Praca oryginalna Original paper
Fermy mięsożernych zwierząt futerkowych wywie-rają znaczny wpływ na środowisko. Do gleby, wody i powietrza wprowadzane są w dużej liczbie drobno-ustroje, w tym patogenne, a także pasożyty i związki organiczne, które zagrażają zdrowiu ludzi i zwierząt.
Gleba na terenie ferm zwierząt futerkowych zwy-kle zanieczyszczana jest ich odchodami, które wraz z resztkami paszy są przenoszone przez gryzonie. Często występują w niej bakterie z rodzaju Salmonella. Drobnoustroje te cechują się długą przeżywalnością w tym środowisku, nawet do roku (20). Rozwojowi i przeżywaniu bakterii w glebie sprzyjają także
wy-soka temperatura i wilgotność (2, 10, 14). Ponadto wykazano korelację pomiędzy liczbą bakterii obecnych w ściółce a temperaturą i wilgotnością względną po-wietrza oraz wilgotnością ściółki, uznając temperaturę 25°C za optymalną do rozwoju większości drobno-ustrojów (18).
W kale lisów często stwierdza się bakterie choro-botwórcze, a szczególnie salmonelle. Przyczynę tego stanowi żywienie ich produktami ubocznymi, w któ-rych mogą występować pałeczki z rodzaju Salmonella. Wykazano, że spośród 215 próbek kału pochodzącego od lisów około 6,5% zawierało te bakterie (5), które,
Zanieczyszczenie bakteryjne gleby
w fermie lisów srebrzystych
BEATA TRAWIŃSKA, MILENA JÓZWIK
Katedra Higieny Zwierząt i Środowiska, Wydział Biologii i Hodowli Zwierząt, Uniwersytet Przyrodniczy w Lublinie, ul. Akademicka 13, 20-950 Lublin
Otrzymano 09.01.2014 Zaakceptowano 08.05.2014
Trawińska B., Józwik M.
Microbial contamination of soil in a silver fox farm Summary
The research objective was to determine the degree of microbial contamination of the soil from a silver fox farm and animal feces in accordance to the season of the year and sampling location. The air temperature and relative humidity as well as sample moisture at the sampling sites were also evaluated. The studies were performed from October until September. Soil samples were collected from under the cages (GI), between the rows of the cages (GII) and at a distance of 30 m from the cages (GIII), whereas fox feces were taken from under the cages (KI), between the rows of the cages (KII) and 45 m from the cages (KIII). The soil and feces samples underwent qualitative and qualitative microbial assessment. The total count of mesophilic, psychrophilic, proteolytic bacteria, actinomycetes, from the group of coli and E.coli was established, according to the Polish Norms. The qualitative evaluation included genus identification of bacteria from the family Enterobacteriaceae in compliance with commonly applied procedures. The highest bacterial count under study was found in October in the soil samples from under the cages (GI). Bacteria E. coli and Salmonella rods were recovered from the soil (GI) and (GII) throughout the year, while Enterobacter spp. and Citrobacter spp. were isolated only from some GI samples. The highest average number of bacteria in fox feces was also established in the samples collected from under the cages at the turn of December and January. It was found that increasing relative humidity significantly decreased the count of all the bacteria studied in fox feces, whereas elevated air temperature contributed to declining numbers of psychrophilic bacteria and from the coli group. In the feces samples taken throughout the research period E. coli, Salmonella spp. and Shigella spp. bacteria occurred, while Klebsiella spp., Enterobacter spp. were isolated in single samples. The growth of all the studied bacteria was affected by relative humidity and sample moisture, whereas psychrophilic bacteria and from the coli group by air temperature.
Microbial contamination of the environment is substantially influenced by the season of the year and the pertaining atmospheric conditions, as the largest bacterial load in soil and feces was determined in autumn and winter. The highest bacterial numbers occur in soil and feces collected from under the cages, which is associated with increased organic matter (feces and feed leftover) content and medium moisture optimal for bacteria. Therefore, it is recommended to undertake preventive measures within the sanitary-veterinary supervision aiming at improvement of the state of health of fur bearing animals.
jak wiadomo, należą do czynników etiologicznych wywołujących najczęściej zaburzenia przewodu po-karmowego ludzi i zwierząt (6).
