BORDETELLA PERTUSSIS STARY I JEDNOCZEŚNIE NOWY
PATOGEN ZAKAŻEŃ DRÓG ODDECHOWYCH
BORDETELLA PERTUSSIS NEW INFECTIONS WITH AN OLD RESPIRATORY TRACT INFECTIONS
PATHOGEN
STRESZCZENIE: Pomimo stosowania szczepień ochronnych, w ostatnich latach obserwuje się znaczący wzrost zakażeń wywoływanych przez Bordetella pertussis. Infekcje te mogą dotyczyć osób w każdym wieku, ale grupą najbardziej narażoną na ciężkie, zagrażające życiu zakaże-nia są dzieci poniżej 3. miesiąca życia. Wzrost liczby infekcji wywoływanych przez B. pertussis, szczególnie u osób dorosłych, skłonił Autorów do podjęcia tego tematu. W pracy dokonano szczegółowej charakterystyki mikroorganizmu oraz przedstawiono sytuację epidemiologiczną krztuśca zarówno w Polsce, jak i na świecie. Omówiono diagnostykę, a także metody prewen-cji zakażeń wywołanych przez pałeczkę krztuśca.
SŁOWA KLUCZOWE: Bordetella pertussis, krztusiec, szczepienia ochronne
ABSTRACT: Despite vaccinations, recent years have shown a significant increase in infections caused by Bordetella pertussis. These infections affect people of all ages, but it is children un-der 3 months which are exposed to the risk of serious, life threatening diseases. The increase in infection rates, particularly in adults, motivated the Author to write a paper on this subject, which includes an in-depth characterization of the microorganism and of the epidemiologi-cal situation of pertussis in Poland and across the world. Diagnostic and prevention methods are also discussed.
KEY WORDS: Bordetella pertussis, pertussis (whooping cough), vaccinations
Katedra i Zakład Mikrobiologii Uniwersytetu Medycznego im. Piastów Śląskich we Wrocławiu
} ADRIANA JANCZURA
Katedra i Zakład Mikrobiologii, Uniwersytet Medyczny im. Piastów Śląskich we Wrocławiu,
ul. Chałubińskiego 4, 50-368 Wrocław, Tel.: 71 784 13 01, Fax: 71 784 01 17, e-mail: adriana.janczura@umed.wroc.pl Wpłynęło: 16.08.2017 Zaakceptowano: 04.09.2017 DOI: dx.doi.org/10.15374/FZ2017046
WSTĘP
Bordetella pertussis została odkryta przez Julesa
Borde-ta i OcBorde-tava Gengou. Belgijscy badacze w 1900 roku zaobser-wowali małe, podobne do pałeczek Haemophilus influenzae, bakterie w plwocinie dziecka chorującego na krztusiec (per-tussis). W 1906 roku pałeczki te zostały wyizolowane i opi-sane przez wspomnianych bakteriologów [1]. Warto zazna-czyć, że pomimo tego, iż izolacja bakterii B. pertussis miała miejsce na początku XX wieku, pierwsze przypadki krztuś-ca były już opisywane w 1578 roku przez Guillaume’a de Ba-illou, a – jak podają niektóre źródła – miały miejsce jeszcze wcześniej, bo w XV wieku (1414 rok, Francja) [1, 2].
Obecnie w rodzaju Bordetella, należącym do rodziny
Alcaligenaceae, można wyróżnić 9 gatunków, z czego Bor-detella pertussis, BorBor-detella parapertussis i BorBor-detella
bronchiseptica mają szczególne znaczenie w patogenezie
za-każeń u ludzi. B. pertussis to czynnik etiologiczny krztuśca, pałeczka jest chorobotwórcza jedynie dla człowieka [3, 4].
B. pertussis to małe, Gram-ujemne tlenowe pałeczki,
nie-wykazujące zdolności do poruszania się. W preparatach mi-kroskopowych najczęściej występują pojedynczo, ale mogą również łączyć się w pary lub tworzyć krótkie łańcuszki, barwią się biegunowo [3, 4].
Do namnażania tych bardzo wymagających i wrażliwych na wpływ czynników środowiskowych bakterii wykorzy-stuje się podłoże Bordeta-Gengou (stworzone przez Bor-deta i Gengou w 1906 roku) lub Regana-Lowe’a. Są to bo-gate w różne składniki podłoża, które z jednej strony do-starczają pałeczkom krztuśca wszystkich niezbędnych do wzrostu substancji odżywczych, a z drugiej absorbują sub-stancje toksyczne. Antybiotyki (cefaleksyna, metycylina),
będące składnikiem podłoża, hamują wzrost Gram-dodat-niej i Gram-ujemnej mikrobioty układu oddechowego [3]. Kolonie pałeczek krztuśca są drobne, wypukłe, z charakte-rystycznym srebrzystym połyskiem i otoczone wąską strefą hemolizy typu β [1, 3].
CZYNNIKI PATOGENNOŚCI B. PERTUSSIS
Pałeczka B. pertussis jest wyposażona w wiele różnych czynników patogenności. Są to zarówno struktury komór-kowe bakterii, jak i wydzielane przez nie toksyny. Do naj-ważniejszych czynników zjadliwości B. pertussis należą: tok-syna krztuścowa, cyklaza adenylowa, cytotoktok-syna tchawi-cza, toksyna dermonekrotyczna, hemaglutynina włókienko-wa, fimbrie, lipopolisacharyd i pertaktyna. Współdziałanie adhezyn oraz toksyn pałeczek krztuśca ułatwia bakteriom kolonizację dróg oddechowych, co w konsekwencji prowa-dzi do rozwoju choroby [3].
Synteza czynników patogenności u pałeczek B.
pertus-sis pozostaje pod kontrolą dwuskładnikowego systemu
re-gulacyjnego BvgS/BvgA [3, 5]. Dwuskładnikowe systemy regulacyjne wykryte zarówno u bakterii Gram-dodatnich, jak i Gram-ujemnych są bardzo istotnym elementem, który wpływa na procesy życiowe mikroorganizmów oraz zwięk-sza ich patogenność. U B. pertussis system regulacyjny od-działuje na ekspresję genów kodujących czynniki patogen-ności. Podstawowe elementy budujące dwuskładnikowe sys-temy to kinaza histydynowa i regulator odpowiedzi [5]. Rolę kinazy histydynowej u B. pertussis pełni białko BvgS, a regu-latora odpowiedzi – białko BvgA. Odebrany sygnał ze śro-dowiska zewnętrznego prowadzi do autofosforylacji kina-zy histydynowej (BvgS) i następnie autofosforylacji regula-tora odpowiedzi (BvgA). Ponieważ ufosforylowane reszty aminokwasowe mogą być donorem grup fosforanowych dla białka BvgA, dochodzi do aktywacji genów warunkujących patogenność pałeczek krztuśca. W taki sposób aktywują się geny ptx i cyaA, które kodują odpowiednio toksynę krztuś-cową i cyklazę adenylową, czy geny kodujące fimbrie (geny
fim-1, fim-2, fimX) [5].
Warto zaznaczyć, że system regulacji BvgS/BvgA odgry-wa również bardzo odgry-ważną rolę w przystosoodgry-waniu
Borde-tella pertussis do zmieniających się warunków środowiska,
dlatego synteza wyznaczników patogenności u tych bakte-rii jest uzależniona od panujących warunków wzrostu [1, 6]. Takie zjawisko zmienności B. pertussis zostało opisane w 1960 roku przez Lacey’a, który zaobserwował, że w tem-peraturze 25°C następuje zahamowanie wydzielania czynni-ków patogenności (adhezyn i toksyny krztuścowej). Podob-nie będą działały obecne w środowisku: kwas nikotynowy, jony siarczanowe czy jony nadchloranowe [6]. Taka zmien-ność – czyli występowanie w formie zjadliwej i niezjadliwej, włączanie i wyłączanie genów istotnych w zjadliwości – daje
możliwość modyfikacji metabolizmu bakterii w różnych środowiskach [5].
