Artyku³ przegl¹dowy Review
Celem niniejszego artyku³u przegl¹dowego jest przedstawienie udzia³u gatunków rodziny Chlamydia-ceae w wywo³ywaniu chorób u wiñ. Dane te poprze-dzaj¹ informacje na temat nazw rodzajowych i gatun-kowych tych drobnoustrojów oraz uwagi dotycz¹ce ewentualnej ponownej zmiany w taksonomii tych drob-noustrojów.
Nazewnictwo gatunków chlamydii
W roku 1999 Everett i wsp. (11) zaproponowali zmianê w taksonomii rodziny Chlamydiaceae wyra-¿aj¹c¹ siê podzia³em rodzaju Chlamydia na 2 rodzaje: Chlamydia, który do tego momentu obejmowa³ wszyst-kie gatunki chlamydii, oraz Chlamydophila, w sk³ad którego w³¹czone zosta³y niektóre gatunki rodzaju Chlamydia, z przyjêciem nazwy rodzajowej Chlamy-dophila. W nawi¹zaniu do tego Schautteet i Vanrom-pay (36) jako gatunki chlamydii uznanych za najwa¿-niejsze w wywo³ywaniu infekcji u wiñ wymienili, wed³ug podzia³u Everetta i wsp. (11): Chlamydophila abortus, Chlamydophila pecorum, Chlamydophila psittaci i Chlamydia suis. Po 8 latach wprowadzenia i stosowania w pimiennictwie specjalistycznym tej propozycji okaza³o siê, ¿e wymieniony podzia³ takso-nomiczny chlamydii na 2 rodzaje nie w pe³ni jest
uza-sadniony. Na tej podstawie pojawi³a siê kolejna pro-pozycja (38), o której wy¿ej wspomniano, powrotu do jednej nazwy rodzajowej Chlamydia jako bardziej uzasadnionej opcji taksonomicznej, jednak wobec nie uzyskania jednomylnoci w tym wzglêdzie zachowa-ny zostanie w obeczachowa-nym tekcie podzia³ chlamydii na 2 rodzaje i zgodne z tym nazwy: Chlamydia lub Chla-mydophila przy precyzowaniu gatunków.
Jednostki chorobowe lub zespo³y chorobowe U wiñ chlamydie nie wywo³uj¹ okrelonych jed-nostek chorobowych, jak enzootyczne ronienie owiec i kóz. S¹ one natomiast przyczyn¹ schorzeñ zwanych zespo³ami (syndromami) chorobowymi, najczêciej o etiologii wieloczynnikowej, z udzia³em te¿ innych warunkowo chorobotwórczych drobnoustrojów i nie-korzystnych warunków rodowiskowych.
Chlamydophila abortus, mimo ¿e mo¿e wywo³aæ zespó³ chorobowy ronienie u loch, to przede wszyst-kim ma znaczenie jako czynnik etiologiczny jednost-ki chorobowej enzootycznego ronienia owiec i kóz oraz byd³a (20). U wiñ C. abortus powoduje oprócz ronienia rodzenie martwych lub ma³o ¿ywotnych pro-si¹t. Nie potwierdzono dotychczas zaka¿eñ cz³owieka od wiñ przez C. abortus (12).
Chorobotwórczoæ Chlamydiaceae dla wiñ
KRZYSZTOF NIEMCZUK, MARIAN TRUSZCZYÑSKI, ZYGMUNT PEJSAKPañstwowy Instytut Weterynaryjny Pañstwowy Instytut Badawczy, Al. Partyzantów 57, 24-100 Pu³awy
Niemczuk K., Truszczyñski M., Pejsak Z.
