Medycyna Wet. 2007, 63 (8) 883
Artyku³ przegl¹dowy Review
Bakterie nale¿¹ce do rodzaju Brachyspira bytuj¹ w jelitach grubych u ludzi i zwierz¹t. Mog¹ wystêpo-waæ w jelitach ptaków, w tym g³ównie u kur niosek, brojlerów kurzych, strusi oraz ptaków wolno ¿yj¹cych, takich jak: kaczki, ba¿anty, ³abêdzie i in. (7-9, 15, 24--26). W ostatnich latach coraz wiêcej badañ powiê-conych jest krêtkom Brachyspira wystêpujacym u pta-ków, choæ mechanizmy ich chorobotwórczoci w dal-szym ci¹gu pozostaj¹ niewyjanione.
Kolonizacja krêtków Brachyspira spp. w jelitach lepych oraz w jelicie prostym u ptaków prowadzi do rozwoju spirochetozy jelitowej (avian intestinal spi-rochaetosis AIS). Jest to podostra lub przewlek³a cho-roba przewodu pokarmowego przebiegaj¹ca z biegun-k¹ i obni¿eniem produkcyjnoci. Sporadycznie AIS mo¿e mieæ ostry przebieg. Rozpoznanie spirochetozy jelitowej ptaków jest trudne, poniewa¿ krêtków nie izoluje siê podczas rutynowego badania bakteriologicz-nego. Bakterie te równie¿ s³abo wybarwiaj¹ siê meto-d¹ Grama w preparatach bezporednich z próbek od-chodów czy treci jelitowej. Zaka¿enia maj¹ najczê-ciej przebieg przewlek³y, a objawy kliniczne s¹ nie-specyficzne i s³abo wyra¿one (13, 24).
Taksonomia krêtków Brachyspira spp.
Wed³ug najnowszej taksonomii rodzaj Brachyspira zaliczany jest do typu B XVII, klasy Spirochaetes, rzê-du Spirochaetales, rodziny Spirochaetaceae (3). Obec-nie do rodzaju Brachyspira zaliczanych jest 6 gatun-ków: B. hyodysenteriae, B. pilosicoli, B. intermedia,
B. alvinipulli, B. innocens, B murdochii oraz B. aal-borgi. Wielu szczepów wyizolowanych od ptaków nie mo¿na zaklasyfikowaæ do istniej¹cych gatunków. Przy-puszczalnie mog¹ one stanowiæ nowy gatunek lub ga-tunki. Izolaty te maj¹ zró¿nicowane cechy fenotypo-we oraz pewne wspólne cechy genotypofenotypo-we, takie jak sekwencje genów 16S rRNA oraz profil MEE (multi-locus enzyme electrophoresis) (7, 22, 24). Na tej pod-stawie czêsto zaliczane s¹ do wspólnej grupy B. pulli. McLaren i wsp. pos³uguj¹c siê technik¹ MEE wyka-zali, ¿e sporód 56 szczepów wyizolowanych w Aus-tralii, USA, Wielkiej Brytanii i Holandii ponad po³o-wa, bo a¿ 56,4% nale¿a³a do grupy B. pulli (13).
Morfologia krêtków Brachyspira spp.
Krêtki z rodzaju Brachyspira s¹ bakteriami Gram--ujemnymi o cienkich, silnie wyd³u¿onych i skrêco-nych komórkach. Ich d³ugoæ waha siê od 5,2 do 12,9 µm, a rednica od 0,19 do 0,40 µm. W hodow-lach po 7 dniach inkubacji mo¿na obserwowaæ niety-powe, kuliste formy tych bakterii (7, 24).
W przestrzeni periplazmatycznej znajduj¹ siê w³ók-na osiowe u³o¿one wzd³u¿ protoplazmatycznego cy-lindra, w liczbie charakterystycznej dla gatunku (od 8 do 30). W³ókna osiowe maj¹ zdolnoæ kurczenia siê i rozkurczania, co umo¿liwia krêtkom ruch. Obserwa-cja morfologii oraz charakterystycznego sposobu po-ruszania siê krêtków w preparatach bezporednich jest jednym z elementów przy¿yciowej diagnostyki cho-rób wywo³ywanych przez te bakterie (24).
