Artyku³ przegl¹dowy Review
Choroba niebieskiego jêzyka (BT) zakana, lecz nie zaraliwa choroba owiec oraz innych prze¿uwa-czy domowych i dzikich. Czynnikiem etiologicznym jest wirus choroby niebieskiego jêzyka (BTV), z ro-dzaju Orbivirus, rodzina Reoviridae. W warunkach naturalnych wektorem wirusa s¹ owady krwiopijne z rodzaju Culicoides, rodzina Ceratopogonidae (16). W warunkach dowiadczalnych wykazano mo¿liwoæ zaka¿enia wirusem przez nasienie, komórki jajowe i zarodki (22), a tak¿e odosobnione przypadki zaka¿e-nia p³odu przez ³o¿ysko (22). Chorobê po raz pierw-szy opisano pod koniec XIX wieku w po³udniowej Afryce, gdzie prawdopodobnie wystêpowa³a ende-micznie wród prze¿uwaczy dzikich, od których zo-sta³a nastêpnie przeniesiona na owce rasy merynos. Owce tej rasy okaza³y siê szczególnie wra¿liwe na patogenne dzia³anie BTV (13). Na pocz¹tku XX wie-ku choroba szerzy³a siê w Afryce, przede wszystkim wród owiec sprowadzonych na ten kontynent. Nastêp-nie chorobê stwierdzano, a wywo³uj¹cy j¹ patogen izo-lowano z ognisk BT na kontynentach: amerykañskim, afrykañskim, azjatyckim i australijskim, w strefie tro-pikalnej i subtrotro-pikalnej oraz na niektórych obszarach strefy umiarkowanej. Chorobê rejestrowano miêdzy
40-50° szerokoci pó³nocnej a 53° szerokoci po³ud-niowej, gdzie klimat i rodowisko zapewnia³y odpo-wiednie warunki dla cyklu ¿yciowego Culicoides (5). W Europie do 1998 r. chorobê niebieskiego jêzyka stwierdzano sporadycznie i zwykle by³a wywo³ywana przez pojedyncze serotypy BTV. Jednak¿e pocz¹w-szy od tego roku wirus BT serotyp 1, 2, 4, 8, 9 i 16 wykryto w wielu europejskich krajach basenu Morza ródziemnego (20). W sierpniu 2006 r. po raz pierw-szy w historii BT wirus serotyp 8 wyst¹pi³ powy¿ej 50° szerokoci pó³nocnej; chorobê wywo³an¹ przez ten wirus zg³osi³y niektóre kraje Europy pó³nocno-zachod-niej: Holandia, Belgia, Niemcy, Francja i Luksemburg (32). W latach 2007-2008, sytuacja epizootyczna w za-kresie BT w Europie nieoczekiwanie zmieni³a siê na niekorzyæ i by³a bardzo z³o¿ona. Powodem by³o po-jawienie siê nowych serotypów wirusa na obszarach, na których choroba dotychczas wystêpowa³a endemicz-nie oraz jego przeendemicz-niesieendemicz-nie na obszary, które z powo-du braku wektora uwa¿ane by³y za wolne od choroby (31). Na rozprzestrzenianie siê wirusa na tych obsza-rach mog³o wp³yn¹æ wiele czynników, miêdzy inny-mi: zmiany klimatyczne (podwy¿szenie redniej rocz-nej temperatury i wilgotnoci), sprzyjaj¹ce
powiêksza-Patologia i patogeneza choroby niebieskiego jêzyka
WIES£AW NIEDBALSKI, ANDRZEJ KÊSYZak³ad Pryszczycy Pañstwowego Instytutu Weterynaryjnego Pañstwowego Instytutu Badawczego, ul. Wodna 7, 98-220 Zduñska Wola
Niedbalski W., Kêsy A.
