Medycyna Weterynaryjna - Summary Medycyna Wet. 68 (2), 84-87, 2012

Medycyna Wet. 2012, 68 (2) 84

Artyku³ przegl¹dowy Review

Wirusowa biegunka byd³a i choroba b³on œluzowych (Bovine Viral Diarrhea-Mucosal Disease; BVD-MD), jest jedn¹ z g³ównych chorób zakaŸnych byd³a. Wirus BVD-MD nale¿y do rodziny Flaviviridae, rodzaju Pestivirus, do którego nale¿¹: wirus biegunki byd³a typu 1 i 2 (Bovine viral diarrhea virus – BVDV-1, BVDV-2), wirus pomoru klasycznego œwiñ (Classical swine fever virus – CSFV), wirus choroby granicznej owiec (Border disease virus – BDV) oraz umowny, pi¹ty gatunek reprezentowany przez pestiwirus ¿yrafy (11). Genom wirusa BVD-MD tworzy pojedyncza niæ RNA o dodatniej polarnoœci, zbudowana z oko³o 12,5 tys. nukleotydów (27). Koduje ona poliproteinê ciêt¹ potranslacyjnie na 5 bia³ek strukturalnych oraz 5 bia-³ek niestrukturalnych. Niekoduj¹cy rejon z koñca 5’ (tzw. 5’UTR) jest najbardziej konserwatywnym frag-mentem genomu wirusa, wykorzystywanym w diag-nostyce molekularnej zaka¿eñ tym patogenem.

Wirus BVD-MD jest jednym z wa¿niejszych czyn-ników chorobotwórczych, który wykazuje powinowac-two g³ównie do byd³a, ale tak¿e do dzikich prze¿uwa-czy (36). Ma³e prze¿uwacze, takie jak owce i kozy, s¹ równie¿ wra¿liwe na zaka¿enie wirusem BVD-MD i choroba graniczna opisywana u tych gatunków jest

czêsto wynikiem transmisji wirusa od byd³a (8, 26). Na zaka¿enia wirusem BVD-MD wra¿liwe s¹ równie¿ œwinie, choæ mimo ¿e rzadko dochodzi do rozwoju objawów choroby u tego gatunku, przeciwcia³a dla wirusa BVD-MD mog¹ utrudniaæ ocenê sytuacji epi-zootycznej klasycznego pomoru œwiñ (21). Szerokie rozprzestrzenienie wirusa prowadzi do znacznych strat ekonomicznych w hodowli byd³a, spowodowanych g³ównie obni¿eniem mlecznoœci oraz problemami zwi¹zanymi z rozrodem. Oszacowano, ¿e ogólne stra-ty wywo³ane infekcj¹ wirusa BVD-MD zawarte s¹ w przedziale 10-40 mln dolarów na 1 mln wycieleñ w zale¿noœci od zjadliwoœci wirusa obecnego w da-nym stadzie (16). Padniêcia wystêpuj¹ rzadko i naj-czêœciej zwi¹zane s¹ z powik³aniami bakteryjnymi (9, 16).

Poznane dwa genotypy (typy) wirusa biegunki byd³a: BVDV-1 i BVDV-2 wywo³uj¹ ostre i trwa³e infekcje oraz podobne objawy chorobowe, z wyj¹tkiem niektó-rych szczepów nale¿¹cych do BVDV-2, które wywo-³uj¹ syndrom krwotoczny (13). BVDV-1 zosta³ pozna-ny i opisapozna-ny ju¿ w 1946 r. w Ameryce Pó³nocnej (6, 30) i wystêpuje na ca³ym œwiecie. BVDV-2 po raz pierwszy zosta³ zidentyfikowany dopiero w 1990 r.

Atypowe pestiwirusy – ryzyko dla hodowli byd³a

i znaczenie dla kontroli wirusowej biegunki byd³a

i choroby b³on œluzowych (BVD-MD)

ALEKSANDRA KUTA, MAGDALENA LARSKA, MIROS£AW P. POLAK, JAN F. ¯MUDZIÑSKI

Zak³ad Wirusologii Pañstwowego Instytutu Weterynaryjnego – Pañstwowego Instytutu Badawczego, Al. Partyzantów 57, 24-100 Pu³awy

Kuta A., Larska M., Polak M. P., ¯mudziñski J. F.