Pathogenicity of Chlamydiaceae for swine
Summary
The following species of the family Chlamydiaceae are the most important in causing asymptomatic or symptomatic infections in swine: Chlamydophila abortus, Chlamydophila pecorum, Chlamydophila psittaci and Chlamydia suis. Mostly they cause asymptomatic infections or to an unknown percentage they participate in the etiology of multifactorial syndromes, usually with other species of facultatively pathogenic bacteria or viruses. Chlamydiaceae in pigs are not exclusive etiological agents of strictly defined diseases, as for example Chlamydia trachomatis in causing trachoma in humans, but are associated with different pathologies such as: conjunctivitis, pneumonia, pericarditis, polyarthritis, enteritis, return to estrus, abortion, mummification of fetuses or piglets before parturition, or abortion, delivery of weak piglets and increased perinatal or neonatal mortality. The mentioned chlamydial species also contribute to inferior semen quality. However, in comparison with infections or diseases of pigs caused by other microorganisms, Chlamydiaceae are at present considered as rather less important pathogens. Whether this evaluation is a proper one has to be considered in the future, since diagnostic laboratories rarely routinely investigate specimens from swine for Chlamydiaceae. In the review diagnostic tests for the identification of Chlamydiaceae were mentioned as well, with an indication of their diagnostic value. In the introduction, remarks concerning the taxonomy of Chlamydiaceae were presented.
Chlamydophila pecorum wspó³uczestniczy u wiñ w infekcjach uk³adu moczowo-p³ciowego oraz jelit i p³uc. Mo¿e wywo³aæ ronienia, zapalenie spojówek, stawów i osierdzia (1, 11, 13, 18). Powoduje te¿ wy-mienione schorzenia u owiec, kóz, byd³a i koni.
Chlamydophila psittaci, stanowi¹c czynnik etiolo-giczny chlamydiozy ptaków, zaka¿a przede wszystkim ptaki; powoduje zoonotyczne infekcje ludzi. Gatunek ten zawiera 9 genotypów (A-F, E/B, M56 i WC). U wiñ szczep Chlamydophila psittaci ompA genoty-pu A izolowano z uk³adu rozrodczego lochy w Szwaj-carii (6), a z p³uc w Belgii (41). Wykazano istotn¹ zale¿noæ zaka¿eñ przez Chlamydophila psittaci wiñ, kiedy przebywa³y one w s¹siedztwie z fermami dro-biu (10, 41).
Przed 1999 r. (36) szczepy Chlamydia suis okre-lane by³y jako Chlamydia trachomatis ze wzglêdu na homologiê sekwencji ompA DNA (18). Obecnie uzna-je siê, ¿e wy³¹cznym naturalnym gospodarzem wyod-rêbnionego gatunku Chlamydia suis jest winia (12), u której gatunek ten wywo³uje lub wspó³wywo³uje: zapalenie spojówek, nosa, p³uc, jelit oraz zaburzenia w rozrodzie wyra¿aj¹ce siê zamieraniem zarodków lub p³odów oraz powtarzaniem rui. Chlamydia suis wp³y-wa ujemnie na jakoæ nasienia, obni¿aj¹c ruchliwoæ plemników lub powoduj¹c ich zamieranie. winie s¹ jednak przede wszystkim bezobjawowymi nosiciela-mi i siewcanosiciela-mi Chlamydia suis. W obrêbie gatunku stwierdza siê znaczn¹ ró¿norodnoæ genomu i fenoty-powych w³aciwoci poszczególnych szczepów, w tym z mo¿liwoci¹ wywo³ywania ró¿nych postaci zespo-³ów chorobowych u wiñ (10, 22, 28-32, 35, 45).
Wymienione objawy kliniczne nie s¹ zwi¹zane wy-³¹cznie z wywo³anymi przez chlamydie infekcjami wiñ. Mog¹ byæ bowiem, w ramach schorzeñ o etiolo-gii wieloczynnikowej, powodowane przez inne gatunki drobnoustrojów, z udzia³em lub bez udzia³u chlamy-dii. W przypadku zaburzeñ ze strony uk³adu rozrod-czego mog¹ to byæ parwowirusy, PCV2 lub PRRSV; uk³adu oddechowego PCV2, reowirusy, PRRS, Mycoplasma hyopneumoniae, Pasteurella spp.; prze-wodu pokarmowego enteropatogenne szczepy Esche-richia coli lub rotawirusy.
