PRACe ORYGINALNe
Magdalena Łukaszewska-Kuska
1, A–F, Barbara Dorocka-Bobkowska
2, A–F,
Jana Skrzypczak
3, A–F, Bartosz Leda
1, B–FAnaliza właściwości fizycznych i biologicznych
powierzchni maszynowej i modyfikowanej
stopu tytanu Ti6Al4V.
Część 2. Badania biologiczne
Assessment of Physical and Biological Properties
of Machined and Modified Titanium Alloy Ti6Al4V Surfaces.
Part 2. Biological Analysis
1 Klinika Protetyki, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu, Poznań, Polska
2 Klinika Chorób Błony Śluzowej Jamy Ustnej, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu,
Poznań, Polska
3 Klinika Rozrodczości, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu, Poznań, Polska
A – koncepcja i projekt badania; B – gromadzenie i/lub zestawianie danych; C – analiza i interpretacja danych; D – napisanie artykułu; E – krytyczne zrecenzowanie artykułu; F – zatwierdzenie ostatecznej wersji artykułu
Streszczenie
Wprowadzenie. Ocenę prognozowanego przebiegu osteointegracji materiałów planowanych jako implanty
śród-kostne można przeprowadzić m.in. za pomocą badania in vitro z zastosowaniem hodowli komórkowych. Stosując tę technikę, można precyzyjnie ocenić odpowiedź komórkową. Przy ocenie reakcji komórkowej na stop tytanu poddany obróbce typowej dla wszczepów Osteoplant byłaby możliwa prognoza odpowiedzi tkanki kostnej na wszczep wykonany z tego stopu.
Cel pracy. Ocena odpowiedzi biologicznej osteoblastów na stop tytanu eLI o modyfikowanej powierzchni i
porów-nanie jej z odpowiedzią na czysty tytan z zastosowaniem metod obróbki materiału stosowanych w przypadku wszczepów Osteoplant.
Materiał i metody. Do badań użyto dyski ze stopu tytanu Ti6Al4V oraz z czystego tytanu. Powierzchnia dysków
była maszynowa bądź modyfikowana za pomocą piaskowania Al2O3. Odpowiedź biologiczna badano z
zastosowa-niem linii komórkowej ludzkich osteoblastów. Oceniano żywotność komórek, syntezę białka, a także aktywność fosfatazy alkalicznej.
Wyniki. Stwierdzono większą żywotność osteoblastów hodowanych na materiałach piaskowanych w porównaniu
z materiałami o powierzchniach maszynowych. Zaobserwowano większą względną żywotność osteoblastów hodo-wanych na czystym tytanie o powierzchni piaskowanej w porównaniu z hodowlami prowadzonymi na piaskowa-nym stopie tytanu. Oceniając syntezę białka, zauważono większą jego zawartość w przypadku hodowli osteobla-stów prowadzonych na materiałach piaskowanych w stosunku do materiałów o powierzchni maszynowej. Badając aktywność fosfatazy alkalicznej, również stwierdzono większą aktywność enzymatyczną w przypadku osteoblastów hodowanych na materiałach piaskowanych w porównaniu z materiałami o powierzchni maszynowej.
Wnioski. Na podstawie uzyskanych wyników zaobserwowano, że odpowiedź biologiczna na czysty tytan i na stop
tytanu typu eLI jest podobna. Największy wpływ na reakcje osteoblastów ma chropowatość powierzchni, a nie jej skład chemiczny. Zastosowanie metod obróbki wykorzystywanych w komercyjnie dostępnych implantach w przy-padku implantów wykonanych ze stopu tytanu eLI powinno skutkować pozytywną odpowiedzią tkanki kostnej
(Dent. Med. Probl. 2014, 51, 2, 212–217).
Słowa kluczowe: stop tytanu (TiAl6V4), właściwości powierzchni, osteoblasty, hodowle komórkowe.
Dent. Med. Probl. 2014, 51, 2, 212–217
Ocenę prognozowanego przebiegu osteointe-gracji materiałów stosowanych do produkcji im-plantów śródkostnych można przeprowadzić za pomocą badań in vivo bądź in vitro.