TOKSYNA KRZTUŚCOWA
Toksyna krztuścowa to białkowa, dwuskładnikowa tok-syna (typu A-B), tzw. pertussigen [3, 7]. Uważana jest za najważniejszy wyznacznik patogenności pałeczek krztuśca. W toksynach dwuskładnikowych część A to właściwa tok-syna, część B natomiast na ogół pełni rolę ochronną i jest odpowiedzialna za przyłączenie się do odpowiedniego re-ceptora, przez co umożliwia działanie frakcji A. Toksyna ta zbudowana jest z pięciu podjednostek (S1, S2, S3, S4 i S5). Podjednostka S1 to frakcja A o aktywności katalitycznej ry-bozylazy adenozynodwufosforanowej [ADP-ryry-bozylazy]. Natomiast kolejne podjednostki budują frakcję B (S2, S3, podwójna S4, S5). Jej rolą jest transport właściwej toksyny przez błonę komórki eukariotycznej. Po przemieszczeniu pojedynczych podjednostek i asocjacji w peryplazmie do-chodzi do wydzielenia właściwej toksyny do środowiska ze-wnętrznego. Część B toksyny bierze udział w przemieszcza-niu się części A do cytozolu, po wcześniejszym jej oddziały-waniu z receptorami glikoproteinowymi w błonie komórki eukariotycznej. Wydzielanie toksyny krztuśca i jej oddziały-wanie na komórki makroorganizmu odbywa się przy udzia-le systemów sekrecji IV typu [7].
Toksyna krztuśca jest toksyną działającą wielotoro-wo. W komórce docelowej toksyna ADP-rybozyluje α-podjednostki białek G. Rybozylacja białka G prowadzi do zahamowania aktywności cyklazy adenylowej [3, 7]. Zwięk-szające się w ten sposób stężenie cAMP zaburza prawidło-we funkcjonowanie komórki poprzez zakłócenie właściprawidło-we- właściwe-go przekaźnictwa komórkowewłaściwe-go [3, 7]. Toksyna krztuścowa pobudza limfocytozę, zaburza aktywność fagocytów i – co za tym idzie – zaburza proces zabijania wewnątrzkomór-kowego. Może również powodować hipoglikemię (co jest efektem nadmiernej sekrecji insuliny) oraz prowadzić do wstrząsu anafilaktycznego na skutek zwiększonej wrażliwo-ści na serotoninę i histaminę [3, 8]. Toksynę krztuścową wy-twarzają tylko zjadliwe szczepy B. pertussis [9].
CYKLAZA ADENYLOWA
Cyklaza adenylowa, podobnie jak toksyna krztuścowa, również jest przykładem toksyny dwuskładnikowej typu A-B. Zbudowana jest z dwóch domen: hemolitycznej i kata-litycznej. Domena hemolityczna umożliwia transport toksy-ny w głąb komórki, co jest efektem tworzenia por w błonie komórkowej. Natomiast domena katalityczna wykazuje ak-tywność cyklazy adenylowej. Efektem bardzo szybkiego na-rastania stężenia cAMP jest zaburzona i znacznie osłabiona aktywność makrofagów. Główną rolą toksyny jest zaburze-nie funkcjonowania układu immunologicznego organizmu
człowieka, co jest wynikiem zahamowania zabijania we-wnątrzkomórkowego komórek bakteryjnych [3, 8].
CYTOTOKSYNA TCHAWICZA
Cytotoksyna tchawicza także jest przykładem toksyny działającej wielotorowo. Odpowiada za charakterystycz-ny kaszel w przebiegu krztuśca [6]. Gromadzący się gęsty śluz w drogach oddechowych i napady kaszlu są wynikiem uszkodzenia nabłonka oddechowego przez toksynę i w efek-cie unieruchomienia rzęsek. Cytotoksyna tchawicza pobu-dza wydzielanie interleukiny 1 (IL-1) [3, 6, 8].
TOKSYNA DERMONEKROTYCZNA
Toksyna dermonekrotyczna, zwana również letalną, ma masę 102 kDa. Ta termolabilna toksyna odpowiedzialna jest za wywoływanie stanu zapalnego, zwężenie naczyń, a tak-że nekrotyczne zmiany nabłonka oddechowego w obszarze kolonizowanym przez pałeczkę krztuśca [3, 6, 10]. Wpły-wa również na aktywność fosfatazy alkalicznej, a ponadto znacznie obniża ekspresję kolagenu typu I w osteoblastopo-dobnych komórkach linii komórkowej [6].
HEMAGLUTYNINA WŁÓKIENKOWA
Hemaglutynina włókienkowa to białko o masie 220 kDa, obecne na powierzchni komórki pałeczek krztuśca [8]. Od-powiedzialna jest przede wszystkim za możliwość przy-legania B. pertussis do makrofagów oraz do komórek rzę-skowych nabłonka tchawicy [3]. Wiązanie odbywa się po-przez reszty galaktozy sulfoglikolipidów oraz integryny CR3, występujące na makrofagach i komórkach rzęskowych [6, 11]. Wykazuje również działanie immnomodulujące, chociaż mechanizm ten nie jest jeszcze do końca poznany. Może mieć także udział w tworzeniu biofilmu [8, 11].
FIMBRIE
Fimbrie, głównie typu 2 i 3, zaangażowane są w adhezję
B. pertussis do komórek rzęskowych nabłonka tchawicy [3].
Te białkowe wypustki występujące na powierzchni pałeczek krztuśca, podobnie jak hemaglutynina włókienkowa, wią-żą usulfonowane cukry obecne w wydzielinach i na komór-kach dróg oddechowych [6, 10]. Podjednostka większa fim-brii wiąże glikozaminoglikany znajdujące się na komórkach rzęskowych dróg oddechowych, natomiast podjednostka mniejsza wiąże integryny Vla5 monocytów [6]. Wykazują one również działanie immunomodulujące [8].
LIPOPOLISACHARYD
Lipopolisacharyd (LPS) jest endotoksyną, która stanowi bardzo istotny czynnik chorobotwórczości bakterii Gram- -ujemnych. LPS pobudza wydzielanie interleukiny 1, ob-niża ciśnienie krwi i odpowiada za wystąpienie gorączki [3]. W przypadku B. pertussis lipopolisacharyd nie zawiera O-swoistych łańcuchów polisacharydowych, ale charaktery-zuje się obecnością lipidu A. Ta odmiana LPS określana jest jako lipooligosacharyd (LOS) i stanowi składnik zewnętrz-nej błony komórkowej bakterii. LOS wykazuje pełną aktyw-ność endotoksyny. Według niektórych badaczy pełni istot-ną rolę w pierwszym etapie zakażenia [8]. LOS – współdzia-łając z innymi czynnikami chorobotwórczości B. pertussis – uczestniczy w niszczeniu urzęsionych komórek nabłonka dróg oddechowych [10].
PERTAKTYNA
Pertaktyna to białko o masie 69 kDa [6]. Jest to białko bło-ny zewnętrznej, biorące udział w procesie adhezji. Umożli-wia pałeczkom krztuśca przyleganie do komórek gospoda-rza poprzez wiązanie z integrynami [3]. Pertaktyna posiada sekwencję arginina-glicyna-kwas asparaginowy (sekwencja RGD), która występuje również w wielu białkach macierzy pozakomórkowej, np. witronektynie czy fibrynogenie. Se-kwencja ta jest rozpoznawana przez integryny [6, 9]. Prze-prowadzone na liniach komórkowych badania potwierdza-ją kluczową rolę tego białka w adhezji B. pertussis. Wyka-zano, że u szczepów (mutanty), u których nie dochodziło do ekspresji pertaktyny, zaobserwowano obniżenie zdolno-ści adhezyjnych do linii komórkowych HeLa (linie komórek nabłonkowych pochodzących z raka szyjki macicy) i CHO (komórki jajnika chomika chińskiego) [6].
