• Nie Znaleziono Wyników

Znaczenie higieny rąk w profilaktyce zakażeń związanych z opieką zdrowotną

N/A
N/A
Protected

Academic year: 2021

Share "Znaczenie higieny rąk w profilaktyce zakażeń związanych z opieką zdrowotną"

Copied!
7
0
0

Pełen tekst

(1)

Praca poglądowa

Znaczenie higieny rąk w profilaktyce zakażeń związanych

z opieką zdrowotną

The importance of hand hygiene in prevention of health care infections

Beata Denisiewicz

Stobrawskie Centrum Medyczne Sp. z o.o. z siedzibą w Kup

m

Beata Denisiewicz: Stobrawskie Centrum Medyczne Sp. z o.o. z siedzibą w Kup, ul. Karola Miarki 14, 46-082 Kup, epidemiolog@szpital-kup.eu

Wpłynęło: \ Zaakceptowano: \ Opublikowano on-line:

Cytowanie: Denisiewicz B. Znaczenie higieny rąk w profilaktyce zakażeń związanych z opieką zdrowotną. Zakażenia XXI wieku 2020;3(1):1–. 10.31350/zakazenia/2020/1/Z2020003

Streszczenie:

Ręce personelu skażone bakteriami są przyczyną endemicznych zakażeń pacjentów. Czystość mikrobiologiczna rąk personelu zależy od wielu czynników, m.in. od właściwej techniki ich mycia i dezynfekcji, stosowania preparatów wy-kazujących skuteczność co najmniej przeciw bakteriom, drożdżom i wirusom oraz od stopnia kontaminacji środowiska szpitalnego, a także od przestrzegania trzech podstawowych zasad higieny rąk. Pierwsza zasada mówi, że dezynfekcja rąk powinna być ostatnim etapem higieny rąk przed przyjściem do pacjenta i pierwszym po odejściu od niego, druga od-nosi się do sposobu dozowania preparatów dezynfekcyjnych, trzecia zaś dotyczy zwracania szczególnej uwagi podczas dezynfekcji na miejsca na dłoni najczęściej pomijane.

Słowa kluczowe: dezynfekcja rąk, drobnoustroje, preparaty dezynfekcyjne, zakażenia Abstract:

Staff hands contaminated with bacteria are the cause of endemic infections in patients. The microbiological purity of the hands of staff depends on many factors, including proper hand washing and disinfection technique, using appropriate preparations, demonstrating effectiveness at least against bacteria, yeast and viruses, the degree of contamination of the hospital environment and adherence to the three basic principles of hand hygiene. The first rule is that hand disinfection should be the last stage of hand hygiene before coming to the patient and the first after leaving the patient. The second one relates to the method of dispensing disinfectants. The third concerns paying special attention during disinfection to the places on the palm that are most often overlooked.

(2)

Wprowadzenie

Dezynfekcja rąk jest konieczna w szpitalach i wszędzie tam, gdzie ręce mogą zostać zanieczyszczone drobnoustro-jami. Znaczenie tej czynności odkrył i wykazał już w 1847 roku Semmelweis. To  on dzięki prostej procedurze odka-żania rąk wodą chlorową zmniejszył śmiertelność położnic z powodu gorączki połogowej z 10% do 1%. Dziś już wiado-mo, że aby zapobiec zakażeniom krzyżowym, należy wyko-nać dezynfekcję rąk według schematu Ayliffe’a. Dezynfekcja rąk obejmuje kilka obowiązkowych czynności. Przed jej wy-konaniem należy usunąć wszystkie pierścienie, bransoletki lub zegarki, ponieważ pod nimi i w ich szczelinach zbierają się mikroorganizmy. Paznokcie trzeba skrócić, a skórę wilżyć. Przed rozpoczęciem procedury dezynfekcji ręce na-leży umyć, jeśli są brudne lub jeśli miały kontakt z pacjen-tem, który np. wymiotował albo miał biegunkę, następnie dobrze wysuszyć ręcznikiem jednorazowego użycia. Pro-duktów do dezynfekcji rąk nie należy stosować na mokrą skórę, ponieważ to zmniejsza ich skuteczność.

Według słownika języka polskiego dezynfekcja jest to  niszczenie drobnoustrojów chorobotwórczych w  celu zapobieżenia zakażeniu. Dezynfekcja rąk oznacza zastoso-wanie substancji chemicznej o  działaniu przeciwdrobno-ustrojowym. W niektórych krajach, np. w USA [1], Francji, Wielkiej Brytanii [2], w odniesieniu do środków przeciw-drobnoustrojowych stosowanych do żywych tkanek używa się terminu „antyseptyka” i  „antyseptyczny” (antyseptycz-ne mycie rąk, antyseptycz(antyseptycz-ne szorowanie rąk, odkażanie, odtłuszczanie, mycie za pomocą mydła i wody o działaniu przeciwdrobnoustrojowym, higieniczna antyseptyka rąk lub higieniczne czyszczenie), ponieważ dezynfekcja zwykle od-nosi się do odkażania nieożywionych powierzchni i przed-miotów. W innych krajach Europy bardziej rozpowszechnio-ne są terminy „dezynfekcja” i „środek dezynfekujący” [3].

Transmisja patogenów za  pośrednictwem rąk między pacjentami a personelem odbywa się w następujący sposób. Skórę pacjenta zasiedlają przejściowe patogeny, które następ-nie są  zrzucane na  powierzchnastęp-nie w  bezpośrednim otocze-niu pacjenta, co  prowadzi do  zanieczyszczenia środowiska. W konsekwencji patogeny te zanieczyszczają ręce personelu medycznego podczas kontaktu ze  środowiskiem pacjenta lub jego skórą w czasie rutynowych czynności, nawet pomi-mo użycia rękawic. Wielokrotnie wykazano, że  organizmy są w stanie przetrwać na dłoniach co najmniej przez kilka mi-nut po skażeniu. Tak więc jeśli ręce są niedokładnie dezynfe-kowane, dezynfekcja jest niewystarczająca lub w ogóle zanie-chano tej czynności, może wystąpić bezpośrednia transmisja patogenów do pacjentów lub personelu w wyniku bezpośred-niego kontaktu z pacjentem lub jego otoczeniem [4].