Atypical pestiviruses: Risk for cattle breeding and importance for the control of bovine viral diarrhea virus (BVDV)

Summary

The paper presents the current state of knowledge on the prevalence and risk of a new type of bovine viral diarrhea virus known as type 3 (BVDV-3). The first discovered atypical pestivirus was the isolate D32/00_’HOBI’, detected in fetal calf serum (FCS) originating from Brazil. The isolates CH-KaHO/cont, SVA/cont-08 and IZSPLV_To are further examples confirming the presence of BVDV type 3 in the FCS. This new species of pestiviruses (BVDV-3) is a problem not only for research laboratories using bovine serum, but also for cattle breeders. Natural infections with this virus have been reported in Brazil, Thailand and Italy, which may suggest that the new species of pestivirus is also present in European cattle. The methods used for routine diagnosis of BVDV infection are ineffective in detecting atypical pestiviruses, which may pose a risk of false negative results. It may also influence the safety of vaccines and biological products produced on the basis of contaminated batches of fetal bovine serum.

Medycyna Wet. 2012, 68 (2) 85

w Ameryce Pó³nocnej (32, 36) i jest sporadycznie wy-krywany w krajach na innych kontynentach, takich jak: Japonia (28), Niemcy (44) czy Belgia (20).

W publikacjach z ostatnich lat opisano pojawienie siê nowych atypowych izolatów wirusa BVD-MD. W 2004 r. opisano izolacjê pierwszego atypowego pes-tiwirusa o nazwie D32/00_’HoBi’. Wykryto go w p³o-dowej surowicy bydlêcej (FCS) produkowanej w Bra-zylii. Z powodu odmiennych w³aœciwoœci zarówno genetycznych, jak i antygenowych tego izolatu w sto-sunku do wczeœniej poznanych typów wirusa BVD--MD zaproponowano, aby wirus ten zosta³ pierwszym reprezentantem nowego typu (gatunku) pestiwirusów, okreœlanego jako typ 3 (BVDV-3) (23). Nastêpne ba-dania, w których wykryto spokrewnione z HoBi izo-laty, miêdzy innymi CH-KaHo/cont, SVA/cont-08, IZSPLV_To, potwierdzi³y, ¿e atypowe wirusy s¹ obec-ne w FCS produkowanych w Ameryce Po³udniowej, a u¿ywanych w laboratoriach Szwajcarii, Szwecji, Niemiec i W³och (23, 31, 38, 41). Gatunek zwierz¹t, które s¹ naturalnym rezerwuarem pestiwirusów po-krewnych HoBi, nie jest znany. Stalder i wsp. (41) opisali pierwsz¹ izolacjê atypowego pestiwirusa Brz_buf_9 z krwi brazylijskiego bizona. Rozprzestrze-nienie tych wirusów zosta³o potwierdzone przez ba-daczy z Brazylii. W 2006 r. Cortez i wsp. (7) wykryli wirusa HoBi-pokrewnego u dwóch poronionych