SYNERGISTYCZNE ODDZIAŁYWANIE
CZYNNIKÓW CHOROBOTWÓRCZOŚCI
B. PERTUSSIS PATOGENEZA KRZTUŚCA
Jak już wcześniej wspomniano, synergistyczne oddziały-wanie poszczególnych czynników patogenności B. pertussis doprowadza do rozwoju choroby [3]. Istotne są: adhezja do nabłonka migawkowego dróg oddechowych (jako pierwszy i kluczowy w rozwoju zakażenia etap), następnie namnaża-nie bakterii i w konsekwencji uszkodzenamnaża-nie komórek nabłon-ka z towarzyszącymi objawami toksemii [12].
Źródłem zakażenia jest najczęściej chory, a do zakaże-nia dochodzi przede wszystkim podczas kaszlu i kichazakaże-nia, rzadziej w wyniku kontaktu z przedmiotami, które są zanie-czyszczone wydzieliną z dróg oddechowych [13]. B.
pertus-sis, po dostaniu się do organizmu człowieka drogą
włókienkowej i pertaktyny do komórek urzęsionych dróg oddechowych. Wydzielana przez pałeczkę krztuśca toksyna krztuścowa umożliwia przyleganie bakterii do makrofagów. Peptydoglikan B. pertussis, cytotoksyna tchawicza i LOS od-działują na urzęsione komórki dróg oddechowych, niszcząc je. Śluz nie może być usuwany poprzez uszkodzone komór-ki rzęskowe. Lipooligosacharyd pobudza szlak sygnałowy TLR-4 (ang. toll-like receptor 4), co skutkuje wydzielaniem interleukiny 1 i interleukiny 6 (IL-6), czyli cytokin proza-palnych. Cytotoksyna tchawicza wywołuje cytotoksyczne zmiany w komórkach urzęsionych, hamując syntezę DNA, a toksyna dermonekrotyczna odpowiada za zmiany martwi-cze w miejscu kolonizacji bakterii. Hemaglutynina włókien-kowa dodatkowo pośredniczy we wnikaniu pałeczek krztuś-ca do komórek. To współdziałanie czynników chorobotwór-czości i wywoływane zmiany patologiczne prowadzą do za-legania śluzu w drogach oddechowych, czego objawem jest uporczywy, długotrwały kaszel [10]. Warto zaznaczyć, że pałeczka krztuśca nie jest mikroorganizmem inwazyjnym, co oznacza, że nie dostaje się do krwi [3].
KRZTUSIEC KLINICZNY PRZEBIEG
ZAKAŻENIA
Okres wylęgania choroby wynosi średnio 7–10 dni, cho-ciaż w niektórych źródłach podaje się, że może być znacznie dłuższy (3 tygodnie) [13]. Choroba trwa 6–8 tygodni, a w jej przebiegu można wyróżnić trzy etapy różniące się obrazem klinicznym: fazę nieżytową (1–2 tygodnie), fazę napadowe-go kaszlu (2–4 tynapadowe-godnie) oraz fazę zdrowienia (3–4 tynapadowe-godnie lub dłużej) [3, 12, 13].
W pierwszej fazie choroby dominują objawy niespecy-ficzne, przypominające przeziębienie, takie jak: katar, ból i zapalenie gardła, utrata łaknienia, osłabienie, czy pojawia-jący się pod koniec fazy nieżytowej suchy kaszel. Gorączka na ogół nie występuje [14]. Ze względu na niespecyficzność objawów krztusiec w tej fazie jest nie do odróżnienia od in-nych infekcji dróg oddechowych [13]. Ten etap choroby ce-chuje się największą zakaźnością [3, 12].
W fazie napadowego kaszlu dominuje suchy kaszel z cha-rakterystycznym zanoszeniem się (czyli pianiem), objawom tym mogą towarzyszyć wymioty [14]. Chory pod koniec na-padu kaszlu odkrztusza gęstą, lepką wydzielinę [4, 12]. Ka-szel czasami przebiega z bezdechem i sinicą, nasila się nocą, a jego napad może być wywołany przez różne bodźce, np. stres czy wahania temperatury [3, 13]. Podczas tego etapu choroby występuje limfocytoza [13].
W trakcie fazy zdrowienia obserwuje się zmniejszanie częstotliwości napadowego kaszlu [14].
Warto dodać, że w przypadku najmłodszej grupy wieko-wej, noworodków i niemowląt nieszczepionych, często jedy-ne objawy to kaszel i bezdech. U starszych, zaszczepionych
dzieci oraz osób dorosłych symptomy są bardziej różnorod-ne (opisaróżnorod-ne powyżej), z dominacją uporczywego, napadowe-go kaszlu o charakterze przewlekłym. Czas jenapadowe-go trwania może sięgać nawet 6 tygodni [14].
Powikłania, które mogą wystąpić po przebyciu krztuśca, dotyczą najczęściej niemowląt (<6. miesiąca życia) oraz osób z chorobami przewlekłymi. Najczęściej obserwuje się powi-kłania ze strony układu oddechowego: zapalenie płuc – wtór-ne zakażenie bakteryjwtór-ne, niedodmę, odmę opłucnową. Wy-stępują również powikłania neurologiczne (zwłaszcza u nie-mowląt, rzadko u dorosłych), do których należą: drgawki, obrzęk mózgu, krwawienie wewnątrzczaszkowe, krwawienie podtwardówkowe, encefalopatia niedotlenieniowa. Obser-wuje się także: nietrzymanie moczu, wylewy podspojówko-we, przepuklinę, wypadanie odbytnicy [3, 4, 6].
Objawy podobne do krztuśca można zaobserwować w przebiegu innych zakażeń dróg oddechowych, szczegól-nie tych wywołanych przez wirusy (np.: wirus grypy, para-grypy, RSV (ang. respiratory syncytial virus), adenowirusy) czy bakterie Mycoplasma pneumoniae [14]. Pierwszy okres krztuśca – faza nieżytowa – obfituje w objawy niespecyficz-ne, co może sugerować infekcję wirusową, a pojawiający się w późniejszym etapie choroby napadowy, długo utrzymują-cy się kaszel może wskazywać na zakażenie bakteriami aty-powymi, np. M. pneumoniae.
