Medycyna Wet. 2008, 64 (12) 1368
Artyku³ przegl¹dowy Review
W ostatnich latach u ludzi coraz czêciej pojawiaj¹ siê ostre infekcje, przebiegaj¹ce z wysok¹ miertelno-ci¹, wywo³ywane przez czynniki dotychczas uznawane za chorobotwórcze jedynie dla zwierz¹t. Ocenia siê, ¿e oko³o 60% ludzkich patogenów pochodzi od zwierz¹t, a 75% nowo pojawiaj¹cych siê chorób to choroby od-zwierzêce. Do nich nale¿y choroba zwana gor¹czk¹ Za-chodniego Nilu (West Nile Fever WNF), której przy-czyn¹ jest wirus Zachodniego Nilu (WNV). Wykryto go w 1937 r. w rejonie dorzecza Zachodniego Nilu, st¹d pochodzi jego nazwa. Od lat 50. ubieg³ego wieku wirus WN stopniowo zwiêksza³ zasiêg swego wystêpowania i wraz z ptactwem wêdrownym dotar³ do ró¿nych regio-nów Afryki, Azji, a tak¿e pod koniec XX wieku do Ameryki Pó³nocnej. Obecnie jest notowany na ca³ym terenie USA, w czêci Kanady i Meksyku. Powoduje masowe padniêcia ptaków oraz corocznie kilka tysiêcy zachorowañ i kilkaset przypadków miertelnych u ludzi (7). Obecnoæ WNV stwierdzono w 20 krajach Europy, w tym w Polsce. Juricova i wsp. (6) wykazali metod¹ zahamowania hemaglutynacji przeciwcia³a przeciwko WNV u 12,1% wróbli domowych (Passer domesticus) i 2,8% wróbli mazurków (Passer montanus) w Puszczy Kampinoskiej. Dotychczas opisano jeden przypadek in-fekcji u cz³owieka hospitalizowanego w klinice w Bia-³ymstoku, jednak¿e nie zosta³ on potwierdzony labo-ratoryjnie. Istnieje mo¿liwoæ pomy³ki z zapaleniami mózgu o innej etiologii (5, 8).
Wirus Zachodniego Nilu jest arbowirusem nale¿¹cym do rodziny Flaviviridae, rodzaju Flavivirus. Wiriony WN s¹ dwudziestocienne, sferyczne, o rednicy 50 nm (12, 15). Ich genom zawiera pojedyncz¹ niæ RNA o polar-noci dodatniej (ssRNA+). Pojedyncza otwarta ramka odczytu (ORF) o d³ugoci 12 000 par zasad ograniczona jest krótkimi regionami niekoduj¹cymi, zawieraj¹cymi sekwencje konserwatywne. Wiriony s¹ zbudowane z trzech strukturalnych bia³ek: glikoproteiny otoczko-wej E, bia³ka rdzenia C oraz bia³ka membranopodob-nego prM. W zale¿noci od pH wirusy WN wykazuj¹ aktywnoæ hemaglutynacyjn¹. Poza trzema bia³kami strukturalnymi genom wirusa koduje siedem bia³ek nie-strukturalnych: NS1, NS2a, NS2b, NS3, NS4a, NS4b, NS5. Schemat budowy wirusa przedstawiono na ryc. 1. Wirus jest stabilny w pH 8,0, ulega inaktywacji w
kwa-Wirus Zachodniego Nilu
zagro¿enie dla zdrowia publicznego
EL¯BIETA SAMOREK-SALAMONOWICZ, JOWITA SAMANTA NICZYPORUK, TADEUSZ WIJASZKA
Zak³ad Chorób Wirusowych Drobiu Pañstwowego Instytutu Weterynaryjnego Pañstwowego Instytutu Badawczego, Al. Partyzantów 57, 24-100 Pu³awy
Samorek-Salamonowicz E., Niczyporuk J. S., Wijaszka T.