p³o-dów bydlêcych w Brazylii, co oznacza³o, ¿e atypowy pestiwirus wystêpuje w populacji byd³a w tym kraju i jest prawdopodobnie przyczyn¹ problemów w roz-rodzie. Pomimo ¿e wydawa³o siê, i¿ opisywane wiru-sy kr¹¿y³y jedynie na kontynencie po³udniowoamery-kañskim, Stahl i wsp. (39) wykryli podobnego wirusa u cielêcia ze stada krów mlecznych w Tajlandii. Roz-przestrzenienie tego wirusa w stadzie potwierdzi³y równie¿ wyniki testów neutralizacji wirusa dla suro-wic pobranych od byd³a ze stada, w których poziom przeciwcia³ dla wirusa HoBi by³ kilka do kilkunastu razy wy¿szy ni¿ dla BVDV-1 i BVDV-2 (39). Ponie-wa¿ obecnoœæ wirusa wykryto w surowicy, która by³a inaktywowana termicznie, Th/04_KhonKaen „odzys-kano” poprzez transfekcjê wirusowym RNA hodowli komórek ma³¿owiny bydlêcej (BT), co umo¿liwi³o jego namna¿anie i zsekwencjonowanie ca³ego genomu (22). Dalsze badania nad rozprzestrzenianiem wirusa Th/04_KhonKaen w stadach byd³a w Tajlandii przed-stawi³a Kampa i wsp. (17). Ponadto autorzy opisali eliminacjê wirusa BVD-MD z zaka¿onej populacji byd³a w procesie tzw. samooczyszczania siê stad. Ter-min ten odnosi³ siê do naturalnego procesu maj¹cego miejsce w stadach, w których BVD-MD wystêpuje endemicznie (40). W stadach tych obserwowano spadek odsetka seroreagentów dodatnich dla wirusa BVD-MD i liczby siewców wirusa, bez wprowadza-nia programu uwalwprowadza-niawprowadza-nia stada od zaka¿ewprowadza-nia i elimi-nacji zwierz¹t trwale zaka¿onych tym patogenem.

Wraz z rosn¹c¹ liczb¹ izolatów, które wykrywano ju¿ nie tylko w FCS, ale tak¿e u pojedynczych zwie-rz¹t, zaproponowano, aby atypowe wirusy po³¹czyæ w nowy gatunek pestiwirusów i ze wzglêdu na gene-tyczne i antygenowe podobieñstwo do BVDV-1 i BVDV-2 nazwaæ BVDV-3 (25). Badania Liu i wsp. (23) pozwoli³y wyodrêbniæ 2 podtypy BVDV-3: typ a i typ b. Do pierwszego typu zaliczono izolaty: SVA/cont-08, D32/00’HoBi’ oraz CH-KaHo/cont, wykryte w ró¿nych partiach zanieczyszczonej p³odo-wej surowicy cielêcej, pochodz¹cej z Ameryki Po-³udniowej. Natomiast izolat Th/04_KhonKaen z Taj-landii utworzy³ oddzielny typ b. Dalsze badania FCS pozwoli³y stwierdziæ obecnoœæ wirusów pokrewnych wirusowi HoBi równie¿ w Australii (18, 45).

Najnowsze badania Decaro i wsp. (10) dotycz¹ na-turalnego zaka¿enia ciel¹t atypowymi pestiwirusami we W³oszech. Zachorowania stwierdzono w rejonie Kalabrii, na po³udniu W³och, na prze³omie 2009 i 2010 r. Objawy kliniczne w postaci: gor¹czki (39,4--40,1°C), kaszlu, przyspieszonego têtna i zwiêkszo-nej liczby oddechów, wycieku z nosa i leukopenii zaobserwowano u 26 ciel¹t w wieku 6-7 miesiêcy. Wiêkszoœæ zwierz¹t wyzdrowia³a w okresie 2 tygodni od rozpoczêcia terapii objawowej. Dwa cielêta pad³y i stwierdzono u nich stan zapalny tchawicy oraz od-oskrzelowe zapalenie p³uc, ze zmianami lokalizuj¹-cymi siê g³ównie w partiach przednich p³atów p³uc. Badania przedstawione przez w³oskich badaczy s¹

Ryc. 1. Drzewo filogenetyczne rodzaju Pestivirus stworzone na podstawie analizy fragmentu 5’UTR wybranych szczepów. Wyszczególnione zosta³y wirusy nale¿¹ce do grupy wirusów HoBi-pokrewnych (proponowanego gatunku BVDV-3): dwa wirusy wykryte w FCS z Australii: Au/9SB007/09 (Numer GenBank NCBI FR873798.1) i Au/A55110-1162/09 (FR873797.1), wirusy z FCS z Ameryki Po³udniowej: CH-KaHo/cont (AY895011), SVA/cont-08, Brz_buf_9, IZSPLV_To; szczep w³oski Italy-1/10-1 (HQ231763.1) oraz szczep tajlandzki Th/04_KhonKaen (NC_012812.1)

Atypowe pestiwirusy (BVDV-3)