W nawi¹zaniu do powy¿szego nale¿y mieæ wiado-moæ, ¿e weterynaryjne laboratoria diagnostyczne nie badaj¹ rutynowo ¿ywych lub pad³ych wiñ w kierun-ku Chlamydiaceae, w tym ich zwi¹zkierun-ku z wymienio-nymi schorzeniami, dlatego trudno oceniæ, jakie zna-czenie etiologiczne w porównaniu do innych, w tym uprzednio wymienionych patogenów, maj¹ chlamydie, mimo ¿e bezobjawowe nosicielstwo chlamydii u wiñ jest powszechne. Reasumuj¹c dotychczasowe pimien-nictwo mo¿na s¹dziæ, ¿e rola chlamydii w wywo³ywa-niu zachorowañ u wiñ jest drugorzêdna. Pogl¹d ten mo¿e byæ miarodajny, ale mo¿e te¿ byæ nies³uszny, gdy¿ wynika z rzadko wykonywanych rutynowych badañ laboratoryjnych materia³u chorobowego od wiñ
i niedostatku prac naukowowo-badawczych w tym przedmiocie. W krajowym laboratorium referencyjnym PIWet-PIB w Pu³awach wykonywane s¹ badania, któ-rych celem jest zorientowanie siê co do roli i ewentu-alnie skali problemu zaka¿eñ chlamydialnych u trzo-dy chlewnej w Polsce oraz ich roli w spadku op³acal-noci produkcji wiñ poprzez udzia³ tych patogenów w zaburzeniach w rozrodzie.
Diagnostyka laboratoryjna
Do izolacji z materia³u chorobowego stosowane s¹, raczej stosunkowo rzadko, hodowle komórkowe. W przypadku szczepów chlamydii od wiñ metoda ta dodatkowo okaza³a siê tylko czêciowo przydatna ze wzglêdu na trudnoci w uzyskaniu wzrostu chlamydii w transformowanych komórkach linii komórkowych Hela i McCoy oraz Buffalo Green Monkey Kidney (BGMK) cells (15).
Dziêki wspólnemu dla wszystkich gatunków chla-mydii antygenowi zestawy z Chlamydia trachomatis przygotowane do rozpoznawania jaglicy u ludzi mog¹ byæ wykorzystane równie¿ u zwierz¹t, jednak ze wzglêdu na wchodz¹ce w grê inne ni¿ Chlamydia trachomatis gatunki chlamydii zestawy te cechuj¹ siê raczej nisk¹ czu³oci¹. Oprócz tego ich koszt jest wy-soki (4, 10).
Barwienie immunohistochemiczne skrawków histo-logicznych u¿ywane jest czêsto w licznych labora-toriach weterynaryjnych, stosuj¹cych sprzêt do auto-matycznego barwienia, jednak nie daje mo¿liwoci identyfikowania gatunków chlamydii wystêpuj¹cych u wiñ.
Obecnie coraz czêciej stosowane s¹ w laboratoryj-nej diagnostyce wywo³anych przez chlamydie infekcji, w tym wystêpuj¹cych u wiñ, techniki PCR. Zastêpu-j¹ one izolacjê chlamydii przy u¿yciu linii komórko-wych. Swoistoæ PCR jest wysokiego stopnia, a czu-³oæ wy¿sza ni¿ izolacja w hodowli komórkowej. Prób-ka ze wzglêdu na profilaktykê zaPrób-ka¿eñ laboratoryjnych personelu przed infekcj¹ mo¿e byæ przed badaniami inaktywowana termicznie. Aktualnie stosowane testy PCR do wykrywania gatunków Chlamydiaceae wy-stêpuj¹cych u wiñ opieraj¹ siê na wielopunktowym sekwencjonowaniu (multilocus sequence typing) dla Chlamydophila abortus, Chlamydophila pecorum i Chlamydophila psittaci (21, 24).
Sachse i wsp. (33) opracowali test hybrydyzacji mikromacierzy do identyfikacji gatunków chlamydii,
u¿ywaj¹c platformy ArrayTubeTM (Clondiag Chip
Technologus, Jena, Germany). Test ten okaza³ siê przy-datny do identyfikacji ró¿nych gatunków chlamydii z hodowli komórkowych i jest wykorzystywany do bezporedniego wykrywania tych bakterii w tkankach przeznaczonych do badañ diagnostycznych. Niestety, rutynowe testowanie w kierunku Chlamydiaceae u wiñ nie jest mo¿liwe, poniewa¿ cena tego rodzaju zestawów jest za bardzo wysoka.