Krêtki z rodzaju Brachyspira jako czynnik
etiologiczny spirochetozy jelitowej ptaków
MAGDALENA KIZERWETTER-WIDA, MAGDALENA RZEWUSKA, MARIAN BINEKKatedra Nauk Przedklinicznych Wydzia³u Medycyny Weterynaryjnej SGGW, ul. Ciszewskiego 8, 02-786 Warszawa
Kizerwetter-wida M., Rzewuska M., Binek M.
Spirochetes of Brachyspira spp. as an etiological agent of avian intestinal spirochaetosis
Summary
Spirochetes Brachyspira spp. are found in large intestines of humans and animals. The following patho-genic species of Brachyspira are involved in avian intestinal spirochaetosis (AIS): B. alvinipulli, B. pilosicoli, B. intermedia and B. hyodysenteriae. There are also unclassified spirochetes isolated from birds, which are known as B. pulli. AIS may cause significant economical losses in poultry production. AIS seems to be a fairly widespread problem in laying hens and captive rheas. Chronical infections with a mild course of the disease are difficult to diagnose and only limited data concerning the prevalence, controlling and prevention of AIS are available.
Medycyna Wet. 2007, 63 (8) 884
Spirochotoza jelitowa ptaków (AIS)
Gatunkami krêtków chorobotwórczymi dla ptaków s¹ B. alvinipulli, B. pilosicoli, B. intermedia oraz B. hyodysenteriae. Trzy pierwsze wymienione gatun-ki oraz grupa szczepów, które do tej pory nie zosta³y dok³adnie zidentyfikowane, okrelane mianem B. pulli, wywo³uj¹ spirochetozê jelitow¹ ptaków o ³agodnym przebiegu u niosek oraz brojlerów kurzych (7, 21, 24). Do charakterystycznych objawów AIS nale¿¹: zwiêk-szona zawartoæ wody w ka³omoczu, opónienie wzro-stu, zabrudzenie okolicy kloaki oraz skorup znoszo-nych jaj odchodami, znoszenie jaj o zmniejszonej masie i o obni¿onej zawartoci karotenoidów w ¿ó³t-ku, a tak¿e zwiêkszenie wykorzystania paszy podczas chowu oraz obni¿enie nienoci. Objawy te nie zawsze s¹ charakterystyczne i np. biegunka mo¿e wyst¹piæ tylko u 25% ptaków w stadzie. Padniêcia u drobiu wystêpuj¹ rzadko. Nasilenie objawów jest obserwo-wane w okresach zwiêkszonego stresu ptaków, np. podczas pierzenia lub transportu ptaków (23, 24).
W obrazie sekcyjnym widoczne jest wype³nienie jelit lepych pienist¹, ¿ó³t¹ lub br¹zowo-¿ó³t¹ treci¹. Mi-kroskopowo stwierdza siê ³agodne limfocytarne zapa-lenie jelit lepych i okrê¿nicy. Przy zakazeniu B. pilo-sicoli charakterystyczny jest obraz krêtków przycze-pionych jednym biegunem do komórek b³ony luzo-wej jelit (7, 13, 24).
Spirochetoza jelitowa o ciê¿kim przebiegu wystê-puje zwykle u m³odych strusi, w wieku poni¿ej 6 mie-siêcy. Czynnikiem etiologicznym jest B. hyodysente-riae. W wyniku zaka¿enia dochodzi do martwicowe-go zapalenia jelit lepych i okrê¿nicy. Choroba prze-biega z du¿¹ miertelnoci¹. Nasilenie objawów ob-serwowane jest w okresie pónego lata lub wczesnej jesieni (9, 20, 24).