W badaniach in vivo można korzystać z mo-deli ludzkich bądź zwierzęcych, stosując metody inwazyjne lub nieinwazyjne. Stosowane są bada-nia zmierzające do oceny jakości kontaktu tkanki kostnej ze wszczepem na preparatach histologicz-nych, testy typu pull-out, push-out oraz pomiar momentu obrotowego przy usuwaniu implantu po jego osteointegracji, zdjęcia rentgenowskie, oce-na stabilności wszczepionego implantu z użyciem pomiaru częstotliwości drgań z użyciem urządze-nia Osstell® lub mechanicznie z wykorzystaniem
urządzenia Periotest® [1–6].
W badaniach in vitro można posłużyć się po-miarem adsorpcji białek, tworzeniem kryształów hydroksyapatytu na powierzchni materiału lub stosować eksperymenty z wykorzystaniem ho-dowli komórkowych.
W przypadku badań z zastosowaniem hodow-li komórkowych jest możhodow-liwa ocena odpowiedzi biologicznej na badany materiał dzięki symulacji warunków panujących in vivo. Linie komórkowe stanowią homogenne, dobrze zdefiniowane, rela-tywnie łatwo dostępne i łatwe w hodowli popula-cje komórkowe, które umożliwiają badanie wielu różnych próbek materiału, dając powtarzalne wy-niki [7]. Są one swego rodzaju układami modelo-wymi pozwalającymi na ocenę reakcji komórek na materiał. Wyniki badań z użyciem linii komór-kowych uzyskuje się w sposób znacznie szybszy i prostszy w porównaniu z badaniami na zwie-rzętach. Stosując technikę hodowli komórkowych, można ocenić prawie każdy aspekt czynności ko-mórki, jest również możliwa kontrola środowiska
życia komórek i ich kontaktu z badanym materia-łem oraz precyzyjna ocena odpowiedzi komórko-wej. Reakcja komórkowa może być oceniana m.in. pod względem morfologii komórek, ich podzia-łów, metabolizmu (aktywności mitochondrialnej), funkcji (sekrecja białek) lub integralności błony komórkowej [8]. Badane materiały są zwykle te-stowane w warunkach in vitro na hodowlach ko-mórkowych, po czym przystępuje się do testów in
vivo na zwierzętach. Ostatnim etapem są zwykle
badania prowadzone na ludziach [8].
Celem przeprowadzonych badań była ocena odpowiedzi biologicznej osteoblastów na stop ty-tanu eLI o powierzchni maszynowej i powierzch-ni piaskowanej Al2O3 i porównanie jej z
odpowie-dzią na czysty tytan klasy 4b.
Materiał i metody
Do badań użyto dyski o wymiarach 8 mm średnicy i 1 mm grubości wykonanych ze stopu tytanu Ti6Al4V, a także z komercyjnie czystego tytanu klasy 4b. Powierzchnię dysków poddano obróbce chemomechanicznej.
Do badań użyto 4 rodzaje dysków:
– tytanowe o powierzchni maszynowej – Ti MA, – tytanowe o powierzchni piaskowanej Al2O3
– Ti Al2O3,
– ze stopu tytanu o powierzchni maszynowej – eLI MA,
– ze stopu tytanu o powierzchni piaskowanej Al2O3 – eLI Al2O3.
Dyski przygotowano w Wytwórni Implan-tów Osteoplant w Poznaniu. Były one frezowane z prętów tytanu i stopu tytanu. Tak otrzymano po-wierzchnię maszynową.
Abstract
Background. evaluation of expected osseointegration process for materials planed as endoosseous implants may be
performed with help of in vitro methods such as cell cultures. With this technique precise evaluation of cell reaction is possible. By assessing cell reaction on the titanium alloy processed with typical for Osteoplant surface preparation prognosis of bone tissue, answer to endoosseous implant prepared from such material might be possible.