SYTUACJA EPIDEMIOLOGICZNA KRZTUŚCA
W POLSCE
Od końca lat 80. XX wieku obserwuje się wzrost zaka-żeń wywołanych przez B. pertussis. Obecnie rośnie licz-ba przypadków krztuśca, szczególnie wśród dorosłych
Okres Rok 2016 Rok 2017 Liczba* Zapadalność** Liczba* Zapadalność**
01.01–15.01 165 0,43 162 0,42 01.01–31.01 363 0,94 386 1,00 01.01–15.02 659 1,71 558 1,45 01.01–28.02 955 2,49 740 1,93 01.01–15.03 1316 3,42 961 2,50 01.01–31.03 1615 4,20 1153 3,0 01.01–15.04 1961 5,10 1287 3,35 01.01–30.04 2279 5,93 1410 3,67 01.01–15.05 2609 6,79 1510 3,93 01.01–31.05 2878 7,49 1655 4,31 01.01–15.06 3154 8,21 1750 4,55 01.01–30.06 3452 8,98 1837 4,78 01.01–15.07 3755 9,77 1928 5,02
Tabela 1. Liczba zachorowań i zapadalność na krztusiec w okresie od 1 stycznia do 15 lipca 2016 i 2017 roku. Opracowano na podstawie [16].
i nastoletnich osób [15]. Według danych opublikowanych przez Zakład Epidemiologii Narodowego Instytutu Zdrowia Publicznego – Państwowy Zakład Higieny (NIZP-PZH), w pierwszej połowie stycznia 2017 roku odnotowano 162 przypadki krztuśca, a do 31 stycznia – 386 przypadków. Warto dodać, że w tym samym okresie 2016 roku liczba za-chorowań była prawie taka sama (165 przypadków w pierw-szej połowie stycznia; 363 przypadki w ciągu całego miesią-ca). Kolejne raporty pokazały nieznaczny spadek liczby od-notowanych zachorowań i zapadalności na krztusiec na ko-niec lutego i marca 2017 roku, w porównaniu z tym samym okresem 2016 roku. Podobną zależność można zaobserwo-wać odnośnie danych za kwiecień i maj. Od stycznia do po-łowy lipca 2017 roku zgłoszono 1928 przypadków krztuśca (zapadalność – 5,02). W tym samym okresie 2016 roku za-obserwowano 3755 zachorowań (zapadalność – 9,77), czyli o prawie 50% więcej w porównaniu do 2017 roku (Tabela 1). W 2016 roku odnotowano prawie 7000 przypadków krztu-śca (6856) [16].
W ciągu ostatnich 17 lat duży skok zakażeń odnoto-wano w 2000 roku. W 1999 roku zgłoszono 876 (zapadal-ność – 2,27) przypadków krztuśca, a w 2000 roku – 2269 (zapadalność – 5,87). Kolejne ciekawe zjawisko zaobserwo-wano w latach 2004–2006. W 2004 roku odnotozaobserwo-wano 2955 przypadków zakażenia, a w dwóch kolejnych latach spadek (1925 zachorowań w 2005 roku i 1526 w roku 2006). Obser-wowane zmniejszenie liczby zakażeń w latach 2005 i 2006 było wynikiem wprowadzenia w Polsce do kalendarza
szczepień ochronnych dawki przypominającej szczepienia DTPa (szczepionka bezkomórkowa przeciwko błonicy, tęż-cowi i krztuśtęż-cowi) [15]. Kolejny spadek zachorowań zaob-serwowano w 2010 roku (łącznie 1272 przypadki) [16, 17]. W 2012 roku odnotowano znaczny wzrost przypadków krztuśca – 4684 zachorowania w porównaniu do roku 2011 (1669 przypadków). Był to najwyższy, odnotowany w cią-gu ostatnich 40 lat, wzrost liczby zgłoszonych chorych na krztusiec [16, 18]. Najprawdopodobniej przyczyną tak du-żego skoku było pojawienie się nowego szczepu B.
pertus-sis, w stosunku do którego stosowana szczepionka nie była
skuteczna, lub wysoka wrażliwość populacyjna [10, 18]. W kolejnych latach zwiększoną zapadalność obserwowa-no w latach 2015–2016 – wyobserwowa-nosiła ona odpowiednio 4956 przypadków w roku 2015 (czyli ponad 2× więcej niż w roku poprzednim) i 6856 w 2016 roku [16, 18]. Tłumaczy się to głównie zwiększoną zjadliwością szczepu i spadkiem odpor-ności wśród młodzieży. W Tabeli 2 przedstawiono liczbę za-chorowań i zapadalność na krztusiec w latach 1999–2017.
Analizując dane dotyczące liczby zachorowań na krztu-siec w 2015 roku w Polsce, ale z podziałem na wojewódz-twa, okazuje się, że województwem, w którym odnotowano najwięcej przypadków krztuśca, jest województwo mazo-wieckie. Wysoki odsetek chorych na krztusiec obserwowa-no również w województwach łódzkim i śląskim. Najniższą liczbę zachorowań odnotowano w województwach: święto-krzyskim, warmińsko-mazurskim i opolskim [19].
Analiza wstępnych danych z 2016 roku pokazała, że wo-jewództwem z największą liczbą zachorowań w tym okresie było województwo małopolskie, a nie – jak to miało miejsce w roku poprzednim – województwo mazowieckie. Wysoki odsetek chorych na krztusiec odnotowano również w wo-jewództwach łódzkim i mazowieckim. Podobną liczbę za-chorowań obserwowano w województwach wielkopolskim i śląskim. Najniższa zapadalność występowała w wojewódz-twie lubuskim. Warto dodać, że w całym roku 2016 odnoto-wano 6856 przypadków krztuśca (zapadalność 17,84), a ho-spitalizacja była konieczna u 1636 osób (23,9%) [20].
SYTUACJA EPIDEMIOLOGICZNA KRZTUŚCA
NA ŚWIECIE
Ze wzrostem liczby zakażeń powodowanych przez B.
per-tussis zmagają się również inne kraje – zarówno Europy, jak
i Ameryki czy Afryki. Według Światowej Organizacji Zdro-wia (ang. World Health Organisation – WHO) w 2008 roku 16 milionów osób chorowało na krztusiec, a u 195 000 dzieci zakażenie doprowadziło do śmierci. Istotny jest fakt, że zde-cydowana większość przypadków zachorowań była odnoto-wana w krajach rozwijających się, ale jest to również pro-blem krajów rozwiniętych [21, 22].
roku. Opracowano na podstawie [16].
* – dane dotyczą okresu od 1 stycznia do 15 lipca 2017 roku.
Rok Liczba zachorowań/100 tysięcy Zapadalność/100 tysięcy
2017 1928* 5,02* 2016 6856 17,84 2015 4956 12,89 2014 2102 5,46 2013 2185 5,67 2012 4684 2,16 2011 1669 4,33 2010 1272 3,33 2009 2391 6,27 2008 2163 5,67 2007 1987 Brak danych 2006 1526 Brak danych 2005 1925 Brak danych 2004 2955 7,74 2003 2034 5,33 2002 1788 4,63 2001 2411 6,24 2000 2269 5,87 1999 876 2,27
Według danych Europejskiego Centrum ds. Zapobiega-nia i Kontroli Chorób (ang. European Centre for Disease Prevention and Control – ECDC) w Europie w 2014 roku zarejestrowano 40 727 przypadków krztuśca, z czego 38 044 zostały potwierdzone. Warto zaznaczyć, że współczynnik zgłaszalności (9,1/100 tysięcy) był wyższy niż w 2013 roku (5,9), ale niższy niż w 2012 roku (11,6). Krajem z największą liczbą zgłoszonych przypadków krztuśca w 2014 roku były Niemcy (12 339), z czego 11 969 przypadków potwierdzo-no. 8067 potwierdzonych zachorowań odnotowano w Ho-landii, a 3032 w Norwegii. Warto zaznaczyć, że w Norwegii obserwowano największy wskaźnik zgłoszeń (59,4/100 ty-sięcy) w 2014 roku, podobna sytuacja miała miejsce również w 2012 (85,2) i 2013 roku (51,6). Krajami z najniższą licz-bą zgłoszonych i potwierdzonych przypadków były: Malta – jeden przypadek, Cypr – 7 zgłoszonych (z czego 5 potwier-dzonych) i Luksemburg – 6 przypadków potwierdzonych. W Grecji zarejestrowano 15 przypadków, a potwierdzonych zostało 13. Analizując liczbę zgłoszeń w zależności od wie-ku, współczynnik zgłoszeń był najwyższy u dzieci poniżej 1. roku życia (51,6 na 100 tysięcy osób), kolejno w grupach wiekowych 10–14 lat (24,4/100 tysięcy) i 15–19 lat (19,7/100 tysięcy). W grupach od 1. roku życia do 4 lat i 5–9 lat współ-czynnik ten wynosił odpowiednio 15,0 i 14,3. Według danych ECDC ponad 80% przypadków krztuśca w grupie poniżej 1. roku życia odnotowano u dzieci w wieku >6 miesięcy. 46% przypadków krztuśca dotyczyło 30-latków lub starszych osób, a 20% – osób w przedziale wiekowym 15–29 lat [23].