Rozpoznawanie AIS
Diagnostyka kliniczna spirochetozy jelitowej pta-ków jest trudna, poniewa¿ objawy kliniczne nie za-wsze s¹ charakterystyczne. Równie trudna jest diag-nostyka laboratoryjna tej choroby. Krêtki nale¿¹ do bakterii cile beztlenowych o wysokich wymaganiach
wzrostowych, in vitro nie tworz¹ typowych kolonii, co powoduje, ¿e uzyskanie czystej kultury jest trudne, a identyfikacja bakterii jest skomplikowana.
Materia³em do badania s¹ próbki odchodów, wyzy z kloaki oraz fragmenty jelit lepych. Pobrany ma-teria³ nale¿y transportowaæ w temperaturze 4°C, czas transportu powinien byæ organiczony do minimum. Korzystne jest równie¿ przesy³anie próbek w szczel-nych pojemnikach i w beztlenowej atmosferze, ponie-wa¿ krêtki Brachyspira s¹ bakteriami bardzo wra¿-liwymi na dzia³anie czynników rodowiskowych (7, 18, 24).
Cech¹ krêtków czêsto wykorzystywan¹ we wstep-nym rozpoznawaniu AIS jest ich zdolnoæ do ruchu. W preparatach przy¿yciowych w mikroskopie kontras-towo-fazowym obserwuje siê charakterystyczny spo-sób poruszania siê tych bakterii (obkurczanie, wyci¹-ganie komórki, obrót zgodnie z uk³adem zwojów i ruch gibki). Krêtki Brachyspira s³abo wi¹¿¹ barwniki ani-linowe i s³abo barwi¹ siê w metodzie Grama. Lepszy wynik barwienia mo¿na uzyskaæ stosuj¹c barwienie b³êkitem Wiktorii R lub solami srebra (7, 24).
Krêtki Brachyspira spp. in vitro namna¿aj¹ siê na sta³ych pod³o¿ach wzbogaconych, do których nale¿y np. agar tryptozowo-sojowy (TSA) z dodatkiem 5% odw³óknionej krwi baraniej. Do izolacji krêtków sto-sowane s¹ pod³o¿a wybiórcze ze spektinomycyn¹, wankomycyn¹, kolistyn¹ lub rifampicyn¹. Inkubacjê posiewów przeprowadza siê w atmosferze cile bez-tlenowej. Optymalna temperatura do wzrostu nie jest ustalona, stosowane s¹ temperatury od 37°C do 42°C. Podczas izolacji zalecana jest temperatura 42°C, po-niewa¿ hamuje wzrost wielu towarzysz¹cych bakterii jelitowych (24).
Najwa¿niejsze cechy fenotypowe, które s¹ brane pod uwagê przy identyfikacji Brachyspira spp. to: typ he-molizy, zdolnoæ do produkcji indolu oraz hydrolizo-wania hipuranu sodu. Pozosta³e cechy biochemiczne mo¿na badaæ przy pomocy testu API ZYM, który s³u-¿y do okrelania aktywnoci enzymatycznej bakterii (tab. 1). Krêtki wystêpuj¹ce w jelitach ptaków nale¿¹ g³ównie do tak zwanych krêtków s³abo b-hemolitycz-nych (weakly b-haemolytic intestinal spirochetes WBHIS). Wiêkszoæ szcze-pów Brachyspira spp. wy-izolowanych od ptaków nie wytwarza indolu, produkuje fosfatazê alkaliczn¹, estara-zê, lipazê oraz b-galaktozy-dazê. Pozosta³e cechy bio-chemiczne s¹ zró¿nicowane. Tak du¿a zmiennoæ cech fenotypowych powoduje, ¿e identyfikacja izolatów krêt-ków wyhodowanych od pta-ków ogranicza siê czêsto je-dynie do okrelenia rodzaju. Dalsze ró¿nicowanie do po-k e n u t a G b-heTmypolziy Wytiwndaorzlaunie Hhiypdurroalnziua a-ga.l a-gluk. b-gluk. e a ir e t n e s y d o y h . B slina + +/ + il o c i s o li p . B s³aba + +/ +/ a i d e m r e t n i . B s³aba *+* + + s n e c o n n i . B s³aba +/ + ii h c o d r u m . B s³aba + il l u p i n i v l a . B s³aba + +
Objanienia: a-gal. aktywnoæ a-galaktozydazy; a-gluk. aktywnoæ a-glukozydazy; b-gluk. aktywnoæ b-glukozydazy; * szczepy B. intermedia wyizolwane od ptaków mog¹ nie wytwarzaæ indolu
Medycyna Wet. 2007, 63 (8) 885
ziomu gatunku wymaga zwykle zastosowania metod biologii molekularnej, które rzadko s¹ u¿ywane w ru-tynowej diagnostyce (7, 13, 24).