Duża liczba mięsożernych zwierząt futerkowych na niewielkim terenie może stanowić zagrożenie epide-miologiczne, zwłaszcza wtedy, gdy kał lisów stosowa-ny jest jako nawóz ogrodniczy (22). Według Handeland i wsp. (5), lisy mogą stanowić wskaźnik występowania salmonelli w środowisku. Zdaniem autorów, zwierzęta te bardziej narażone są na zakażenia tymi bakteriami zimą. Źródłem pałeczek Salmonella dla ludzi i zwie-rząt mięsożernych mogą być również gryzonie, ptaki i zwierzęta wolno żyjące, a nawet gady (7).
Z występowaniem drobnoustrojów patogennych, w tym salmonelli, w fermach futerkowych zwierząt mięsożernych wiąże się także niebezpieczeństwo za-nieczyszczenia nimi gleby i wód gruntowych, co może również stanowić przyczynę zachorowań ludzi. Stąd też w zabezpieczeniu fermy przed zanieczyszczeniem bakteriami chorobotwórczymi istotna rola przypada działaniom profilaktycznym, zwłaszcza w odniesieniu do zdrowia zwierząt utrzymywanych w fermie (4).
Celem badań było określenie zanieczyszczenia bakteryjnego gleby pochodzącej z fermy lisów sre-brzystych i kału tych zwierząt w zależności od pory roku i miejsc pobierania próbek.
Materiał i metody
Badania przeprowadzono w fermie lisów srebrzystych, liczącej 100 zwierząt, w okresie od października do wrze-śnia (T1 – październik, T2 – listopad, T3 – grudzień/styczeń, T4 – luty/marzec, T5 – kwiecień/maj, T6 – czerwiec, T7 – lipiec/sierpień, T8 – wrzesień). Lisy utrzymywane były w klatkach w systemie pawilonowym. Zwierzęta przez cały okres odchowu były pod stałą opiekę weterynaryjną i nie wykazywały objawów choroby.
Próbki gleby pobierano z trzech miejsc: GI – bezpo-średnio spod klatek, GII – pomiędzy rzędami klatek, GIII – w odległości 30 m od klatek. Pobierano również kał lisów: KI – pod klatkami, KII – między rzędami klatek i KIII – 45 m od klatek. Ogółem pobrano 48 próbek. Z każdego miejsca zostało pobranych 7 próbek, które uśredniono w jedną zbiorczą. W każdym miesiącu próbki pobierano dwukrotnie.
Próbki gleby i kału poddano ilościowym i jakościowym badaniom bakteriologicznym. Oznaczano ogólną liczbę bakterii mezofilnych, psychrofilnych, proteolitycznych. promieniowców, z grupy coli i E. coli. Wartości podano w log jtk/g.
Oznaczenia liczby bakterii mezofilnych przeprowadzono stosując inkubację w temperaturze 37°C przez 24 godziny, natomiast w przypadku bakterii psychrofilnych w tempe-raturze 22°C przez 72 godziny. Po zakończeniu inkubacji liczono wyrosłe kolonie.
Liczbę bakterii proteolitycznych oceniano wykonując posiewy na podłożu Frasiera wg PN (15). Liczebność promieniowców określano na podłożu dla Actinomycetae, przeprowadzając posiew powierzchniowy (16).
Bakterie z grupy coli posiewano na różnicujące podłoże Endo Les i inkubowano przez 24 godziny (13, 17), drob-noustroje E. coli izolowano na podłożu mFC, inkubując w temperaturze 44°C przez 24 godziny, a następnie badano według PN (17).
Badanie jakościowe obejmowało identyfikację rodzajową bakterii z rodziny Eneterobacteriaceae. W tym celu prein-kubowano próbki na podłożu płynnym BWP (buforowana woda peptonowa), a następnie namnażano na podłożu RV (Rappapporta-Vassiliadisa) oraz posiewano na wybiórcze podłoża stałe XLD, BGA i SS (9). Przeprowadzono również analizę biochemiczną z zastosowaniem testów API 20E.
Ponadto oceniano wybrane warunki klimatyczne w miej-scu pobierania próbek (temperaturę powietrza i wilgotność względną oraz wilgotność próbek).
