Praca oryginalna Original paper
Pałeczki Salmonella spp. stanowią jedną z najczęst-szych przyczyn zatruć pokarmowych ludzi na świecie (9, 11, 15). Za główny rezerwuar chorobotwórczego zarazka uważa się zwierzęta, a do zakażeń ludzi dochodzi najczęściej poprzez żywność pochodzenia zwierzęcego, głównie jaja lub mięso zanieczyszczo-ne pałeczkami Salmozanieczyszczo-nella w trakcie uboju i prze-twarzania (9). W efekcie wprowadzenia na terenie Unii Europejskiej programów zwalczania zakażeń niektórych serowarów Salmonella w stadach drobiu, odnotowano znaczny spadek przypadków salmonel-lozy u ludzi. W 2011 r. stwierdzono ponad 95 tys. przypadków salmonellozy, a wskaźnik zapadalności wyniósł 20,7 na 100 tys. mieszkańców (9). W stosunku do 2007 r., kiedy to rozpoczęto wdrażanie programów zwalczania Salmonella, odnotowano spadek częstości występowania zakażeń o prawie 38%. Większość przy-padków salmonellozy u ludzi jest wywoływana przez ograniczoną liczbę serowarów Salmonella spośród ponad 2600 znanych (14), a najczęstszą przyczyną zachorowań były Salmonella Enteritidis (44,4%) i Salmonella Typhimurium (24,9%). Jednofazowy wariant Salmonella Typhimurium 1,4,[5],12:i:- (mo-nophasic Salmonella Typhimurium strains – mST) był trzecim pod względem częstości występowania u
czło-wieka i odpowiadał za 4,7% przypadków zachorowań ludzi (8-10).
Znaczenie epidemiologiczne tego wariantu serolo-gicznego w aspekcie zagrożeń dla zdrowia publiczne-go, jego ekspansja w Polsce i świecie, niektóre aspekty diagnostyczne oraz związki epidemiologiczne tych izolatów z dwufazowymi, klasycznymi szczepami
S. Typhimurium omówiono wcześniej (31). Z
ob-serwacji tych wynika, że jednofazowe Salmonella Typhimurium coraz częściej wykrywa się u wielu gatunków zwierząt, w żywności pochodzenia zwie-rzęcego oraz ze środowiska naturalnego. Głównym rezerwuarem tego zarazka pozostaje jednak trzoda chlewna. Przyczyna rozprzestrzeniania się i sukcesu epidemiologicznego tego wariantu w świecie nie jest jednak znana. Obecnie nie ma jednoznacznej odpowie-dzi, dlaczego Salmonella Typhimurium tracą zdolność do ekspresji części antygenów. Znane są natomiast procesy genetyczne warunkujące to zjawisko (1, 4, 18). Za ekspresję antygenów rzęskowych Salmonella odpowiedzialne są takie geny, jak fljA, fljB i hin, zlo-kalizowane w operonie fljBA. Spośród nich gen fljB koduje białko rzęskowe fazy 2, a pozostałe (fljA, hin) są odpowiedzialne za mechanizm tzw. zmienności fazowej (3, 21, 27, 33). Uważa się, że powstawanie
Charakterystyka jednofazowych izolatów Salmonella
enterica serowar Typhimurium (1,4,[5],12:i:-)
ANDRZEJ HOSZOWSKI, ILONA SAMCIK, ANNA LALAK, MAGDALENA SKARŻYŃSKA,DANUTA WNUK, MAGDALENA ZAJĄC, DARIUSZ WASYL Zakład Mikrobiologii, Państwowy Instytut Weterynaryjny – Państwowy Instytut Badawczy,
Al. Partyzantów 57, 24-100 Puławy
Hoszowski A., Samcik I., Lalak A., Skarżyńska M., Wnuk D., Zając M., Wasyl D.