Metody biologii molekularnej umo¿liwiaj¹ precy-zyjn¹ identyfikacjê izolatów oraz okrelenie stopnia pokrewieñstwa poszczególnych szczepów Brachyspi-ra spp. S¹ szczególnie przydatne do identyfikacji krêt-ków s³abo b-hemolitycznych. Niektóre z nich, jak np. PCR mog¹ s³u¿yæ do wykrywania krêtków bezpored-nio w materiale klinicznym (6, 19). Jednak odchody ptaków zawieraj¹ moczany i wiele innych inhibitorów amplifikacji DNA oraz maj¹ niskie pH. Phillips i wsp. (16) zaproponowali procedurê przemywania próbek odchodów ptaków przed izolacj¹ DNA matrycowego, dziêki której znacznie zwiêkszy³a siê czu³oæ reakcji, potêgowana dodatkowo przez zastosowanie techniki nested duplex PCR. W pierwszym etapie tej reakcji amplifikowany jest odcinek DNA specyficzny dla ro-dzaju Brachsypira, w drugim etapie stosowane s¹ dwie pary starterów umo¿liwiaj¹ce rozpoznanie B. pilosi-coli oraz B. intermedia.
Opracowano wiele reakcji PCR dla poszczególych gatunków Brachyspira spp. Startery dla okrelonego gatunku mog¹ byæ homologiczne do fragmentów ró¿-nych genów (12, 13). Nie opracowano jednak do tej pory starterów pozwalaj¹cych na skuteczn¹ identyfi-kacjê B. alvinipulli. Inne metody stosowane w ró¿ni-cowaniu krêtków to: elektroforeza w zmiennym polu elektrycznym (PFGE), sekwencjonowanie genów 16S rRNA, hybrydyzacja DNA, w tym hybrydyzacja in situ z u¿yciem sond znakowanych fluorescencyjnie (FISH), elektroforeza bia³ek w ¿elu poliakrylamidowym i im-munobloting oraz multilocus enzyme electrophore-sis (MEE).
Niew¹tpliw¹ zalet¹ stosowania techniki PCR jest mo¿liwoæ szybkiego uzyskania wyniku, ponadto po-zytywny wynik PCR pozwala tak¿e w wielu przypad-kach na precyzyjn¹ identyfikacjê danego gatunku, a rozpoznanie gatunków s³abo b-hemolitycznych je-dynie na podstawie cech biochemicznych mo¿e byæ nieprecyzyjne. Zaka¿enie gospodarza przez dwa ga-tunki krêtków szybciej i skutecznej wykrywa siê przy pomocy metod biologii molekularnej. Czêsto flora bak-teryjna obecna w ka³e ptaków jest oporna na dzia³anie antybiotyków dodawanych do pod³o¿y selektywnych, co utrudnia izolacjê krêtków. Jak podaj¹ Phillips i wsp. (17), sporód 43 próbek, w których przy pomocy PCR potwierdzono obecnoæ B. intermedia, w czystej kul-turze uda³o siê wyizolowaæ jednie 24 szczepy. Z kolei tylko tradycyjne metody hodowlane pozwalaj¹ na wy-krywanie nietypowych wariantów krêtków wystêpu-jacych u ptaków oraz na okrelenie lekowra¿liwoci wyizolowanych szczepów (1, 19). Stephens i wsp. (22), podobnie jak McLaren i wsp. (13) doszli do wniosku, ¿e szczepy B. intermedia izolowane od ptaków czêsto nie wytwarzaj¹ indolu, co jest uwa¿ane za cechê cha-rakterystyczn¹ dla tego gatunku u szczepów pocho-dz¹cych od wiñ.
