Medycyna Wet. 2008, 64 (9) 1095
Artyku³ przegl¹dowy Review
Varroa destructor (Varroa jacobsoni) jest jednym z najgroniejszych paso¿ytów pszczo³y miodnej Apis mellifera. Naturalnym gospodarzem tego paso¿yta jest pszczo³a wschodnia Apis cerana. W jej rodzinach paso-¿yt nie wywo³uje du¿ych szkód, poniewa¿ rozwija siê tylko w czerwiu trutowym, a doros³e osobniki s¹ w sta-nie aktywsta-nie oczyszczaæ siê z roztoczy, ograniczaj¹c in-wazjê. V. destructor od¿ywia siê hemolimf¹; ranki po-wsta³e na skutek nak³uwania pow³ok cia³a owadów mog¹ byæ wrotami zaka¿enia (24). B³ony miêdzysegmetalne s¹ bardziej podatne na wnikanie patogenów ni¿ schity-nizowane segmenty szkieletu zewnêtrznego (22, 23). Badania ostatnich lat dowiod³y, ¿e roztocze z rodzaju Varroa mog¹ wp³ywaæ supresyjnie na humoraln¹ odpo-wied immunologiczn¹ pszczó³. Pszczo³y zaatakowane przez roztocza wytwarzaj¹ znacznie mniej przeciwbak-teryjnych bia³ek, takich jak abecyny czy defensyny. Po-nadto roztocz obni¿a aktywnoæ bakteriolityczn¹ hemo-limfy typu lizozymu, poziom apidycyn, a tak¿e aktyw-noæ niektórych enzymów.
Wirusy, których namna¿aniu sprzyja warroza
W ostatnim dwudziestoleciu stwierdzono, ¿e roztocz V. destructor jest wektorem wielu wirusów pszczelich; po przedostaniu siê bezporednio do hemolimfy owada podczas od¿ywiania siê roztoczy, namna¿aj¹ siê one bar-dzo efektywnie. Ponadto roztocz jest aktywatorem bez-objawowych zaka¿eñ wirusowych, co prowadzi do po-jawienia siê objawów klinicznych, zamierania czerwiu i pszczó³ (11). Warroza aktywuje zaka¿enia
wywo³ywa-ne przez: wirus ostrego parali¿u pszczó³ (ABPV acute bee paralysis virus), wirus zdeformowanych skrzyde³ (DWV deformed wing virus), kaszmirski wirus pszczó³ (KBV Kashmir bee virus), wirus powolnego parali¿u pszczó³ (SBPV slow bee paralysis virus), wi-rus Kakugo (KV Kakugo bee viwi-rus) oraz wiwi-rus Varroa destructor-1 (VDV-1 Varroa destructor virus-1). Ogól-na charakterystyka wirusów pszczelich zosta³a zamiesz-czona w Medycynie Weterynaryjnej (25).
Wirus ostrego parali¿u pszczó³. ABPV zosta³ od-kryty w czasie badañ nad pierwszym poznanym wiru-sem pszczelim wiruwiru-sem chronicznego parali¿u pszczó³ (CBPV) (8). Iniekcyjne zaka¿anie pszczó³ zawiesin¹ jed-nego lub drugiego wirusa powodowa³o pojawienie siê podobnych objawów, takich jak utrata zdolnoci lotu, dr¿enie cia³a, po których nastêpowa³a mieræ owadów. Wirus, po iniekcji którego objawy nastêpowa³y po oko-³o 5 dniach, nazwano wirusem ostrego parali¿u pszczó³ natomiast wirus, po iniekcji którego objawy wystêpo-wa³y po oko³o 7 dniach, nazwano wirusem chroniczne-go parali¿u pszczó³. Objawy kliniczne u pszczó³ za-ka¿onych laboratoryjnie ABPV pojawiaj¹ siê szybciej w temperaturze 30°C ni¿ w 35°C. W warunkach natu-ralnych ABPV wywo³uje zaka¿enia bezobjawowe (7), natomiast w rodzinach zaatakowanych przez V. destruc-tor ABPV okaza³ siê jedn¹ z g³ównych przyczyn zamie-rania pszczó³ i czerwiu (12). Objawy pora¿enia pszczó³ w pasiece w³aciwie nie s¹ obserwowane, poniewa¿ pszczo³y, u których objawy wystêpuj¹, szybko zamiera-j¹. Obserwuje siê spadek liczebnoci rodzin. Naturaln¹
Zaka¿enia wirusowe pszczo³y miodnej Apis mellifera
powi¹zane z warroz¹ oraz nosemoz¹
SYLWIA KASPRZAK, GRA¯YNA TOPOLSKA
Katedra Nauk Klinicznych Wydzia³u Medycyny Weterynaryjnej SGGW, ul. Nowoursynowska 159 c, 02-787 Warszawa Kasprzak S., Topolska G.