Ogółem w 2013 roku odnotowano 21 748 przypadków krztuśca, a krajem z największą liczbą zgłoszonych zachoro-wań była Wielka Brytania – 6077 przypadków (9,5/100 ty-sięcy). Warto nadmienić, że właśnie w roku 2013 w Wiel-kiej Brytanii liczba zarejestrowanych przypadków krztu-śca była większa niż chorych zarejestrowanych w 70. i 80. latach XX wieku [24]. Ponad 2000 zgłoszeń odnotowa-no w Holandii (2982), Norwegii (2608) i w Polsce (2182). Kraje z najniższą liczbą przypadków krztuśca to: Malta
(3 przypadki), Cypr (9), Węgry (20) i Luksemburg (29) [23]. W 2014 roku zaobserwowano istotny wzrost zachorowań w porównaniu do roku poprzedniego (w przypadku niektó-rych krajów Europy). Największy skok zanotowano w Ho-landii – w roku 2013 liczba zgłoszeń wynosiła 17,8/100 ty-sięcy, a w 2014 – 47,9/100 tysięcy. Ponad dwukrotny wzrost zarejestrowano w Czechach (z 11,7 na 24), Słowenii (z 8,2 na 19,4), Danii (z 8,6 na 13,5) oraz w Belgii (z 7,2 na 12,5). Z kolei znaczący spadek liczby zachorowań zaobserwowa-no na Łotwie (z 9,9 na 4,0) oraz w Luksemburgu (z 5,4 na 1,1). Niestety nie ma jeszcze szczegółowych, przygotowa-nych przez ECDC, daprzygotowa-nych dotyczących roku 2015 i 2016 [23]. Zgodnie z raportem WHO z 2015 roku odnotowano 37 038 przypadków krztuśca w Europie [25].
Według ECDC, porównywanie częstotliwości występowa-nia krztuśca w różnych krajach nie jest łatwe, głównie ze wzglę-du na to, że stosuje się różne metody diagnostyczne [23].
Analizując dane WHO od 2010 do 2015 roku, na całym świecie zaobserwowano wzrost liczby odnotowanych przy-padków krztuśca. W roku 2010 zgłoszono 160 710 zachoro-wań, podczas gdy w 2011, 2012 i 2013 roku odpowiednio: 173 441, 250 330 i 161 889 przypadków. W roku 2014 zare-jestrowano 177 083 zachorowań, natomiast w 2015 zaobser-wowano nieznaczny spadek w porównaniu do lat poprzed-nich (142 512 przypadków) [25].
Dane z okresu 2010–2015 dotyczące Afryki dowo-dzą stałego wzrostu liczby chorych na krztusiec, ze znacz-nym wzrostem w roku 2012 i 2014 oraz spadkiem w roku 2015. Podobną zależność można zaobserwować, jeśli cho-dzi o Amerykę. W Azji Południowo-Wschodniej zwiększe-nie zachorowalności zaobserwowano w roku 2014 (prawie 55 000) [25].
W krajach wschodniego wybrzeża Morza Śródziemnego wzrost odnotowanych przypadków krztuśca obserwowano w latach 2010–2012, natomiast od 2013 do 2015 roku na-stąpił stopniowy spadek. W krajach zachodniego Pacyfiku najwięcej przypadków krztuśca zarejestrowano w 2011 roku
(ponad 52 000), w kolejnych latach odnotowano stopniowy spadek liczby zakażeń, a w 2015 roku wzrost do 34 622 przy-padków (Ryc. 1) [25].
Nie ma jeszcze szczegółowych danych dotyczących lat 2016 i 2017, ale pojawiające się doniesienia potwierdzają istotność problemu. Raport opublikowany przez Public He-alth England dowodzi, że liczba potwierdzonych przypadków krztuśca w Anglii w pierwszych miesiącach 2017 roku była o 35% niższa niż w tym samym okresie 2016 roku, ale jedno-cześnie wyższa niż w latach 2015 i 2014 [26]. Z kolei z rapor-tu opublikowanego przez Wisconsin Department of Health Services Division of Public Health wynika, że od stycznia do czerwca 2017 roku w Wisconsin zgłoszono 290 przy- padków krztuśca. W tym samym okresie 2016 i 2015 roku odnotowano większą liczbę przypadków (569 w 2016 roku i 323 w 2015). Autorzy raportu zaznaczyli jednak, że różni-ce mogą wynikać z tego, że nie wszystkie przypadki zosta-ły zgłoszone [27].
SZCZEPIENIA OCHRONNE, ZAPOBIEGANIE
KRZTUŚCOWI
W Polsce masowe szczepienia przeciw krztuścowi wpro-wadzono w 1960 roku, co skutkowało znaczną poprawą sytu-acji epidemiologicznej i obniżeniem liczby zachorowań w na-stępnych latach. Również w innych krajach, które wprowadzi-ły szczepienia, zaobserwowano znaczne ograniczenie zacho-rowalności, zmniejszenie częstotliwości hospitalizacji i śmier-telności (szczególnie u dzieci poniżej 1. roku życia) oraz in-nych powikłań, będących wynikiem zakażeń wywołain-nych przez B. pertussis. Mimo wprowadzenia programów szcze-pień w wielu krajach, jest jeszcze wiele do poprawy, o czym mogą świadczyć pojawiające się nowe ogniska epidemiczne. Warto pamiętać o najważniejszym – ani przebycie zakażenia ani szczepienie nie chronią człowieka w 100% i nie skutkują zyskaniem odporności na całe życie [28].
Szczepienie przeciw tężcowi zostało wprowadzone w 1924 roku pod postacią toksoidu tężcowego i były sze-roko stosowane podczas II wojny światowej. Toksoid bło-niczy został dołączony do toksoidu tężcowego w latach 40. XX wieku. Szczepionka przeciwko krztuścowi pod postacią traktowanych formaldehydem całych komórek krztuśca zo-stała zatwierdzona w Stanach Zjednoczonych w 1914 roku, a w 1948 połączono całe komórki krztuśca, toksoid błoniczy i toksoid tężcowy, dzięki czemu powstała pełnokomórkowa szczepionka DTP (diphteria, tetanus, pertussis). Z czasem zastąpiono szczepionki pełnokomórkowe szczepionkami bezkomórkowymi, które zawierają inaktywowane składniki
B. pertussis (antygeny, takie jak: toksyna krztuścowa,
hema-glutynina włókienkowa, pertaktyna) [29].
W Polsce stosowana jest głównie szczepionka pełnoko-mórkowa (DTPw). Jest ona dostępna bezpłatnie, w ramach obowiązującego programu szczepień ochronnych. Do za-let szczepionki należy większa odporność uzyskiwana po szczepieniu, wadą jest występowanie odczynów poszcze-piennych [28]. Zdecydowanie mniej niepożądanych od-czynów poszczepiennych (NOP) obserwuje się w przypad-ku schematów skojarzonych, które zawierają bezkomórko-wy składnik krztuścobezkomórko-wy (szczepionka DTPa) i są najczęściej stosowane u dzieci poniżej 7. roku życia jako szczepionki skojarzone chroniące przeciw 5 lub 6 chorobom – „5 w 1” lub „6 w 1” [28]. Ochrona przed zachorowaniem na krztu-siec po zaszczepieniu szczepionką pełnokomórkową wynosi od 4 do 12 lat, natomiast szczepionką bezkomórkową – od 3 do 5 lat [10]. W celu uzyskania dobrego efektu poszcze-piennego konieczne są 4 dawki, podane w ciągu pierw-szych 2 lat życia (najczęściej 2., 4., 5.–6., 16. miesiąc życia) i 5. dawka podana między 4. i 6. rokiem życia [28].