Objectives. The aim of presented study was to evaluate osteoblasts biological reaction to titanium alloy with
modi-fied surface and compare this answer to reaction to pure titanium with application of surfaces processing proce-dures used for Osteoplant implants.
Material and Methods. Discs made from titanium alloy Ti6Al4V and pure titanium were used. Surface of examined
discs was machined or modified by sandblasting with Al2O3. Biological reaction was assessed with use of human
osteoblasts cell line. Osteoblasts viability, protein synthesis and alkaline phosphate activity were measured.
Results. Increased osteoblasts activity on sandblasted surfaces in comparison with machined surfaces was noted.
Moreover, increased osteoblasts activity was found for cultures conducted on the surface of pure titanium in com-parison with cultures conducted on titanium alloy surface. Also increased protein synthesis and alkaline phosphate activity was found for cultures conducted on sandblasted surfaces in comparison with machined surfaces.
Conclusions. Biological response to cemmecialy pure titanium and titanium alloy is simmilar. Surfaces roughness,
not its chemical composition, mainly influences osteoblasts reactions. Applying surfaces preparation techniques used for Osteoplant implants in case of implants made from titanium alloy should effect in positive bone tissue reaction (Dent. Med. Probl. 2014, 51, 2, 212–217).
Modyfikowaną powierzchnię uzyskano me-todą piaskowania, które prowadzono pod ciśnie-niem 6 atmosfer proszkiem Al2O3 składającym się
ziaren o wielkości 53 ÷ 75 µm. Jego skład chemicz-ny stanowił w 98,5% Al2O3.
Wszystkie dyski przeszły przez proces mycia i sterylizacji radiacyjnej zgodnie z procedurą sto-sowaną dla powszechnie dostępnych implantów.
Dodatkowo jako materiał referencyjny do ba-dań biologicznych użyto Thermanox® – film
po-liestrowy o modyfikowanej powierzchni hydro-filnej, adhezyjnej dla komórek (Thermo Scienti-fic, Dania).
Hodowla komórek na powierzchniach pró-bek miała na celu ocenę reakcji osteoblastów na badane materiały i modyfikacje ich powierzch-ni. Oceniano żywotność komórek, syntezę biał-ka, a także aktywność fosfatazy alkalicznej. Bada-nia wykonano w Pracowni Hodowli Tkanek Kli-niki Rozrodczości Uniwersytetu Medycznego im. K. Marcinkowskiego w Poznaniu. Do badań uży-to linii komórkowej ludzkich osteoblastów NHOst (NHOst-Osteoblasts OGM, cryo amp), medium hodowlanego, suplementów, czynników wzrostu i różnicowania (Osteoblast Basal Medium, Oste-obast Growth Medium SingleQuots, Differentia-tion SingleQuots) wyprodukowanych przez LON-ZA USA.
Ocenę żywotności przeprowadzono z zastoso-waniem testu MTS. Jest to test biochemiczny, ma-jący na celu ocenę aktywności metabolicznej ko-mórek i ich degradacji. Do badania użyto po 6 próbek z każdego rodzaju. Hodowlę prowadzono w 24-dołkowych naczyniach hodowlanych Mul-tidish 24 #144530 (Roskilde, Dania) przez 14 dni, codziennie zmieniając pożywkę. Po inkubacji 24-dołkowe płytki hodowlane z insertami były trzykrotnie płukane świeżą pożywką. Bezpośred-nio przed badaniem przygotowano roztwór MTS (Promega, USA) (20 obj.) i PMS (Promega, USA) (1 obj.). Przygotowany roztwór podawano do me-dium w proporcji 1 : 10, a następnie inkubowano przez maksymalnie 60 min w 37°C w atmosferze 5% CO2. Co 15 min naczynia były lekko
wstrzą-sane, aby wymieszać barwny produkt reakcji oraz w celu kontroli stopnia zaawansowania reakcji, aby nie doszło do wysycenia produktem. Otrzy-many barwny roztwór przeniesiono do 96-doł-kowej płytki eLISA #167008 TC MICROWeLL NUNCLON (Roksdile, Dania). Zbadano absor-bancję przy λ = 490 nm z użyciem spektrofotome-tru Dynex MRX (Dynex Technologies, USA). Na-stępnie obliczono względny wskaźnik żywotno-ści komórek (Relative Viability of Cells – RVC) ze wzoru:
RVC (%) = [(a – b)/(c – b)] × 100,
gdzie: a – wartość absorbancji próbki, b – absor-bancja kontroli zerowej (reakcja bez komórek), c – absorbancja kontroli – Thermanox.