W ciągu ostatnich 20 lat nastąpiła zmiana preferowanej metody higieny rąk: mycie rąk mydłem i wodą zastąpiono używaniem preparatów lub ściereczek na  bazie alkoholu.

Od lat osiemdziesiątych ubiegłego wieku wykonywanie de-zynfekcji rąk jest uznawane powszechnie za  podstawową strategię zapobiegania zakażeniom przenoszonym przez kontakt oraz promowane na całym świecie. Pocieranie rąk preparatem na bazie alkoholu uznano za lepszy sposób niż tradycyjne mycie rąk, ponieważ wymaga mniej czasu, działa szybciej, rzadziej drażni dłonie i przyczynia się do obniżenia wskaźników infekcji [5].

Skażenie drobnoustrojami rąk

pracowników podczas rutynowej

opieki nad pacjentem

Skażone bakteriami ręce pracowników zostały uznane za przyczynę endemicznych zakażeń szpitalnych [6], a tak-że wiązano je z kilkoma ogniskami epidemicznymi [7, 8, 9]. W badaniu czystości mikrobiologicznej rąk, przeprowadzo-nym w 2018 roku wśród pracowników dwóch warszawskich szpitali o drugim i trzecim stopniu referencyjności, wyka-zano wzrost drobnoustrojów w  80,2% pobranych próbek. Z rąk personelu najczęściej izolowano Bacillus spp. – 30,2%, metycylinowrażliwe gronkowce koagulazoujemne MSCNS –  16,5%, metycylinooporne gronkowce koagulazoujemne MRCNS –  10,8%, metycylinowrażliwe gronkowce złociste MSSA – 2,9%. Ponadto wyhodowano niefermentujące pa-łeczki Gram-ujemne bez mechanizmów oporności nabytej – 4,3%, pałeczki Gram-ujemne z rodziny Enterobacteriaceae bez mechanizmów oporności nabytej – 1,4%, Gram-ujemną pałeczkę z  rodziny Enterobacteriaceae, wytwarzającą beta--laktamazę o rozszerzonym spektrum substratowym (ESBL) –  0,7%, bakterie należące do  rodzaju Micrococcus –  1,4%, Gram-ujemne ziarniako-pałeczki z gatunku Moraxella oslo-ensis – 0,7% oraz bakterie należące do gatunku Bordetella

bronchiseptica – 0,7% [10]. Clostridioides difficile

wyhodo-wano na rękach 59% badanych osób, tj. 20 z 35 pracowni-ków medycznych, po bezpośrednim ich kontakcie z pacjen-tami zakażonymi Clostridioides difficile [11]. Inne badania wykazały, że  zanieczyszczenie rąk personelu po  pobycie w izolatce jest podobne zarówno w przypadku bezpośred-niego kontaktu z pacjentem, jak i kontaktu z tzw. strefą pa-cjenta, czyli najbliższym otoczeniem. Stwierdzono, że z 44 osób personelu medycznego 52% przeniosło z powierzchni na ręce lub rękawice VRE, z 50 osób 45% przeniosło MRSA, z 30 osób 50% przeniosło Clostridioides difficile [12].

Ryzyko zanieczyszczenia rąk personelu zależy od stopnia kontaminacji środowiska. Najczęściej dotykane powierzch-nie są najsilpowierzch-niej zapowierzch-nieczyszczone. Takie obserwacje opisali Morgan i wsp. [13], stwierdzili oni, że podczas rutynowej opieki klinicznej nad pacjentami dochodziło do zanieczysz-czenia środowiska bakteriami oraz do  zanieczyszdo zanieczysz-czenia rękawiczek i fartucha. W badaniu, którym objęto 40 nosi-cieli Staphylococcus aureus opornych na metycylinę (MRSA),

(3)

wykazano, że zanieczyszczenie rąk było prawdopodobne za-równo po kontakcie z często badanymi miejscami skóry, jak i  z  często dotykanymi powierzchniami środowiska w  poko-jach pacjentów (40–45%). Badania te sugerują, że zanieczysz-czone powierzchnie mogą być ważnym źródłem transmisji MRSA [14].

Kampf i Kramer podają, że podczas bezpośredniego po-jedynczego kontaktu ze skażonymi przedmiotami skażeniu ulega 4–16% powierzchni skóry dłoni, natomiast po 12 kon-taktach z zakażonymi powierzchniami za zanieczyszczone można już uznać ok. 40% powierzchni skóry dłoni. Prawdo-podobieństwo transmisji bakterii, które znajdują się na rę-kach tymczasowo, jest uzależnione głównie od  ich gatun-ku, liczby, przeżywalności oraz od wilgotności zajmowanej przez nie skóry [15].