Virus infections of the honey bee Apis mellifera associated with varroosis and nosemosis Summary
Among the viruses of the honey bee Apis mellifera there are many associated with Varroa destructor infesta-tion and a few associated with Nosema apis infecinfesta-tion. Those viral infecinfesta-tions mostly occur without clinical symptoms, but under certain conditions an overt disease can appear. V. destructor is a vector and activator of the following bee viruses: acute bee paralysis virus (ABPV), deformed wing virus (DWV), Kashmir bee virus (KBV), slow paralysis virus (SPV), Kakugo virus (KV) and Varroa destructor virus-1 (VDV-1). Those viruses are the main cause of the death of brood and adult bees in bee colonies infested with V. destructor. N. apis does not transfer bee viruses actively but by damaging the gut epithelium it facilitates the invasion of viruses into the organism of the bee. With N. apis infestation are connected: black queen cell virus (BQCV), bee virus Y (BVY) and filamentous virus (FV). Those viruses worsen nosemosis, BQCV causes the death of queen bees in queen bee rearing apiaries. To date the following of the viruses mentioned above have been found in Poland: ABPV, DWV, BQCV and FV.
Medycyna Wet. 2008, 64 (9) 1096
drog¹ szerzenia ABPV jest droga pokarmowa za pored-nictwem mleczka pszczelego produkowanego przez za-ka¿one pszczo³y oraz py³ku zwil¿onego lin¹ zawieraj¹-c¹ wirusa (3).
Wirus zdeformowanych skrzyde³. Wirus ten zosta³ wyizolowany po raz pierwszy w 1980 r. z pszczó³ ze zdeformowanymi (s³abo wykszta³conymi skrzyd³ami) z Japonii. Obecnie jest szeroko rozpowszechniony prawie wszêdzie, gdziekolwiek jest obecna warroza (2); do tej pory nie ma publikacji o wystêpowaniu DWV w Nowej Zelandii, gdzie warroza pojawi³a siê dopiero w 2000 r., s¹ jednak wzmianki na ten temat na stronie internetowej Ministerstwa Rolnictwa i Lenictwa Nowej Zelandii (http://www.maf.govt.nz/mafnet/press/150307bee.htm). Objaw nie do koñca wykszta³conych skrzyde³ dawniej przypisywano dzia³alnoci V. destructor. Do pojawienia siê objawu zdeformowanych skrzyde³ niezbêdne jest wysokie miano DWV w czasie kszta³towania siê zawi¹z-ków skrzyde³, tzn. w czasie stadium poczwarki z bia³y-mi oczabia³y-mi (27), co mo¿liwe jest w przypadku silnej in-wazji V. destructor. Obecnoæ silnej inin-wazji jest czynni-kiem niezbêdnym do pojawienia siê klinicznej postaci zaka¿enia DWV u owadów (21). Dot¹d nie jest znany mechanizm dzia³ania wirusa prowadz¹cy do uszkodzeñ; kalekie pszczo³y s¹ usuwane z ula i zamieraj¹. Zaka¿e-nie DWV rozwija siê w rodzinach powoli. W miarê up³y-wu czasu rodziny s³abn¹ coraz bardziej. Naturaln¹, choæ ma³o efektywn¹ drog¹ zaka¿ania wirusem jest droga po-karmowa; wirus znaleziony zosta³ w mleczku pszczelim oraz pokarmie larw starszych. Wirus mo¿e szerzyæ siê równie¿ drog¹ transowarialn¹; wykrywany by³ zarów-no w matkach pszczelich, jak i ich jajach (16, 17, 35). Stwierdzono go tak¿e w pêcherzykach nasiennych i na-sieniu trutni (35). DWV mo¿e namna¿aæ siê równie¿ w samym roztoczu V. destructor. Zlikwidowanie silnej inwazji Varroa nie od razu doprowadzi do uzdrowienia pasieki. Kalekie pszczo³y mo¿na obserwowaæ jeszcze przez pewien czas w kolejnym sezonie pszczelarskim (32). DWV jest podobny pod wzglêdem serologicznym do egipskiego wirusa pszczó³ (EBV) (2).