Pathology and pathogenesis of Bluetongue
Summary
The article reviews the clinical symptoms and pathogenesis of Bluetongue virus (BTV) infection of domestic and wild ruminants. The clinical signs of BTV infection occur principally in sheep but typical BT signs have also been observed in cattle infected with BTV serotype 8 in North-Western Europe. BTV infection can display a variety of clinical manifestations, ranging from subclinical or mild, to acute or even fatal infections. The lesions of BT differ not only among the animal species but also within breeds of the same species. In sheep the febrile period (41-42°C) lasts about one week. Nasal discharge, salivation, hyperemia, hemorrhages of the oral and nasal mucosa are observed 24-48 hrs after onset of fever. After the next few days edema of lips, tongue, face and ears is developed. At the end of febrile period, when mouth lesions begin to heal, coronitis may occur. The pathogenesis of BTV infection is similar in all species of ruminants. After cutaneous infection of BTV, by inoculation or through the bite of a BTV-infected Culicoides vector, the virus travels along the blood vessels to the regional lymph node, the place of the first replication of BTV. The virus is then disseminated to a variety of tissues throughout the body (particularly lungs and spleen) where replication occurs principally in mononuclear phagocytic and endothelial cells, lymphocytes and other cell types. BTV replicates in endothelial cells, causing cell injury and necrosis and leading to vascular thrombosis, tissue infarction, and, consequently, to a dysfunction of organs.
niu siê zasiêgu wystêpowania g³ównego wektora Cu-licoides imicola. Ponadto badania wykaza³y, ¿e wek-torem mog¹ byæ równie¿ inne gatunki kuczmanów: C. obsoletus i C. pulicaris (32). Zastosowanie od wios-ny 2008 r. szczepieñ profilaktyczwios-nych przeciwko BTV serotyp 8 w krajach, w których choroba wyst¹pi³a, wp³ynê³o na ograniczenie zasiêgu jej wystêpowania i znaczne zmniejszenie liczby ognisk na obszarze Eu-ropy. Od 1 kwietnia 2007 r. do 31 marca 2008 r. stwier-dzono ponad 63 000 przypadków choroby spowodo-wanej przez BTV-8. W tym samym okresie, w latach 2008-2009 ich liczba wynosi³a 39 400, a od 1 kwiet-nia do 21 grudkwiet-nia 2009 r. stwierdzono zaledwie oko³o 200 przypadków BT, w tym najwiêcej w Hiszpanii i Portugalii (ryc. 1). Mo¿na przypuszczaæ, ¿e ze wzglê-du na zimê i ograniczon¹ w tym czasie aktywnoæ kucz-manów lub jej brak, do 31 marca 2010 r. liczba ognisk BT serotyp 8 w Europie nie ulegnie istotnej zmianie.
Objawy kliniczne choroby niebieskiego jêzyka Zaka¿enie wirusem BT przebiegaj¹ce z wyst¹pie-niem objawów klinicznych choroby obserwuje siê g³ównie u owiec. Typowe objawy choroby stwierdza-no tak¿e u byd³a zaka¿onego BTV serotyp 8 w Euro-pie pó³nocno-zachodniej (5). Choroba mo¿e przebie-gaæ podklinicznie i ³agodnie, a tak¿e w postaci ostrej i nadostrej, czêsto koñcz¹cej siê mierci¹ zwierzêcia. Objawy kliniczne i ich nasilenie ró¿ni¹ siê w zale¿-noci od gatunku zwierzêcia, równie¿ w obrêbie ras tego samego gatunku (29).
U owiec inkubacja choroby jest stosunkowo krótka i rednio trwa od 3-5 dni do oko³o tygodnia. Wewnêtrz-na ciep³ota cia³a wzrasta do 41-42°C i utrzymuje siê przez kilka dni. Po 24-48 godzinach od wyst¹pienia gor¹czki obserwuje siê nasilenie wydzieliny z nosa, intensywne linienie oraz zaczerwienienie i przekrwie-nie b³ony luzowej jamy gêbowej (29). W ci¹gu ko-lejnych kilku dni nastêpuje obrzêk warg, jêzyka, po-wiek, uszu oraz czêsto tkanek okolicy