Wystêpowanie Brachyspira spp. u ptaków, rezerwuar, ród³a zaka¿enia
Kolonizacjê jelit przez krêtki Brachyspira spp. opi-sano u ró¿nych gatunków ptaków udomowionych, kli-nicznie zdrowych, a tak¿e wykazuj¹cych objawy bie-gunki o ró¿nym nasileniu. Krêtki izolowano równie¿ od wolno ¿yj¹cych ptaków wodnych, hodowlanych kaczek i ba¿antów oraz ptaków utrzymywanych w ogrodach zoologicznych. Niektóre gatunki Brachy-spira spp. mog¹ tak¿e nale¿eæ do autochtonicznej mi-kroflory przewodu pokarmowego ptaków.
Nemes i wsp. (14) wyizolowali B. alvinipulli z dwóch stad rodzicielskich gêsi na Wêgrzech, u któ-rych w okresie pierzenia wyst¹pi³a zwiêkszona mier-telnoæ. Pomiertnie widoczne by³o krwotoczno-mart-wicowe i w³óknikowo-martkrwotoczno-mart-wicowe zapalenie b³ony luzowej jelit lepych oraz jelita prostego. Obecnoæ krêtków z rodzaju Brachyspira na b³onie luzowej zmienionych odcinków jelit potwierdzono w badaniu histopatologcznym oraz immunohistochemicznym.
Krêtki Brachyspira spp. by³y równie¿ izolowane w Polsce (11). Bakterie te stwierdzono w 6 próbkach ka³omoczu pobranego od kur utrzymywanych w cwie przydomowym. Stosuj¹c tradycyjne metody ho-dowli oraz technikê PCR, stwierdzono w jednej prób-ce obecnoæ dwóch gatunków B. intermedia i B. inno-cens. W przypadku innej próbki wykryto tylko B. in-termedia. Nie zidentyfikowano szczepów wyizolowa-nych z pozosta³ych próbek, przy czym profile aktyw-noci biochemicznej uzyskane przy pomocy testów API ZYM by³y podobne do ustalonych przez McLare-na i wsp. dla szczepów B. pulli (11, 13).
Lekowra¿liwoæ krêtków izolowanych od ptaków oraz leczenie AIS
Izolaty pochodz¹ce od ptaków s¹ zwykle wra¿liwe na tiamulinê, bacytracynê, carbadox oraz linkomycy-nê. Wra¿liwoæ na inne chemioterapetyki jest zró¿ni-cowana (7). Niepokoj¹cy jest fakt, ¿e czêæ izolatów ma podwy¿szony MIC, a niektóre szczepy wykazuj¹ ju¿ opornoæ na takie chemioterapeutyki, jak: tiamuli-na, linkomycyna oraz tetracyklina. Mo¿na przypusz-czaæ, ¿e mamy do czynienia z procesem narastania opornoci podobnym to tego, który mia³ miejsce w przypadku Brachyspira spp. pochodz¹cych od wiñ. W ostatnich latach odnotowano wyrany wzrost opor-noci B. hyodysenteriae, B. pilosicoli oraz B. interme-dia wyizolowanych od wiñ na tylozynê, tiamulinê, erytromycynê oraz klindamycynê (10). Narastanie le-koopornoci jest wynikiem niekontrolowanego u¿y-cia chemioterapeutyków w leczeniu dyzenterii wiñ oraz stosowania do niedawna niektórych z tych prepa-ratów jako stymulatorów wzrostu.