Ocena zawartości białka w badanych prób-kach pozwala na ocenę liczby namnożonych na badanym podłożu komórek. Do badania użyto po 6 próbek z każdego rodzaju. Hodowlę prowa-dzono w 24-dołkowych naczyniach hodowlanych Multidish 24 #144530 (Roskilde, Dania), codzien-nie zmieniając pożywkę. Hodowlę zakończono po 14 dniach. Do analizy stężenia białka użyto ze-stawu Micro BCA™ Protein Assay Kit (Thermo
Scientific, USA). Warstwę komórek na insertach umieszczonych w 0,5 ml podwójnie destylowanej wody poddano homogenacji przez trzykrotne za-mrożenie w ciekłym azocie i odza-mrożenie w tem-peraturze pokojowej, po czym pozostałość zdra-pano z insertu i dodano do zawiesiny, w której odbywało się mrożenie próbek. W celu oceny stę-żenia białka w próbce przygotowano szereg dzie-więciu rozcieńczeń albuminy wołowej (Sigma Al-drich, USA). Wykonano roztwór roboczy według instrukcji producenta zestawu. Na 96-dołkową płytkę eLISA #167008 TC MICROWeLL NUNC-LON (Roksdile, Dania) podano po 150 µm każdej badanej próbki oraz każdego rozcieńczenia serum wołowego, a następnie do każdego dołka podano 150 µl uzyskanej mieszaniny roztworu roboczego i inkubowano w 37°C przez 2 godziny. Po ochło-dzeniu roztworu roboczego do temperatury po-kojowej poddano go analizie spektrofotometrycz-nej przy długości fali λ = 570 nm z użyciem spek-trofotometru Dynex MRX (Dynex Technologies USA). Odczyt wykonano wobec próby ślepej, tzn. roztworu roboczego połączonego z podwójnie de-stylowaną wodą. Wykonano krzywą standardową, odnosząc wyniki absorbancji rozcieńczeń albumi-ny wołowej w stosunku do oznaczoalbumi-nych wartości stężenia białka w µg/ml. Wykorzystując standar-dową krzywa, określono stężenie białka w bada-nych próbkach.
Aktywność fosfatazy alkalicznej jest wskaź-nikiem różnicowania osteogenicznego komórek, formowania kości i mineralizacji matriksu. Jest wczesnym markerem różnicowania i osiąga mak-symalne wartości w chwili rozpoczęcia minera-lizacji. Jest to marker związany z dojrzałymi ko-mórkami osteoblastycznymi. W celu określenia jej aktywności należy ocenić ją względem stężenia białka w badanym materiale. Do badania użyto po 6 próbek z każdego rodzaju. Hodowlę prowa-dzono w 24-dołkowych naczyniach hodowlanych Multidish 24 #144530 (Roskilde, Dania), codzien-nie zmieniając pożywkę. Hodowlę zakończono po 14 dniach. Warstwę komórek na insercie umiesz-czonym w 0,5 ml podwójnie destylowanej wody poddawano homogenacji przez trzykrotne
zamro-żenie w ciekłym azocie i odmrozamro-żenie w tempera-turze pokojowej, po czym pozostałość zdrapano z insertu i dodawano do zawiesiny, w której odby-wało się mrożenie próbki. Stężenie białka w prób-kach oznaczono za pomocą Micro BCA™
Prote-in Assay Kit (Thermo Scientific, USA). Następnie określono objętość, w której znajdowało się 5 µg białka. Otrzymaną objętość każdej próbki dopeł-niono do 100 µL destylowaną wodą. Na 96-doł-kową płytkę eLISA #167008 TC MICROWeLL NUNCLON (Roksdile, Dania) nanoszono 50 µL homogenatu i 125 µL p-Nitrophenyl Phosphate Liquid Substrate System #N7653 (Sigma Aldrich) w duplikacji. Płytkę inkubowano w temperatu-rze 37°C ptemperatu-rzez 120 min. Reakcję ptemperatu-rzerwano 50 µL 0,3M NaOH i z użyciem spektrofotometru Dynex MRX (Dynex Technologies USA) wykonywano odczyt przy λ = 405 nm.