miêdzy¿uchwo-wej. Przekrwienie luzówki jamy gêbowej i jêzyka nasila siê, pojawiaj¹ siê punkcikowate wybroczyny, sporadycznie obserwuje siê zasinienie jêzyka (st¹d nazwa choroby). Z powodu zaburzeñ w kr¹¿eniu krwi jêzyk czêsto jest obrzêkniêty i wystaje z jamy gêbo-wej. Po 5-8 dniach od wzrostu ciep³oty cia³a na b³o-nie luzowej jamy gêbowej, zw³aszcza na dzi¹s³ach, policzkach i jêzyku, a tak¿e w jamie nosowej tworz¹ siê nad¿erki. Wystêpuje bolesnoæ, co powoduje, ¿e zwierzêta czêsto poruszaj¹ jêzykiem i wargami oraz intensywnie mlaskaj¹. luzowa wydzielina z nosa zmienia siê w ropn¹, zasycha i tworzy skorupê, która znacznie utrudnia oddychanie. Pojawia siê dusznoæ i w efekcie dochodzi do obrzêku p³uc (29). Niekiedy, szczególnie u jagni¹t, wystêpuje biegunka. Pod koniec okresu gor¹czkowego, gdy zmiany chorobowe w ja-mie gêbowej zaczynaj¹ siê goiæ, stan zapalny mo¿e pojawiæ siê na koñczynach. Podczas badania klinicz-nego stwierdza siê czêsto stan zapalny skóry koronki, który w wielu przypadkach przenosi siê na racice. W wyniku tego wystêpuje kulawizna. Utrudnione po-ruszanie siê zwierzêcia (sztywny chód) jest nastêp-stwem martwicy miêni oraz zapalenia koronki racic. Owce stoj¹ i przyjmuj¹ charakterystyczn¹ postawê z ³u-kowato wygiêtym grzbietem. Po oko³o 2 tygodniach puszka rogowa racic mo¿e oddzielaæ siê, a po kilku miesi¹cach mo¿e nast¹piæ jej zzucie (29). Zaka¿one ciê¿arne samice mog¹ roniæ lub rodziæ jagniêta z de-formacjami cia³a. Choroba w postaci ostrej zwykle trwa od 6 do 14 dni. W badaniu sekcyjnym stwierdza siê wtórne zapalenie p³uc z du¿¹ iloci¹ piany i p³ynem w klatce piersiowej, obrzêk i wybroczyny w wêz³ach ch³onnych, p³ucach i sercu, przekrwienie i zastój krwi w ledzionie i w¹trobie oraz obrzêk i martwicê miêni szkieletowych. Ponadto widoczne s¹ ogniska martwi-cy b³ony luzowej uk³adu oddechowego i pokarmo-wego. U jagni¹t zaka¿onych wewn¹trzmacicznie czês-to nastêpuje niedorozwój mózgu i stwierdza siê wodo-g³owie (4). Badanie mikroskopowe tkanek b³ony lu-zowej z miejsc zmian anatomopatologicznych ujawnia naciek komórek jednoj¹drzastych oraz zwyrodnienie i martwicê komórek nab³onkowych wraz z nagroma-dzeniem siê komórek ze ródplazmatycznymi kwaso-ch³onnymi wtrêtami. W miêniach wystêpuj¹ zwyrod-nieniowe zmiany szkliste, martwica i zwapnienia po-jedynczych w³ókien miêniowych, a ponadto obrzêk, wybroczyny i naciek komórek neutrofilnych, makro-fagów i limfocytów (29).
Zwierzêta, które przechorowa³y, wymagaj¹ wielo-tygodniowego okresu rekonwalescencji. Szczególnie powolny powrót do zdrowia obserwuje siê u owiec, u których nast¹pi³o uszkodzenie miêni szkieletowych. Przy postaci nadostrej choroby miertelnoæ mo¿e wynosiæ od 5% do 20%, a w przypadku zaka¿enia nie-którymi szczepami wirusa BT nawet do 70%. Nasile-nie choroby oraz miertelnoæ wród owiec zale¿y tak-¿e od wieku zwierz¹t, statusu immunologicznego, ogólnej kondycji zdrowotnej oraz warunków, w jakich 0 20 000 40 000 60 000 80 000 100 000 2006-2007 2007-2008 2008-2009 2009-2010 Sezon Liczba ognisk BTV-8
Ryc. 1. Ogniska BTV serotyp 8 w Europie w okresie od 01.04. 2006 r. do 21.12.2009 r. (wed³ug Animal Disease Information System ADNS)
s¹ przetrzymywane (23). Cho-roba powoduje znaczne straty w hodowli z powodu padniêæ zwierz¹t zaka¿onych, opónie-nia ich wzrostu, utraty we³ny i niep³odnoci.