W pimiennictwie dostêpne s¹ jedynie pojedyncze doniesienia dotycz¹ce leczenia AIS. Do zwalczania zaka¿eñ wywo³ywanych przez krêtki u ptaków stoso-wane s¹ takie same leki, jak w leczeniu dyzenterii wiñ
Medycyna Wet. 2007, 63 (8) 886
(5). W przypadku naturalnego zaka¿enia kur niosek przez B. pilosicoli skuteczne okaza³o siê leczenie tia-mulin¹ (2). Hampson i wsp. (4) wykazali skutecznoæ leczenia kur zaka¿onych dowiadczalnie B. interme-dia bacytracyn¹ podawan¹ z pasz¹ przez okres 10 ty-godni. Podczas podawania leku nie obserwowano u ptaków niekorzystnych objawów klinicznych ze stro-ny uk³adu pokarmowego, natomiast po zakoñczeniu lecznia od 18 sporód 30 ptaków wyhodowano krêtki B. intermedia.
Pimiennictwo
1.Aspán A., Gunnarsson A.: The use of culture, pooled samples and PCR for identification of herds infected with Brachyspira hyodysenteriae. Anim. Health Res. Rev. 2001, 2, 37-43.
2.Burch D. G., Harding C., Alvarez R., Valks M.: Treatment of a field case of avian intestinal spirochaetosis caused by B. pilosicoli with tiamulin. Avian Pathol. 2006, 35, 211-216.
3.Garrity G. M., Winters M., Searles D. B.: Taxonomic Outline of the Proca-ryotic Genera, [w:] Bergeys Manual® of Systematic Bacteriology, release
1.0, Springer-Verlag, New York 2001.
4.Hampson D. J., Oxberry S. L., Stephens C. P.: Influence of feed zinc bacitra-cin and tiamulin treatment on experimental avian intestinal spirochaetosis caused by Brachyspira intermedia. Avian Pathol. 2002, 31, 285-291. 5.Hampson D. J., Stephens C. P., Oxberry S. L.: Antimicrobial susceptibility
testing of Brachyspira intermedia and Brachyspira pilosicoli isolates from Australian chickens. Avian Pathol. 2006, 35, 2-6.
6.Jakubowski T., P³awiñska J., Rzewuska M., Kizerwetter M., Binek M.: Wystêpowanie Lawsonia intracellularis i Brachyspira sp. u win w Polsce. Medycyna Wet. 2003, 59, 406-409.
7.Jansson D. S., Brojer C., Gavier-Widen D., Gunnarsson A., Fellstrom C.: Brachyspira sp. (Serpulina sp.) in birds. Anim. Health Res. Dis. 2001, 2, 93--100.
8.Jansson D. S., Johansson K. E., Olofsson T., Rasback T., Vagsholm I., Petterson B., Gunnarsson A., Fellstrom C.: Brachyspira hyodysenteriae and other strongly b-haemolytic and indole-positive spirochaetes isolated from mallards (Anas platyrhynchos). J. Med. Microbiol. 2004, 53, 293-300. 9.Jensen N. S., Stanton T. B., Swayne D. E.: Identification of the swine
patho-gen Serpulina hyodysenteriae in rheas (Rhea americana). Vet. Microbiol. 1996, 52, 259-269.
10.Karlsson M., Fellstrom C., Gunnarsson A., Landen A., Franklin A.: Anti-microbial susceptibility testing of porcine Brachyspira (Serpulina) species isolates. J. Clin. Microbiol. 2003, 41, 2596-2604.
11.Kizerwetter-wida M., Rzewuska M., Binek M.: Characterization of Brachy-spira sp. strains isolated from flock of hens with diarrhoea. Bull. Vet. Inst. Pulawy 2005, 49, 169-173.