Według Programu Szczepień Ochronnych na 2017 rok szczepienia podstawowe przeciw błonicy, tężcowi i krztu-ścowi są przeprowadzane szczepionką błoniczo-tężcowo- -krztuścową (DTP lubDTaP) trzykrotnie w 1. roku życia w odstępach 6–8 tygodni oraz jeden raz w 2. roku życia – czwarta dawka szczepienia podstawowego (uzupełniają-ca). Pierwsza dawka szczepionki jest podawana w 2. miesią-cu życia, po 6–8 tygodniach od szczepienia przeciw gruźlicy i wzw typu B; druga dawka w 4. miesiącu życia, trzecia w 5., a czwarta w 16. miesiącu życia. U dzieci z trwałymi prze-ciwwskazaniami do szczepienia przeciw krztuścowi szcze-pionką błoniczo-tężcowo-krztuścową z pełnokomórkowym komponentem krztuśca oraz u urodzonych przed ukończe-niem 37. tygodnia ciąży lub z masą urodzeniową poniżej 2500 g w szczepieniach podstawowych należy zastosować szczepionkę błoniczo-tężcowo-krztuścową z bezkomórko-wym komponentem krztuścobezkomórko-wym (DTaP) – trzykrotnie w 1. roku życia i jeden raz w 2. roku życia, według podanego wcześniej schematu. W przypadku dostępności szczepion-ki skojarzonej do szczepienia podstawowego można stoso-wać preparaty skojarzone DTaP/IPV/Hib. U dzieci, które ukończyły 6. rok życia, a które nie otrzymały dawki przypo-minającej szczepionki przeciw błonicy, tężcowi i krztuśco-wi (DTaP), można stosować szczepionki ze zmniejszoną za-wartością toksoidu. W 14. roku życia (druga dawka przypo-minająca) można stosować szczepionkę ze zmniejszoną ilo-ścią komponentu krztuścowego (dTap) [30].
Na świecie zarejestrowane są dwie szczepionki z obniżo-ną dawką antygenów krztuśca i toksoidu błoniczego; są one głównie stosowane u dzieci w wieku 11–18 lat [28].
Stosowanie szczepionki przeciw błonicy, tężcowi i krztu-ścowi ze zmniejszoną zawartością składnika błoniczego i krztuścowego (dTpa lub dTpa/IPV) zalecane jest u nastę-pujących osób:
t u dzieci, które nie otrzymały dawki przypominającej DTPa w 6. roku życia;
t u młodzieży w wieku 19 lat – w miejsce dawki przy-pominającej szczepienia preparatem Td;
t u dorosłych >19. roku życia (szczepionym podsta-wowo; pojedyncze dawki przypominające co 10 lat zamiast dawki przypominającej Td).
Ze wskazań epidemiologicznych, stosowanie szczepień dTpa zaleca się:
t pracownikom placówek medycznych, którzy mają kontakt z noworodkami i niemowlętami;
t osobom w podeszłym wieku, które ze względu na wykonywane zajęcia są narażone na zakażenie; t kobietom planującym ciążę lub będącym w ciąży
(>28. tygodnia ciąży);
t osobom z otoczenia noworodków i niemowląt do 12. miesiąca życia [30].
Zmiany w kalendarzu szczepień nastąpiły w 2016 roku, kiedy po raz pierwszy wprowadzono wariant szczepienia z użyciem szczepionki skojarzonej (DTaP/IPV/Hib) z bez-komórkowym składnikiem krztuścowym dla wszystkich dzieci. Do tej pory bezpłatne szczepionki z bezkomórko-wym składnikiem krztuścobezkomórko-wym zarezerwowane były tylko dla dzieci z grup ryzyka. Drugą zmianą było wprowadze-nie dodatkowej dawki przypominającej u dzieci w 14. roku życia szczepionką ze zmniejszoną zawartością komponen-tu krzkomponen-tuścowego. Celem wprowadzenia dodatkowej daw-ki przypominającej jest wydłużenie okresu odporności po-szczepiennej przeciw krztuścowi [28].
Polska jest jednym z wielu krajów w Europie, w któ-rym wykonuje się schemat szczepień „3p + 1”, czyli trzy dawki podstawowe w 1. roku życia i jedna uzupełniająca w 2. roku życia. Niektóre kraje preferują schemat „2p + 1”, który obejmuje 2 dawki podstawowego szczepienia w 1. roku życia. Polska jest jedynym krajem w Europie, w którym stosuje jeszcze szczepionkę pełnokomórkową (DTPw) [31].
Polityka szczepień przeciwko krztuścowi w krajach eu-ropejskich zakłada szczepienia w różnych grupach wie-kowych. W przypadku dzieci rozpoczynających naukę w szkole i młodzieży (11–18 lat) celem jest osiągniecie od-powiedniej ochrony zaszczepionych poprzez uzyskanie
poziomu ochronnego odpowiednich przeciwciał. Dzię-ki temu zmniejsza się ryzyko zakażenia młodszych nie-chronionych niemowląt w środowisku domowym. Obecnie wszystkie kraje utrzymują dawkę przypominającą dla dzie-ci w wieku szkolnym (w Polsce jest to 6. rok żydzie-cia). Związa-ne jest to ze zmniejszeniem efektywności szczepienia pod-stawowego, obserwowanym u dzieci w tym wieku. W ba-daniach prowadzonych we Włoszech i Szwecji wykazano zwiększoną ilość zachorowań w tej grupie wiekowej, świad-czącą o osłabieniu ochrony poszczepiennej [32, 33]. Aktual-nie 17 krajów europejskich oferuje szczepienia dla młodzie-ży, ma to na celu podniesienie ochrony przeciwko krztuśco-wi do pełnoletności, a także w tym rozumieniu do krztuśco-wieku ro-dzicielskiego [31, 34].
Szczepienia u osób dorosłych mogą być prowadzone z kilku powodów:
t jako część polityki doszczepiania – stosuje się wtedy szczepionkę bezkomórkową aP w kombinacji TdaP raz w życiu albo co 10–20 lat, w zależności od kraju. Nie ma pewnych dowodów wskazujących na znaczą-cy wpływ takiego doszczepiania na ciężkość zakażeń u najmłodszych;
t jako część strategii kokonowej – niemowlaki zbyt małe by być szczepione są chronione poprzez szcze-pienie osób z ich najbliższego otoczenia, taka stra-tegia jest rekomendowana np. w Belgii, Francji czy Danii;
t szczepienia kobiet ciężarnych – wprowadzone w nie-których krajach Unii Europejskiej – takich jak Bel-gia, Irlandia, Hiszpania czy Wielka Brytania – w celu zapobiegania śmiertelności w ostrych przypadkach krztuśca u niemowlaków, które są zbyt małe by być zaszczepione [31].
DIAGNOSTYKA ZAKAŻEŃ WYWOŁANYCH
PRZEZ B. PERTUSSIS
W 2012 roku ECDC wydało rekomendacje dotyczące de-finicji krztuśca oraz klasyfikacji tej choroby, co może być po-mocne w jej rozpoznaniu (Tabela 3) [35].