Uzyskane wyniki przedstawiano jako średnią z sześciu hodowli. W celu oceny istotności róż-nic między badanymi grupami zastosowano test ANOVA Kruskala-Wallisa. Istotność statystyczną stwierdzano dla p < 0,05.
Wyniki
Uzyskane wyniki względnego wskaźnika ży-wotności osteoblastów hodowanych na badanych materiałach przedstawia ryc. 1. Zauważalna jest większa żywotność osteoblastów hodowanych na materiałach piaskowanych w porównaniu z mate-riałami o powierzchni maszynowej. Zaobserwo-wano ponadto większą żywotność osteoblastów hodowanych na czystym tytanie o powierzchni piaskowanej w porównaniu z hodowlami prowa-dzonymi na piaskowanym stopie tytanu. Istotne statystycznie różnice stwierdzono jedynie między wskaźnikami względnej żywotności osteoblastów hodowanych na czystym tytanie o powierzchni
piaskowanej a stopem tytanu o powierzchni ma-szynowej (p = 0,01).
Uzyskane wyniki stężenia białka otrzyma-nego z hodowli osteoblastów prowadzonych na badanych materiałach przedstawia ryc. 2. Uwa-gę zwraca większa zawartość białka w przypad-ku hodowli osteoblastów na materiałach piasko-wanych w stosunku do materiałów o powierzchni maszynowej. Większe wartości w przypadku obu modyfikacji powierzchni osiągnęły hodowle pro-wadzone na czystym tytanie. Statystycznie istot-ne różnice stwierdzono między wynikami osią-gniętymi z hodowli prowadzonych na obu mate-riałach o powierzchni maszynowej a materiałem referencyjnym (dla czystego tytanu p = 0,007, dla stopu p = 0,001) oraz między wynikami osiągnię-tymi z hodowli prowadzonych na czystym tytanie o powierzchni piaskowanej a stopem tytanu o po-wierzchni maszynowej (p = 0,005).
Aktywność fosfatazy alkalicznej osteoblastów hodowanych na badanych materiałach przedsta-wia ryc. 3. Zauważalna jest większa aktywność en-zymatyczna w przypadku osteoblastów hodowa-nych na materiałach piaskowahodowa-nych w porównaniu
Ryc. 1. Żywotność komórek hodowanych na badanych
materiałach wyrażona w RCV% w 14. dniu hodowli
Fig. 1. The viability of cells cultured on examined
materials in RCV% after 14 days
Ryc. 2. Ilość białka uzyskana z badanych materiałów
wyrażona w µg/mL w 14. dniu hodowli
Fig. 2. The amount of proteins obtained from
exam-ined materials in µg/mL after 14 days
Ryc. 3. Aktywność fosfatazy alkalicznej komórek
hodo-wanych na badanych materiałach wyrażona w absor-bancji przy długości fali λ = 405 nm w 14. dniu hodowli
Fig. 3. Alkaline phosphate activity of cells cultured on
examined materials in absorbance at λ = 405 nm after 14 days
z materiałami o powierzchni maszynowej. W przy-padku czystego tytanu o powierzchni piaskowanej aktywność fosfatazy alkalicznej jest większa rów-nież od wartości osiąganych z hodowli prowadzo-nych na materiale kontrolnym Thermanox. Ak-tywność fosfatazy alkalicznej jest ponadto więk-sza w hodowlach prowadzonych na stopie tytanu o powierzchni maszynowej niż na powierzchni maszynowej czystego tytanu. W przypadku po-wierzchni piaskowanych jest przeciwnie. Aktyw-ność fosfatazy alkalicznej jest około dwukrotnie większa dla hodowli prowadzonych na czystym tytanie w porównaniu ze stopem tytanu. Istotne różnice stwierdzono między wynikami osiągnię-tymi dla hodowli prowadzonych na czystym tyta-nie o powierzchni piaskowanej a wynikami osią-gniętymi dla hodowli prowadzonych na obu ma-teriałach o powierzchni maszynowej (dla czystego tytanu p = 0,001, dla stopu p = 0,016) oraz mię-dzy hodowlami prowadzonymi na czystym tyta-nie o powierzchni maszynowej a hodowlami pro-wadzonymi na materiale kontrolnym (p = 0,001).
