Med. Weter. 2013, 69 (11) 662
Artyku³ przegl¹dowy Review
Metabolizm kwasów tłuszczowych (KT) w żwaczu jest najważniejszym czynnikiem modyfikującym profil kwasów tłuszczowych spożywa-nych z dawką pokarmową przez przeżuwacze. Dwa główne procesy zachodzące w tym narządzie to hy-droliza wiązań estrowych obecnych w trójglicerydach i uwodorowanie wiązań nienasyconych. Przemiany te sprawiają, że do jelita cienkiego trafiają przede wszystkim kwasy na-sycone o długich łańcuchach. Artykuł ten ma na celu omówienie przemian zachodzących w żwaczu, gdyż są one bezpośrednią przyczyną zróżnico-wania profilu kwasów tłuszczowych w surowcach (takich jak np. mleko) uzyskiwanych od przeżuwaczy.
Hydroliza
Lipidy spożywane przez zwierzę trafiają do żwacza, gdzie następuje początkowy etap ich metabolizmu – hydroliza wiązań estrowych
obec-nych w trójglicerydach, fosfolipidach i glikolipidach (ryc. 1). Hydroliza zachodzi w głównej mierze dzięki lipazom bakterii żwaczowych, choć w niewielkim stopniu rolę mogą odgrywać także pierwotniaki (hy- Brzozowska A., Oprządek J.
Lipid digestion and absorption in the gastrointestinal tract of ruminants Summary
Lipids consumed by the ruminants enter the rumen, where they undergo two main processes: the hydrolysis of ester bonds in triglycerides and the hydrogenation of unsaturated bonds. For this reason the composition of fatty acids leaving the rumen is substantially different from the composition of the diet. Fatty acids that enter the small intestine are mainly saturated, mostly palmitic and stearic acids. They are transported to different tissues and organs of the animal, where they may undergo further biochemical transformations. All of these transformations result in significant diversity in fatty acid profiles of animal products, such as milk. This paper presents fatty acid metabolism in the rumen, as it is the most important factor modifying the composition of fatty acids consumed by a ruminant.
Keywords: fatty acids, digestion, rumen, hydrolysis, biohydrogenation
Trawienie i wchłanianie lipidów
w przewodzie pokarmowym przeżuwaczy*
)
ANNA BRZOZOWSKA, JOLANTA OPRZĄDEK
Instytut Genetyki i Hodowli Zwierząt, Polska Akademia Nauk, ul. Postępu 36A, Jastrzębiec, 05-552 Magdalenka
*) Badania zrealizowano w ramach projektu „Biożywność – innowacyjne,
funkcjonalne produkty pochodzenia zwierzęcego” nr POIG.01.01.02-014-090/09 współfinansowanego przez Unię Europejską ze środków Europejskiego Fundu-szu Rozwoju Regionalnego w ramach Programu Operacyjnego Innowacyjna Gospodarka 2007-2013.
Ryc. 1. Trawienie tłuszczów w żwaczu (na podstawie: 4)
Objaśnienia: GL – glikolipidy; TG – trójglicerydy; KTm – mieszanina kwasów tłusz-czowych; KT – nasycone kwasy tłuszczowe; KT= – nienasycone kwasy tłuszczowe; LKT – lotne kwasy tłuszczowe; PL – fosfolipidy; KTtrans – związki pośrednie procesu biouwodorowania; KT – kwasy tłuszczowe przytwierdzone do cząsteczek paszy; Komórki drobn. – komórki drobnoustrojów
Żwacz hydroliza uwodorowanie Glicerol O-KT O-KT O-KT O-cukier O-KT O-KT OH OH + OH OH OH + OH KT KT= KT= KT KTtrans KTm KT KT Cukier LKT Komórki drobn. PLdrobn. PL KTm lub TG KTm lub TG Tłuszcze obojętne TG GL GL pasz objętościowych TG pasz treściwych i nasion oleistych KTm lub TG dodatków tłuszczowych
Med. Weter. 2013, 69 (11) 663 droliza fosfolipidów), grzyby
obec-ne w żwaczu oraz lipazy roślinobec-ne. Bakterie uczestniczące w tym pro-cesie to m.in. Anaerovibrio lipoly-tica, które hydrolizują triglicerydy i Butyrivibrio fibriosolvens, które hydrolizują fosfo- i glikolipidy (4). Stopień hydrolizy jest bardzo wysoki (85-95%) w przypadku większości tłuszczów niechronionych (nie pod-danych żadnej obróbce, przez co ulegających rozkładowi w żwaczu), zależy on jednakże od wielu czynni-ków. Może on ulegać zmniejszeniu wraz ze wzrostem zawartości tłusz-czu w dawce pokarmowej lub z obni-żeniem pH żwacza, gdyż czynniki te hamują wzrost i aktywność bakterii żwaczowych (4). Hydroliza lipi-dów zachodzi zewnątrzkomórkowo, prowadząc do uwolnienia wolnych kwasów tłuszczowych i glicerolu
oraz niewielkiej ilości mono- i diacylogliceroli (9). Uwolniony glicerol jest szybko metabolizowany przez bakterie żwaczowe do lotnych lub krótkołańcucho-wych KT (C2:0-C6:0), które są absorbowane przez ściany żwacza lub, w mniejszym stopniu, przez ściany trawieńca (9, 13).