U byd³a objawy choroby spo-wodowane przez BTV serotyp 8 by³y wyranie zaznaczone i zo-sta³y dobrze opisane podczas ostatniej epizootii w Europie pó³nocno-zachodniej (5, 9, 28). Pierwszym objawem by³ wzrost ciep³oty cia³a, a nastêpnie zmia-ny pojawia³y siê w jamach gê-bowej i nosowej. W tych miej-scach stwierdzano przekrwie-nie i obrzêk b³ony luzowej, rozwija³ siê stan zapalny lu-zówki, co przejawia³o siê wzmo¿onym linieniem oraz wydzielin¹ z nozdrzy. Na
kra-wêdzi bezzêbnej, jêzyku oraz b³onie luzowej jamy gêbowej tworzy³y siê ubytki. U krów mlecznych nad-¿erki czêsto wystêpowa³y na skórze strzyków. W wy-niku zmian martwiczych obserwowano ³uszczenie siê naskórka strzyków i tworzenie strupów. Na koñczy-nach dochodzi³o do zapalenia koronki i tworzywa ra-cic. Wybroczyny w op³ucnej, osierdziu i na wewnêtrz-nej powierzchni pow³ok brzusznych nie by³y tak cha-rakterystyczne jak w przypadku owiec, jednak¿e pod-czas ostrego przebiegu choroby u byd³a stwierdzano niekiedy obrzêk p³uc, który powodowa³ zaburzenia w oddychaniu. Zaka¿enie byd³a wirusem BT mo¿e przyczyniaæ siê równie¿ do niep³odnoci oraz ronie-nia, a tak¿e rodzenia ciel¹t s³abych, z widocznymi wadami. miertelnoæ wród byd³a by³a znaczna, ale nie tak wysoka jak w przypadku owiec (27).
U dzikich prze¿uwaczy objawy BT zosta³y tak¿e dobrze opisane (29). U jelenia bia³oogoniastego ob-serwuje siê wyran¹ zakrzepicê naczyñ w³osowatych oraz przekrwienia licznych organów wewnêtrznych (14). Podczas ostatniej epizootii BTV-8 w Europie stwierdzono typowe objawy kliniczne u wielu prze¿u-waczy wolno ¿yj¹cych i trzymanych w zamkniêciu (zoo), np.: wo³ów pi¿mowych, bizonów amerykañ-skich i europejamerykañ-skich, muflonów i jaków. Prze¿uwacze ¿yj¹ce w Afryce by³y mniej wra¿liwe na zaka¿enie wi-rusem BT (11). U zaka¿onych lam i alpak objawy BT wystêpowa³y w postaci ostrych zaburzeñ uk³adu od-dechowego (12). W badaniu sekcyjnym stwierdzano ciê¿ki obrzêk p³uc, z p³ynem w klatce piersiowej oraz wybroczynami na osierdziu.
Patogeneza zaka¿enia wirusem BT
Patogeneza zaka¿enia wirusem BT jest podobna u owiec i byd³a oraz prawdopodobnie u innych gatun-ków prze¿uwaczy (2, 6, 16, 25). Po ródskórnym
za-ka¿eniu, w wyniku sztucznej inokulacji b¹d uk¹sze-nia przez kuczmany, wirus z krwi¹ wêdruje do miej-scowych wêz³ów ch³onnych, w których nastêpuje pierwsza replikacja (2, 25). Po zaka¿eniu komórek mononuklearnych krwi obwodowej rozwija siê pierw-sza wiremia, osi¹gaj¹ca szczyt po 3-5 dniach od zaka-¿enia (ryc. 2). W nastêpnej kolejnoci wirus z limf¹ i krwi¹ (28) rozprzestrzenia siê do ró¿nych tkanek w organizmie zwierzêcia (g³ównie p³uc i ledziony), w których zachodzi druga replikacja i wirus namna¿a siê w mononuklearnych fagocytach, komórkach endo-telialnych oraz limfocytach (6, 10, 18). Druga wire-mia jest cile zwi¹zana z komórkami krwi i mo¿e utrzymywaæ siê przez d³ugi okres po zaka¿eniu, lecz