Epidemiologia infekcji wywo³anych przez Chlamydiaceae u wiñ
Serologia. Najwczeniejsze wyniki badañ serolo-gicznych w kierunku chlamydii u wiñ w Europie pochodz¹ z 1966 r. Wilson i Plummer (42) wykryli wtedy przeciwcia³a dla Chlamydiaceae przy u¿yciu kapilarnej aglutynacji w 23% badanych surowic wiñ w Wielkiej Brytanii.
Przy zastosowaniu testu ELISA, wykrywaj¹cego przeciwcia³a dla wspólnego antygenu przedstawicieli rodziny Chlamydiaceae, wykazano u wiñ w Belgii 96,5% zwierz¹t dodatnio reaguj¹cych (41). W Niem-czech odsetki seropozytywnych loch i knurów okre-lono, odpowiednio, na 33-72% i 10-47% (10). W Szwajcarii odsetki dodatnich serologicznie wiñ wy-nosi³y dla loch 62%, 6,9% dla prosi¹t poni¿ej 4 ty-godni i 48,1% dla prosi¹t starszych ni¿ 4 tyty-godnie (8). W badaniach tych u¿yto testu ELISA ze znanym lipo-polisacharydem jako antygenem wg Wittenbrinka (43). We W³oszech 63,5-80,3% wiñ by³o dodatnich sero-logicznie, kiedy u¿yto testu mikroimmunfluorescencji (MIF) (9). Bogdonas i wsp. (4) okrelili jako sero-pozytywne 7,7% wiñ na Litwie przy u¿yciu odczynu wi¹zania dope³niacza z antygenem lipopolisacharydo-wym Chlamydia. Wyniki badañ serologicznych uzy-skane tym testem przy u¿yciu wymienionego antyge-nu lub komórek chlamydii nale¿y jednak traktowaæ, zdaniem Schautteeta i Vanrompaya (35), z rezerw¹, jako ¿e uzyskuje siê serologiczne reakcje krzy¿owe te¿ z przeciwcia³ami przeciw innym patogenom (5, 7, 23, 44). Co wiêcej, OWD jest mniej czu³y i mniej swoisty ni¿ ELISA. Qiu (26) i Zhou i Qiu (46) infor-mowali z Chin, ¿e odczyny dodatnie u prosi¹t z an-tygenem chlamydii dotyczy³y 11%, a u loch 80% osobników badanych. Opublikowane dane z terenu po³udniowych Chin wykaza³y serododatnie wyniki, odpowiednio: u 63,38%, 41,10% i 36,25% hodowla-nych knurów, loch i m³odych tuczników, przy u¿yciu bêd¹cego w handlu testu poredniej hemaglutynacji.
Ostatnio wykonano równie¿ w Polsce badania po-pulacji wiñ w kierunku infekcji wywo³anej przez Chlamydia suis. Porównano te¿ wartoæ diagnostycz-n¹ odczynu wi¹zania dope³niacza i PCR (40). Mate-ria³em do badañ by³y surowice i wymazy z pochwy w liczbie 61 020, uzyskane w latach: 2007, 2008 i 2009. Sporód 277 wyników dodatnich, stwierdzonych przy u¿yciu odczynu wi¹zania dope³niacza, wyniki potwier-dzaj¹ce, przy zastosowaniu PCR, wykazano w 200 przypadkach. Zgodnie z wykonan¹ analiz¹ statystycz-n¹ okaza³o siê, ¿e oba testy posiadaj¹ akceptowalstatystycz-n¹, równorzêdn¹ wartoæ diagnostyczn¹ w rozpoznawa-niu infekcji wiñ wywo³anej przez Chlamydia suis.
Wy¿szoæ diagnostyki molekularnej
Serologia jest przydatna do monitorowania wywo-³anych przez chlamydie zaka¿eñ u wiñ, zw³aszcza je¿eli stosuje siê antygen specyficzny dla gatunku,
któ-ry wywo³a³ infekcjê. Problem jednak w tym, ¿e nie wiadomo przed badaniem, jaki gatunek chlamydii wywo³uje infekcjê. Z tego wzglêdu miarodajne infor-macje dotycz¹ce identyfikacji gatunku, a nawet szcze-pu, który wywo³uje zaka¿enie i chorobê, mo¿e bar-dziej zapewniæ diagnostyka molekularna identyfi-kuj¹ca specyficzne dla danego gatunku, wzglêdnie szczepu, geny. S³u¿¹ do tego celu odpowiednio przy-gotowane testy PCR i mikomacierze (25, 33).