Wirus Kakugo oraz wirus Varroa destructor-1. Wi-rusy te zosta³y odkryte w ostatnich latach (20, 28). S¹ one bardzo podobne do DWV i brak jest jeszcze zgodnoci co do tego, czy s¹ to oddzielne wirusy, czy warianty wi-rusa zdeformowanych skrzyde³. Pod wzglêdem sekwen-cji nukleotydów kwasu nukleinowego KV wykazuje 98% podobieñstwo do DWV. Wed³ug Fujiyuki i wsp. (20), wirus Kakugo atakuje uk³ad nerwowy pszczó³, powodu-j¹c ich du¿¹ agresywnoæ. Jest to drugi po wirusie cho-roby woreczkowej czerwiu czynnik wirusowy wywo³u-j¹cy zmiany w zachowaniu siê owadów. VDV-1 jest wirusem stwierdzonym zarówno w pszczo³ach, jak i w roztoczu V. destructor. Namna¿a siê w obu organizmach (28). Podobieñstwo do DWV wynosi 95% na poziomie kwasu nukleinowego oraz 99% na poziomie kodowa-nych aminokwasów (28). Wed³ug Berenyi i wsp. (14), analiza filogenetyczna ró¿nych szczepów DWV oraz pobranych z banku genów sekwencji kwasu nukleino-wego KV i VDV-1 wskazuje, ¿e s¹ to odrêbne wirusy.
Kaszmirski wirus pszczó³. Po raz pierwszy zosta³ wyizolowany od pszczo³y wschodniej A. cerana
w Kasz-mirze, w Indiach (10). W 1979 r. wirusa wyizolowano z naturalnej infekcji u A. mellifera w Australii. Przez wiele lat s¹dzono, ¿e KBV u pszczo³y miodnej wystêpu-je tylko w Australii, wystêpu-jednak póniej wykryto ten wirus w próbkach z Hiszpanii (2), Kanady i USA (15). Po³¹-czenie inwazji roztocza V. destructor z zaka¿eniem KBV by³o przyczyn¹ utraty wielu rodzin pszczelich. W ostat-nich latach KBV zosta³ stwierdzony we Francji (31), Niemczech (29) i Wielkiej Brytanii (34). Dotychczaso-wa analiza próbek z Austrii, Wêgier, Polski i S³owenii nie wykaza³a obecnoci wirusa w tych krajach (13, 30, 32). KBV uznany jest za najbardziej wirulentnego z wi-rusów pszczelich; kilka cz¹steczek wirusa wystarczy do zabicia owada w ci¹gu 3 dni (1), ale w rodzinach wol-nych od warrozy KBV mo¿e tak¿e wywo³ywaæ bezobja-wowe infekcje u pszczó³ oraz czerwiu (19). KBV jest bardzo podobny do ABPV. Oba wirusy, wg Mirandy i wsp. (26), pod wzglêdem budowy genomu s¹ identycz-ne w 70%. Odkryty w 2004 r. w Izraelu, a nastêpnie wykryty w USA i w pszczo³ach importowanych do USA z Australii izraelski wirus ostrego parali¿u pszczó³ (IAPV) posiada RNA o sekwencji na koñcu 5 takiej samej, jak u KBV, za na koñcu 3 jak u ABPV. Wirus ten podejrzany jest o udzia³ w zespole giniêcia pszczó³ CCD (colony collaps disorder).
Wirus powolnego parali¿u pszczó³. SBPV zosta³ od-kryty w 1974 r. (9). SBPV podany pszczo³om iniekcyj-nie powoduje ich mieræ po oko³o 12 dniach, poprze-dzon¹ na dzieñ lub dwa wczeniej objawami pora¿enia pierwszej i drugiej pary nóg (9). Na Wyspach Brytyj-skich w rodzinach z warroz¹ wirus pe³ni podobn¹ rolê, jak ABPV na kontynencie europejskim.
Roztocze V. destructor mog¹ przenosiæ tak¿e wirus choroby woreczkowej czerwiu (SBV sacbrood virus) oraz wirus choroby czarnych mateczników (BQCV black queen cell virus), jednak¿e obecnoæ warrozy nie jest warunkiem rozwoju tych infekcji w rodzinach pszczelich.