Biouwodorowanie
Uwolnione nienasycone kwasy tłuszczowe mają stosunkowo krótki okres półtrwania w żwaczu, gdyż są intensywnie przekształcane do kwasów bardziej nasyconych przy udziale mikroorganizmów żwacza (9), dlatego też drugą główną transformacją, jakiej podlegają nienasycone kwasy tłuszczowe w żwaczu, jest biouwodorowanie. Do przeprowadzenia tego pro-cesu wymagany jest wolny kwas tłuszczowy, dlatego też stopień biouwodorowania jest zawsze niższy niż stopień hydrolizy, jednakże czynniki mające wpływ na biouwodorowanie i hydrolizę są takie same. Większość procesu biouwodorowania zachodzi w połączeniu z fragmentami pokarmu i jest przypisana zewnątrzko-mórkowym enzymom bakterii związanych z cząstkami paszy lub wolno zawieszonymi w płynie żwacza (4). Tempo biouwodorowania zazwyczaj zwiększa się wraz ze wzrostem nienasycenia kwasów. Głównymi substratami biouwodorowania są kwasy linolowy (cis-9, cis-12 C18:2) i α-linolenowy (cis-9, cis-12, cis-15 C18:3). Dwunienasycony kwas linolowy zostaje zwykle uwodorowany w 70-95%, natomiast trójnie-nasycony kwas α-linolenowy w 85-100%. Stopień biouwodorowania tych kwasów może się zmniejszyć, jeśli dawki pokarmowe zawierają jednocześnie dużą ilość pasz treściwych. Takie pasze powodują obniżenie pH żwacza i zahamowanie lipolizy (4).
Pierwszym etapem w procesie biouwodorowania jest reakcja izomeryzacji, która przekształca podwójne
wiązanie cis-12 w kwasie nienasyconym do izomeru trans-11, powodując powstanie skoniugowanego kwa-su dwu- lub trójwęglowego (ryc. 2). Po utworzeniu wiązania trans w pozycji 11 następuje uwodorowanie wiązania cis-9 dzięki reduktazom mikrobiologicznym. Na skutek tej reakcji na szlaku linolowym powstaje kwas transwakcenowy 11 C18:1 (TVA, trans--vaccenic acid), natomiast na szlaku α-linolenowym izomer trans-11, cis-15 C18:2. Końcowym etapem jest dalsze uwodorowanie podwójnego wiązania powsta-łych izomerów trans-11, powodujące utworzenie kwa-su stearynowego (szlak linolowy lub α-linolenowy) albo kwasu trans-15 C18:1 (szlak α-linolenowy) (12). Stopień, w jakim kwas transwakcenowy zostanie uwodorowany do kwasu stearynowego, zależy od warunków panujących w żwaczu (7).