West Nile Virus a threat for public health Summary
West Nile Virus is an icosahedral, spherical, 50 nm in diameter arbovirus from the Flaviviridae family. Its genome contains a single stranded RNA with positive polarity (ssRNA+). Virions are build of three structural proteins: envelope glycoprotein E, core protein C, and membrane protein prM. Apart from them, the virus genome codes seven non-structural proteins: NS1, NS2a, NS2b, NS3, NS4a, NS4b, and NS5. Transmission vectors of WNV are mosquitoes from the Culex pipiens species and other blood-eating insects. Its main reservoir are migrating birds, while humans and other mammals are its occasional host. West Nile Virus shows a high neurotropism and is the cause of morbidity and mortality in different animals and people. During the last ten years it has been identified in Asia, Africa, Europe and both Americas. WNV was also found in Poland. Diagnosis of WNV by the use of specific primers in RT-PCR method allows the identification of the virus strain and its attendant characteristics.
Keywords: WNV, WNF, molecular diagnostics
Medycyna Wet. 2008, 64 (12) 1369
nym rodowisku w temperaturze powy¿ej 40°C, pod wp³ywem detergentów, promieniowania UV i promie-ni ã.
Wirus WN jest chorobotwórczy dla ptaków i ssaków, w tym dla ludzi. Jego g³ównym rezerwuarem pozostaj¹ dzikie, wêdrowne ptaki ró¿nych gatunków, natomiast ssaki s¹ ¿ywicielami raczej przypadkowymi. Wektora-mi wirusa jest grupa muchówek ¿ywi¹cych siê krwi¹: kuczmany (Ceratopogonidae), meszki (Simuliidae), le-paki (Tabanidae), komary (Culicidae) oraz rzadko klesz-cze (Ixodidae). G³ówn¹ rolê w przenoszeniu zaka¿eñ na ludzi odgrywaj¹ komary z rodzaju Culex (tak¿e Anophe-les, Culiseta i in.) ze wzglêdu na ¿ywienie siê ludzk¹ krwi¹ oraz czêsto plagowe wystêpowanie w regionach zurbanizowanych (8).
W organizmie komara znajduj¹cym siê w stadium imago (postaæ doros³a) wirus WN mo¿e przetrwaæ przez okres zimy. Dojrza³e samice przekazuj¹ wirus do jaj w czasie ich sk³adania. Podczas cyklu rozwojowego wi-rus jest przekazywany dalej do larw, poczwarek i imago. Zap³odniona samica komara do z³o¿enia jaj wymaga posi³ku z krwi zwierzêcej lub ludzkiej. Od iloci po-branej krwi zale¿y liczba zniesionych jaj i ich rozwój. Podczas pobierania krwi wirus nagromadzony w linian-kach samicy komara jest wprowadzany do krwiobiegu zwierzêcia lub cz³owieka i w ten sposób dochodzi do zaka¿enia (5). Dowiadczenie przeprowadzone na jed-nodniowych pisklêtach kurzych potwierdzi³o kr¹¿enie wirusa w cyklu ptakkomarptak. Zaka¿one pisklêta umieszczono w izolowanych pomieszczeniach, do któ-rych wpuszczano komary. Nastêpnie, po 12 i 15 dniach komary przenoszono do pomieszczeñ ze zdrowymi kur-czêtami. Po up³ywie 8 dni u kurcz¹t bêd¹cych w kontak-cie z zaka¿onymi komarami stwierdzono wysoki poziom wiremii oraz obecnoæ wirusa WN w wymazach z klo-aki, a po 14-21 dniach stwierdzono pojawianie siê prze-ciwcia³ neutralizuj¹cych. miertelnoæ wynosi³a oko³o 20%. Badanie komarów za pomoc¹ RT-PCR wykaza³o obecnoæ materia³u genetycznego wirusa WN u oko³o 97% owadów (11, 17, 20).