Medycyna Wet. 2012, 68 (2) 86

pierwszymi opisuj¹cymi naturalne zaka¿enie wirusa-mi typu HoBi w warunkach terenowych. Mo¿e to ozna-czaæ, ¿e atypowe pestiwirusy wystêpuj¹ tak¿e u byd³a w Europie, a problem tych zaka¿eñ nie ogranicza siê wy³¹cznie do Ameryki Po³udniowej i Azji. Materia³u wyizolowanego od chorych zwierz¹t u¿yto do doœwiad-czalnego zaka¿enia dwóch ciel¹t w wieku 6 miesiêcy. U tych zwierz¹t zaobserwowano ³agodne objawy w po-staci wycieku œluzowego z nosa, gor¹czki i nieznacz-nej leukopenii. Wyst¹pi³a przejœciowa wiremia po³¹-czona z siewstwem wirusa w wydzielinie z nosa i w kale oraz serokonwersja.

Zaka¿enia wirusami BVD-MD s¹ szeroko rozpo-wszechnione na ca³ym œwiecie. Niedawno przeprowa-dzone w Polsce badania wykaza³y, ¿e przeciwcia³a dla wirusa posiadaæ mo¿e od 8,5% do 79,4% zwierz¹t w stadzie (29), a w latach 90. przeciwcia³a stwierdzo-no nawet u 86% buhajów (34). Oceniostwierdzo-no, ¿e zaka¿e-nia trwa³e wystêpuj¹ u 0,9-2% badanych zwierz¹t, co porównywalne jest z danymi œwiatowymi. Dominacja zaka¿eñ wirusem BVD-MD u byd³a mo¿e prowadziæ do kontaminacji materia³u biologicznego, pozyskiwa-nego do celów diagnostycznych, terapeutycznych czy profilaktycznych. Zaka¿enie œródmaciczne p³odu wi-rusem BVD-MD prowadzi do zaka¿enia surowicy p³o-dowej, która jest u¿ywana na przyk³ad jako dodatek wzrostowy w hodowlach komórkowych wykorzysty-wanych do produkcji szczepionek. Bolin i wsp. (3) stwierdzili obecnoœæ pestiwirusa w ponad 20% bada-nych serii p³odowej surowicy cielêcej, natomiast w ba-daniach krajowych a¿ 42% surowic przeznaczonych do badañ diagnostycznych chorób wirusowych zawie-ra³o antygen wirusa BVD-MD (33). Genotyp wykry-wanego pestiwirusa zale¿a³ od miejsca pochodzenia surowicy. W badaniach amerykañskich Bolin i wsp. (3, 4) stwierdzali g³ównie BVDV-2, surowice badane w laboratorium Zak³adu Wirusologii Pañstwowego Instytutu Weterynaryjnego – Pañstwowego Instytutu Badawczego zawiera³y wy³¹cznie BVDV-1 (33). Obecnoœæ wirusów BVD-MD pokrewnych wirusowi HoBi stwierdzana jest obecnie równie czêsto, jak obec-noœæ BVDV-1 (18, 24, 38). Badania w³asne (18) wy-kaza³y, ¿e a¿ 6 z 10 serii bydlêcej surowicy p³odowej wyprodukowanej pomiêdzy 2008 a 2009 r. i po-chodz¹cej od ró¿nych dystrybutorów zawiera³o RNA atypowych pestiwirusów, natomiast tylko 3 zawiera³y RNA BVDV-1. Ze wzglêdu na ró¿nice antygenowe i genetyczne BVDV-3 mo¿e byæ pominiêty, jeœli w ba-daniach wykorzystuje siê jedynie ogólnie dostêpne testy specyficzne dla BVDV-1. Powszechnie stosowa-ne na przyk³ad testy PCR z u¿yciem pary pan-pesti-wirusowych starterów 324/326 (43) mog¹ zawieœæ w diagnostyce atypowych pestiwirusów bydlêcych (37, 39). W przypadku atypowych pestiwirusów ruty-nowo stosowana izolacja wirusa oraz badanie testem ELISA antygenowa da³y wyniki ujemne (31). Dopie-ro zastosowanie RT-PCR z wykorzystaniem dedyko-wanych starterów dla atypowych pestiwirusów