nosicielstwo u domowych prze¿uwaczy nie wystêpu-je (2, 21). W okresie wiremii najwiêcej cz¹stek wirusa BT zwi¹zanych jest z p³ytkami krwi i erytrocytami. Stosunkowo krótki okres ¿ycia p³ytek krwi powoduje, ¿e w póniejszym okresie po zaka¿eniu wirus pozo-staje zwi¹zany g³ównie lub wy³¹cznie z erytrocytami, co umo¿liwia wyd³u¿enie okresu trwania zaka¿enia prze¿uwaczy i jest ród³em wirusa dla kuczmanów. Dziêki temu mo¿liwe jest kr¹¿enie zjadliwego wirusa w rodowisku przez okres kilku tygodni, nawet przy wysokim mianie przeciwcia³ neutralizuj¹cych u zwie-rz¹t (2-4). U owiec zakany wirus wykrywano w ery-trocytach przez 50 dni po zaka¿eniu, a w innych ko-mórkach krwi przez oko³o 20 dni (ryc. 2). Materia³ genetyczny (RNA) wirusa BT mo¿e byæ obecny we krwi zaka¿onego byd³a i owiec, gdy zjadliwego wiru-sa nie wykrywa siê ju¿ metod¹ izolacji w hodowli wra¿-liwych komórek lub w próbie biologicznej zaka¿enia wra¿liwych owiec (3, 19). Okres, w którym RNA wi-rusa BT jest obecny we krwi zaka¿onych prze¿uwa-czy, pokrywa siê z czasem ¿ycia erytrocytów (rednio 120 dni) i jest d³u¿szy u byd³a ni¿ u owiec. Metod¹ Ryc. 2. Patogeneza choroby niebieskiego jêzyka, wg Barrat-Boys&MacLachlan (2), zmodyfikowany
II replikacja
Œledziona i inne organy (dzieñ 4.-20.) P³uca Wêz³y ch³onne Œledziona II wiremia Erytrocyty (dzieñ 20.-50.)
Inne komórki krwi (dzieñ 6.-20.) naczynia krwionoœne w³osowate Powierzchnia skóry I wiremia Monocyty peryferyjne (dzieñ 3.-5.) Naczynia limfatyczne Wêz³y ch³onne miejscowe(dzieñ 2.-3.) Wektor ZAKA¯ENIE I replikacja ODPOWIED IMMUNOLOGICZNA TRANSMISJA
RT-PCR mo¿liwe jest wykrycie RNA we krwi byd³a nawet po 222 dniach od zaka¿enia (2).
Zaka¿enie wirusem BT powoduje mieræ, apoptozê i/lub nekrozê komórek endotelialnych naczyñ w³oso-watych, monocytów i limfocytów T ãä (26). Zaka¿e-nie komórek endotelialnych pobudza wytwarzaZaka¿e-nie cy-tokin: interleukiny 1 (IL-1), IL-8, IL-6, cyklooksyge-nazy-2 oraz syntazy tlenku azotu, czynników uczest-nicz¹cych w patogenezie BT (7). Po zaka¿eniu owiec lub byd³a wirusem BT w osoczu wzrasta stê¿enie pro-stacykliny, hormonu tkankowego z grupy prostaglan-dyn, inhibitora agregacji p³ytek krwi oraz tromboksy-ny, czynnika lipidowego wykazuj¹cego w³aciwoci koagulacyjne. We krwi byd³a stwierdzono wy¿sze stê¿enie prostacykliny, co prawdopodobnie chroni te zwierzêta przed zakrzepic¹ naczyñ w³osowatych (7). Wirus BT pobudza równie¿ syntezê in vivo interfero-nu (IFN) typ I u owiec, byd³a i myszy (26). Szczegól-nie silnym induktorem syntezy IFN u myszy jest BTV serotyp 8, nawet po jego nawietleniu promieniami UV (15). Wiele serotypów wirusa BT pobudza syntezê IFN typ I, lecz ta zdolnoæ uzale¿niona jest od rodzaju za-ka¿onych komórek. Syntezê IFN u myszy indukuje tak¿e podwójnie niciowy RNA wirusa BT, jednak¿e sk³adnik RNA, który jest za to odpowiedzialny, nie zosta³ dotychczas okrelony (8).