Sta³ym rezerwuarem wirusa s¹ chronicznie zaka¿one ptaki i ssaki. Mo¿liwa jest tak¿e transmisja wirusa od chronicznie zaka¿onych ptaków przylatuj¹cych na wios-nê z terenów zimowania na nie zaka¿one dot¹d komary i zdrowe ptaki. Migracje ptaków, a tak¿e rozwój trans-portu, g³ównie lotniczego, powoduj¹ mo¿liwoæ prze-niesienia wirusa wraz z zaka¿onymi komarami na nowe tereny. W ten sposób wirus WN dosta³ siê na kontynent amerykañski i europejski (8). Kr¹¿enie wirusa w zam-kniêtym cyklu przez ca³y rok jest mo¿liwe w ciep³ym klimacie. W klimacie umiarkowanym i zimnym wirus ma ograniczone mo¿liwoci rozprzestrzeniania ze wzglê-du na niesprzyjaj¹ce warunki, bowiem cykl rozwojowy komarów wynosi co najmniej 12 dni i wymaga tempera-tury minimum 22°C oraz wysokiej wilgotnoci. Jest to prawdopodobnie przyczyn¹ rzadkiego wystêpowania zachorowañ w regionie pó³nocnej Europy i pobrze¿a Ba³tyku. Niestety, efekt globalnego ocieplenia klimatu powoduje znacz¹ce rozszerzenie wystêpowania koma-rów, które przenosz¹ WNV.
Obecnoæ wirusa WN stwierdzono u ponad 150 ga-tunków ptaków. Zaka¿one ptaki s¹ znacznie os³abione i wykazuj¹ szereg objawów neurologicznych, jak: atak-sja, drgawki, u³o¿enie szyi w kszta³cie litery S, konwul-sje, niezbornoæ ruchów. Ptaki wodne p³ywaj¹, zatacza-j¹c ko³a (18). Badanie anatomopatologiczne wykazuje krwiaki podtwardówkowe w mó¿d¿ku, przekrwienie mózgu, krwawienie w korze mó¿d¿ku lub w pó³kulach mózgu, wzgórzu wzrokowym, pniu mózgu i rdzeniu krê-gowym odcinka szyjnego (10, 18, 23). Ponadto widocz-ne s¹ zmiany niedokrwienwidocz-ne w tkance miênia sercowe-go, czasami notuje siê wybroczyny krwawe, wystêpuje te¿ zapalenie miênia sercowego i nasierdzia (18, 23). Mo¿liwy jest tak¿e zanik miêni piersiowych, powiêk-szenie w¹troby i ledziony (1, 13, 18, 22). Antygeny wirusa WN s¹ wykrywane w mózgu, sercu, ledzionie, w¹trobie, nerkach, nadnerczach, jelitach, trzustce, p³u-cach oraz jajnikach. W badaniach histopatologicznych stwierdza siê zwiêkszon¹ liczbê jednoj¹drzastych leu-kocytów oraz zmiany zapalne w uk³adzie kr¹¿enia i prze-strzeni oko³onaczyniowej (2, 10, 23). Opisane zmiany s¹ wspólne dla wszystkich zaka¿onych gatunków dzi-kich ptaków.
U drobiu objawy kliniczne i zmiany anatomopatolo-giczne s¹ podobne do wystêpuj¹cych u ptaków dzikich. U zaka¿onych gêsi (3, 19) wystêpuj¹ ró¿nego stopnia objawy neurologiczne, pocz¹wszy od krêczu szyi, pora-¿eñ skrzyde³ i nóg, do niemo¿noci powstania i utrzy-mania siê w pozycji pionowej. Na sekcji stwierdza siê powiêkszenie woreczka ¿ó³ciowego, ledziony, w¹tro-by, nerek, ma³e ogniska nekrotyczne w sercu oraz ogni-ska w mózgu z³o¿one z limfocytów i zdegenerowanych neuronów. miertelnoæ wynosi oko³o 40% ptaków w stadzie. Wirus izolowano g³ównie z mózgu, serca, nerek i jelit (19). Podjête próby czynnego uodporniania g¹si¹t wykaza³y, ¿e szczepionka heterologiczna oparta na flawiwirusie zapalenia mózgu indyków (Turkey Meningoencephalitis Virus TME) podana g¹siêtom by³a skuteczna w 75%. Podjêto tak¿e próbê uodporniania gêsi inaktywowan¹ szczepionk¹ z adiuwantem olejo-wym, sporz¹dzon¹ z mózgu p³odów mysich zaka¿onych wirusem WN. Skutecznoæ jej wynosi³a 52-80% (16, 19). Cz³owiek ulega zaka¿eniu podczas uk¹szenia koma-ra, który jest przenosicielem wirusa. Mo¿liwe jest tak¿e zaka¿anie cz³owieka od cz³owieka, podczas transfuzji krwi lub transplantacji organów pobranych od osób za-ka¿onych, jednak takie przypadki wystêpuj¹ niezwykle rzadko. Odnotowywano tak¿e zaka¿enie niemowlêcia przez karmi¹c¹ matkê oraz zaka¿enie p³odu. Na rozwój choroby najbardziej podatne s¹ osoby, u których wystê-puje immunosupresja (4).