Analizę statystyczną wyników przeprowadzono, stosując jednoczynnikową analizę wariancji oraz porównanie wielo-krotne testem Duncana. Oszacowano współczynniki kore-lacji Pearsona. Podczas weryfikacji przyjęto dwa poziomy istotności różnic: p ≤ 0,05 i p ≤ 0,01. Do analiz zastosowano program statystyczny SAS Enterprise Guide 4.2.
Wyniki i omówienie
Wyniki badania bakteriologicznego gleby przedsta-wiono w tab. 1.
Najwyższą średnią liczbę bakterii mezofilnych, psychrofilnych, proteolitycznych, promieniowców, bakterii z grupy coli i E. coli stwierdzono w glebie po-bieranej bezpośrednio pod klatkami (GI). Statystycznie istotne różnice wystąpiły w przypadku bakterii mezo-filnych i psychromezo-filnych między próbkami pobieranymi bezpośrednio pod klatkami (GI) i między rzędami klatek (GII) oraz próbkami GI i pobranymi 30 m od klatek (GIII). Natomiast w odniesieniu do bakterii proteolitycznych istotność statystyczną wykazano po-między wszystkimi badanymi miejscami pochodzenia próbek gleby, zaś biorąc pod uwagę drobnoustroje z grupy coli i E. coli, między GI i GII.
Poddano ocenie bakterie mezofile, psychrofilne, proteolityczne i promieniowce, gdyż uczestniczą one w mineralizacji substancji organicznej, czyli biorą udział w sanizacji środowiska hodowlanego.
Według danych piśmiennictwa (12), znacznie niż-sza liczba drobnoustrojów od stwierdzanej w glebie Tab. 1. Zanieczyszczenie bakteryjne gleby (log jtk/g) w zależ-ności od miejsca pobrania próbek
Bakterie Odległość od klatek
GI GII GIII Mezofile 6,72a 5,99b 5,92b Psychrofilne 6,98a 5,46b 5,15b Proteolityczne 5,02a 4,74b 3,45c Promieniowce 4,85a 4,65a 4,73a Z grupy coli 4,67a 3,13b 0 Escherichia coli 4,17a 3,67b 0
Objaśnienia: a, b, c – średnie oznaczone różnymi literami różnią się istotnie przy p ≤ 0,05
i kale występuje w powietrzu oko-licy fermy lisów. W 1 m3 powietrza
wykazano bowiem obecność bakterii mezofilnych rzędu 5,13 × 102 jtk/m3
i ogólną liczbę bakterii – 4,22 × 104
jtk/m3. Świadczy to o stosunkowo
niskim stopniu bakteryjnego zanie-czyszczenia powietrza w fermie.
Wpływ pory roku na zanieczysz-czenie gleby w fermie lisów podano w tab. 2.
Najwyższą liczebność wszyst-kich badanych bakterii w próbkach gleby wykazano w październiku (T1). Istotność różnic odnośnie do promieniowców i E. coli odnotowa-no pomiędzy T1 i poszczególnymi terminami pobrań.
Lenehan i wsp. (8) stwierdzili istotny wzrost liczebności bakterii E. coli w próbkach gleby i kału po-branych w marcu i kwietniu. Uważa się również, iż wysoka wilgotność i temperatura gleby oraz jej tekstura wpływają na wzrost przeżywalności w niej drobnoustrojów z grupy coli (10). Podobny pogląd wyrażają Topp i wsp. (21). Autorzy ci oceniając za-leżność między wilgotnością gleby a liczebnością bakterii E. coli, wyka-zali, że wraz ze wzrostem wilgotno-ści liczba drobnoustrojów zwiększała się, zwłaszcza w okresie wiosny.
Obecność badanych bakterii w gle-bie w zależności od miejsca pobrania próbek i pory roku przedstawia tab. 3.