Biouwodorowanie jest procesem, w którym bierze udział kilka gatunków bakterii żwaczowych. Uważa się, że jest przeprowadzane w celu ochrony bakterii przed toksycznym działaniem wielonienasyconych KT. Bakterie żwaczowe biorące udział w tym proce-sie zostały podzielone na dwie grupy: grupa A – to bakterie przeprowadzające reakcję uwodorowania wielonienasyconych KT do kwasu transwakcenowe-go. Bakterie określone jako grupa B przeprowadzają reakcję uwodorowania kwasu TVA do kwasu steary-nowego. Zatem żaden gatunek bakterii nie przepro-wadza wszystkich reakcji na szlaku od kwasu linolo-wego i α-linolenolinolo-wego do kwasu stearynolinolo-wego (12). Ponieważ do grupy B należą nieliczne gatunki bakterii, zwiększenie zawartości wielonienasyconych KT w pa-szy powoduje wzrost zawartości jednonienasyconych i spadek zawartości nasyconych KT w żwaczu (4).
Możliwe jest również modyfikowanie procesu bio-uwodorowania, na przykład poprzez suplementację dawek pokarmowych. Dodatek olejów rybnych wydaje Ryc. 2. Szlaki biochemiczne w procesie biouwodorowania kwasów linolowego i α-linolenowego w żwaczu. Strzałkami przerywanymi zaznaczono przesunięcie w procesie biouwodorowania, które zachodzi przy dawkach powodujących ha-mowanie syntezy tłuszczu mlekowego. Grupy A i B to grupy bakterii przeprowa-dzających kolejne reakcje (na podstawie: 5, 10, 16)
cis-9, cis-12 C18:2 kwas linolowy
cis-9, cis-12, cis-15 C18:3 kwas -linolenowyα
trans-10, cis-12 C18:2
trans-10 C18:1
cis-9, trans-11 C18:2
cis-9, trans-11, cis-15 C18:3
trans-11, cis-15 C18:2 trans-15 i cis-15 C18:1 trans-11 C18:1 kwas wakcenowy C18:0 kwas stearynowy Grupa A Grupa A Grupa A Grupa A i B Grupa A i B Grupa B Grupa B
Med. Weter. 2013, 69 (11) 664
się hamować ostatni etap tego procesu (wpływać na bakterie grupy B), ponieważ wzrasta ilość kwasu TVA, a zmniejsza się ilość kwasu stearynowego, opuszczają-cych żwacz (4). Przy dawkach powodująopuszczają-cych hamowa-nie syntezy tłuszczu mlekowego (milk fat depression) obserwuje się znaczny wzrost zawartości izomerów trans-10, cis-12 C18:2, czyli skoniugowanego kwasu linolowego (CLA, conjugated linoleic acid) i trans-10 C18:1 w płynie żwacza i tłuszczu mleka (3).
Głównymi produktami pośrednimi w procesie biouwodorowania w żwaczu są dwa kwasy: trans- wakcenowy tworzony z kwasów linolowego i α-lino- lenowego oraz izomer cis-9, trans-11 CLA (4). Izomer ten jest w żwaczu krótkotrwałym produktem pośred-nim (zamiast niego akumulowany jest kwas TVA), zatem jego obecność w tłuszczu mleka i tkance tłusz-czowej przeżuwaczy bierze się z endogennej syntezy przy udziale enzymu delta-9 desaturazy i substratu, którym jest kwas transwakcenowy (4).
W tłuszczu przeżuwaczy istnieje bardzo wiele róż-nych izomerów kwasów tłuszczowych. Oprócz dwóch głównych ścieżek tworzących TVA i CLA musi zatem istnieć dużo innych szlaków metabolicznych, w któ-rych powstają inne produkty pośrednie. Niektóre z tych izomerów są np. tworzone przez przenoszenie wiązań chemicznych (12), a część izomerów trans C18:1 może powstawać z kwasu oleinowego (cis-9 C18:1) (15).
Biouwodorowanie kwasów ω-3
Innymi kwasami, które mogą być obecne w dawce pokarmowej, są kwasy pochodzące z olejów ryb-nych, włączane często w postaci chronionej – kwas eikozapentaenowy (EPA, all-cis-5,8,11,14,17 C20:5) i dokozaheksaenowy (DHA, all-cis-4,7,10,13,16,19 C20:6). Proces biouwodorowania tych kwasów w żwa-czu wciąż nie jest do końca poznany (4). Badania przeprowadzane in vitro wskazywały, że uwodoro-wanie EPA i DHA zachodzi w niewielkim stopniu, jednakże eksperymenty in vivo, w których stosowano suplementację dawki olejami rybnymi, dowodzą, że duża część EPA (78-100%) i DHA (74-98%) zostaje uwodorowana (4, 12).