U ludzi oko³o 80% zaka¿eñ przebiega bezobjawowo. Okres wylêgania choroby wynosi od 2 do 10 dni. Po za-ka¿eniu powstaje trwaj¹ca bardzo krótko wiremia, koñ-cz¹ca siê przed wyst¹pieniem pierwszych objawów cho-roby, takich jak: bóle g³owy, z³e samopoczucie, brak apetytu, nudnoci, zawroty g³owy i bóle miêniowe (4). Po paru dniach pojawia siê plamisto-grudkowa wysyp-ka oraz powiêkszenie wêz³ów ch³onnych. W wiêkszo-ci przypadków po up³ywie 3-6 dni objawy te zanikaj¹
Medycyna Wet. 2008, 64 (12) 1370
samoistnie. Ciê¿ki przebieg choroby, z objawami zapa-lenia opon mózgowo-rdzeniowych i zapazapa-lenia mózgu wystêpuje rzadko, przewa¿nie u osób powy¿ej 50. roku ¿ycia (6). Ponadto notowane s¹: ataksja, zapalenie ner-wów rdzenia krêgowego, niedow³ady i zapalenie nerwu wzrokowego. Czêsto wystêpuj¹ tak¿e objawy przypo-minaj¹ce chorobê Parkinsona. miertelnoæ chorych hos-pitalizowanych wynosi 2-14%, lecz mo¿e dochodziæ do 35%. U dzieci choroba przebiega bardzo ³agodnie (4, 5, 12, 14).
We wczesnym okresie zaka¿enia u ludzi w p³ynie mózgowo-rdzeniowym i we krwi pojawiaj¹ siê przeciw-cia³a klasy IgM utrzymuj¹ce siê przez wiele tygodni, a nawet miesiêcy. Stwierdzenie obecnoci przeciwcia³ w p³ynie mózgowo-rdzeniowym wskazuje na zaka¿enie orodkowego uk³adu nerwowego. Wykrywanie wirusa w tkankach przy zastosowaniu specyficznych starterów metod¹ RT-PCR pozwala na identyfikacjê szczepu i pó-niejsz¹ jego charakterystykê. W przypadku braku obja-wów klinicznych i zmian anatomopatologicznych, przy podejrzeniu zaka¿enia WNV przeprowadza siê badanie immunohistochemiczne (IHC) lub ³añcuchow¹ reakcjê polimerazy z analiz¹ restrykcyjn¹ (PCR-RE) (21), RRT--PCR (Real-Time Reverse Transcription PCR) oraz NRT--PCR (Nested Reverse Transcription PCR). Jednak¿e metody oparte na detekcji kwasów nukleinowych maj¹ ograniczone zastosowanie, gdy¿ okres wiremii WN jest krótki i koñczy siê przed wyst¹pieniem objawów choro-by, natomiast s¹ stosowane do wykrywania bezobjawo-wej infekcji u dawców krwi oraz dawców organów.
Jak dot¹d dla ludzi brak jest zarówno skutecznych szczepionek, jak i leków przeciwko zaka¿eniom wiru-sem WN. Jedynym sposobem jest walka z komarami polegaj¹ca na likwidacji miejsc ich rozmna¿ania, czyli osuszanie bagien, rozlewisk oraz zbiorników stoj¹cej wody, stosowanie repelentów i insektycydów, ogranicze-nie kontaktów z komarami przy u¿yciu moskitier i ubrañ ochronnych oraz unikanie miejsc wystêpowania ko-marów.