Pos³uguj¹c siê wymienionymi technikami w prób-kach od wiñ DNA Chlamydophila psittaci wykrywa-no sporadycznie (6, 34, 41). Chlamydophila pecorum równie¿ raczej rzadko wykazywano wykorzystuj¹c do identyfikacji sekwencjonowanie genu ompA, a mia-nowicie w 2% pozytywnych próbkach nasienia, w 5% pozytywnych p³odach, w 9% pozytywnych tkankach przewodu pokarmowego (19). Chlamydophila abor-tus zidentyfikowano w Belgii w p³ucach wini, która pad³a przypadkowo przy pobieraniu krwi (34). Mimo ¿e Chlamydophila abortus ³¹czy siê obecnie g³ównie z zaburzeniami rozrodu i ronieniami u wiñ, to uprzed-nio wykazywano ten gatunek chlamydii w p³ucach wiñ (33).
Chlamydia suis identyfikowano przy u¿yciu diag-nostyki molekularnej w infekcjach jelitowych wiñ w Belgii, Niemczech i Szwajcarii, a w badaniach tych rzadko identyfikowano Chlamydophila abortus (33, 37, 39, 45). Chlamydia suis g³ównie ³¹czona by³a z coniunctivitis w chowie wielkotowarowym wiñ w Niemczech, Szwajcarii i Estonii (2). Oprócz tego badania niemieckie wskaza³y na czêste wystêpowanie mieszanych infekcji z udzia³em Chlamydia suis i Chla-mydophila abortus w p³ucach i przewodzie pokarmo-wym u wiñ (16).
DNA chlamydii wykazano przy u¿yciu nested PCR u 57,1% dzików w Turyngii (Niemcy) (17). Drobno-ustroje te g³ównie identyfikowano w p³ucach. Gene-ralnie wykryto Chlamydophila psittaci, Chlamydophila abortus i Chlamydia suis. Cytowane badania zwraca-j¹ uwagê na rezerwuar chorobotwórczych dla wiñ chlamydii u dzików.
Chorobotwórczoæ wykazana dowiadczalnie Wyniki dotycz¹ce dowiadczalnego zaka¿ania wiñ w celu okrelenia w³aciwoci chorobotwórczych chla-mydii s¹ nieliczne. Postulaty Kocha zosta³y spe³nione przy zastosowaniu do zaka¿ania prosi¹t gnotobiotycz-nych i szczepu H7 Chlamydia suis, izolowanego od wini z przypadku zapalenia spojówek. Analogiczny wynik otrzymano ze szczepami gatunku Chlamydia suis R19 i R27, wyosobnionymi z chorobowo zmie-nionych jelit oraz szczepem R33 ze zmian w p³ucach i b³onie luzowej nosa (28, 30, 32). Szczep S45 Chlamydia suis, izolowany z ka³u nie wykazuj¹cej objawów chorobowych wini, wywo³a³ u gnotobio-tycznych prosi¹t objawy zapalenia jelit znacznego stopnia (14).
Aerozolowe dowiadczalne zaka¿enie przy u¿yciu Chlamydia suis prosi¹t konwencjonalnych, które otrzy-ma³y siarê, potwierdzi³o chorobotwórczoæ dla wiñ Chlamydia suis w odniesieniu do uk³adu oddechowe-go (27, 33). Wszystkie zwierzêta zachorowa³y z obja-wami suchego kaszlu, surowiczego wyp³ywu z nosa i objawów wystêpuj¹cych w czasie oddychania wska-zuj¹cych na dysfunkcjê p³uc. Wewnêtrzna ciep³ota cia³a wynosi³a ponad 40°C przez co najmniej 5 dni, licz¹c od zaka¿enia, a powrót do zdrowia nast¹pi³ po 7 dniach.
Sprzeczne s¹ pogl¹dy na temat roli Chlamydia suis i Chlamydophila abortus w wywo³ywaniu zaburzeñ w rozrodzie wiñ. £¹czy siê to z trudnoci¹ ekspery-mentalnego wywo³ywania wymienionych schorzeñ.