Pomimo dodatku olejów rybnych do dawki po-karmowej krów uzyskiwany wzrost zawartości kwa-sów EPA i DHA w tłuszczu mleka jest zazwyczaj niewielki. Na przykład, przed zastosowaniem takiej suplementacji procent tych dwóch kwasów z rodziny ω-3 wynosił mniej niż 0,1 wszystkich kwasów tłusz-czowych, a po zastosowaniu dodatku olejów rybnych wzrósł nieznacznie do 0,2-0,3% wszystkich kwasów tłuszczowych (6).
Stopień, w jakim suplementy paszowe kwasów tłuszczowych poprawiają ich sekrecję w tłuszczu mle-ka, nazywany jest „wskaźnikiem przenikania” (transfer efficiency). Współczynnik przenikania kwasów EPA i DHA do mleka jest niski, wynosi, odpowiednio, 2% i 4% (6). Wzrost tego współczynnika można uzyskać podając oleje rybne bezpośrednio do przewodu
pokar-mowego krów za żwaczem albo stosując oleje w for-mie chronionej przed rozkładem w żwaczu. Wskaźniki przenikania EPA i DHA do mleka przy wlewach ole-jów do trawieńca bądź dwunastnicy wynoszą średnio 30% i 25% (14). Bardzo podobne rezultaty uzyskuje się podając oleje w formie chronionej – 32% dla EPA i 18% dla DHA (11). Wyniki wskazują, że to właśnie uwodorowanie tych kwasów w żwaczu może być przyczyną ich niskiej przenikalności do mleka.
Najnowsze badania in vitro wskazują, że biouwodo-rowanie EPA i DHA może być jednak znaczne (1, 8), a różnice między konkretnymi eksperymentami są tłumaczone różnymi stężeniami olejów w dawkach doświadczalnych. Wiadomo, iż wraz ze wzrostem zawartości olejów rybnych w dawce maleje stopień biouwodorowania kwasów, najprawdopodobniej ze względu na toksyczne oddziaływanie wieloniena-syconych KT na niektóre bakterie żwaczowe (12). Ogólnie rzecz ujmując, wydaje się, że przy normalnych stężeniach kwasów ω-3 w dodatkach tłuszczowych dla krów większa część tych kwasów zostanie uwodoro-wana, chyba że zastosuje się odpowiednie techniki ich ochrony przed rozkładem w żwaczu.
Istnieje także druga hipoteza tłumacząca niską prze-nikalność EPA i DHA do mleka, według której kwasy te są włączane do frakcji osocza mniej dostępnych dla gruczołu mlekowego (12). Okazuje się, że suplemen-tacja kwasami EPA i DHA powoduje minimalny ich wzrost we frakcji chylomikronów i lipoprotein bardzo małej gęstości (VLDL, very low density lipoprotein), które są najszerzej wykorzystywane przez gruczoł mlekowy. Obserwuje się tymczasem wzrost we frak-cjach estrów cholesterolu i fosfolipidowej, będących głównymi składowymi lipoprotein małej (LDL, low density lipoprotein) i wysokiej gęstości (HDL, high density lipoprotein). Włączanie EPA i DHA do frakcji estrów cholesterolu i fosfolipidowej może ograniczać ich wychwyt i wykorzystanie do syntezy tłuszczu mleka przez gruczoł mlekowy (12).
Lipidy bakteryjne
Część KT znajdująca się w żwaczu to składniki fos-folipidowe błon mikroorganizmów. Lipidy bakteryjne mogą stanowić do 17% tłuszczów opuszczających żwacz w przypadku stosowania dawki pokarmowej opartej na bazie kiszonki z kukurydzy (4). Całkowita zawartość tłuszczu w suchej masie bakterii żwaczo-wych wynosi 10-15%. Tłuszcz ten pochodzi ze źródeł egzo- (wychwyt długołańcuchowych KT) i endogen-nych (synteza de novo). Udział każdego z tych źródeł zależy od zawartości tłuszczu w dawce oraz od gatunku bakterii. Wzrost zawartości tłuszczu w dawce zwiększa egzogenny wychwyt przez niektóre mikroorganizmy (9).