Mo¿na s¹dziæ, ¿e wirus WN dotar³ do Polski lub mo¿e to nast¹piæ ka¿dego lata (8). Niesprzyjaj¹ce warunki bio-meteorologiczne i wystêpowanie arbowirusa kleszczo-wego zapalenia mózgu mog¹ byæ przyczyn¹ nie wnik-niêcia dot¹d wirusa do naszego ekosystemu.
W Pañstwowym Instytucie Weterynaryjnym PIB w Pu³awach w 2006 r. przebadano 45 jastrzêbi, 12 wron, 30 wróbli i 3 kruki. Próbki do badañ stanowi³y narz¹dy wewnêtrzne: serce, ledziona, jelita i mózgi ptaków. Badania wykonywano metod¹ RT-PCR zestawem ko-mercyjnym Prodesse (USA) oraz opracowanym zesta-wem w³asnym, stosuj¹c najpierw RT-PCR, a nastêpnie Nested-PCR. W badanych próbkach nie wykryto obec-noci materia³u genetycznego WN. Badania te bêd¹ kontynuowane w latach przysz³ych, gdy¿ istnieje realne zagro¿enie. W takiej sytuacji nale¿y stworzyæ system wczesnego ostrzegania, polegaj¹cy na obserwacji i mo-nitorowaniu obecnoci wirusa u dzikich ptaków, szcze-gólnie krukowatych i wróblowatych w okresie wzmo¿o-nej aktywnoci komarów. W przypadku stwierdzenia wy-sokiej miertelnoci mózgi i serca ptaków pad³ych
nale-¿y przebadaæ metod¹ RT-PCR w kierunku detekcji ma-teria³u genetycznego wirusa WN. Polecane jest tak¿e u¿y-cie drobiu jako biologicznego systemu indykatorowego, wykrywaj¹cego obecnoæ wirusa WN i pozwalaj¹cego na kompleksowe badania laboratoryjne oraz w³aciw¹ interpretacjê wyników (9). Ponadto wa¿ne jest stworze-nie cis³ego nadzoru s³u¿b weterynaryjnych nad impor-tem ptaków, szczególnie z krajów tropikalnych.
Pimiennictwo
1.Gancz A. Y., Smith D. A., Barker I. K., Lindsay R., Hunter B.: Pathology and tissue distribution of West Nile Virus in North American Owls (family: Strigi-dae). Avian Pathol. 2006, 35, 17-29.
2.Gibbs S. E., Ellis A. E., Mead D. G., Allison A. B., Moulton J. K., Howerth E. W., Stallknecht D. E.: West Nile virus detection in the organs of naturally infected Blue Jays (Cyanocitta cristata). J. Wildl. Dis. 2005, 41, 354-362.
3.Glavits R., Ferenczi E., Ivanics E., Bakonyi T., Mató T., Zarka P., Palya V.: Co-occurrence of West Nile Fever and circovirus infection in a goose flock in Hungary. Avian Pathol. 2005, 34, 408-414.
4.Hayes E. B., OLeary D. R.: West Nile Virus infection: A pediatric perspective. Pediatrics 2004, 113, 1375-1381.
5.Hennanowska-Szpakowicz T., Grygorczuk S., Kondrusiuk M., Zajkowska J., Pancewicz S.: Zaka¿enie Wirusem Zachodniego Nilu. Przegl. Epidemiol. 2006, 60, 93-98.
6.Juricova Z., Pinowski J., Literak I., Hahm K. H., Romanowski J.: Antibodies to alphavirus, flavivirus, and bunyavirus arboviruses in house sparrows (Passer domesticus) and tree sparrows (Passer montanus) in Poland. Avian Dis. 1998, 42, 182-185.
7.Kauffman E. B., Jones S. A., Dupuis A. P., Ngo K. A., BernardK. A., Kramer L. D.: Virus detection protocols for West Nile Virus in vertebrate and mosquito speci-mens. J. Clin. Microbiol. 2003, 41, 3661-3667.
8.Knap J. P., Kubica-Biernat B.: Czy gor¹czka Zachodniego Nilu (WNF) dotar³a do Polski? Stanowisko zespo³u ekspertów powo³anych przez G³ównego Inspek-tora Sanitarnego. Przegl. Epidemiol. 2003, 57, 399-404.