Bakterie E. coli i z rodzaju Salmo- nella występowały w próbkach gleby pobieranej pod klatkami (GI) i mię-dzy rzędami klatek (GII) we wszyst-kich terminach pobrań. Natomiast drobnoustroje Enterobacter spp. i Citrobacter spp. stwierdzono jedy-nie w GI w jedy-nieznacznej liczbie pró-bek. Obecność bakterii, zwłaszcza patogennych w glebie była prawdo-podobnie wypadkową
zanieczysz-czeń pochodzących z paszy, kału lisów i odchodów gryzoni. Saba i wsp. (19) przeprowadzając badania bakteriologiczne gleby pochodzącej z fermy jenotów, stwierdzali pałeczki Salmonella nawet w próbkach pobieranych 150 m od granic fermy.
Oceniając zanieczyszczenie bakteryjne odchodów lisów, w zależności od miejsca pobrania (tab. 4), najwyższą średnią liczbę wszystkich bakterii wyka-zano w próbkach pobieranych pod klatkami (KI). Zanieczyszczenie ich różniło się istotnie w porównaniu do pozostałych miejsc pobierania próbek (KI i KII).
Tab. 2. Zanieczyszczenie bakteryjne gleby (log jtk/g) w zależności od pory roku
Bakterie Terminy pobrania próbek
T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8 Mezofilne 6,94a 6,56a 5,99a 6,92a 6,86a 6,82a 6,57a 6,79a Psychrofilne 7,19a 6,90a 6,76a 6,65a 6,69a 6,64a 6,75a 6,60a Proteolityczne 5,44a 4,88a 4,72a 4,60a 4,63a 4,97a 4,80a 4,64a Promieniowce 5,19a 4,23b 4,12b 4,26b 4,18b 4,01b 4,75b 4,33b Z grupy coli 4,88a 4,64a 4,37a 4,81a 4,63a 4,54a 4,17a 4,42a Escherichia coli 4,85a 3,48b 3,67b 2,59b 3,47b 3,07b 2,60b 3,04b
Objaśnienia: a, b, c – p ≤ 0,05; T1 – październik, T2 – listopad, T3 – grudzień/styczeń, T4 – luty/marzec, T5 – kwiecień/maj, T6 – czerwiec, T7 – lipiec/sierpień, T8 – wrzesień
Tab. 3. Obecność badanych bakterii w glebie w zależności od miejsca pobrania próbek i pory roku
Miejsce pobrania próbek Termin pobrania Badane bakterie
E. coli Salmonella spp. Shigella spp. Klebsiella spp. Enterobacter spp. Citrobacter spp.
GI T1 + + – – – – T2 + + – – – – T3 + + – – – – T4 + + – – – + T5 + + – – – + T6 + + – – + + T7 + + – – + + T8 + + – – + – GII T1 + + – – – – T2 + + – – – – T3 + + – – – – T4 + + – – – – T5 + + – – – – T6 + + – – – – T7 + + – – – – T8 + + – – – – GIII T1 – – – – – – T2 – – – – – – T3 – – – – – – T4 – – – – – – T5 – – – – – – T6 – – – – – – T7 – – – – – – T8 – – – – – –
Objaśnienie: T1-T8 jak w tab. 2.
Tab. 4. Zanieczyszczenie bakteryjne (log jtk/g) kału lisów w zależności od miejsca pobrania próbek
Bakterie Odległość od klatek
KI KII KIII Mezofile 9,13a 8,83b 8,57b Psychrofilne 9,47a 8,72b 8,92b Proteolityczne 5,01a 4,81b 4,26b Z grupy coli 5,65a 4,46b 4,30b Escherichia coli 3,16a 2,74b 2,80b
Najwięcej drobnoustrojów wykazano na przełomie grudnia i stycznia, natomiast liczba bakterii proteoli-tycznych była najwyższa na przełomie kwietnia i maja (tab. 5). Różnice statystycznie istotne między termina-mi pobrań kału stwierdzono w przypadku większości bakterii, z wyjątkiem drobnoustrojów z grupy coli. Wyższa liczba bakterii w odchodach w zimie może wynikać z występowania w tym okresie warunków termiczno-wilgotnościowych sprzyjających namna-żaniu bakterii.
Oceniano również wybrane parametry klimatyczne (temperatura i wilgotność względna powietrza) oraz wilgotność próbek (tab. 6). Stwierdzono, iż średnia temperatura powietrza na przełomie grudnia i stycznia wynosiła 10-11°C, zaś na przełomie marca i lutego 11-13°C i była dość wysoka jak na tę porę roku.