Characterization of monophasic isolates of Salmonella enterica serowar Typhimurium (1,4,[5],12:i:-) Summary
Monophasic Salmonella Typhimurium (1,4,[5],12:i:-), a worldwide emerging pathogen, has been occurring in Poland since 2008. Characterization of swine, cattle, geese, food, feed and human isolates obtained in the years 2011-2012 by pulsed field gel electrophoresis, antimicrobial resistance typing with microbroth dilution method was performed for the evaluation of their epidemiological importance for human public and animal health. The prevalence of monophasic Salmonella Typhimurium in Poland has recently increased and its proportion to classical biphasic variants reached 15.5% in 2012. The isolates revealed microbiological resistance to at least one tested compound and ten resistance profiles were found. The most frequent profile covered resistance to ampicillin, streptomycin, sulphonamides and tetracycline. Fourteen XbaI-PFGE profiles with an overall similarity of 52.4% were noted. Most of the isolates were classified to two PFGE profiles showing a 95.4% similarity. Finding of monophasic S. Typhimurium originating from people within the same XbaI-PFGE profile comprising also swine and cattle isolates indicate a possible role of animal sources in the spread of this pathogen.
jednofazowych Salmonella Typhimurium może być efektem utraty całego genu fljB bądź istotnych jego fragmentów (7, 19) w wyniku silnej presji środowisko-wej (26). Podobny rezultat może być spowodowany też przez każde zaburzenie mechanizmu regulującego zmienność fazową (12, 19, 26, 29, 33).
Prezentowana praca stanowi kontynuację badań prowadzonych w latach 2011-2012 nad jednofazowy-mi szczepajednofazowy-mi Salmonella Typhimurium 1,4,[5],12:i:-, których celem było scharakteryzowanie izolatów uzyskanych z różnych źródeł oraz wskazanie praw-dopodobnych źródeł zakażenia człowieka.
Materiał i metody
Przedmiotem badania było 30 jednofazowych izolatów
Salmonella Typhimurium (mST), od świń (N = 15), z
żyw-ności (N = 10), pasz (N = 2), od gęsi (N = 1), bydła (N = 1) i człowieka (N = 1) uzyskanych w latach 2011-2012. Przy ich izolacji, weryfikacji biochemicznej i serologicznej postępowano zgodnie z normą PN-EN-ISO 6579:2003/ A1:2007. Informacje dotyczące miejsca, źródła izolacji i daty ich izolacji zamieszczono na rycinie 3. Przynależ-ność izolatów do jednofazowego wariantu Salmonella Typhimurium potwierdzono przy użyciu metody PCR re-komendowanej przez Europejski Urząd ds. Bezpieczeństwa Żywności (10, 28). Pozwala ona na wykrywanie fragmentu IS200 o wielkości 1000 par zasad (bp), obecnego u
Salmo-nella Typhimurium i jej jednofazowego wariantu w intronie
fljB-fljA, przy użyciu starterów o sekwencji oligonukleoty-dów 5’-CTGGCGACGATCTGTCGATG-3’ i 5’-GCGG-TATACAGTGAATTCAC-3’. Natomiast do wykrywania genu fljB odpowiedzialnego za wytwarzanie antygenu fazy drugiej (1,2) wykorzystano startery 5’-CAACAACAAC-CTGCAGCGTGTGCG-3’ oraz 5’-GCCATATTTCAGC-CTCTCGCCCG-3’, uzyskując amplikon o wielkości 1389 bp. Obraz rozdziału elektroforetycznego produktów PCR przedstawiono na rycinie 1.
Analizę genomowego DNA metodą PFGE (Pulsed-Field Gel Electrophoresis) wykonano postępując zgodnie z proto-kołem PulseNet, poddając go trawieniu za pomocą enzymu restrykcyjnego XbaI (25, 31). Uzyskane wyniki porówny-wano z profilami PFGE jednofazowych szczepów
Salmo-nella Typhimurium uzyskanymi w latach 2008-2010 (31).
Do identyfikacji oporności mikrobiologicznej na substan-cje antybakteryjne oraz określania pokrewieństwa badanych izolatów wykorzystano metody rutynowo stosowane w la-boratorium referencyjnym: oznaczanie najmniejszego stęże-nia hamującego (MIC – Minimal Inhibitory Concentration) przy użyciu płytek Sensititre (EUMVS2; Trek Diagnostic Systems, East Grinstead, West Sussex, UK). Wykaz oce-nianych substancji antybakteryjnych oraz epidemiologiczne kryteria interpretacji podano w rycinie 3.
Przy opracowywaniu wyników wykorzystano dane gro- madzone w trakcie monitoringu obejmującego wystę-powanie Salmonella u zwierząt, żywności i w paszach, prowadzonego przez Krajowe Laboratorium Referencyjne Salmonellozy.