9.Langevin S. A., Bunning M., Davis B., Komar N.: Experimental infection of chickens as candidate sentinels for West Nile Virus. Emerg. Infect. Dis. 200l, 7, 726-729.
10.Lopes H., Reding P., Glasser A., Armien A., Wünschmann A.: Clinical findings, lesions, and viral antigen distribution in Great Gray Owls (Strix nebulosa) and Barred Owls (Strix varia) with spontaneous West Nile Virus infection. Avian Dis. 2007, 51, 140-145.
11.McIntosh B. M., Gear J. H. S.: CRC Handbook Series in Zoonoses Section B: Viral Zoonoses. Vol. I, CRC Press, Inc. Boca Raton, Fla. 1981, 227-230. 12.Monath T. P., Arroyo J., Miller C., Guirakhoo F.: West Nile Virus vaccine. Curr.
Drug. Targets. Infect. Disord. 2001, 1, 37-50.
13.Panella N. A., Kerst A. J., Lanciotti R. S., Bryant P., Wolf B., Komar N.: Compa-rative West Nile Virus detection in organs of naturally infected American Crows (Corvus brachyrhynchos). Emerg. Infect. Dis. 2001, 7, 754-766.
14.Petersen L. R., Martin A. A.: West Nile Virus: A primer for the clinician. Ann. Intern. Med. 2002, 137, 173-179.
15.Petersen L. R., Roehrig J. T.: West Nile Virus: A reemerging global pathogen. Emerg. Infect. Dis. 200l, 7, 611-614.
16.Sarnina I., Khinich Y., Simanov M., Malkinson M.: An inactivated West Nile virus vaccine for domestic geese-efficacy study and a summary of 4 years of field application. Vaccine 2005, 23, 4955-4958.
17.Senne D. A., Pedersen J. C., Hutto D. L., Taylor W. D., Schmitt B. J., Pani-grahy B.: Pathogenicity of West Nile virus in chickens. Avian Dis. 2000, 44, 642-649.
18.Steele K. E., Linn M. J., Schoepp R. J., Komar N., Geisbert T. W., Manduca R. M., Calle P. P., Raphael B. L., Clippinger T. L., Larsen T., Smith J., Lanciotti R. S., Panella N. A., McNamara T. S.: Pathology of Fatal West Nile Virus infections in native and exotic birds during the 1999 outbreak in New York City, New York. Vet. Pathol. 2000, 37, 208-224.
19.Swayne D. E., Beck J. R., Smith C. S., Shieh W. J., Zaki S. R.: Fatal encephalitis and myocarditis in young domestic geese ( Anser anser domesticus) caused by West Nile Virus. Emerg. Infect. Dis. 2001, 7, 751-753.
20.Turell M. J., Sardelis M. R., Dohm D. J., OGuinn M. L.: Potential North American vectors of West Nile Virus. Ann. NY Acad. Sci. 2001, 951, 317-324. 21.Wilcox B. R., Yabsley M. J., Ellis A. E., Stallknecht D. E., Gibbs S. E.: West Nile Virus Antibody prevalence in American Crows (Corvus brachyrhynchos) and Fish Crows (Corvus ossifragus) in Georgia, USA, Avian Dis. 2007, 51, 125-128. 22.Wunschmann A., Shivers J., Carrol L., Fuller S., Saggese M., van Wettere A.,
Redig P.: Pathologic and immunohistochemical findings in Goshawks (Acci-piter gentiles) and Great Horned Owls (Bubo virginianus) naturally infected with West Nile Virus. Avian Dis. 2005, 49, 252-259.
23.Zhang Z., Wilson F., Read R., Pace L., Zhang S.: Detection and characterization of naturally acquired West Nile Virus infection in a female Wild Turkey. J Vet. Diagn. Invest. 2006, 18, 204-208.
Adres autora: prof. dr hab. El¿bieta Samorek-Salamonowicz, Al. Party-zantów 57, 24-100 Pu³awy; e-mail: elsam@piwet.pulawy.pl