Średnia wilgotność względna w tym okresie kształtowała się od 36% do 38%.
Ponadto wzięto pod uwagę korela-cje pomiędzy wyżej wymienionymi parametrami a liczbą bakterii w od-chodach lisów (tab. 7).
Wykazano, że wzrost wilgotności względnej powietrza wpłynął istotnie (p ≤ 0,01) na zmniejszenie liczby wszystkich badanych bakterii w kale lisów, zaś wzrost temperatury powie-trza spowodował istotne zmniejszenie liczby bakterii psychrofilnych i z grupy coli (tab. 7). Cools i wsp. (3) przeprowadzając badania dotyczące przeżywalności w glebie bakterii E. coli i Enterococcus spp., stwierdzi-li, że temperatura 5°C przy odpowiedniej wilgotności sprzyja dłuższej przeżywalności tych drobnoustrojów.
W kale lisów wykazano obecność E. coli, Salmonella spp. i Shigella spp. w całym okresie badawczym, zaś Klebsiella spp. jedynie w próbkach pobieranych od lipca do września (KII). Drobnoustroje rodzaju Enterobacter występowały w odchodach pobieranych pod klatkami (KI) od czerwca do sierpnia, w próbkach pobranych między rzędami klatek (KII) i w odległości 45 m od klatek (KIII), badanych na przełomie lipca i sierpnia oraz we wrześniu. Citrobacter spp. wykryto w trzech miejscach pobrania w niektórych próbkach (tab. 8). Znaczne zanie-czyszczenie bakteryjne kału lisów, a zwłaszcza obecność drobnoustro-jów chorobotwórczych wynika prawdopodobnie z żywienia ich surowym mięsem lub produkta-mi ubocznyprodukta-mi. Podob- ne wyniki otrzymali Nowakowicz-Dębek i wsp. (11), stwierdzając w kale lisów, a także w glebie i paszy obec-ność S. Enteridits, S. Ty- phimurium i S. Dublin. Podobnie również kształ-towało się zanieczysz-czenie bakteryjne kału norek, w którym w le-cie i jesienią wykazano obecność S. Enteriti- dis, S. Typhimurium, S. Agona i S. Dublin (1).
Istotny wpływ na bak-teryjne zanieczyszczenie środowiska w fermie wywierają późne pory roku (jesień i zima) i związane z nimi wa-Tab. 5. Zanieczyszczenie bakteryjne (log jtk/g) kału lisów w zależności od pory roku
Bakterie Terminy pobrania próbek
T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8 Mezofilne 8,78a 9,22b 9,27b 8,70a 8,59a 8,56a 8,49a 8,54a Psychrofilne 8,97a 9,69b 9,82b 8,85a 8,66a 8,62a 9,53b 8,56a Proteolityczne 4,85a 4,93a 5,37b 4,79a 5,72b 4,55a 4,24a 4,47a Z grupy coli 4,59a 4,79a 4,91a 4,59a 4,55a 4,51a 4,80a 4,50a Escherichia coli 3,02a 3,20a 3,35a 2,40b 2,84b 2,79b 2,69b 2,75b
Objaśnienia: a, b – jak w tab. 2.; T1-T8 – jak w tab. 2.
Tab. 6. Średnie wartości warunków klimatycznych w fermie lisów
Miejsce poboru
próbek Czynnik
Termin poboru próbek
T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8 KI Temp. pow. [°C] 2,90 3,70 10,00 11,00 26,00 27,00 24,00 2,75 Wilg. pow. [%] 48,00 46,00 36,00 45,00 50,00 50,00 45,00 47,00 Ruch pow.[m/s] 0,73 0,61 0,53 0,44 0,32 0,39 0,42 0,74 Wilg. próbki [%] 9,20 11,43 13,76 6,91 6,87 5,97 5,25 6,40 KII Temp. pow. [°C] 3,00 4,10 10,90 11,00 29,50 28,90 24,40 3,40 Wilg. pow. [%] 49,00 47,00 37,00 46,00 51,00 51,00 45,50 48,00 Ruch pow. [m/s] 0,31 0,48 0,32 0,35 0,25 0,24 0,21 0,41 Wilg. próbki [%] 8,67 9,70 10,04 6,41 6,33 5,81 4,78 6,15 KIII Temp. pow. [°C] 4,20 4,50 11,00 13,00 30,00 29,50 25,00 3,70 Wilg. pow. [%] 50,00 49,00 38,50 47,00 53,00 52,00 46,00 50,00 Ruch pow. [m/s] 0,24 0,18 0,14 0,14 0,17 0,11 0,19 0,19 Wilg. próbki [%] 7,45 4,40 2,65 2,50 2,32 2,66 3,24 5,19
Objaśnienie: T1-T8 – jak w tab. 2.