Doæ dobrze udokumentowany jest potencja³ zoo-notyczny Chlamydophila abortus i Chlamydophila psittaci (3). Transmisja tych gatunków od wiñ do ludzi nie by³a stwierdzana. Brak danych w tej sprawie w odniesieniu do Chlamydia suis.
Zapobieganie infekcjom wywo³anym u wiñ przez chlamydie opiera siê na ogólnie przyjêtych zasadach postêpowania sanitarno-weterynaryjnego, z zapewnie-niem oczyszczania i dezynfekcji pomieszczeñ oraz tworzeniem zwierzêtom dobrostanu w czasie ca³ego cyklu produkcyjnego (36).
W leczeniu zalecane s¹ tetracykliny. Profilaktyka swoista nie znajduje zastosowania (36).
Pimiennictwo
1.Andersen A. A.: Chlamydial diseases in swine. Proc. 25th Ann. Meet Am.
Assoc. Swine. Pract. 1994, s. 259-263.
2.Becker A., Lutz-Wohlgroth L., Brugnera E., Lu Z. H., Zimmermann D. R., Grimm F., Grosse B. E., Kaps S., Spiess B., Pospischil A., Vaughan L.: Inten-sively kept pigs pre-disposed to chlamydial associated conjunctivitis. J. Vet. Med. A. Physiol. Pathol. Clin. Med. 2007, 54, 307-313.
3.Beeckman D. S., Vanrompay D. C.: Zoonotic Chlamydophila psittaci infec-tions from a clinical perspective. Clin. Microbiol. Infect. 2009, 15, 11-17. 4.Bogdonas J., Mauricas M., Gerulis G., Petkevicius S., Jokimas J.:
Evalu-ation of different laboratory methods for diagnosis of pig chlamydiosis in Lithuania. Pol. J. Vet. Sci. 2005, 8, 49-56.
5.Brade H., Brade L., Nano F. E.: Chemical and serological investigations on the genus-specific lipopolysaccharide epitope of Chlamydia. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1987, 84, 2508-2512.
6.Busch M., Thoma R., Schiller I., Corboz L., Pospischil A.: Occurrence of Chlamydiae in the genital tracts of sows at slaughter and their possibile significace for reproductive failure. J. Vet. Med. B Infect. Dis. Vet. Public. Health 2000, 47, 471-480.
7.Caldwell H. D., Hitchcock P. J.: Monoclonal antibody against a genus--specific antygen of Chlamydia species: location of the epitope on chlamydial lipopolysaccharide. Infect. Immun. 1984, 44, 306-314.
8.Camenisch U., Lu Z. H., Vaughan L., Corboz L., Zimmermann D. R., Witten-brink M. M., Pospischil A., Sydler T.: Diagnostic investigation into the role of Chlamydiae in cases of increased rates of return to oestrus in pigs. Vet. Rec. 2004, 2004, 155, 593-596.
9.Di Francesco A., Baldelli R., Cevenini R., Magnino S., Pignanelli S., Salvatore D., Galuppi R., Donati M.: Seroprevalence to Chlamydiae in pigs in Italy. Vet. Rec. 2006, 159, 849-850.
10.Eggemann G., Wendt M., Hoelzle L. E., Jager C., Weiss R., Failing K.: Prevalence of chlamydial infections in breeding sows and their correlation to reproductive failure. Dtsch. Tierarztl. Wochenschr. 2000, 107, 3-10. 11.Everett K. D. E., Bush R. M., Andersen A. A.: Emended description of the
order Chlamydiales, proposal of Parachlamydiaceae fam. nov. and Simka-niaceae fam. nov., each containing one monotypic genus, revised taxonomy of the family Chlamydiaceae, including a new genus and five new species, and standards for the identification of organisms. Int. J. Syst. Bacteriol. 1999, 49, 415-440.
12.Everett K. D. E.: Chlamydia and Chlamydiales: more than meets the eye. Vet. Microbiol. 2000, 75, 109-126.
13.Fukushi H., Hirai K.: Proposal of Chlamydia pecorum Sp-Nov for Chlamy-dial strains derived from ruminants. Int. J. Syst. Bacteriol. 1992, 42, 306--308.