Nosema apis zosta³a opisana po raz pierwszy w 1909 r. przez Zandera u pszczo³y miodnej A. mellifera. Do za-ka¿enia pszczo³y sporami N. apis dochodzi drog¹ po-karmow¹. Paso¿yt rozwija siê w komórkach nab³onka jelita rodkowego pszczó³. Namna¿anie N. apis prowa-dzi do upoledzenia trawienia u pszczó³. D³ugoæ ¿ycia zaka¿onych pszczó³ mo¿e ulec skróceniu o po³owê. Zim¹ lub wczesn¹ wiosn¹ dochodzi do zamierania wielu pszczó³ i si³a rodziny maleje. U rodzin silnie zaka¿o-nych stwierdza siê biegunkê. Przy s³abszym zara¿eniu choroba przejawia siê jedynie w zmniejszonej produk-cyjnoci rodzin. Uszkadzaj¹c komórki nab³onka jelito-wego, Nosema stwarza wrota zaka¿enia dla wnikania wirusów drog¹ alimentarn¹ (5).
Zaka¿enia wirusowe
powi¹zane z zaka¿eniem Nosema apis
Nosemozie towarzyszy wirus choroby czarnych ma-teczników (BQCV), wirus Y pszczó³ (BVY) oraz wirus w³ókienkowy (FV). Najwiêcej pszczó³ zaka¿onych tymi wirusami w rodzinach pszczelich wystêpuje wiosn¹ i wczesnym latem, gdy pora¿enie nosemoz¹ jest najwiêk-sze (5).
Medycyna Wet. 2008, 64 (9) 1097
Wirus choroby czarnych mateczników. Po raz pierwszy zosta³ wyizolowany z zamar³ych, ulegaj¹cych rozk³adowi przedpoczwarek i poczwarek znalezionych w matecznikach o poczernia³ych ciankach (10). We wczesnym okresie choroby objawy przypominaæ mog¹ inn¹ jednostkê chorobow¹ chorobê woreczkow¹ czer-wiu (4). Chore larwy zmieniaj¹ kolor na blado¿ó³ty, s¹ okryte mocnym oskórkiem. Wybuch choroby nastêpuje g³ównie wiosn¹ i wczesnym latem (4). Choroba dotyczy mateczników w hodowlach matek. BQCV rzadziej ata-kuje czerw pszczeli (4). Wirus dostaje siê do larw ma-tecznych w pokarmie, którym jest mleczko gardzielowe zaka¿onych pszczó³ karmicielek. W badaniach labora-toryjnych stwierdzono, ¿e naturalne wnikniêcie BQCV do organizmu pszczo³y doros³ej jest uzale¿nione od obec-noci paso¿yta N. apis (5). Wirus skraca ¿ycie pszczó³ i pogarsza przebieg nosemozy.
Wirus Y pszczó³. Namna¿a siê dobrze u pszczó³ za-ka¿onych drog¹ alimentarn¹ i przetrzymywanych w tem-peraturze 30°C. Temperatura 35°C hamuje jego namna-¿anie. Zaka¿anie iniekcyjne nie jest efektywne. W natu-rze zaka¿enie wirusem Y jest czêsto po³¹czone z zaka-¿eniem pierwotniakiem N. apis. Wirus skraca ¿ycie pszczó³, jednak ¿adnych innych objawów jak do tej pory nie zaobserwowano (4). BVY jest podobny pod wzglêdem serologicznym do wirusa X pszczó³ (BVX).
Wirus w³ókienkowy. FV jest jedynym wirusem pszczo³y A. mellifera zawieraj¹cym kwas DNA (6). Z po-wodu du¿ych rozmiarów cz¹stki wirusa mog¹ byæ ogl¹-dane w mikroskopie wietlnym. Mlecznobia³e zabarwie-nie hemolimfy to jedyny objaw wystêpuj¹cy przy tym zaka¿eniu (18), jednak nie zawsze wystêpuje. Wirus roz-wija siê w ciele t³uszczowym i jajnikach. Wed³ug Clar-ka (18), dobrze namna¿a siê po podaniu iniekcyjnym, jednak Baileyowi (6) nie uda³o siê tego potwierdziæ. Naj-efektywniejsze jest zaka¿anie pszczó³ drog¹ alimentar-n¹, gdy w pokarmie znajduj¹ siê tak¿e spory N. apis (4). Powi¹zanie zaka¿eñ wirusowych pszczó³ z zaka¿eniem wywo³ywanym przez Nosema ceranae nowego, stwier-dzonego tak¿e w Polsce paso¿yta pszczo³y miodnej Apis mellifera (33) nie jest jeszcze znane.