Kolonizacja rąk personelu przez Staphylococcus

au-reus wynosi od  10,5 do  78,3%. Na  ręce może się znaleźć

do 24 000 000 komórek [16]. Wskaźnik kolonizacji

Staphy-lococcus aureus był wyższy u lekarzy (36%) niż pielęgniarek

(18%), podobnie jak gęstość bakteryjna Staphylococcus

au-reus na rękach (odpowiednio 21% i 5%, z ponad 1000 CFU

na rękę) [17]. Wskaźnik nosicielstwa może wynosić do 28%, jeśli pracownik ochrony zdrowia kontaktuje się z pacjenta-mi z atopowym zapaleniem skóry, która jest skolonizowa-na przez Staphylococcus aureus [18, 19]. MRSA został wy-izolowany z rąk 16,9% pracowników służby zdrowia. VRE można znaleźć na rękach nawet 41% pracowników ochrony zdrowia. W badaniu, w którym badano kolonizację rąk 35 pracowników ochrony zdrowia po ich bezpośrednim kon-takcie z  pacjentami, uzyskano u  59% badanych dodatni wynik posiewu. Kolonizacja została stwierdzona głównie w  okolicy podpaznokciowej (43%), na  opuszkach palców (37%), na dłoni (37%) i pod pierścieniami (20%) [11]. Z ko-lei częstotliwość skolonizowania rąk pracowników ochro-ny zdrowia bakteriami Gram-ujemochro-nymi opisali Kobayashi i wsp., w ich badaniu wskaźnik ten wynosił 21–86,1%, przy czym najwyższy był na OIOM [20]. Liczba bakterii Gram--ujemnych na ręce może wynosić nawet 13 000 000 komó-rek [21]. Kolonizacja tymi bakteriami może być długotrwa-ła  [22]. Nawet w  domach opieki wskaźnik częstotliwości kolonizacji rąk pielęgniarek bakteriami Gram-ujemnymi wynosił 76%  [23]. Na  kolonizację przez bakterie Gram--ujemne mają wpływ różne czynniki, na przykład wskaźnik częstotliwości jest wyższy przed kontaktem z  pacjentem niż po  zakończonej pracy. W  badaniu Guenthnera i  wsp. stwierdzono, że  57% pielęgniarek z  oddziału intensywnej opieki chirurgicznej miało skolonizowane ręce bakteriami Gram- ujemnymi już przed kontaktem z pacjentem i tylko 24% po zakończeniu pracy [24]. Dłonie ze sztucznymi pa-znokciami częściej przenoszą bakterie Gram-ujemne [25]. Wyższe wskaźniki kolonizacji bakteriami Gram-ujemnymi występują również w okresach wyższej temperatury otocze-nia i wysokiej wilgotności powietrza [26].

Dłonie 75% badanych pielęgniarek i 81% innych pracow-ników szpitala są skolonizowane również drożdżami [27]. W przypadku opieki długoterminowej stwierdzono, że 41% z 42 pracowników opieki zdrowotnej miało na rękach

Can-dida spp.  [28]. Drożdże dość często kolonizują sztuczne

paznokcie  [29], ponadto z  łatwością przenoszą się z  ręki na rękę. Na opuszkach palców 20% żywych komórek

Can-dida albcans i  CanCan-dida parapsiloza pozostaje wykrywalna

po godzinie [30, 31], a na powierzchniach może przetrwać nawet 150 dni [32, 33].

Wykrywanie wirusów na rękach było przedmiotem kilku badań. Na oddziale dializy 23,8% próbek pobranych z rąk pracowników ochrony zdrowia było pozytywnych na RNA HCV po  leczeniu pacjentów z  HCV dodatnim, pomimo że  badani stosowali standardowe środki ostrożności  [34]. Wirusy z  dróg oddechowych często znajdują się na  dło-niach, np.  rinowirus z  dłoni dawców został przeniesiony na palce biorców podczas 20 z 28 (71%) 10-sekundowych ekspozycji kontaktowych. Odkrycia te potwierdzają, że ręce są ważną naturalną drogą transmisji rinowirusa [35]. Ade-nowirus został znaleziony na  rękach pracowników opieki zdrowotnej podczas epidemii zapalenia rogówki i spojów-ki [36] oraz wyizolowano go z rąk 46% pacjentów z epide-micznym zapaleniem rogówki i spojówek [37], co potwier-dza możliwość przeniesienia wirusa na  personel szpitalny podczas przypadkowego kontaktu.

Rotawirusy można znaleźć na rękach u 78,6% badanych osób, a  także na  powierzchniach mających częsty kontakt z dłońmi, takimi jak: telewizory, zabawki i dokumentacja pa-cjentów [38]. Ręce odgrywają ważną rolę, szczególnie w prze-noszeniu wirusów krwiopochodnych, kałowych i oddecho-wych. Większość wirusów jest przenoszona z rąk na ręce lub powierzchnie. Podobnie jest z bakteriami i grzybami. Mogą one wywołać u pacjenta zakażenia endogenne. Prawidłową wiedzę na temat flory bakteryjnej przyczyniającej się do wy-stąpienia u pacjenta zakażenia szpitalnego ma 43% pielęgnia-rek  [39]. Według 93,1% badanych na  rękach pracowników ochrony zdrowia mogą się znajdować takie patogeny, jak gronkowiec złocisty, enterokoki i laseczki beztlenowe wytwa-rzające przetrwalniki, m.in. Clostridioides difficile. Uniknię-cie skolonizowania pacjenta florą szpitalną oraz florą innych chorych było według 75,2% badanych możliwe dzięki dezyn-fekcji rąk, wykonywanej przed kontaktem z pacjentem [40].