Wyniki i omówienie
Badane izolaty charakteryzowała typowa dla szczepów jednofazowych Salmonella Typhimurium struktura antygenowa (1,4,[5],12:i:-), a uzyskiwane w PCR pojedyncze amplikony o wielkości ok. 1000 bp (ryc. 1), wskazujące na brak antygenów rzęskowych fazy drugiej, oznaczanych cyframi „1, 2”, potwierdziły ich przynależność do tego wariantu Salmonella (10). W przypadku dwufazowych Salmonella Typhimurium (1,4,[5],12:i:1,2) w reakcji PCR uzyskuje się dodat-kowo amplikon o wielkości 1389 bp, świadczący o obecności genu fljB odpowiedzialnego za produkcję antygenu rzęskowego fazy drugiej (10, 28).
Z danych przedstawionych na wykresie (ryc. 2) wynika, że częstość występowania w Polsce jedno-fazowych wariantów Salmonella Typhimurium, które po raz pierwszy odnotowano w 2008 r., w odniesieniu do klasycznych – dwufazowych, wzrasta, osiągając 15,5% w 2012 r. 0% 5% 10% 15% 20% 2008 (N = 2306) 2009 (N = 2471) 2010 (N = 2451) 2011 (N = 2454) 2012 (N = 1648) odsetek mST w odniesieniu do ST
odsetek ST w odniesieniu do wszystkich Salmonella
3,0% 1,5%
8,6%
13,9% 15,5%
Ryc. 2. Częstość identyfikacji Salmonella 1,4,[5],12:i:- (mST) oraz Salmonella Typhimurium (ST) w latach 2008-2012 Ryc. 1. Identyfikacja jednofazowych Salmonella Typhimurium za pomocą metody PCR (31)
Ścieżki: 1. GeneRuler 100kb DNA Ladder Plus (Fermentas); 2. Salmonella Typhimurium ATCC 14028; 3 i 8. jednofazowy
Sal-monella Typhimurium; 4. SalSal-monella Gloucester; 5. SalSal-monella
Lagos; 6. Salmonella Kentucky; 7. Salmonella Typhimurium. Parametry rozdziału elektroforetycznego produktów PCR: aga-roza Prona 2%, 9 V/cm, 100 min.
Analiza PFGE ujawniła wśród badanych szczepów
Salmonella 14 różnych profili PFGE-XbaI
genomowe-go DNA, z których 12 było reprezentowanych przez pojedyncze szczepy (ryc. 3). Dziesięć profili obserwo-wano po raz pierwszy, pozostałe dwa były notowane wśród izolatów z lat wcześniejszych (31).
Najliczniej reprezentowany profil obejmował 17 izolatów jednofazowego wariantu Salmonella Typhi- murium uzyskanych z kału bądź narządów wewnętrz-nych świń (N = 10), bydła (N = 1), mięsa lub wędlin wieprzowych (N = 3), mięsa indyczego (N = 1)
środo-wiska produkcji pasz (N = 1), a także wyosobniony od człowieka (N = 1). Wśród izolatów reprezentujących ten profil XbaI-PFGE najczęściej stwierdzano opor-ności ASSuT (N = 9).
Drugi pod względem liczebności profil PFGE, re-prezentowany przez 4 izolaty od świń i 1 uzyskany z karmy dla norek, wykazywał 95,4% pokrewieństwo genetyczne z profilem dominującym, podobnie jak dwa inne profile zidentyfikowane u izolatów z żyw-ności (2353/2011 i 0803/2012). Jeden z nich został zaklasyfikowany do profilu XbaI-PFGE stwierdzo-Ryc. 3. Pokrewieństwo genetyczne (PFGE) szczepów Salmonella 1,4,[5],12:i:- izolowanych w latach 2011-2012 w porównaniu do profili DNA notowanych w latach 2008-2010 (*)
Profile oporności: symbole substancji antybakteryjnych o wartości MIC większej od kryterium epidemiologicznego: A – ampicyli-na (8 mg/L); S – streptomycyampicyli-na (16 mg/L); Su – sulfametoksazol (256 mg/L); T – tetracykliampicyli-na (8 mg/L); Nal – kwas ampicyli-nalidiksowy (16 mg/L); Cip – ciprofloksacyna (0,064 mg/L); Tmp – trimetoprim (2 mg/L); Col – kolistyna (2 mg/L); C – chloramfenikol (16 mg/L); F – florfenikol (16 mg/L); (**) wartości MIC wskazujące na obecność mechanizmów oporności na chinolony kodowa-nych na plazmidach
nego w 2008 r. Na uwagę zasługuje fakt, że izolaty reprezentujące 2 dominujące profile PFGE pochodziły z geograficznie odległych miejsc Polski. Trzy izolaty uzyskane od świń z Białorusi znalazły się w grupie 17 izolatów tworzących najliczniejszy profil PFGE.