pozwo-li³o na wykrycie materia³u genetycznego wirusa (24). Trwaj¹ prace nad opracowaniem nowych, czu³ych metod diagnostycznych do jednoczesnego wykrywa-nia wszystkich pestiwirusów, ³¹cznie z HoBi-pokrew-nymi (19). Opracowano równie¿ metodê real-time RT--PCR, pozwalaj¹c¹ na selektywne wykrywanie wiru-sów HoBi-pokrewnych w materiale takim, jak surowica i mleko (18, 24). Skutecznoœæ testów serologicznych i stosowanych szczepionek opracowanych na bazie szczepów BVDV-1 nie jest znana w stosunku do za-ka¿eñ wirusami BVDV-3.

Pomimo ¿e Decaro i wsp. (10) nie znaleŸli przyczy-ny zaka¿enia byd³a wirusem Italy-1/10-1 spokrewnio-nym z HoBi, jedn¹ z mo¿liwoœci wprowadzania wiru-sa do stada by³o stosowanie zaka¿onych szczepionek. BVDV-2 w latach 90. zanim rozprzestrzeni³ siê na œwiecie, zosta³ wprowadzony do Europy poprzez za-nieczyszczone szczepionki. Jednym z opisanych przy-padków by³a kontaminacja szczepionki markerowej przeciwko zaka¿eniu wirusem BHV-1 przez szczep BVDV-2, któr¹ stosowano w Holandii i we W³oszech w 1999 r. (2, 12). Wybuch choroby spowodowa³ ogromne straty w hodowli byd³a, które zwi¹zane by³y z wysok¹ zachorowalnoœci¹ (70%) i œmiertelnoœci¹ zwierz¹t. Podobnie jak w tym przypadku, tak i w ostat-nich zaka¿eniach w Kalabrii dosz³o do rozwoju ostrej postaci choroby, mimo ¿e wiêkszoœæ zaka¿eñ wirusem BVD-MD przebiega bezobjawowo (1). Wyst¹pienie takich postaci BVD-MD jest prawdopodobnie zwi¹-zane z niebezpieczeñstwem wprowadzania nowych genotypów wirusa do stad wra¿liwych na te wirusy, a jeœli uodpornionych, to jedynie przeciwko BVDV-1. Obecnoœæ bydlêcych pestiwirusów opisana zosta³a równie¿ w szczepionkach przeznaczonych dla innych zwierz¹t, a nawet ludzi (14). Loken i wsp. (26) opisali straty wynikaj¹ce z ronieñ, ja³owoœci lub zamieralnoœ-ci p³odów u 82% kóz, które zosta³y zaka¿one poprzez podanie zanieczyszczonej szczepionki przeciw niesz-towicy. Nie stwierdzono, aby wirusy BVD-MD by³y niebezpieczne dla zdrowia ludzi, jednak z badañ labo-ratoryjnych wynika, ¿e wirus ³atwo namna¿a siê w ho-dowlach komórek ludzkich (15). Badania przeprowa-dzone w szpitalu Johna Hopkinsa w Baltimore (USA) wykaza³y, ¿e antygeny pestiwirusowe obecne by³y u ponad 20% dzieci poni¿ej drugiego roku ¿ycia cho-ruj¹cych z objawami zapalenia ¿o³¹dka i jelit, u któ-rych wykluczono zaka¿enie rotawirusami (42). Ryzy-ko zaka¿enia pestiwirusami poprzez szczepionki jest tym wiêksze, ¿e patogen wprowadzany jest bezpoœred-nio do organizmu zwierzêcia z pominiêciem natural-nych barier ochronnatural-nych. Replikacja wirusa u zwierz¹t zaka¿onych poprzez zanieczyszczon¹ szczepionkê mo¿e prowadziæ do transmisji zaka¿enia na inne zwie-rzêta w stadzie (12).