Tab. 7. Korelacje między parametrami klimatycznymi i wilgotnością próbek a liczbą bakterii w odchodach lisów
Współczynniki korelacji, Prawd. > │r│przy H0: Rho = 0
Mezofilne Psychrofilne Grupa coli E. coli Proteolityczne
Wilg. wzgl. pow. [%] –0,584** –0,689** –0,673** –0,674** –0,596**
Temp. pow. [°C] –0,395** –0,425** –0,470** –0,3658* –0,315**
Wilg. próbek [%] 0,829** 0,777** 0,715** 0,821** 0,874**
runki atmosferyczne, gdyż wówczas stwierdza się najwięcej bakterii w glebie i kale lisów. Najwyższe za-nieczyszczenie bakteryjne występuje bezpośrednio pod klatkami, co związane jest ze zwiększoną zawartością substancji organicznej (kał i resztki paszy) i optymalną dla drobnoustrojów wilgotnością podłoża. Wskazane jest podejmowanie działań profilaktycznych mających na celu poprawę stanu zdrowotnego mięsożernych zwierząt futerkowych i warunków sanitarno-higienicz-nych środowiska ich przebywania.
Piśmiennictwo
1. Bis-Wencel H., Saba L., Ondrasovič M., Ondrasovičova O.: Salmonely na farmach norkov a medvedikov cistotnych. Slov. Vet. Cas. 1997, 22, 191-194. 2. Boes J., Alban L., Bagger J., Mogelmose V., Baggesen D. L., Olsen J. E.:
Survival of Escherichia coli and Salmonella Typhimurium in slurry applied to clay soil on a Danish swine farm. Prev. Vet. Med. 2005, 69, 213-228. 3. Cools D., Merck R., Vlassak K., Verhaegen J.: Survival of E. coli and
Enterococcus spp. Derived from pig slurry in soils of different texture. Appl. Soil. Ecol. 2001, 17, 53-62.
4. Domski I. A., Beltyukova Z. N.: Oral immunization of fur-bearing animals against salmonellosis. Proc. 8th Internat. Sci. Congress in Fur Animal
Production; Sept. 15-18; The Netherlands 2004, s. 91-94.
5. Handeland K., Nesse L. L., Lillehaug A., Vikoren T., Djonne B., Bergsjo B.: Natural and experimental Salmonella Typhimurium infections in foxes (Vulpes vulpes). Microbiol. Vet. 2008, 132, 129-134.
6. Hernandez S. M., Keel K., Sanchez S., Trees E., Gerner-Smidt P., Adams J. K., Cheng Y., Al Ray III., Martin G., Presotto A., Ruder M. G., Brown J., Blehert D. S., Cottrell W., Maurer J. J.: Epidemiology of a Salmonella enterica subsp. en-terica serovar Typhimurium strain associated with a songbird outbreak. Appl. Environ. Microbiol. 2012, 78, 7290-7298.
7. Hoelzer K., Switt A. I. M., Wiedmann M.: Animal contact as a source of human non-typhoidal salmo-nellosis. Vet. Res. 2011, 42, 34-65.
8. Lenehan N. A., De Roushey J. M., Marston T. T., Marchin G. L.: Concentration of fecal bacteria and nutriens in soil surrounding round – bale feeding sites. J. Anim. Sci. 2005, 83, 1673-1679. 9. Nayak R., Kenney P. B., Keswani J., Ritz C.: Isolation
and characterization of Salmonella in turkey produc-tion facility. Brit. Poult. Sci. 2003, 44, 192-202. 10. Ngole V., Mpuchane S., Totole O.: Survival of faecal
coliforms in four different types of sludge – amend-ed soils in Botswana. Eur. J. Soil Biol. 2006, 42, 208-218.