Kwasy tłuszczowe syntetyzowane de novo to głównie C18:0 i C16:0 w przybliżonym stosunku 2:1. Przy wykorzystaniu kwasów propionowego albo walerianowego do syntezy de novo przez bakterie,
Med. Weter. 2013, 69 (11) 665 powstają kwasy o łańcuchu nierozgałęzionym i
nie-parzystej liczbie węgli. KT o łańcuchu rozgałęzionym (izo i anteizo) powstają w przypadku wykorzystania kwasów izomasłowego czy izowalerianowego. Kwasy jednonienasycone (15-20% bakteryjnych KT) są tworzone w szlakach beztlenowych, natomiast kwasy wielonienasycone nie są powszechnie syntetyzowane przez bakterie (z wyjątkiem cyjanobakterii), dlatego też ich pochodzenie w organizmach bakterii jest naj-prawdopodobniej egzogenne (9).
Wchłanianie kwasów tłuszczowych
Badania składu lipidów napływających do jelita cienkiego pokazują, że jest on praktycznie identycz-ny, jak ten, który opuszcza żwacz. Stąd wniosek, że nie następuje znaczące wchłanianie czy modyfikacja długo- i średniołańcuchowych KT w księgach i tra-wieńcu (2). Zatem KT wchodzące do jelita cienkiego to w głównej mierze kwasy nasycone, przede wszystkim palmitynowy i stearynowy. Całkowita ilość tłuszczów napływająca do dwunastnicy często przewyższa ich spożytą ilość, zwłaszcza w przypadku diet opartych na paszach objętościowych. Około 80-90% lipidów wcho-dzących do jelita cienkiego to wolne kwasy tłuszczowe przytwierdzone do cząstek pokarmowych; pozostała część to lipidowe komponenty mikroorganizmów oraz niewielka ilość trójglicerydów i glikolipidów paszy. Te zestryfikowane KT zostaną później zhydrolizowane przez lipazy jelitowe i trzustkowe (4, 7).
W żywieniu przeżuwaczy stosuje się tłuszcze chronione przed rozkładem w żwaczu, głównie sole wapniowe kwasów tłuszczowych. Dodatki te ulegają w pewnym stopniu dysocjacji w żwaczu, ale znacznie intensywniej dysocjują w mocno kwaśnym środowi-sku trawieńca, dlatego też powodują zwiększenie puli wolnych KT napływających do jelita cienkiego (4).
W jelicie cienkim treść pokarmowa jest mieszana z sokiem trzustkowym, którego lipazy powodują roz-pad pozostałych trójglicerydów, oraz z solami żółcio-wymi emulgującymi KT, aby ułatwić tworzenie miceli. W przypadku przeżuwaczy rolę w formowaniu miceli odgrywają lizolecytyny wraz z solami żółciowymi, które uwalniają KT z cząsteczek paszy i bakterii (4). Utworzone micele są absorbowane przez komórki nabłonkowe jelita czczego, gdzie kwasy są reestry-fikowane do trójglicerydów i umieszczane w chylo-mikronach lub lipoproteinach bardzo małej gęstości, które transportują je po organizmie zwierzęcia (13).
Zdolność krów do absorbowania długołańcucho-wych KT jest bardzo wysoka i może przekraczać 1 kg dziennie (4). Strawność kwasów tłuszczowych u przeżuwaczy wynosi od 55% do 92%. W przypadku zwierząt monogastrycznych strawność poszczegól-nych KT zmniejsza się wraz z wydłużaniem łańcucha i wzrasta wraz ze wzrostem liczby podwójnych wiązań w łańcuchu. Podobne zależności występują u przeżu-waczy, ale różnice te są mniejsze. Średnie strawności kwasów 18-węglowych z 0, 1, 2, 3 wiązaniami
po-dwójnymi wynoszą, odpowiednio, 77%, 85%, 83% i 76% (4).
