofilms. Appl Environ Microbiol 2005;71(12):8677– 8682.
23. Cerca N, Martins S, Pier GB, Oliveira R, Azeredo J. The relationship between in-hibition of bacterial adhesion to a solid surface by sub-MICs of antibiotics and subsequent development of a biofilm. Res Microbiol 2005;156(5– 6):650– 655. 24. Tamai T, Tsurumoto T, Kajiyama S, Adachi S, Sakimura T, Shindo H. Biofilm de-ficiency in polysaccharide intercellular adhesin-negative variants of
Staphylo-coccus epidermidis selected by subminimal inhibitory concentrations of
gen-tamicin. Jpn J Infect Dis 2011;64(4):304– 308.
25. Urish KL, DeMuth PW, Kwan BW et al. Antibiotic-tolerant
Staphylococ-cus aureus biofilm persists on arthroplasty materials. Clin Orthop Relat Res