14.Guscetti F., Schiller I., Sydler T., Heinen E., Pospischil A.: Experimental enteric infection of gnotobiotic piglets with Chlamydia suis strain S45. Vet. Microbiol. 2009, 135, 157-168.
15.Guseva N. V., Knight S. T., Whittimore J. D., Wyrick P. B.: Pirmary cultures of female swine genital epithelial cells in vitro: a new approach for the study of hormonal modulation of chlamydial infection. Infect. Immun. 2003, 71, 4600-4710.
16.Hoelzle L. E., Steinhausem G., Wittenbrink M. M.: PCR-based detection of chlamydial infection in swine and subsequent PCR-coupled genotyping of chlamydial omp1-gene amplicons by DNA-hybridization, RFLP-analysis, and nucleotide sequence analysis. Epidemiol. Infect. 2000, 125, 427-439. 17.Hotzel H., Berndt A., Melzer F., Sachse K.: Occurrence of Chlamydiaceae
spp. in a wild boar (Sus strofa L.) population in Thuringia (Germany). Vet. Microbiol. 2004, 103, 121-126.
18.Kaltenboeck B., Storz J.: Biological properties and genetic analysis of the ompA locus in Chlamydiae isolated from swine. Am. J. Vet. Res. 1992, 53, 1482-1487.
19.Kauffold J., Melzer F., Henning K., Schulze K., Leiding C., Sachse K.: Pre-valence of chlamydiae in boars and semen used for artificial insemination. Theriogenology 2006, 65, 1750-1758.
20.Kerr K., Entrican G., McKeever D., Longbottom D. L.: Immunopathology of Chlamydophila abortus infection in sheep and mice. Res. Vet. Sci. 2005, 78, 1-7.
21.Mohamad K. Y., Rodolakis A.: Recent advances in the understanding of Chla-mydophila pecorum infections, sixteen years after it was named as the fourth species of the Chlamydiaceae family. Vet. Res. 2010, 41, 27-37.
22.Nietfeld J. C., Janke B. H., Leslie-Steen P., Robison D. J., Zeman D. H.: Small intestinal Chlamydia infection in piglets. J. Vet. Diagn. Invest. 1993, 5, 114-117.
23.Nurminen M., Lounatmaa K., Leinonen M., Wahlstrom E.: The effect of mercaptoethanol on the solubilization of the 39.5 kDa major outer membrane protein of elementary bodies of Chlamydia trachomatis and purification of the protein. FEMS Microbiol. Lett. 1984, 24, 185-191.
24.Pannekoek Y., Morelli G., Kusecek B., Morre S. A., Ossewaarde J. M., Lan-gerak A. A., van der Ende A.: Multi locus sequence typing of Chlamydiales: clonal groupings within the obligate intracellular bacteria Chlamydia tracho-matis. BMC Microbiol. 2008, 8, 42-52.
25.Pantchev A., Sting R., Bauerfeind R., Tyczka J., Sachse K.: Detection of all Chlamydophila and Chlamydia spp. of veterinary interest using species--specific real-time PCR assays. Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 2009, 33, 473-484.
26.Qiu Q. C.: Investigation on Chlamydiosis in pigs. Progr. Vet. Med. 2003, 21, 88-91.
27.Reinhold P., Kirschvink N., Theegarten D., Berndt A.: An experimentally induced Chlamydia suis infection in pigs results in severe lung function disorders and pulmonary inflammation. Vet. Res. 2008, 39, 35-54. 28.Rogers D. G., Andersen A. A.: Conjunctivitis caused by a swine Chlamydia
trachomatis-like organizm in gnotobiotic pigs. J. Vet. Diagn. Invest. 1999, 11, 341-344.
29.Rogers D. G., Andersen A. A.: Intestinal lesions caused by a strain of Chla-mydia suis in weanling pigs infected at 21 days of age. J. Vet. Diagns. Invest. 2000, 12, 233-239.
30.Rogers D. G., Andersen A. A.: Intestinal lesions caused by two swine chla-mydial isolates in gnotobiotic pigs. J. Vet. Diagn. Invest. 1996, 8, 433-440. 31.Rogers D. G., Andersen A. A., Hogg A., Nielsen D. L., Huebert M. A.: Con-junctivitis and KeratoconCon-junctivitis Associated with Chlamydiae in Swine. J. Am. Vet. Med. Assoc. 1993, 203, 1321-1323.