Sposoby usuwania zanieczyszczeń

z rąk pracowników związanych z opieką

zdrowotną oraz miejsca na dłoni

najczęściej pomijane podczas dezynfekcji

Mycie rąk ma na celu usunięcie zanieczyszczeń i zmniej-szenie poziomu potencjalnie patogennych przejściowych mi-kroorganizmów. Przeprowadzono badanie, które ilościowo

(4)

wykazało, że mycie rąk zanieczyszczonym mydłem w pły-nie zwiększyło liczbę bakterii Gram-ujemnych na  rękach. Ponadto wyniki bezpośrednio pokazały, że  bakterie mogą być przeniesione z  zanieczyszczonych rąk na  wtórne po-wierzchnie. Stwierdzono, że  mycie rąk zanieczyszczonym mydłem nie tylko nie usuwa patogenów, ale nawet może się przyczynić do  przeniesienia potencjalnie szkodliwych bakterii. Wyniki dwóch laboratoryjnych badań dotyczą-cych mycia rąk wykazały 26-krotny wzrost liczby bakterii Gram-ujemnych na  rękach po  umyciu zanieczyszczonym mydłem nalanym do  dozowników wielokrotnego użycia. Po  zastąpieniu zanieczyszczonych dozowników dozowni-kami zawierającymi zapieczętowane wkłady z mydłem nie stwierdzono zanieczyszczenia po  12-miesięcznym użytko-waniu. Ponadto mycie rąk mydłem z systemu zamkniętego zmniejszyło liczbę bakterii na rękach uczestników badania. Wyniki te pokazują, że stosowanie dozowników z zamknię-tymi wkładami zamiast otwartych dozowników umożliwia-jących wielokrotne napełnianie mydłem może zmniejszyć ryzyko zewnętrznego zanieczyszczenia mikrobiologicznego oraz ograniczyć rozprzestrzenianie się potencjalnie choro-botwórczych bakterii [41].

Badania sugerują, że preparat do higieny rąk powinien wykazywać działanie co najmniej przeciw bakteriom, droż-dżom i wirusom. Znaczenie skuteczności w wyborze odpo-wiedniego produktu do higieny rąk znajduje potwierdzenie w  wytycznych do  higieny rąk, opracowanych przez Cen-trum Higieny i  Kontroli Chorób  [42]. Najlepszą skutecz-ność przeciwdrobnoustrojową można osiągnąć przy użyciu etanolu (60–85%), izopropanolu (60–80%) oraz n-propano-lu (60–80%). Etanol w wysokich stężeniach (np. 95%) jest najskuteczniejszym sposobem redukcji wirusów, natomiast n-propanol jest skuteczny przeciwko bakteriom. Kom-binacja alkoholi może działać synergicznie. Wiele badań wykazało, że  środki odkażające, które zawierają alkohol o stężeniu 60–95%, są bardziej skuteczne w zabijaniu drob-noustrojów niż preparaty o niższym stężeniu alkoholu lub odkażacze do rąk niezawierające alkoholu [43, 44]. Środki dezynfekujące do  rąk jeśli zawierają mniej niż 60% alko-holu, to wielu rodzajów zarazków nie zwalczają skutecznie, ograniczają jedynie ich wzrost, a nie zabijają. Skuteczność przeciwbakteryjna chlorheksydyny (2–4%) i triklosanu (1– 2%) jest mniejsza i wolniej uzyskiwana. Ponadto stosowa-nie obu tych środków wiąże się z ryzykiem oporności bak-teryjnej, która jest wyższa w przypadku chlorheksydyny niż triklosanu. Ich skuteczność przeciwdrobnoustrojowa jest mniejsza niż alkoholi [45]. Od niedawna do dekontaminacji rąk jest stosowany powidon jodu (PVP-I). Jego skuteczność wykazano szczególnie w odniesieniu do opornych bakterii, jak np. Staphylococcus aureus oporny na metycylinę. Powi-don jodu może być skuteczny u osób narażonych na wirusa Ebola (EBOV), ma  potwierdzoną doskonałą skuteczność wirusobójczą przeciwko wirusom otoczkowym [46]. Mydło

PVP-I wykazało podobną skuteczność jak środki odkażają-ce do rąk na bazie alkoholu przeciwko norowirusowi [47].

Zwykłe mydło i woda wykazują najmniejszą skuteczność w  zwalczaniu patogenów. Mydło lecznicze jest stosowane do antyseptycznego i chirurgicznego mycia rąk. Najczęściej stosowanymi środkami są: chlorheksydyna, triklosan oraz heksachlorofen. Heksachlorofen został zakazany na całym świecie ze względu na wysoki stopień wchłaniania przez skó-rę i działanie toksyczne, szczególnie u noworodków [48, 49]. Urząd ds. Żywności i Leków określił ten środek jako ogólnie nieuznawany za bezpieczny i skuteczny w antyseptycznym myciu rąk [50]. Liczne badania dowodzą, że mydło i woda są skuteczniejsze niż środki odkażające do rąk w usuwaniu niektórych rodzajów zarazków, takich jak Cryptosporidium czy Clostridioides difficile [51, 52]. Ręce myjemy po wyjściu z toalety, przed jedzeniem, po widocznym zabrudzeniu. Nie jest konieczne ani zalecane rutynowe mycie rąk po każdym kontakcie z pacjentem lub jego otoczeniem. Natomiast nigdy nie można pominąć dezynfekcji rąk. Światowa Organizacja Zdrowia w 2009 roku określiła w 5 punktach, kiedy powin-na być wykopowin-napowin-na dezynfekcja rąk. Stosujący się do zaleceń WHO personel wykonuje tę czynność bezpośrednio przed kontaktem z pacjentem, aby ochronić go przed szkodliwy-mi drobnoustrojaszkodliwy-mi, które znajdują się na dłoniach; bezpo-średnio przed czystą, aseptyczną procedurą wykonywaną u pacjenta, dla ochrony pacjenta przed szkodliwymi drob-noustrojami, w tym własną florą bakteryjną mogącą prze-mieścić się do  pierwotnie jałowych tkanek; po  narażeniu na płyny ustrojowe; po kontakcie z pacjentem i jego najbliż-szym otoczeniem; po kontakcie z otoczeniem pacjenta dla ochrony siebie i środowiska szpitalnego przed szkodliwymi drobnoustrojami pochodzącymi od pacjenta [53].