Omówienie
Uzyskane wyniki dotyczące zarówno względ-nej żywotności osteoblastów, syntezy białka, jak i aktywności fosfatazy alkalicznej wskazują na ko-rzystniejszy wpływ powierzchni piaskowanych na odpowiedź biologiczną osteoblastów w porównaniu z gładszymi powierzchniami maszynowymi. Jest to zgodne z wynikami otrzymanymi przez innych autorów [9–19]. Zwiększenie żywotności osteobla-stów wraz ze zwiększeniem chropowatości podło-ża obserwowali Zeredoist et al. [12] oraz Canabar-ro et al. [17]. Wielu autorów wskazuje na nasilenie procesu proliferacji komórek wyrażonej w ilości syntetyzowanego białka na powierzchniach chro-powatych w porównaniu z powierzchniami gładki-mi [10, 11, 13, 15, 20].
Również szeroko jest opisany stymulujący wpływ chropowatości powierzchni na zwiększenie aktywności fosfatazy alkalicznej, a więc na różnico-wanie hodowanych na nich osteoblastów [9, 11, 13, 16, 18–22]. Zwiększenie badanych parametrów dla powierzchni bardziej chropowatych w porównaniu z gładszymi odnotowano niezależnie od rodzaju materiału, z którego było wykonane podłoże.
Porównując natomiast badane parametry dla par materiałów o podobnej chropowatości mię-dzy różnymi rodzajami materiałów, można za-uważyć, że prawie wszystkie badane parametry są większe dla podłoży wykonanych z czystego tyta-nu w porównaniu ze stopem tytatyta-nu. Różnice te są jednak nieznaczne i nieistotne statystycznie. Naj-większe różnice między parami różnych materia-łów poddanych temu samemu procesowi obróbki są obecne w przypadku oceny aktywności fosfata-zy alkalicznej wskazującej na poziom zróżnicowa-nia osteoblastów. W przypadku oceny żywotności i stopnia namnożenia komórek różnice te są nato-miast minimalne. Może być to związane z obec-nością wanadu w składzie powierzchni próbek wykonanych ze stopu tytanu lub też z nieznacznie większym zanieczyszczeniem związkami węgla próbek wykonanych z tego materiału [23, 24]. Jed-nakowa ilość glinu w próbkach piaskowanych wy-konanych z obu materiałów raczej wyklucza nega-tywny wpływ tego pierwiastka.
Wyniki badań własnych wskazują na więk-szą zależność wartości badanych parametrów od metody obróbki niż od składu chemicznego ma-teriału, co potwierdzają badania innych naukow-ców [21, 25]. Szereg autorów wskazuje na negatyw-ny wpływ jonów uwalnianegatyw-nych ze stopu tytanu na odpowiedź tkanki kostnej [26, 27]. W opisanych badaniach obserwowano istotną różnicę w przy-padku wszystkich badanych parametrów pomię-dzy stopem tytanu o powierzchni maszynowej a czystym tytanem o powierzchni piaskowanej. Różnice chropowatości obu próbek nie są większe niż w przypadku próbek Ti MA i Ti Al2O3, a
prób-ka Ti Al2O3 zawiera więcej potencjalnie
szkodliwe-go glinu niż próbka eLI MA. Prawdopodobnie ma to związek z rodzajem tlenków glinu, jakie powsta-ją na powierzchni stopu tytanu w czasie obróbki mechanicznej, na co wskazuje Ask et al. [27].