Zasady zwalczania infekcji wirusowych pszczó³ powi¹zanych z warroz¹ lub nosemoz¹
Nie ma leków, za pomoc¹ których mo¿na by bezpo-rednio leczyæ infekcje wirusowe pszczó³. Pozostaj¹ za-biegi higieniczno-hodowlane. Podstawowym dzia³aniem w zale¿noci od rodzaju wirusa jest: likwidacja zaka¿e-nia paso¿ytami sprzyjaj¹cymi rozwojowi infekcji, usu-wanie plastrów z zamar³ym czerwiem czy wymiana matki na m³od¹. Przy zapobieganiu namno¿eniu N. apis, bar-dzo istotna jest czêsta wymiana plastrów rocznie przy-najmniej 1/3 sk³adu, oraz coroczna dezynfekcja uli pro-wadzona w okresie wiosennym. Zwalczanie warrozy nale¿y prowadziæ w taki sposób, aby nie dopuciæ do silnego wzrostu populacji roztoczy, co sprzyja nasileniu infekcji wirusowych.
Pimiennictwo
1.Allen M. F., Ball B. V.: Characterisation and serological relationships of strains of Kashmir bee virus. Ann. Appl. Biol. 1995, 126, 471-484.
2.Allen M., Ball B. V.: The incidence and world distribution of honey bee viruses. Bee World 1996, 77, 141-162.
3.Bailey L.: Recent research on honeybee viruses. Bee World 1975, 56, 55-64. 4.Bailey L.: Viruses of honeybees. Bee World 1982, 63, 165-173.
5.Bailey L., Ball B. V., Perry N.: Association of viruses with two pathogens of the honey bee. Ann. Appl. Biol. 1983, 103, 13-20.
6.Bailey L., Carpenter J. M., Woods R. D.: Properties of a filamentous virus of the honey bee (Apis mellifera). Virology 1981, 114, 1-7.
7.Bailey L., Gibbs A. J.: Acute infection of bees with paralysis virus J. Insect Pathol. 1964, 6, 395-407.
8.Bailey L., Gibbs A. J., Woods R. D.: Two viruses from adult honey bees (Apis mellifera Linnaeus). Virology 1963, 21, 390-395.
9.Bailey L., Woods R. D.: Three previously undescribed viruses from the honey bee. J. Gen. Virol. 1974, 25, 175-186.
10.Bailey L., Woods R. D.: Two more small RNA viruses from honey bees and further observations on sacbrood and acute bee-paralysis viruses. J. Gen. Virol. 1977, 37, 175-371.
11.Ball B. V.: Varroa jacobsoni as a virus vector, [w:] Cavalloro R.: Present Status of Varroatosis in Europe and Progress in the Varroa Mite Control, E.E.C., Luxem-bourg 1989, 241-244.
12.Ball B. V., Allen M.: The prevalence of pathogens in honey bee (Apis mellifera) colonies infested with the parasitic mite Varroa jacobsoni. Ann. Appl. Biol. 1988, 113, 237-244.
13.Berenyi O., Bakonyi T., Derkhshifar I., Köglberger H., Novotny N.: Occurence of six honeybee viruses in diseased Austrian apiaries. Appl. Environ. Microbiol. 2006, 72, 2414-2420.
14.Berenyi O., Bakonyi T., Derakhshifar I., Köglberger H., Topolska G., Ritter W., Pechhacker H., Novotny N.: Phylogenetic analysis of deformed wing virus geno-types from diverse geographic origins indicates recent global distribution of the virus. Appl. Environ. Microbiol. 2007, 11, 3605-3611.
15.Bruce W. A., Anderson D. L., Calderone N. E., Shimanuki H.: Survey for Kashmir bee virus in honey bee colonies in the United States. Am. Bee J. 1995, 135, 352--355.
16.Chen Y. P., Higgins J. A., Feldlaufer M. F.: Quantitative real-time reverse trans-cription-PCR analysis of deformed wing virus infection in the honeybee (Apis mellifera L.) Appl. Environ. Microbiol. 2005, 71, 436-441.