Pierwsza zasada mówi, że dezynfekcja rąk powinno być ostatnią czynnością przed przyjściem do pacjenta i pierw-szyą po odejściu od niego. Tylko zachowanie tej zasady gwa-rantuje eliminację ryzyka przeniesienia mikroorganizmów znajdujących na skórze rąk do i od pacjenta.

Druga zasada odnosi się do sposobu dozowania. Nale-ży pamiętać o wcieraniu w ręce preparatu przez 30 sekund tak, by skóra rąk była stale wilgotna. Ilości preparatu po-dane na etykiecie to ilości minimalne (3–5 ml). W Polsce najbardziej jest rozpowszechniona dezynfekcja rąk metodą wcierania preparatu w ręce. Preparat dezynfekcyjny należy pobrać w suche, łódkowato ułożone dłonie i wcierać przez czas określony dla danego preparatu i  zastosowania. Ręce przez cały czas aplikacji powinny być wilgotne, więc jeżeli zachodzi taka potrzeba, pobór środka z dozownika należy powtórzyć. Skóra nie staje się całkowicie sterylna, ale mi-kroorganizmów jest znacznie mniej, a również ich namna-żanie się jest ograniczone. Ocena wpływu czasu pocierania rąk na  zmniejszenie się liczby bakterii na  rękach perso-nelu medycznego, przeprowadzona na  podstawie normy europejskiej EN1500, nałożenia 3  ml preparatu na  bazie

(5)

alkoholu i pocierania rąk przez 10, 15, 20, 30, 45 lub 60 se-kund zgodnie z techniką WHO, stosując po zanieczyszcze-niu rąk E. coli ATCC 10536, wykazała zmniejszenie się licz-by bakterii na dłoniach. Redukcje drobnoustrojów po 10, 15 lub 20 sekundach pocierania dłoni nie różniły się znacznie od uzyskanych po 30 sekundach. Średnia redukcja bakterii po 15 sekundach wcierania w dłonie preparatu na bazie al-koholu była mniejsza o 0,11 log10 (95% CI, –0,46 do 0,24) niż po 30 sekundach [54]. Jednak środki do dezynfekcji rąk mogą nie być tak skuteczne, jeśli ręce są wyraźnie brudne lub tłuste. Wiele badań pokazuje, że środki dezynfekujące do rąk działają dobrze w warunkach klinicznych, kiedy dłonie mają kontakt z drobnoustrojami, ale na ogół nie są mocno zabru-dzone ani tłuste [55]. Jeśli ręce są mocno zabruzabru-dzone lub tłuste, np. po jedzeniu, środki dezynfekujące mogą nie być skuteczne. W takich okolicznościach zaleca się dezynfekcję rąk poprzedzić myciem rąk mydłem i  wodą  [54, 56, 57]. Kolejna ważna informacja dotyczy obecności na  dłoniach szkodliwych substancji chemicznych, takich jak pestycydy i  metale ciężkie, których środki dezynfekcyjne do  rąk nie są w stanie usunąć. A zatem jeśli ręce dotknęły szkodliwych chemikaliów, należy je  przed dezynfekcją ostrożnie umyć mydłem i wodą [58].

Trzecia zasada dotyczy zwrócenia szczególnej uwagi na miejsca na dłoni najczęściej pomijane. Myjąc i dezynfe-kując ręce, najczęściej skupiamy się na wnętrzu dłoni i pal-cach, zapominając o opuszkach, kciukach, części grzbietowej dłoni (szczególnie o palcach wskazujących i środkowych), przestrzeniach między palcami i paznokciach, pod którymi zalega najwięcej brudu i chorobotwórczych drobnoustrojów.

Częste zabiegi mycia i  odkażania rąk wysuszają skórę. Taki długotrwały stan naraża personel na odczyny alergicz-ne i stany zapalalergicz-ne skóry. Najbezpieczniejsze do dezynfekcji rąk są alkohole. Na ogół nie działają toksycznie na ludzką skórę  [59]. Jedno z  pierwszych badań, przeprowadzone w  1923 roku, wykazało, że  izopropanol nie ma  zauważal-nego szkodliwego wpływu na ludzką skórę [60]. Podobny wynik uzyskano w teście płatkowym z żelem do rąk na ba-zie etanolu [61] oraz na bana ba-zie propanolu [62]. Powtarzające się narażenie na alkohol może powodować lub utrzymywać suchość i  podrażnienie skóry  [63, 64]. Etanol jest mniej cytotoksyczny i może być mniej drażniący niż n-propanol lub izopropanol [65, 66]. Dodanie 1–3% glicerolu, środków utrzymujących wilgoć, środków zmiękczających skórę lub innych środków kondycjonujących skórę może zmniejszyć lub wyeliminować efekt wysuszania przez alkohol [67, 68, 69,70].

Aby zmniejszyć negatywny wpływ stosowanych prepara-tów dezynfekcyjnych i mydeł, należy możliwie najczęściej, w czasie dłuższych przerw w pracy i na zakończenie pracy, stosować preparaty do pielęgnacji i natłuszczenia skóry.

Podsumowanie

Skażone bakteriami ręce pracowników opieki zdrowot-nej są przyczyną endemicznych zakażeń. Dłonie są nośni-kami bakterii, wirusów i grzybów, kontaminują środowisko szpitalne (sprzęt, powierzchnie). Najczęściej dotykane po-wierzchnie są najsilniej zanieczyszczone. Właściwa dezyn-fekcja rąk, obejmująca zgodnie z zaleceniami Światowej Or-ganizacji Zdrowia (WHO) 5 kluczowych momentów, przy doborze odpowiedniego preparatu może skutecznie zmini-malizować ryzyko zakażeń endemicznych. Dezynfekcja rąk powinna być ostatnią czynnością przed przyjściem do pa-cjenta i pierwszą po odejściu od niego. Postępując według tej zasady, można ograniczyć ryzyko przeniesienia mikroor-ganizmów jeszcze bardziej.

KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono

Piśmiennictwo

1. Simmons BR, Hooton TM, Mallison GF, 1981; Block, 1983

2. Lowbury EJL, Ayliffe GAJ, Geddes AM, Williams JD. Zakażenia szpi-talne, PZWL, Warszawa, 1982.

3. Schweizerische Mikrobiologische Gesellschaft, 1972; Deutsche sellschaft fiir Hygiene und Mikrobiologie, 1981; osterreichische Ge-sellschaft fur Hygiene, Mikrobiologie und PAventivmed, Lowbury, 1982.

4. https://www.cmj.org.pl/clean-care/higiena-rak-wytyczne-who--draft.pdf. (18.02.2020).

5. Pittet DJ. Compliance with hand disinfection and its impact on ho-spital-acquired infections. Hosp Infect 2001;48(Suppl A):S40–S46.  10.1016/s0195-6701(01)90012-x

6. Sartor C, Jacomo V, Duvivier C i wsp. Nosocomial Serratia marce-scens infections associated with extrinsic contamination of a liquid nonmedicated soap. Infection Control and Hospital Epidemiology 2000;21(3):196–199.  10.1086/501743

7. Boyce JM, Potter-Bynoe G, Opal SM, Dziobek L, Medeiros AA. A common-source outbreak of Staphylococcus epidermidis infec-tions among patients undergoing cardiac surgery. Journal of Infec-tious Diseases 1990;161(3):493–499.  10.1093/infdis/161.3.493 8. Zawacki A, O'Rourke E, Potter-Bynoe G i wsp. An outbreak of

Pseu-domonas aeruginosa pneumonia and bloodstream infection asso-ciated with intermittent otitis externa in a healthcare worker. Infec-tion Control and Hospital Epidemiology 2004; 25(12):1083–1089.  10.1086/502348

9. El Shafie SS, Alishaq M, Leni Garcia M. Investigation of an outbreak of multidrug-resistant Acinetobacter baumannii in trauma inten-sive care unit. Journal of Hospital Infection 2004;56(2):101–105.  10.1016/j.jhin.2003.09.024

10. Niecwietajewa I, Pracz W, Giemza M, Jakubiak J. i wsp. Mikrobio-logiczna kontrola higieny rąk jako ważny element multimodalnej strategii prewencji zakażeń związanych z opieką zdrowotną. Zaka-żenia XXI wieku 2018;1(5):209–215.  10.31350/zakazenia/2018/5/ Z2018036

11. McFarland LV, Mulligan ME, Kwok RY, Stamm WE. Nosoco-mial acquisition of Clostridium difficile infection. N Engl J Med 1989;320(4):204–210.  10.1056/NEJM198901263200402. 12. Otter JA, Yezli S, Salkeld JAG, French GL. Evidence that

contamina-ted surfaces contribute to the transmission of hospital pathogens and an overview of strategies to address contaminated surfaces in hospital settings. Am J Infect Control 2013;41(Suppl 5):S6–S11.  10.1016/j.ajic.2012.12.004

(6)

13. Morgan DJ, Rogawski E, Thom KA i wsp. Transfer of multidrug-re-sistant bacteria to healthcare workers’ gloves and gowns after pa-tient contact increases with environmental contamination. Crit Care Med 2012;40(4):1045–1051.  10.1097/CCM.0b013e31823bc7c8 14. Stiefel U, Cadnum JL, Eckstein BC i wsp. Contamination of hands

with methicillin-resistant Staphylococcus aureus after contact with environmental surfaces and after contact with the skin of coloni-zed patients. Infection Control & Hospital Epidemiology February 2011;32(2):185–187.  10.1086/657944.

15. Kampf G, Kramer A. Epidemiologic background of hand hygiene and evaluation of the most important agents for scrubs and rubs. Clin Microbiol Rev 2004;17(4):863–893.  10.1128/CMR.17.4.863-893.2004

16. Autegarden JE, Pecquet S. Huet S, Bayrou O, Leynadier F. Ana-phylactic shock after application of chlorhexidine to unbroken skin. Contact Dermatitis 1999;40(4):215.  10.1111/j.1600-0536.1999. tb06039.x

17. Daschner FD. The transmission of infections in hospitals by staff carriers, methods of prevention and control. Infect Control 1985;6(3):97–99. v10.1017/s0195941700062755

18. Williams JV, Vowels B, Honig P, Leyden JJ. Staphylococcus aureus isolation from the lesions, the hands, and anterior nares of patients with atopic dermatitis. J Emerg Med 1999;17(1):207–211.  10.1016/ s0736-4679(98)00151-6

19. Williams JV, Vowels BR, Honig PJ, Leyden JJ. S. aureus isolation from the lesions, the hands, and the anterior nares of patients withat atopic dermatitis. Pediatr Dermatol 1998;15(3):194–198.  10.1046/j.1525-1470.1998.1998015194.x

20. Kobayashi H, Tsuzuki M, Koshimizu K. Susceptibility of hepatitis B virus to disinfectants or heat. J Clin Microbiol 1984;20(2):214–216. 21. Ayliffe GAJ, Babb JR, Davies JG, Lilly HA. Hand disinfection: a

com-parison of various agents in laboratory and ward studies. J Hosp Infect 1988;11(3):226–243.  10.1016/0195-6701(88)90101-6 22. Larson EL. Persistent carriage of gram-negative bacteria on

hands. Am J Infect Control 1981;9(4):112–119.  10.1016/s0196-6553(81)80091-0

23. Wingard E, Shlaes JH, Mortimer EA, Shlaes DM. Colonization and cross-colonization of nursing home patients with trimethoprim--resistant gram-negative bacilli. Clin Infect Dis 1993;16(1):75–81.  10.1093/clinids/16.1.75

24. Guenthner SH, Hendley JO, Wenzel RP. Gram-negative bacilli as nontransient flora on the hands of hospital personnel. J Clin Micro-biol 1987;25(3):488–490.