U prze¿uwaczy zaka¿enie wirusem BT prowadzi do uszkodzenia naczyñ krwiononych w³osowatych. Wi-rus replikuje siê w komórkach endotelialnych, powo-duj¹c zmiany martwicze oraz zakrzepicê naczyñ krwio-nonych, co skutkuje niedotlenieniem tkanek oraz wybroczynami (6, 25, 29). U jeleni bia³oogoniastych, szczególnie wra¿liwych na zaka¿enie BTV, w wyniku uszkodzenia komórek endotelialnych rozwija siê wy-niszczaj¹ca organizm zakrzepica naczyñ w³osowatych, doprowadzaj¹ca do powstania skazy krwotocznej (14). U owiec eksperymentalnie zaka¿onych wirusem BT proces ten nie wystêpuje, pomimo wyranego spadku liczby p³ytek krwi oraz intensywnej koagulopatii, ob-jawiaj¹cej siê przed³u¿eniem czasu krzepniêcia i sk³on-noci¹ do tworzenia krwiaków w miejscach nak³ucia przez kuczmany (17). Metod¹ immunofluorescencji wykazano, ¿e zaka¿enie komórek endotelialnych w tkankach owcy utrzymuje siê stosunkowo krótko, do oko³o 10 dni po zaka¿eniu (6), natomiast mieræ zwierzêcia mo¿e nast¹piæ dopiero po dwóch tygod-niach od zaka¿enia lub nawet póniej (17, 29). Pod tym wzglêdem patogeneza BT przebiega podobnie jak w przypadku ludzkich gor¹czek krwotocznych, takich jak choroba Ebola, przy której uszkodzenie na-czyñ krwiononych i towarzysz¹ce temu dysfunkcje nie s¹ wy³¹cznie skutkiem zaka¿enia komórek endo-telialnych. W przypadku pacjentów zaka¿onych wiru-sem Ebola uszkodzenia naczyñ krwiononych s¹ bar-dziej rozleg³e ni¿ u zwierz¹t zaka¿onych wirusem BT, jednak¿e zale¿noæ pomiêdzy rzeczywistym uszkodze-niem naczyñ i zaka¿euszkodze-niem komórek endotelialnych jest podobna w przypadku obu chorób (6). Ponadto
bada-nia z wykorzystaniem hodowli komórek endotelialnych wskazuj¹, ¿e indukowane przez BTV, pochodz¹ce od gospodarza czynniki porednicz¹ce w procesie zaka-¿enia powoduj¹ dysfunkcjê komórek endotelialnych i wzrost przepuszczalnoci naczyñ krwiononych, co jest charakterystyczne dla zaka¿enia wirusem BT (7). Czynniki naczyniowe porednicz¹ce produkowane przez p³ytki krwi, zaka¿one komórki dendrytyczne, makrofagi i komórki endotelialne prawdopodobnie przyczyniaj¹ siê do uszkodzenia naczyñ krwiononych, co w rezultacie prowadzi do powstania rozleg³ych obrzêków p³uc oraz wybroczyn (17, 29). Interesuj¹ce jest, ¿e rozleg³e obrzêki p³uc mog¹ wyst¹piæ u owiec w pónym okresie po zaka¿eniu, ju¿ w fazie rekonwa-lescencji, gdy zaka¿enie komórek epitelialnych jest nieznaczne (6). Nadal pozostaje niewyjanione, dla-czego wiêkszoæ wirulentnych szczepów BTV powo-duje rozwój choroby u owiec, a nie u byd³a, tym bar-dziej, ¿e patogeneza BT u obu tych gatunków jest po-dobna. Przypuszcza siê, ¿e u podstaw tego zjawiska le¿y ró¿nica we wra¿liwoci komórek endotelialnych tych gatunków na zaka¿enie BTV (7). Zaka¿enie ko-mórek endotelialnych byd³a powoduje ich aktywacjê i podwy¿szon¹ transkrypcjê genów koduj¹cych czyn-niki porednicz¹ce naczyniowe i zapalne oraz wzra-staj¹c¹ ekspresjê cz¹steczek zaadsorbowanych na powierzchni komórki, natomiast zaka¿enie komórek endotelialnych owcy przyczynia siê wy³¹cznie do nie-wielkiej ich aktywacji i szybkiej cytolizy. Ponadto stosunek tromboksyny do prostacykliny, swoistego wskanika wzrostu koagulacji, jest znacznie ni¿szy u zaka¿onych owiec ni¿ u byd³a (7). Wzrost stê¿enia tromboksyny w osoczu zaka¿onych prze¿uwaczy wskazuje, ¿e pochodz¹ce od p³ytek krwi naczyniowe czynniki porednicz¹ce mog¹ odgrywaæ zasadnicz¹ rolê we wzrocie przepuszczalnoci naczyñ krwiono-nych po zaka¿eniu BTV.