Na podstawie uzyskanych wyników można wnioskować, że odpowiedź biologiczna na czysty tytan i na stop tytanu typu eLI jest podobna. Naj-większy wpływ na reakcje osteoblastów ma chro-powatość powierzchni, a nie jej skład chemiczny.
Zastosowanie metod obróbki wykorzysty-wanych w komercyjnie dostępnych implantach w przypadku implantów wykonanych ze stopu ty-tanu eLI powinno skutkować pozytywną odpo-wiedzią tkanki kostnej.
Piśmiennictwo
[1] Stupka M., Majewski P.: Post implantation secondary stability of dental implants as one of the factors for evalua-tion condievalua-tions for prosthetic appliance placement – possible complicaevalua-tions. Implantoprotetyka 2009, 10, 4, 14–16 [in Polish].
[2] Meredith N.: A review of nondestructive test methods and their application to measure the stability and osseoin-tegration of bone anchored endosseous implants. Crit. Rev. Biomed. eng. 1998, 26, 275–291.
[3] Aparicio C., Lang N.P., Rangert B.: Validity and clinical significance of biomechanical testing of implant/bone interface. Clin. Oral Implants Res. 2006, 17, 2–7.
[4] Sykaras N., Iacopino A.M., Marker V.A., Triplett R.G., Woody R.D.: Implant materials, designs, and surface to-pographies: their effect on osseointegration. A literature review. Int. J. Oral Maxillofac. Implants 2000, 15, 675–690. [5] Salvi G.e., Lang N.P.: Diagnostic parameters for monitoring peri-implant conditions. Int. J. Oral Maxillofac.
Im-plants 2004, 19, 116–127.
[6] Atsumi M., Park S.H., Wang H.L.: Methods used to assess implant stability: current status. Int. J. Oral Maxillo-fac. Implants 2007, 22, 743–754.
[7] Vandrovcová M., Bačáková L.: Adhesion, growth and differentiation of osteoblasts on surface-modified mate-rials developed for bone implants. Physiol. Res. 2011, 60, 403–417.
[8] Wataha J.: Predicting clinical biological responses to dental materials. Dent. Mater. 2012, 28, 23–40.
[9] Anselme K., Bigerelle M.: Topography effects of pure titanium substrates on human osteoblast long-term adhe-sion. Acta Biomaterial. 2005, 1, 211–222.
[10] Schwartz Z., Lohmann C.H., Oefinger J., Bonewald L.F., Dean D.D., Boyan B.D.: Implant surface character-istics modulate differentiation behavior of cells in the osteoblastic lineage. Adv. Dent. Res. 1999, 13, 38–48. [11] Kim M.J., Kim C.W., Lim Y.J., Heo S.J.: Microrough titanium surface affects biologic response in MG63
osteoblast-like cells. J. Biomed. Mater. Res. 2006, 79, 1023–1032.
[12] Zareidoost A., Yousefpour M., Ghaseme B., Amanzadeh A.: The relationship of surface roughness and cell response of chemical surface modification of titanium. J. Mater. Sci: Mater. Med. 2012, 23, 1479–1488.
[13] Bachle M., Kohal R.J.: A systematic review of the influence of different titanium surfaces on proliferation, dif-ferentiation and protein synthesis of osteoblast-like MG63 cells. Clin. Oral Impl. Res. 2004, 15, 683–692.
[14] Degasne I., Basl M.F., Demais V., Hure G., Lesourd M., Grolleau B., Mercier L., Chappard D.: effects of roughness, fibronectin and vitronectin on attachment, spreading, and proliferation of human osteoblast-like cells (Saos-2) on titanium surfaces. Calcif. Tissue Int. 1999, 64, 499–507.