Podsumowuj¹c, mo¿na przypuszczaæ, ¿e atypowe izolaty wirusa BVD-MD (tzw. BVDV-3) s¹ ju¿ obec-ne w pog³owiu byd³a w Europie. Zaka¿enia wystêpuj¹ rzadko, dlatego te¿ uzasadnione jest prowadzenie

dal-Medycyna Wet. 2012, 68 (2) 87

szych badañ w celu uzyskania bardziej wiarygodnych informacji dotycz¹cych rozprzestrzenienia wymienio-nych izolatów wirusa w pog³owiu byd³a oraz Ÿróde³ zaka¿enia na poziomie stada. Atypowe pestiwirusy mog¹ stanowiæ powa¿ne wyzwanie diagnostyczne, gdy¿ metody badawcze stosowane w rutynowej diag-nostyce nie zawsze s¹ skuteczne w wykrywaniu tych patogenów (25). Dla zapewnienia bezpieczeñstwa logicznego ¿ywe szczepionki oraz inne produkty bio-logiczne, takie jak p³odowa surowica cielêca, powin-ny byæ monitorowane równie¿ w kierunku obecnoœci pestiwirusów pokrewnych HoBi, aby uniemo¿liwiæ ich przedostanie siê do pog³owia zwierz¹t w Polsce.

Piœmiennictwo

1.Baker J. C.: Clinical aspects of bovine virus diarrhea virus infection. Rev. sci. tech. Off. Int. Epiz. 1990, 9, 25-41.

2.Barkema H. W., Bartels C. J., van Wuijckhuise L., Hesselink J. W., Holz-hauer M., Weber M. F., Franken P., Kock P. A., Bruschke C. J., Zimmer G. M.: Outbreak of bovine virus diarrhea on Dutch dairy farms induced by a bovine herpesvirus 1 marker vaccine contaminated with bovine virus diarrhea virus type 2. Tijdschr. Diergeneeskd. 2001, 126, 158-165.

3.Bolin S. R., Matthews P. J., Ridpath J. F.: Methods for detection and fre-quency of contamination of fetal calf serum with bovine viral diarrhea virus and antibodies against bovine viral diarrhea virus. J. Vet. Diagn. Invest. 1991, 3, 199-203.

4.Bolin S. R., Ridpath J. F.: Prevalence of bovine viral diarrhea virus geno-types and antibody against those viral genogeno-types in fetal bovine serum. J. Vet. Diagn. Invest. 1998, 10, 135-139.

5.Carman S., van Dreumel T., Ridpath J., Hazlett M., Aloes D., Dubowi E., Tremblay R., Bolin S., Godzin A., Anderson N.: Severe acute bovine viral diarrhea in Ontario, 1993-1995. J. Vet. Diagn. Invest. 1998, 10, 27-35. 6.Childs T.: X disease of cattle. Saskatchewan. Can. J. Comp. Med. 1946, 10,

316-319.

7.Cortez A., Heinemann M. B., de Castro A. M. M. G., Soares R. M., Pinto A. M. V., Alfieri A. A., Flores E. F., Leite R. C., Richtzenhain L. J.: Genetic characterization of Brazilian bovine viral diarrhea virus isolates by partial nucleotide sequencing of the 5’-UTR region. Pesq. Vet. Bras. 2006, 26, 211--216.

8.Czopowicz M., Kaba J., Schirrmeier H., Bagnicka E., Szaluœ-Jordanow O., Nowicki M., Witkowski L., Frymus T.: Serological evidence for BVDV-1 infection in goats in Poland – short communication. Acta Vet. Hung. 2011, 59, 399-404.

9.David G. P., Gunning R. F., Crawshaw T. R., Hibberd R. C., Lloyd G. M., Marsh P. R.: Fatal BVDV infection in adult cattle. Vet. Res. 1993, 132, 283. 10.Decaro N., Lucente M. S., Mari V., Cirone F., Cordioli P., Camero M., Sciar-retta R., Losurdo M., Lorusso E., Buonavoglia C.: Atypical pestivirus and severe respiratory disease in calves, Europe. Emerg. Infect. Dis. 2011, 8, 1549-1552.

11.Fauquet C. M., Mayo M. A., Maniloff J., Desselberger U., Ball L. A.: Virus Taxonomy. Eight Report of the International Committee on Taxonomy of Viruses. Elsevier Academic Press. Hongkong 2005, s. 992.