25. Hedderwick SA, McNeil SA, Lyons MJ, Kauffman CA. Pathogenic organisms associated with artificial fingernails worn by health care workers. Infect Control Hosp Epidemiol 2000;21(8):505–509.  10.1086/501794

26. McBride ME, Duncan WC, Knox JM. Physiological and environ-mental control of Gram negative bacteria on skin. Brit J Dermatol 1975;93:191–199.

27. Strausbaugh LJ, Sewell DL, Ward TT i wsp. High frequency of yeast carriage on hands of hospital personnel. J Clin Microbiol 1994;32(9):2299–2300.

28. Mody L, McNeil SA, Sun R, Bradley SE, Kauffman CA. Introduction of a waterless alcohol-based hand rub in a long-term-care facility. In-fect Control Hosp Epidemiol 2003;24(3):165–171.  10.1086/502185 29. Hedderwick SA, McNeil SA, Lyons MJ, Kauffman CA. Pathogenic

organisms associated with artificial fingernails worn by health care workers. Infect Control Hosp Epidemiol 2000;21(8):505–509.  10.1086/501794

30. Burnie JP, Odds FC, Lee WC, Williams JD. Outbreak of systemic Can-dida albicans in intensive care units caused by cross infection. Br Med J 1985;290:746–748.

31. Traore O, Springthorpe VS, Sattar SA. A quantitative study of the su-rvival of two species of Candida on porous and non-porous environ-mental surfaces and hands. J Appl Microbiol 2002;92(3):549–555.  10.1046/j.1365-2672.2002.01560.x

32. Rangel-Frausto MS, Houston AK, Bale MJ, Fu C, Wenzel RP. An experimental model for study of Candida survival and trans-mission in human volunteers. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1994;13(7):590–595.  10.1007/bf01971311

33. Traore O, Springthorpe VS, Sattar SA. A quantitative study of the su-rvival of two species of Candida on porous and non-porous environ-mental surfaces and hands. J Appl Microbiol 2002;92(3):549–555.

34. Alfurayh O, Sabeel A, Al Ahdal MN i wsp. Hand contamination with he-patitis C virus in staff looking after hehe-patitis C-positive hemodialysis patients. Am J Nephrol 2000;20(2):103–106.  10.1159/000013565 35. Gwaltney JM, Moskalski PB, Hendley JO. Hand-to-hand trans-mission of rhinovirus colds. Ann Intern Med 1978;88(4):463–467.  10.7326/0003-4819-88-4-463

36. Montessori V, Scharf S, Holland S i wsp. Epidemic keratoconjunctivi-tis outbreak at a tertiary referral eye care clinic. Am J Infect Control 1998;26(4):399–405.  10.1016/s0196-6553(98)70035-5

37. Azar MJ, Dhaliwal DK, Bower KS i wsp. Possible consequences of shaking hands with your patients with epidemic keratocon-junctivitis. Am J Ophthalmol 1996;121(6):711–712.  10.1016/s0002-9394(14)70640-3

38. Akhter J, al-Hajjar S, Myint S, Qadri SM. Viral contamination of envi-ronmental surfaces on a general paediatric ward and playroom in a major referral centre in Riyadh. Eur J Epidemiol 1995;11(5):587–590.  10.1007/bf01719313

39. Fleischer M, Fleischer-Stępniewska K. Higiena rąk – gdzie jeste-śmy? Zakażenia 2011;6:14–21.

40. Cichońska M, Ciemienga E, Maciąg D, Borek M. Poziom wiedzy per-sonelu pielęgniarskiego na temat procedury higieny rąk. Forum Za-każeń 2019;10(4):227–231.

41. Kampf G, Kramer A. Epidemiologic background of hand hygiene and evaluation of the most important agents for scrubs and rubs. Clin Microbiol Rev 2004;17(4):863–893.  10.1128/CMR.17.4.863-893.2004

42. Boyce JM, Pittet D. Guideline for Hand Hygiene in Health-Care Settings. Recommendations of the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee and the HICPAC/SHEA/APIC/IDSA Hand Hygiene Task Force. Society for Healthcare Epidemiolo-gy of America/Association for Professionals in Infection Control/ Infectious Diseases Society of America. Morb Mortal Wkly Rep 2002;51 (RR-16):1–45.

43. Todd ECD, Michaels BS, Holah J i wsp. Outbreaks where food wor-kers have been implicated in the spread of foodborne disease. Part 10. Alcohol-based antiseptics for hand disinfection and a comparison of their effectiveness with soaps. J Food Prot 2010;73(11):2128–2140.  10.4315/0362-028x-73.11.2128

44. Kampf G, Kramer A. Epidemiologic background of hand hygiene and evaluation of the most important agents for scrubs and rubs. Clin Microbiol Rev 2004;17(4):863–893.  10.1128/CMR.17.4.863-893.2004

45. Kampf G, Kramer A. Epidemiologic background of hand hygiene and evaluation of the most important agents for scrubs and rubs. Clin Microbiol Rev 2004;17(4):863–893.  10.1128/CMR.17.4.863-893.2004

46 Eggers M, Eickmann M, Kowalski K, Zorn J, Reimer K. Povidone--iodine hand wash and hand rub products demonstrated excellent in vitro virucidal efficacy against Ebola virus and modified vaccinia virus Ankara, the new European test virus for enveloped viruses. BMC Infect Dis 2015;15:375.  10.1186/s12879-015-1111-9

47. Kawana R, Kitamura T, Nakagomi O, Matsumoto I, Arita M, Yoshihara N i wsp. Inactivation of human viruses by povidone-iodine in compa-rison with other antiseptics. Dermatology 1997;195(Suppl 2):29–35.  10.1159/000246027.