12.La T., Phillips N. D., Hampson D. J.: Development of a duplex PCR assay for detection of Brachyspira hyodysenteriae and Brachyspira pilosicoli in pig feces. J. Clin. Microbiol. 2003, 41, 3372-3375.
13.McLaren A. J., Trott D. J., Swayne D. E., Oxberry S. L., Hampson D. J.: Genetic and phenotypic characterization of intestinal spirochetes colonizing chickens and allocation of known pathogenic isolates to three distinct gene-tic groups. J. Clin. Microbiol. 1997, 35, 412-417.
14.Nemes C. S., Glavits R., Dobos-Kovacs M., Ivanics E., Kaszanyitzky E., Beregszaszi A., Szeredi L., Dencso L.: Typhlocolitis associated with spiro-chaetes in goose flocks. Avian Pathol. 2006, 35, 4-11.
15.Oxberry S. L., Trott D. J., Hampson D. J.: 1998 Serpulina pilocicoli water birds and water: potential sources of infection for humans and other animals. Epidemiol. Infect. 1998, 121, 219-225.
16.Phillips N. D., La T., Hampson D. J.: A cross-sectional study to investigate the occurance and distribution of intesinal spirochaetes (Brachyspira spp.) in three flock of laying hens. Vet. Microbiol. 2005, 105, 189-198. 17.Phillips N. D., La T., Hampson D. J.: Development of a two-step nested
duplex PCR assay for the rapid detection of Brachyspira pilosicoli and Bra-chyspira intermedia in chicken faeces. Vet. Microbiol. 2006, 116, 239-245. 18.Phillips N. D., La T., Hampson D. J.: Survival of intestinal spirochaete strains from chickens in the presence of disinfectants and in faeces held at different temperatures. Avian Pathol. 2003, 32, 639-643.
19.Rzewuska M.: Ró¿nicowanie szczepów Serpulina sp. izolowanych od wiñ na podstawie cech fenotypowych i genotypowych. Praca doktorska, SGGW Warszawa 1999.
20.Sagartz J. E., Swayne D. E., Eaton K. A., Hayes J. R., Amass K. D., Wack R., Kramer L.: Necrotizing typhlocolitis associated with spirochetes in rheas (Rhea americana). Avian Dis. 1992, 36, 282-289.
21.Stanton T. B., Postic D., Jensen N. S.: Serpulina alvinipulli sp. nov., a new Serpulina species that is enteropathogenic for chickens. Int. J. Syst. Evol. Bacteriol. 1998, 48, 669-676.
22.Stephens C. P., Oxberry S. L., Phillips N. D., La T., Hampson D. J.: The use of multilocus enzyme electrophoresis to characterise intestinal spirochaetes (Brachyspira spp.) colonising hens in commercial flocks. Vet. Microbiol. 2005, 107, 149-157.
23.Swayne D. E., Bermudez A. J., Sagartz J. E., Eaton K. A., Monford J. D., Stoutenberg J. W., Hayes J. R.: Association of cecal spirochaetes with pasty vents and dirty eggshells in layers. Avian Dis. 1992, 36, 776-781. 24.Swayne D. E., McLaren A. J.: Avian intestinal spirochaetes and avian
intesti-nal spirochaetosis, [w:] Hampson D. J.: Intestiintesti-nal Spirochaetes in Domestic Animals and Humans, CAB International, Wallingford, UK 1997, 267--335.
25.Trampel D. W., Jensen N. S., Hoffman L. J.: Cecal spirochetosis in commer-cial laynig hens. Avian Dis. 1994, 38, 895-898.
26.Webb D. M., Duhamel G. E., Mattiesen M. R., Muniappa N., White A. K.: Cecal spirochetosis associated with Serpulina pilosicoli in captive juvenile red-necked pheasants. Avian Dis. 1997, 41, 997-1002.
Adres autora: dr Magdalena Kizerwetter-wida, ul. Ciszewskiego 8, 02-786 Warszawa; e-mail: magdakiz@wp.pl