12.Falcone E., Tollis M., Conti G.: Bovine viral diarrhea disease associated with a contaminated vaccine. Vaccine 2000, 18, 387-388.

13.Frymus T.: Wirus BVD/MD – mistrz przetrwania w populacji. Mag. Wet. 2006, 15, 33-36.

14.Giangaspero M., Vacirca G., Harasawa R., Büttner M., Panuccio A., De Giuli Morghen C., Zanetti A., Belloli A., Verhulst A.: Genotypes of pestivirus RNA detected in live virus vaccines for human use. J. Vet. Med. Sci. 2001, 63, 723-733.

15.Harasawa R., Mizusawa H.: Demonstration and genotyping of pestivirus RNA from mammalian cell lines. Microbiol. Immunol. 1995, 39, 979-985. 16.Houe H.: Economic impact of BVDV infection in dairies. Biologicals 2003,

31, 137-143.

17.Kampa J., Alenius S., Emanuelson U., Chanlun A., Aiumlamai S.: Bovine herpesvirus type 1 (BHV-1) and bovine viral diarrhoea virus (BVDV) infec-tions in dairy herds: Self clearance and the detection of seroconversions against a new atypical pestivirus. Vet. J. 2009, 182, 223-230.

18.Larska M., Polak M. P.: Zastosowanie real time RT-PCR do wykrywania wirusa biegunki byd³a i choroby b³on œluzowych (BVD-MD) typu 1 i typu 3 w materiale biologicznym. Medycyna Wet. 2011, 67, 483-487.

19.Leblanc N., Leijon M., Jobs M., Blomberg J., Belak S.: A novel combination of TaqMan RT-PCR and a suspension microarray assay for the detection and species identification of pestiviruses. Vet. Microbiol. 2010, 142, 81-86.

20.Letellier C., Kerkhofs P., Wellemans G., Vanopdenbosch E.: Detection and genotyping of bovine diarrhea virus by reverse transcription-polymerase chain amplification of the 5’ untranslated region. Vet. Microbiol. 1999, 64, 155--167.

21.Liess B., Moennig V.: Ruminant pestivirus infection in pigs. Rev. sci. tech. Off. Int. Epiz. 1990, 9, 151-161.

22.Liu L., Kampa J., Belak S., Baule C.: Virus recovery and full-lenght sequence analysis of atypical bovine pestivirus Th/04_KhonKaen. Vet. Microbiol. 2009, 138, 62-68.

23.Liu L., Xia H., Baule C., Belak S.: Maximum likelihood and Bayesian analy-ses of a combined nucleotide sequence dataset for genetic characterization of a novel pestivirus, SVA/cont-08. Arch. Virol. 2009, 154, 1111-1116. 24.Liu L., Xia H., Belak S., Baule C.: A TaqMan real time RT-PCR assay for

selective detection of atypical bovine pestivirus in clinical and biological products. J. Virol. Methods 2008, 154, 82-85.

25.Liu L., Xia H., Wahlberg N., Belak S., Baule C.: Phylogeny, classification and evolutionary insights into pestiviruses. Virology 2009, 385, 351-357. 26.Loken T., Krogsrud J., Bjerkas I.: Outbreaks of border diesease in goats

induced by pestivirus-contaminated orf vaccine, with virus transmission to sheep and cattle. J. Comp. Pathol. 1991, 104, 195-209.

27.Meyers G., Thiel H. J.: Molecular characterization of pestiviruses. Adv. Virus Res. 1996, 47, 53-118.

28.Nagai M., Sato M., Nagano H., Pang H., Kong X., Murakami T., Ozawa T., Akashi H.: Nucleotide sequence homology to bovine viral diarrhea virus 2 (BVDV 2) in the 5’ untranslated region of BVDVs from cattle with mucosal disease or persistent infection in Japan. Vet. Microbiol. 1998, 60, 271-276. 29.Ochmañska-Hecold M., Salwa A., Anusz K., Kaba J., Kita J.: Badania nad

wystêpowaniem zaka¿eñ wirusem biegunki i choroby b³on œluzowych byd³a (BVD-MD) u krów mlecznych. Medycyna Wet. 2003, 59, 1012-1015. 30.Olafson P., MacCallum A. D., Fox F. H.: An apparently New transmissible

disease of cattle. Cornell Vet. 1946, 36, 205-213.