Podsumowuj¹c mo¿na stwierdziæ, ¿e dysfunkcja endotelium naczyniowego odgrywa zasadnicz¹ rolê w rozwoju choroby i powstaniu jej objawów u zaka-¿onych prze¿uwaczy. Zaka¿enie wirusem BT komó-rek endotelialnych naczyñ w³osowatych jamy gêbo-wej, górnej czêci przewodu pokarmowego, serca, miêni szkieletowych i innych wra¿liwych tkanek pro-wadzi do ich niedro¿noci i zaburzeñ kr¹¿enia, powo-duje powstanie zastojów i wysiêków oraz niedotlenie-nie tkanek, a w konsekwencji dysfunkcjê organów.
Pimiennictwo
1.Barrat-Boyes S. M., Maclachlan N. J.: Dynamics of viral spread in blue-tongue virus infected calves. Vet. Microbiol. 1994, 40, 361-371.
2.Barrat-Boyes S. M., MacLachlan N. J.: Pathogenesis of bluetongue virus infection in cattle. J. Am. Vet. Med. Assoc. 1995, 206, 1322-1329. 3.Bonneau K. R., DeMaula C. D., Mullens B. A., Maclachlan N. J.: Duration
of viremia infection to Culicoides sonorensis in bluetongue virus-infected cattle and sheep. Vet. Microbiol. 2002, 88, 115-125.
4.Brewer A. W., MacLachlan N. J.: The pathogenesis of bluetongue virus infection of bovine blood cells in vitro: ultrastructural characterization. Arch. Virol. 1994, 136, 287-298.
5.Darpel K. E., Batten C. A., Veronesi E., Shaw A. E., Anthony S., Bachanek--Bankowska K., Kgosana L., bin-Tarif A., Carpenter S., Müller-Doblies U. U.,
Takamatsu H. H., Mellor P. S., Mertens P. P., Oura C. A.: Clinical signs and pathology show by British sheep and cattle infected with bluetongue virus serotype 8 derived from the 2006 outbreak in northern Europe. Vet. Rec. 2007, 161, 253-261.
6.Darpel K. E., Monaghan P., Anthony S. J., Takamatsu H., Mertens P. P.: Bluetongue virus in the mammalian host and the induced immune response, [w:] Mellor P., Baylis M., Martens P. (eds.): Bluetongue. Elsevier, London 2009, 265-284.
7.DeMaula C. D., Leutenegger C. M., Bonneau K. R., MacLachlan N. J.: The role of endothelial cell-derived inflammatory and vasoactive mediators in the pathogenesis of bluetongue. Virology 2002, 296, 330-337.
8.Ekstern P. A., Huismans H.: Interferon induction by bluetongue virus and bluetongue virus ribonucleic acid. Onderstepoort J. Vet. Res. 1972, 39, 125--131.
9.Elbers A. R., Backx A., Meroc E., Gerber G., Staubach C., Hendrickx G, van der Spek A., Mintiens K.: Field observations during the bluetongue serotype 8 epidemic in 2006. I. detection of the first outbreaks and clinical signs in sheep and cattle in Belgium, France and the Netherlands. Prev. Vet. Med. 2008, 87, 21-30.
10.Ellis J. A., Coen M. L., MacLachlan N. J., Wilson W. C., Williams E. S., Luedke A. J.: Prevalence of bluetongue virus expression in leucocytes from experimentally infected ruminants. Am. J. Vet. Res. 1993, 54, 1452-1456. 11.Fernandez-Pacheco P., Fernandez-Pinero J., Aguero M., Jiminez-Clavero
M. A.: Bluetongue virus serotype 1 in wild mouflons in Spain. Vet. Rec. 2008, 162, 659-660.
12.Henrich M., Reinacher M., Hamann H. P.: Lethal bluetongue virus infection in an alpaca. Vet. Rec. 2007, 161, 764.
13.Howell P. G., Verwoerd D. W.: Bluetongue virus, [w:] Gard S., Hallaver C., Meyer F. K. (eds.): Virology Monographs. Springer Verlag, New York 1971, 9, 35-74.