32.Rogers D. G., Andersen A. A., Hunsaker B. D.: Lung and nasal lesions caused by a swine chlamydial isolate in gnotobiotic pigs. J. Vet. Diagn. Invest. 1996, 8, 45-55.
33.Sachse K., Hotzel H., Slickers P., Ellinger T., Ehricht R.: DNA microarray--based detection and identificatin of Chlamydia and Chlamydophila spp. Mol. Cell. Probes. 2005, 19, 41-50.
34.Schautteet K.: Epidemiological Research on Chlamydiaceae in pigs and evaluation of a Chlamydia trachomatis DNA vaccine. Ghent University, Ghent, Belgium 2010.
35.Schautteet K., Beeckman D. S., Delava P., Vanrompay D.: Possibile patho-genic interplay between Chlamydia suis, Chlamydophila abortus and PCV-2 on a pig production farm. Vet. Rec. 2010, 166, 329-333.
36.Schautteet K., Vanrompay D.: Chlamydiaceae infections in pig. Vet. Res. 2011, 42, 29-39.
37.Schiller I., Koesters R., Weilenmann R., Thoma R., Kaltenboeck B., Hertz P., Pospischil A.: Mixed infections with porcine Chlamydia trachomatis/peco-rum and infections with trachomatis/peco-ruminant Chlamydia psittaci serowar 1 associated with abortions in swine. Vet. Microbiol. 1997, 58, 251-260.
38.Stephens R. S., Myers G., Eppinger M., Bavoil P. M.: Divergence without difference: phylogenetics and taxonomy of Chlamydia resolved. FEMS Im-munol. Med. Microbiol. 2009, 55, 115-119.
39.Szeredi L., Schiller I., Sydler T., Guscetti F., Heinen E., Corboz L., Eggen-berger E., Jones G. E., Pospischil A.: Intestinal Chlamydia in finishing pigs. Vet. Pathol. 1996, 33, 369-374.
40.Szymañska-Czerwiñska M., Niemczuk K., Wójcik A.: Prevalence of Chlamy-dia suis in population of swine in Poland and comparison of complement fixation test and PCR used in the diagnosis of chlamydiosis. Bull. Vet. Inst. Pulawy 2011, 55, 381-383.
41.Vanrompay D., Gees T., Desplanques A., Hoang T. Q. T., De Vos L., Van Loock M., Huyck E., Miry C., Cox E.: Immunoblotting, ELISA and culture evidence for Chlamydiaceae in sows on 258 Belgian farms. Vet. Microbiol. 2004, 99, 59-66.
42.Wilson M. R., Plummer P.: A survey of pig sera for presence of antibodies to psittacosis-lymphogranuloma-venereum gruoup of organisms. J. Comp. Pathol. 1966, 76, 427-433.
43.Wittenbrink M. M.: Detection of antibodies against Chlamydia in swine by an immunofluorescent test and an enzyme immunoassay. Berl. Münch. Tierärztl. Wochenschr. 1991, 104, 270-275.
44.Yuan Y., Lyng K., Zhang Y. X., Jockey D. D., Morrison R. P.: Monoclonal--antibodies define genus-specific, species-specific, and cross-reactive epi-topes of the chlamydial 60-kilodalton heat-shock protein (Hsp60): specific immunodetection and purification of chlamydial Hsp60. Infect. Immun. 1992, 60, 2288-2296.
45.Zahn I., Szeredi L., Schiller I., Kunz U. S., Burgi E., Guscetti F., Heinen E., Corboz L., Sydler T., Pospischil A.: Immunohistologischer Nachweis von Chlamydia psittaci/pecorum und C. trachomatis im Ferkel-Darm. Zentralbl. Veterinärmed. 1995, 42, 266-276.
46.Zhou J. Z., Qiu C. Q.: Epidemic of animal Chlamydiae in China. Chin. Hus-bandry Vet. 2007, 34, 110-113.
Adres autora: dr Krzysztof Niemczuk, Al. Partyzantów 57, 24-100 Pu-³awy; e-mail: kniem@piwet.pulawy.pl