31.Peletto S., Zuccon F., Pitti M., Gobi E., De Marco L., Caramelli M.: Detection and phylogenetic analysis of an atypical pestivirus, strain IZSPLV_To. Res. Vet. Sci. 2010, (w druku).

32.Pellerin C., van den Hurk J., Lecomte J., Tussen P.: Identification of a new group of bovine viral diarrhea virus strains associated with severe outbreaks and high mortalities. Virology 1994, 203, 260-268.

33.Polak M. P., Rola J., ¯mudzinski J. F.: Contamination of foetal bovine serum with bovine viral diarrhoea virus (BVDV). Bull. Vet. Inst. Pulawy 2008, 52, 501-505.

34.Polak M. P., ¯mudzinski J. F.: Prevalence of bovine viral diarrhea virus infection in bulls in artificial insemination centers in Poland. Vet. Microbiol. 1999, 64, 253-257.

35.Ridpath J. F.: BVDV genotypes and biotypes: practical implications for diagnosis and control. Biologicals 2003, 31, 127-131.

36.Ridpath J. F., Bolin S. R., Dubovit E. J.: Segregation of Bovine Viral Diarrhea Virus into Genotypes. Virology 1994, 205, 66-74.

37.Schirrmeier H., Strebelow G., Depner K., Hoffmann B., Beer M.: Genetic and genetic characterization for an atypical pestivirus isolate, a putative member of a novel pestivirus species. J. Gen. Virol. 2004, 85, 3647-3652. 38.Stahl K., Beer M., Schirrmeier H., Hoffmann B., Belak S., Alenius S.:

Atypical ‘HOBI’-like pestiviruses – Recent findings and implications thereof. Vet. Microbiol. 2010, 142, 90-93.

39.Stahl K., Kampa J., Alenius S., Person Wadman A., Baule C., Aiumlamai S., Belák S.: Natural infection of cattle with an atypical ‘HOBI’-like pestivirus – implications for BVD control and for the safety of biological products. Vet. Res. 2007, 38, 517-523.

40.Stahl K., Lindberg A., Rivera H., Ortiz C., Moreno-Lopez J.: Self-clearance from BVDV infections – a frequent finding in dairy herds in an endemically infected region in Peru. Prev. Vet. Med. 2008, 83, 285-296.

41.Stalder H. P., Meier Ph., Pfaffen G., Wageck-Canal C., Rüfenacht, Schaller P., Bachofen C., Marti S., Vogt H. R., Peterhans E.: Genetic heterogeneity of pestiviruses of ruminants in Switzerland. Prev. Vet. Med. 2005, 72, 37-41. 42.Yolken R., Dubovi E., Leister F., Reid R., Almeido-Hill J., Santosham M.:

Infantile gastroenteritis associated with excretion of pestivirus antigens. Lancet 1989, 1, 517-520.

43.Vilcek S., Herring A. J., Herring J. A., Nettleton P. F., Lowings J. P., Paton D. J.: Pestiviruses isolated from pigs, cattle and sheep can be allocated into at least three genogroups using polymerase chain reaction and restriction endonuclease analysis. Arch. Virol. 1994, 136, 309-323.

44.Wolfmeyer A., Wolf G., Beer M., Strube W., Hehnen H. R., Schmeer N., Kaden O. R.: Genomic (5’UTR) and serological differences among German BVDV field isolates. Arch. Virol. 1997, 142, 2049-2057.

45.Xia H., Larska M., Alenius S., Belak S., Liu L.: The first detection of an emerging bovine pestivirus in foetal bovine serum originated from Australia. Mat. 5. corocznego Spotkania Epizone, 11-14.04.2011, Arnhem, Holandia, D38.

Adres autora: mgr in¿. Aleksandra Kuta, Al. Partyzantów 57, 24-100 Pu³awy; e-mail: aleksandra.kuta@piwet.pulawy.pl