14.Howerth E. W., Greene C. E., Prestwood A. K.: Experimentally induced blue-tongue virus infection in white-tailed deer: coagulation, clinical pathologic, and gross pathologic changes. Am. J. Vet. Res. 1988, 49, 1906-1923. 15.Jameson P., Schoenherr C. K., Grossberg S. E.: Bluetongue virus, an
excep-tionally potent interferon inducer in mice. Infect. Immun. 1978, 20, 321--323.
16.MacLachlan N. J.: The pathogenesis and immunology of bluetongue virus infection of ruminants. Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 1994, 17, 197-206.
17.MacLachlan N. J., Crafford J. E., Vernau W., Gardner I. A., Goddard A., Guthrie A. J., Venter E. H.: Experimental reproduction of severe bluetongue in sheep. Vet. Pathol. 2008, 45, 310-315.
18.MacLachlan N. J., Jagels G., Rossitto P. V., Moore P. F., Heidner H. W.: The pathogenesis of experimental bluetongue infection virus infection of calves. Vet. Pathol. 1990, 27, 223-229.
19.MacLachlan N. J., Nunamaker R. A., Katz J. B., Sawyer M. M., Akita G. Y., Osburn B. I., Tabaschnick W. J.: Detection of bluetongue virus in the blood of inoculated calves: comparison of virus isolation, PCR assay, and in vitro feeding of Culicoides variipennis. Arch. Virol. 1994, 136, 1-8.
20.Mellor P. S., Wittmann E. J.: Bluetongue virus in the Mediterranean Basin 1998-2001. Vet. J. 2002, 164, 20-37.
21.Melville L. F., Hunt N. T., Davis S. S., Weir R. P.: Bluetongue virus does not persist in naturally infected cattle. Vet. Ital. 2004, 40, 502-507.
22.Menzies F. D., McCullough S. J., McKeown I. M., Forster J. L., Jess S., Batten C., Murchie A. K., Gloster J., Fallows J. G., Pelgrim W., Mellor P. S., Oura C. A. L.: Evidence for transplacental and contact transmission of blue-tongue virus in cattle. Vet. Rec. 2008, 163, 203-209.
23.Parsonson I.: Overview of bluetongue virus infection in sheep, [w:] Walton T., Osburn B. (eds.): Bluetongue, African horsesickness, and related orbiviruses. CRC Press, Boca Raton, FL, USA 1992, 713-724.
24.Parsonson I. M.: Pathology and pathogenesis of bluetongue infections. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 1990, 162, 119-141.
25.Pini A.: Study on the pathogenesis of bluetongue: replication of the virus in the organs of infected sheep. Onderstepoort J. Vet. Rec. 1976, 43, 159-164. 26.Schwartz-Cornil I., Mertens P. P. C., Contreras V., Hemati B., Pascale F., Breard E., Mellor P. S., Maclachlan N. J., Zientara S.: Bluetongue virus: virology, pathogenesis and immunity. Vet. Res. 2008, 39, 46-62.
27.Szmaragd C., Wilson A., Carpenter S., Mertens P. P., Mellor P. S., Gubbins S.: Mortality and case fatality during the recurrence of BTV-8 in northern Europe in 2007. Vet. Rec. 2007, 161, 571-572.
28.Thiry E., Saegerman C., Guyot H., Kirten P., Losson B., Rollin F., Bodmer M., Czaplicki G., Toussaint J. F., De Clercq K., Dochy J. M., Dufey J., Gilleman J. L., Messeman K.: Bluetongue in northern Europe. Vet. Rec. 2006, 159, 327.
29.Verwoerd D. W., Erasmus B. J.: Bluetongue, [w:] Coetzer J. A., Tustin R. C. (eds.): Infectious diseases of livestock. Oxford Press, Cape Town 2004, 1201--1220.
30.Walton T. E.: The history of bluetongue and a current global overview. Vet. Ital. 2003, 40, 31-38.
31.Wilson A., Mellor P.: Bluetongue in Europe: past, present and future. Phil. Trans. R. Soc. B. 2009, 364, 2669-2681.
32.Wilson A., Mellor P.: Bluetongue in Europe: vectors, epidemiology and climate change. Parasitol. Res. 2008, 103, 69-77.
Adres autora: doc. dr hab. Wies³aw Niedbalski, ul. Zielona 48/4, 98-220 Zduñska Wola; e-mail: wieslaw@piwzp.invar.net.pl