Kryteria kliniczne Każda osoba z kaszlem trwającym >2 tygodni i mająca >jeden z trzech następujących objawów: t OBQBEZLBT[MV
t QJBOJF
t XZNJPUZQPBUBLBDILBT[MV
lub przypadki bezdechu u kaszlących niemowląt albo bezpośredni kontakt z potwierdzonym przypadkiem Kryteria epidemiologiczne Czas trwania objawów
Charakterystyka kaszlu: czas trwania, napady, wymioty po kaszlu, pianie na wdechu, pogorszenie stanu nocą, brak gorączki Kontakt z pacjentem chorym na krztusiec zgodny z czasem trwania inkubacji (7–21 dni)
Status poszczepienny: czas poprzedniego szczepienia na krztusiec Kryteria laboratoryjne Bezpośrednie z próbki z dróg oddechowych:
t IPEPXMB
t XZLSZDJFCBLUFSZKOFHP%/"B. pertussis
B. pertussis ma duże wymagania odżywcze, dlatego
ruty-nowo do hodowli tych bakterii stosuje się specjalne wzboga-cone podłoże Bordeta-Gengou. Pałeczki te mogą także ro-snąć na podłożu BCYE z buforowanym ekstraktem droż-dżowym i węglem drzewnym. Warto jednak zaznaczyć, że uzyskanie wzrostu tych mikroorganizmów w okresie napa-dowego kaszlu jest bardzo trudne i mało prawdopodobne [3]. Materiały diagnostyczne należy pobierać w początko-wym okresie zakażenia, czyli w fazie nieżytowej, ewentual-nie na początku fazy kaszlu napadowego. Do badań hodow-lanych najlepszym materiałem są aspiraty wydzieliny z no-sogardła. Do pobierania wymazów z nosogardzieli powinno się używać wymazówek z alginianem wapnia lub z dakro-nem, ponieważ w zwykłych bawełnianych wymazówkach obecne są kwasy tłuszczowe, toksyczne dla pałeczek krztuś-ca. Do badań nie powinno się pobierać wymazów z gardła, z uwagi na to, że jest tam za mało komórek nabłonka mi-gawkowego, do których przylegają te pałeczki. Materiał po-brany od pacjenta powinien być od razu posiany na świeżo przygotowane podłoże wzrostowe lub umieszczony w odpo-wiednim podłożu transportowym (np. podłoże Regan-Lo-we) i natychmiast dostarczony do laboratorium [12]. B.
per-tussis hoduje się najlepiej w 2.–3. tygodniu od wystąpienia
kaszlu, dając 100% specyficzności oraz około 70% czułości wśród niemowlaków (mniejsza czułość u młodzieży i osób dorosłych). Hodowla trwa około 5–8 dni. Jest tania i prosta do uzyskania; szczególnie użyteczna do monitorowania po-pulacji bakteryjnej oraz oznaczania oporności na antybio-tyki [35].
Rutynowo w diagnostyce zakażeń wywołanych przez pa-łeczkę krztuśca wykorzystuje się testy serologiczne [3]. Im-munofluorescencja bezpośrednia (ang. direct immunoflu-orescence assay – DFA) może służyć do bezpośredniego wy-krywania B. pertussis w materiale klinicznym pobranym od pacjenta z podejrzeniem krztuśca, np. w wymazie z tylnej ściany gardła lub z jego nadkrtaniowej okolicy. Test immu-noenzymatyczny (ang. enzyme linked immunosorbent as-say – ELISA) może z kolei posłużyć do wykrywania prze-ciwciał powstających w odpowiedzi na toksynę krztuśco-wą. Przeciwciała w klasie IgA, IgG i IgM będą pojawiały się w surowicy pacjenta po około 3 tygodniach od zakażenia. Należy wykazać czterokrotny wzrost miana poszukiwanych przeciwciał w czasie 3–5 tygodni. Serodiagnostyka nie ma zastosowania u dzieci poniżej 2. roku życia, a u dzieci szcze-pionych oznacza się poziom przeciwciał w klasie IgA. Prze-ciwciała tej klasy są wytwarzane tylko podczas trwającego zakażenia, w przeciwieństwie do przeciwciał w klasie IgG i IgM, których podwyższony poziom może być wynikiem zastosowanego szczepienia [3].
Podstawą testów serologicznych dla krztuśca powin-no być oznaczanie w surowicy pacjenta przeciwciał kla-sy IgG skierowanych przeciwko tokkla-synie krztuścowej (an-ty-PtxIgG). Pojedyncza próba o wysokim mianie tych
przeciwciał jest wysoce czuła i specyficzna dla diagnostyki ostatnio przebytego krztuśca [35].
W ciągu trzech pierwszych tygodni występowania kasz-lu można zastosować metodę PCR (ang. polymerase cha-in reaction) i poszukiwać materiału genetycznego pałeczek krztuśca w wymazach z nosogardzieli [3].
Metoda real-time PCR, stosowana zgodnie z wytyczny-mi ECDC, cechuje się wysoką czułością; jest szybka, ale dro-ga i trudniejsza do wykonania. Ryzyko wyników fałszywych z powodu kontaminacji jest wysokie, dlatego metody mole-kularne wymagają odrębnej przestrzeni w laboratorium, do-brze wyszkolonego personelu i wystandaryzowanych proce-dur. Kompetencja laboratorium wykonującego testy z uży-ciem metody real-time PCR jest kluczowa w celu zapewnie-nia precyzji i dokładności. We Francji od 2007 roku wprowa-dzono do wszystkich laboratoriów metodę real-time PCR do badania obecności B. pertussis, dzięki czemu można porów-nywać uzyskiwane wyniki. W przypadku metod molekular-nych zawsze istnieje ryzyko, że z powodu braku standaryza-cji procedur wyniki będą trudne do interpretastandaryza-cji, co obser-wowano w badaniach wykonywanych w Kalifornii [35].
Obecnie ECDC wydało wytyczne standaryzacji specy-ficznych metod diagnostycznych, włączając hodowlę, real--time PCR i serologię [36, 37]. W przypadku realreal--time PCR laboratoria powinny wrócić do badania B. pertussis, aby za-pewnić, że wyniki nadają się do interpretacji i są porówny-walne pomiędzy krajami na przestrzeni różnych okresów. Metoda western blot czy immunofluorescencja nie są wy-standaryzowane i nie powinny być używane w diagnostyce krztuśca [35].
Wydano zalecenia dotyczące zastosowania metody dia-gnostycznej w zależności od czasu trwania podstawowego objawu krztuśca, czyli kaszlu [35]. W przypadku, gdy ka-szel trwa:
t <14 dni – zalecana jest hodowla i PCR; t 14–21 dni – tylko PCR;
t >21 dni – serologia lub PCR.
PODSUMOWANIE
Krztusiec należy do chorób pojawiających się na nowo [3]. Pomimo wiedzy na temat pałeczek krztuśca i ich pato-genności, a także stosowania szczepień ochronnych, nadal jest to bakteria, która może powodować ciężkie, zagrażają-ce życiu zakażenia. Kluczem do walki z tym mikroorgani-zmem wydaje się być ciągły nadzór nad krążącymi pałeczka-mi oraz przestrzeganie przyjętych przez dany kraj schema-tów szczepień ochronnych.
PIŚMIENNICTWO
1. Guiso N. Bordetella pertussis and pertussis vaccines. Clin Infect Dis 2009;49(10):1565–1569.
2. Yarmohammadi H, Bahmani Kazeruni MH, Soofi A, Zargaran A. The first report of epidemic pertussis by bahaodowle razi from the 15th century anno domini.
Iran Red Crescent Med J 2015;17(7):e13454.