48. Chow C, Chow AYK, Downie RH, HS Buttar HS. Percutaneous ab-sorption of hexachlorophene in rats, guinea pigs and pigs. Toxicolo-gy 1978;9(1–2):147–154.  10.1016/0300-483x(78)90039-2 49. Curley A, Hawk RE, Kimbrough RD, Natheson G, Finberg L. Dermal

absorption of hexachlorophen in infants. Lancet 1971;ii:296–297. 50. Tentative final monograph for health care antiseptic products:

pro-posed rule. Fed Regist 1994;59:31401–31452.

51. Grayson ML, Melvani S, Druce J, Barr IG, Ballard SA, Johnson PD, Mastorakos T, Birch C. Efficacy of soap and water and alcohol-ba-sed hand-rub preparations against live H1N1 influenza virus on the hands of human volunteers. Clin Infect Dis 2009;48(3):285–291.  10.1086/595845

52. Oughton MT, Loo VG, Dendukuri N, Fenn S, Libman MD. Hand hy-giene with soap and water is superior to alcohol rub and antiseptic wipes for removal of Clostridium difficile. Infect Control Hosp Epide-miol 2009;30(10):939–944.  10.1086/605322.

53. Guide to implementation. A Guide to the Implementation of the WHO Multimodal Hand Hygiene Improvement Strategy. http://whqlibdoc. who.int/hq/2009/WHO_IER_ PSP_2009.02_eng.pdf. (19.02.2020).

(7)

54. Pires D, Soule H, Bellissimo-Rodrigues F, Gayet-Ageron A, Pittet D. Hand hygiene with alcohol-based hand rub: How long is long eno-ugh? Infect Control Hosp Epidemiol 2017;38(5):547–552.  10.1017/ ice.2017.25

55. Todd ECD, Michaels BS, Holah J i wsp. Outbreaks where food wor-kers have been implicated in the spread of foodborne disease. Part 10. Alcohol-based antiseptics for hand disinfection and a comparison of their effectiveness with soaps. J Food Prot 2010;73(11):2128–2140.  10.4315/0362-028x-73.11.2128

56. Charbonneau DL, Ponte JM, Kochanowski BA. A method of as-sessing the efficacy of hand sanitizers: use of real soil encounte-red in the food service industry. J Food Prot 2000;63(4):495–501.  10.4315/0362-028x-63.4.495

57. Edmonds SL, Mann J, McCormack RR i wsp. SaniTwice: a novel approach to hand hygiene for reducing bacterial contamina-tion on hands when soap and water are unavailable. J Food Prot 2010;73(12):2296–2300.  10.4315/0362-028x-73.12.2296 58. Coronado GD, Holte SE, Vigoren EM i wsp. Do workplace and home

protective practices protect farm workers? Findings from the “For Healthy Kids” study. J Occup Environ Med 2012;54(9):1163–1169.  10.1097/JOM.0b013e31825902f5

59. Lübbe J, Ruffieux C, Perrenoud D. A stinging cause for preventive skin care. Lancet 2000;356:768–769.

60. Grant DH. Antiseptic and bactericidal properties of isopropylalcohol. Am J Med Sci 1923;166:261–265..

61. Kampf G, Muscatiello M, Häntschel D, Rudolf M. Dermal tolerance and skin hydration properties of a new ethanol-based hand gel. J Hosp Infect 2002;52(4):297–301.  10.1053/jhin.2002.1311

62. Kampf G, Muscatiello M. Dermal tolerance of Sterillium, a propanol--based hand rub. J Hosp Infect 2003;55(4):295–298.  10.1016/j. jhin.2003.09.001

63. de Haan P, Meester HHM, Brynzeel DP. Irritancy of alcohols. [W:] van der Valk PGM, Maibach HI (ed.). The irritant contact dermatitis syndrome. CRC Press Inc,. Boca Raton, 1996, pp. 65–70.

64. Harbarth S, Pittet D, Grady L i wsp. Interventional study to eva-luate the impact of an alcohol-based hand gel in improving hand hygiene compliance. Pediatr Infect Dis J 2002;21(6):489–495.  10.1097/00006454-200206000-00002

65. Kramer A, Rudolph P. Efficacy and tolerance of selected antiseptic substances in respect of suitability for use on the eye. [W:] Kramer A, Behrens-Baumann W (ed.). Antiseptic prophylaxis and therapy in ocular infections. Vol. 33:117–144. Karger, Basel 2002, Switzerland. 66. Pereira LJ, Lee GM, Wade KJ. An evaluation of five protocols for

sur-gical handwashing in relation to skin condition and microbial counts. J Hosp Infect 1997;36(1):49–65.  10.1016/s0195-6701(97)90090-6 67. Ayliffe GAJ, Babb JR, Davies JG, Lilly HA. Hand disinfection: a com-parison of various agents in laboratory and ward studies. J Hosp Infect 1988;11(3):226–243.  10.1016/0195-6701(88)90101-6 68. Butcher DLHR, Ballinger WF, Dewar NE. Septisol antiseptic foam for

hands of operating room personnel: an effective antibacterial agent. Surgery 1973;73:360–367.

69. Larson E L, Eke PI, Laughon BE. Efficacy of alcohol-based hand rin-ses under frequent-use conditions. Antimicrob Agents Chemother 1986;30(4):542–544.  10.1128/aac.30.4.542

70. Lowbury EJL, Lilly HA, Ayliffe GAJ. Preoperative disinfections of surgeons’ hands: use of alcoholic solutions and effects of gloves on skin flora. Br Med J 1974;4(5941)369–372.  10.1136/bmj.4.5941.369

Cytaty

Powiązane dokumenty