[15] Bigerelle M., Anselme K., Noel B., Ruderman I., Hardouin P., Iost A.: Improvement in the morphology of Ti-based surfaces: a new process to increase in vitro human osteoblast response. Biomaterials 2002, 23, 1563–1577. [16] Rausch-Fana X., Qu Z., Wieland M., Matejkaa M., Schedle A.: Differentiation and cytokine synthesis of
hu-man alveolar osteoblasts compared to osteoblast-like cells (MG63) in response to titanium surfaces. Dent. Mater. 2008, 24, 102–110.
[17] Canabarro A., Paiva C., Ferreira H., Tholt-De-Vasconcellos B., De-Deus G., Prioli R., Linhares A.B.R., Alves G.G., Granjeiro J.: Short-term response of human osteoblast-like cells on titanium surfaces with micro- and nano-sized features. Scanning Vol. 2012, 36, 378–386.
[18] Boyan B.D., Bonewald L.F., Paschalis e.P., Lohmann C.H., Rosser J., Cochran D.L., Dean D.D., Schwartz Z., Boskey A.L.: Osteoblast-mediated mineral deposition in culture is dependent on surface microtopography. Calcif. Tissue Int. 2002, 71, 519–529.
[19] Batzer R., Liu Y., Cochran D.L., Szmuckler-Moncler S., Dean D.D., Boyan B.D., Schwartz Z.: Prostaglan-dins mediate the effects of titanium surface roughness on MG63 osteoblast-like cells and alter cell responsiveness to 1 alpha,25-(OH)2D3. Biomed. Mater. Res. 1998, 41, 489–496.
[20] Brett P.M., Harle J., Salih V., Mihoc R., Olsen I., Jones F.H., Tonetti M.: Roughness response genes in os-teoblasts. Bone 2004, 35, 124–133.
[21] Lincks J., Boyan B.D., Blanchard C.R., Lohmann C.H., Liu Y., Cochran D.L., Dean D.D., Schwartz Z.: Re-sponse of MG63 osteoblast-like cells to titanium and titanium alloy is dependent on surface roughness and com-position. Biomaterials 1998, 19, 2219–2232.
[22] Olivares-Navarrete R., Hyzy S.L., Gittens R.A. 1st, Schneider J.M., Haithcock D.A., Ullrich P.F., Slo-sar P.J., Schwartz Z., Boyan B.D.: Rough titanium alloys regulate osteoblast production of angiogenic factors. Spine J. 2013, 13, 1563–1570.
[23] Challa V.S.. Mali S., Misara R.D.: Reduced toxicity and superior cellular response of preosteoblasts to Ti-6Al-7Nb alloy and comparison with Ti-6Al-4V.J. Biomed. Mater. Res. 2013, 101, 2083–2089.
[24] La Guehennec L., Lopez-Heredia M.A., enkel B., Weiss P., Amouring Y., Layrolle P.: Osteoblastic cell be-haviour on different titanium implant surfaces. Acta Biomater. 2008, 4, 535–543.
[25] Giljean S., Ponche A., Bigerelle M., Anselme K.: Statistical approach of chemistry and topography effect on human osteoblast adhesion. J. Biomed. Mater. Res. 2010, 94, 1111–1123.
[26] Thompson G.J., Puleo D.A.: Ti-6A1-4V ion solution inhibition of osteogenic cell phenotype as a function of dif-ferentiation time course in vitro. Biomaterials 1996, 17, 1949–1954.
[27] Ask M., Lausmaa J. Kasemo B.: Preparation and surface spectroscopic characterization of oxidees on Ti6Al4V. Ap-pl. Surf. Sci. 1988, 35, 283–301.
Adres do korespondencji:
Magdalena Łukaszewska-Kuska Klinika ProtetykiUniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego oś. Zwycięstwa 14/100
61-647 Poznań Polska
e-mail: m.lukaszewska.kuska@gmail.com
Konflikt interesów: nie występuje Praca wpłynęła do Redakcji: 21.01.2014 r. Po recenzji: 7.03.2014 r.
Zaakceptowano do druku: 14.03.2014 r. Received: 21.01.2014
Revised: 7.03.2014 r. Accepted: 14.03.2014