17.Chen Y. P., Pettis J. S., Collins A., Feldlaufer M. F.: Prevalence and transmission of honeybee viruses. Appl. Environ. Microbiol. 2006, 72, 606-611.
18.Clark T. B.: A filamentous virus of the honey bee. J. Invert. Path. 1978, 32, 332--340.
19.Dall D. J.: Inaparent infection of honey bee pupae by Kashmir and sacbrood bee viruses in Australia. Ann. Appl. Biol. 1985, 69, 461-468.
20.Fujiyuki T., Takeuchi H., Ono M., Ohka S., Sasaki,T., Nomoto A., Kubo T.: Novel insect picorna-like virus identified in the brains of aggressive worker honeybees J. Virol. 2004, 78, 1093-1100.
21.Gaetana L., de Miranda J. R., Boniotti M. B., Cameron C. E., Lavazza A., Capuc-ci L., Camazine S. M., Rossi C.: Molecular and biological characterization of deformed wing virus of honeybees (Apis mellifera L.). J. Virol. 2006, 80, 4998--5009.
22.Gliñski Z., Jarosz A.: Naturalna i nabyta odpornoæ przeciwzakana pszczo³y miod-nej. Medycyna Wet. 1994, 50, 472-476.
23.Gliñski Z., Jarosz A.: Rola okrywy cia³a i przewodu pokarmowego owada jako barier przeciwzakanych. Medycyna Wet. 1991, 47, 150.
24.Kanbar G., Engels W.: Ultrastructure and bacterial infection of wounds in honey-bee (Apis mellifera) pupae punctured by Varroa mites. Parasitol. Res. 2003, 90, 49-354.
25.Kasprzak S., Topolska G.: Budowa, klasyfikacja i metody identyfikacji wirusów pszczo³y miodnej. Medycyna Wet. 2007, 63, 1427-1430.
26.Miranda J., Drebot M., Tyler S., Shen M., Cameron C. E., Stoltz D. B., Cama-zine S. M.: Complete nucleotide sequence of Kashmir bee virus and comparision with acute bee paralysis virus. J. Gen. Virol. 2004, 85, 2263-2270.
27.Nordstrom S.: Distribution of deformed wing virus within honey bee (Apis melli-fera) brood cells infested with the ectoparasitic mite Varroa jacobsoni. Exp. Appl. Acar. 2003, 29, 239-302.
28.Ongus J. R., Peters D., Bonmatin J. M., Bengsch E., Vlak J. M., van Oers M. M.: Complete sequence of a picorna-like virus of genus Iflavirus replicating in the mite Varroa destructor. J. Gen. Virol. 2004, 85, 3747-3755.
29.Side R., Buchler R.: First detection of Kashmir bee virus in Hesse, Germany. Berl. Münch. Tierärztl. Wschr. 2004, 117, 12-15.
30.Siede R., Derakhshifar I., Otten C., Berenyi O., Bakonyi T., Koglberger H., Buchler R.: Prevalence of Kashmir bee virus in central Europe. J. Apic. Res. 2005, 44, 129.
31.Tentcheva D., Gauthier L., Zappulla N., Dainat B., Cousserans F., Colin M. E., Bergoin M.: Prevalence and seasonal variations of six bee viruses in Apis mellife-ra L. and Varroa destructor mite populations in Fmellife-rance. Appl. Environ. Microbiol. 2004, 70, 7185-7191.
32.Topolska G., Ball B., Allen M.: Identyfikacja wirusów u pszczó³ z dwóch podwar-szawskich pasiek. Medycyna Wet. 1995, 51, 145-147.
33.Topolska G., Kasprzak S.: Pierwsze przypadki zara¿enia pszczó³ w Polsce przez Nosema ceranae. Medycyna Wet. 2007, 63, 1504-1506.
34.Ward L., Waite R., Boonham N., Fisher T., Pescod K., Thompson H., Chantawan-nakul P., Brown M.: First detection of Kashmir bee virus in the UK using real--time PCR. Apidologie 2007, 38, 181-190.
35.Yue C., Schröder M., Gisder S., Genersch E.: Vertical-transmission routes for deformed wing virus of honeybees (Apis mellifera). J. Gen. Virol. 2007, 88, 2329--2336.
Adres autora: lek. wet. Sylwia Kasprzak, ul. Ciszewskiego 8, 02-786 Warszawa; e-mail: grazyna_topolska@sggw.pl