Zatem, pomimo że przeżuwacze pobierają wraz z paszą znaczne ilości kwasów nienasyconych, w żwa-czu zachodzą przemiany metaboliczne sprawiające, że w jelicie cienkim obecne są przede wszystkim kwasy nasycone o długich łańcuchach. Lipidy wchłonięte w jelicie są transportowane po organizmie zwierzęcia m.in. do wątroby, tkanki tłuszczowej, mięśni i gruczołu mlekowego, gdzie mogą ulegać kolejnym przemianom biochemicznym.
Piśmiennictwo
1. AbuGhazaleh A. A., Jenkins T. C.: Disappearance of docosahexaenoic and eicosapentaenoic acids from cultures of mixed ruminal microorganisms. J. Dairy Sci. 2004, 87, 645-651.
2. Bauchart D.: Lipid absorption and transport in ruminants. J. Dairy Sci. 1993, 76, 3864-3881.
3. Bauman D. E., Griinari J. M.: Nutritional regulation of milk fat syn-thesis. Ann. Rev. Nutr. 2003, 23, 203-227.
4. Bauman D. E., Perfield II J. W., de Veth M. J., Lock A. L.: New per-spectives on lipid digestion and metabolism in ruminants. Proc. Cornell Nutr. Conf. 2003, s. 175-189.
5. Buccioni A., Decandia M., Minieri S., Molle G., Cabiddu A.: Lipid meta- bolism in the rumen: New insights on lipolysis and biohydrogenation with an emphasis on the role of endogenous plant factors. Anim. Feed Sci. Tech. 2012, 174, 1-25.
6. Chilliard Y., Ferlay A., Doreau M.: Effect of different types of forages, animal fat or marine oils in cow’s diet on milk fat secretion and composition, especially conjugated linoleic acid (CLA) and polyunsaturated fatty acids. Livestock Prod. Sci. 2001, 70, 31-48.
7. Cuvelier C., Cabaraux J.-F., Dufrasne I., Istasse L., Hornick J.-L.: Production, digestion et absorption des acides gras chez le ruminant. Ann. Med. Vet. 2005, 149, 49-59.
8. Dohme F., Fievez V., Raes K., Demeyer D. I.: Increasing levels of two different fish oils lower ruminal biohydrogenation of eicosapentaenoic and docosahexaenoic acid in vitro. Anim. Res. 2003, 52, 309-320.
9. Jenkins T. C.: Lipid metabolism in the rumen. J. Dairy Sci. 1993, 76, 3851-3863.
10. Jenkins T. C., Wallace R. J., Moate P. J., Mosley E. E.: Board-Invited Review: Recent advances in biohydrogenation of unsaturated fatty acids within the rumen microbial ecosystem. J. Anim. Sci. 2007, 86, 397-412.
11. Kitessa S. M., Gulati S. K., Simos G. C., Ashes J. R., Scott T. W., Fleck E.,
Wynn P. C.: Supplementation of grazing dairy cows with rumen-protected tuna
oil enriches milk fat with n-3 fatty acids without affecting milk production or sensory characteristics. Brit. J. Nutr. 2004, 91, 271-277.
12. Lock A. L., Bauman D. E.: Modifying milk fat composition of dairy cows to enhance fatty acids beneficial to human health. Lipids 2004, 39, 1197-1206. 13. Mansbridge R. J., Blake J. S.: Nutritional factors affecting the fatty acid
composition of bovine milk. Brit. J. Nutr. 1997, 78, S37-S47.
14. McConnell C.: The effects of omega-3 fatty acids on milk fat synthesis and composition in dairy cows, M.S. Thesis, Cornell University, Ithaca, NY 2004. 15. Mosley E. E., Powell G. L., Riley M. R., Jenkins T. C.: Microbial biohydroge-nation of oleic acid to trans isomers in vitro. J. Lipid Res. 2002, 43, 290-296. 16. Shingfield K. J., Griinari J. M.: Role of biohydrogenation intermediates in
milk fat depression. Eur. J. Lipid Sci. Tech. 2007, 109, 799-816.
Adres autora: dr hab. Jolanta Oprządek prof. IGHZ PAN, IGHZ PAN Jastrzębiec, ul. Postępu 36A, 05-552 Magdalenka; e-mail: j.oprządek@ighz.pl