11. Nowakowicz-Dębek B., Holoda E., Saba L., Bis-Wencel H., Cymbała A.: Zanieczyszczenia środo-wiska ferm zwierząt futerkowych mięsożernych bakteriami rodzaju Salmonella. Zesz. Nauk. Przegl. Hod. 1999, 42, 177-184.
12. Nowakowicz-Dębek B., Wlazło Ł., Trawińska B., Saba L.: Microbial contamination of carnivorous fur animal farm. Annales UMCS, sec. EE 2010, 28, 18-23.
13. Oliver D. M., Page T., Heathwaite A. L., Haygarth P. M.: Re-shamping models of E. coli population dynamics in livestock faeces: Increased bacterial risk to humans? Environ. Int. 2010, 36, 1-7. 14. Petkov G. S., Kostadinova G. S., Denev S. A.,
Mihaylova G. S., Paplov D. C.: Microbial pollution of soil around slurry storage lagoons at a pig farm. Appl. Soil. Ecol. 2006, 34, 10-18.
15. Polska Norma PN – A – 82055 – 14: 1997. Mięso i przetwory mięsne. Badania mikrobiologiczne. Wykrywanie obecności bakterii proteolitycznych. 16. Polska Norma PN – C – 04615 – 27: 1981. Woda
i ścieki. Badania mikrobiologiczne. Oznaczanie ko-lonii promieniowców metodą hodowli na pożywce stałej.
17. Polska Norma PN – ISO 9308 – 1. Jakość wody. Wykrywanie i oznaczanie ilościowe bakterii grupy coli, bakterii grupy coli termotolerancyjnych i do-mniemanych Escherichia coli. Metoda filtrów membranowych.
18. Pratt E., Rose S. P., Keeling E. E.: Effect of moisture content and ambient temperature on the gaseous nitrogen loss from stored laying hen manure. Brit. Poult. Sci. 2004, 45, 301-305.
19. Saba L., Sławoń J., Bis-Wencel H., Żytyński T.: Pałeczki Salmonella w środo-wisku ferm jenotów. Pr. Kom. Nauk Rol. i Biol. BTN Bydgoszcz 1995, 31, 42-47.
20. Sławoń J., Saba L., Trawińska B., Bis-Wencel H., Nowakowicz-Dębek B.: Wpływ kompostów z udziałem kału lisów na stan sanitarny rzodkiewki i jej plonowanie. Annales UMCS, sec. EE 1998, 16, 297-303.
21. Topp. E., Welsh M., Tien Y. Ch., Dang A., Lazarovitz G., Conn K., Zhu K.: Strain dependent variability in growth and survival of E. coli in agricultural soil. FEMS Microbiol. Ecol. 44, 303-308.
22. Trawińska B., Saba L., Sławoń J., Bis-Wencel H.: Przeżywalność pałeczek z rodzaju Salmonella w kale lisów i kompostach. Annales UMCS, sec. EE 1997, 15, 241-246.
Adres autora: dr hab. prof. nadzw. Beata Trawińska, ul. Akademicka 13, 20-950 Lublin; e-mail: beata.trawinska@up.lublin.pl
Tab. 8. Obecność badanych bakterii w kale lisów w zależności od miejsca pobrania próbek i pory roku
Miejsce pobrania próbek Termin pobrania Badane bakterie
E. coli Salmonella Shigella Klebsiella Enterobacter Citrobacter
KI T1 + + + – – – T2 + + + – – – T3 + + + – – – T4 + + + – – – T5 + + + – – + T6 + + + – + + T7 + + + – + – T8 + + + – – – KII T1 + + + – – – T2 + + + – – – T3 + + + – – – T4 + + + – – – T5 + + + – – – T6 + + + – – + T7 + + + + + – T8 + + + + + + KIII T1 + + + – – – T2 + + + – – – T3 + + + – – – T4 + + + – – – T5 + + + – – + T6 + + + – – + T7 + + + – + – T8 + + + – + +