3. Szewczyk EM. Diagnostyka Bakteriologiczna. 2nd edn. Wydawnictwo Naukowe
PWN, Warszawa, 2013.
4. Melvin AJ, Scheller EV, Miller JF, Cotter PA. Bordetella pertussis pathogenesis: current and future challenges. Nat Rev Microbiol 2014;12(4):274–288. 5. Juda M, Dadas E, Malm A. Rola dwuskładnikowych systemów
regula-cyjnych w chorobotwórczości i lekooporności bakterii. Post Mikrobiol 2007;46(3):237–247.
6. Madan Babu M, Bhargavi J, Singh Saund R, Kumar Singh S. Virulence factors of
Bordetella pertussis. Curr Sci 2001;80(12):1512–1522.
7. Karwicka E, Raczkowska A, Brzostek K. Mechanizmy sekrecji bakterii Gram- -ujemnych – system sekrecji IV typu. Post Mikrobiol 2006;45(4):251–259. 8. Hewlett EL, Burns DL, Cotter PA et al. Pertussis pathogenesis – what we know
and what we don’t know. J Infect Dis 2014;209(7):982–985.
9. Smith AM, Guzman CA, Walker MJ. The virulence factors of Bordetella pertussis: a matter of control. FEMS Microbiol Rev 2001;25(3):309–333.
10. Koj S, Ługowski C, Niedziela T. Neoglikokoniugaty lipooligosacharydu
Borde-tella pertussis – nowe potencjalne składniki szczepionki przeciwkrztuścowej.
Post Hig Med Dosw 2015;69:1013–1030.
11. Fedele G, Bianco M, Ausiello CM. The virulence factors of Bordetella
pertus-sis: talented modulators of host immune response. Arch Immunol Ther Exp
2013;61(6):445–457.
12. Murray PR, Rosenthal KS, Pfaller MA. Mikrobiologia (red. wydania polskiego Przondo-Mordarska A). 1st edn. Elsevier Urban & Partner, Wrocław, 2011.
13. Kuchar E, Nitsch-Osuch A, Szenborn L. Krztusiec jako choroba zakaźna pra-cowników ochrony zdrowia – przypadek kliniczny z komentarzem. Med Pr 2013;64(5):731–739.
14. World Health Organization. Laboratory manual for the diagnosis of whooping cough caused by Bordetella pertussis/Bordetella parapertussis. WHO (online) 2014; http://www.who.int/immunization/sage/meetings/2014/april/2_La-boratory_manual_WHO_2013_Update.pdf?ua=1
15. Ślusarczyk J. Sytuacja epidemiologiczna krztuśca, błonicy, tężca i polio-myelitis w Polsce, innych krajach Unii Europejskiej i na świecie – cz. 1. Medycyna Praktyczna (online) 2010; http://www.mp.pl/szczepienia/ choroby/choroby_krztusiec/71647,sytuacja-epidemiologiczna-krztusca- blonicy-tezca-i-poliomyelitis-w-polsce-innych-krajach-unii-europejskiej-i-na-swiecie-cz-1
16. Narodowy Instytut Zdrowia Publicznego – Państwowy Zakład Higieny; http:// www.pzh.gov.pl/
17. Paradowska-Stankiewicz I, Rudowska J. Krztusiec w Polsce w 2010 roku. Prz Epidemiol 2012;66:211–214.
18. Paradowska-Stankiewicz I, Rudowska J. Krztusiec w Polsce w 2012 roku. Prz Epidemiol 2014;68:325–327.
19. Czarkowski MP, Cieleba E, Staszewska-Jakubik E, Konder B. Choroby zakaźne i zatrucia w Polsce w 2015 roku. NIZP-PZH, Warszawa, 2016.
20. Choroby zakaźne i zatrucia w Polsce w 2016 roku. NIZP-PZH (online) 2016; http://wwwold.pzh.gov.pl/oldpage/epimeld/2016/Ch_2016_wstepne_ dane.pdf
21. Banaszczyk-Ruś M, Czech M. Aspekty ekonomiczne i epidemiologiczne pro-gramu szczepień ochronnych przeciw krztuścowi w Polsce. Zdr Pub Zarz 2016;14(4):244–253.
22. Polak M. Lutyńska A. Znaczenie szczepów Bordetella pertussis niewytwarza-jących czynników zjadliwości w epidemiologii krztuśca. Post Hig Med Dosw 2017;71:367–379.
23. European Centre for Disease Prevention and Control. Annual epidemiological report 2016 – pertussis. ECDC (online); https://ecdc.europa.eu/sites/portal/fi-les/documents/Pertussis%20AER.pdf
24. http://www.szczepienia.pzh.gov.pl
25. World Health Organization. Global health observatory data repository. Pertus-sis. Reported cases by WHO region. WHO (online); http://apps.who.int/gho/ data/view.main.1520_43?lang=en
26. Public Health England. Laboratory confirmed pertussis in England: data to end-February 2017; https://www.gov.uk/government/uploads/system/uplo-ads/attachment_data/file/609193/hpr1417_prtsss1702c.pdf
27. Wisconsin Department of Health Services; Division of Public Health. Pertussis report, Wisconsin, 2017; https://www.dhs.wisconsin.gov/immunization/per-t-report.pdf
28. Hryniewicz W, Albrecht P, Radzikowski A. Rekomendacje postępowania w po-zaszpitalnych zakażeniach układu oddechowego. Narodowy Program Ochro-ny Antybiotyków (online) 2016; http://www.antybiotyki.edu.pl/pdf/Reko-mendacje2016.pdf
29. Lee HJ, Choi JH. Tetanus–diphtheria–acellular pertussis vaccination for adults: an update. Clin Exp Vaccine Res 2016;6(1):22–30.
30. Komunikat Głównego Inspektora Sanitarnego a dnia 4 stycznia 2017 roku w sprawie Programu Szczepień Ochronnych na rok 2017; http://gis.gov.pl/ images/ep/so/pso_2017_-_nowelizacja.pdf
31. European Centre for Disease Prevention and Control. Shortage of acellular per-tussis-containing vaccines and impact on immunisation programmes in the EU/EEA. ECDC (online) 2016; https://ecdc.europa.eu/sites/portal/files/media/ en/publications/Publications/RRA-shortage-of-aP-containing-vaccines.pdf 32. Carlsson RM, von Segebaden K, Bergstrom J, Kling AM, Nilsson L. Surveillance
of infant pertussis in Sweden 1998–2012; severity of disease in relation to the national vaccination programme. Euro Surveill 2015;20(6).
33. Gonfiantini MV, Carloni E, Gesualdo F et al. Epidemiology of pertussis in Italy: disease trends over the last century. Euro Surveill 2014;19(40):20921. 34. Pertussis vaccines: WHO position paper – September 2015. Wkly Epidemiol
Rec 2015;90(35):433–458.
35. European Centre for Disease Prevention and Control. Expert consultation on pertussis. ECDC (online) 2012; https://ecdc.europa.eu/sites/portal/files/me-dia/en/publications/Publications/pertussis-meeting-2012.pdf
36. European Centre for Disease Prevention and Control. Guidance and proto-col for the serological diagnosis of human infection with Bordetella pertussis. ECDC (online) 2012; ecdc.europa.eu/en/publications/Publications/bordetella-pertussis-guidance-protocol-serological-diagnosis.pdf
37. European Centre for Disease Prevention and Control. Guidance and proto-col for the use of real-time PCR in laboratory diagnosis of human infection with Bordetella pertussis or Bordetella parapertussis. ECDC (online) 2012; ecdc. europa.eu/en/publications/Publications/Guidance-protocol-PCR-laboratory-diagnosis-bordetella-pertussis-parapertussis.pdf