Pozostałe profile obserwowane wśród izolatów od świń (N = 4) oraz z żywności (N = 5) charakteryzowa-ło pokrewieństwo rzędu 85%. Jeden izolat uzyskany od gęsi reprezentował zdecydowanie odrębny profil PFGE wykazujący pokrewieństwo z pozostałymi na poziomie 62,2%.
Oporność mikrobiologiczną na badane substancje antybakteryjne odnotowano w przypadku wszystkich badanych izolatów. Stwierdzana oporność dotyczyła 10 z 14 badanych substancji. Wyróżniono 10 profili oporności (ryc. 3), z których najczęściej występował profil ASSuT, obejmujący oporność na ampicylinę, streptomycynę, sulfonamidy i tetracyklinę (N = 16). Obserwowano także oporność na 7-8 badanych sub-stancji, obejmującą między innymi fluorochinolony, chinolony czy fenikole.
Znaczenie epidemiologiczne jednofazowych szcze- pów Salmonella Typhimurium w wywoływaniu sal-monellozy u ludzi w Polsce w porównaniu do innych krajów jest ograniczone (5, 9, 15, 22, 26), jednakże w ostatnim okresie odnotowano narastanie znaczenia epidemiologicznego tego serowaru, gdyż w 2011 r. znalazł się on wśród 15 najczęściej stwierdzanych w przypadkach salmonellozy ludzi w Polsce (9, 22). Zwierzęta takie jak świnie czy bydło są uwa-żane za główne źródło jednofazowych Salmonella Typhimurium dla człowieka. Najczęściej zachoro-wania wiążą się ze spożywaniem suszonych wędlin wieprzowych lub żywności zawierającej wieprzowinę (2, 13, 15). Niekiedy zakażenia ludzi tym serowarem kończą się śmiercią, jak to odnotowano w przypadku ogniska obejmującego 554 osoby we Francji, którego źródłem zakażenia były hamburgery wołowe wypro-dukowane w UE (24).
Pojawienie się i rosnący odsetek szczepów Salmo-
nella 1,4,[5],12:i:- świadczy o narastaniu w Polsce
problemu jednofazowych Salmonella Typhimurium u zwierząt i żywności pochodzenia zwierzęcego. Blisko 80% badanych szczepów pochodziło od świń, z kału lub narządów wewnętrznych oraz mięsa wie-przowego i żywności je zawierającej. Potwierdza to rolę tych zwierząt jako podstawowego źródła za-każenia szczepami jednofazowymi (9, 10). Spadek częstości występowania dwufazowego Salmonella Typhimurium jest obecnie notowany w większości krajów UE, a powstała w efekcie tego nisza ekolo-giczna najprawdopodobniej jest zastępowana jedno-fazowym wariantem serologicznym 1,4,[5],12: i:- (9, 10). Powszechna globalizacja, intensywna wymiana handlowa, obejmująca zwierzęta czy pasze i kompo-nenty paszowe, mogą znacząco wpłynąć na częstość jego występowania w świecie, tak jak ma to miejsce w przypadku rzadko notowanych serowarów (17, 30).
Zastosowana makrorestrykcyjna analiza genomo-wego DNA badanych izolatów wykazała, tak jak to stwierdzono we wcześniejszych badaniach (31), wy-stępowanie jednego dominującego profilu PFGE obej-mującego większość badanych izolatów. Jednocześnie zaobserwowano pojawianie się nowych profili u poje-dynczych izolatów i dużą ich różnorodność w badanej grupie, co może wskazywać na spontaniczne zmiany genetyczne, a nie rozprzestrzenianie się jednego klo-nu jednofazowego Salmonella Typhimurium (31). Odnotowanie jednofazowego szczepu Salmonella Typhimurium pochodzącego od człowieka w obrę-bie tego samego profilu PFGE obejmującego izolaty uzyskane od świń oraz bydła potwierdza ich istotne znaczenie epidemiologiczne w zakażeniach jedno-fazowymi Salmonella Typhimurium. Co więcej, znalezienie tych wariantów wśród izolatów uzyska-nych od świń z Białorusi dowodzi przesuwania się granicy występowania szczepów jednofazowych na wschód. Stwierdzenie nowych źródeł jednofazowych wariantów Salmonella Typhimurium, takich jak mięso indycze oraz gęsi, od których wyosobniono izolaty o profilach odbiegających od pozostałych Salmonella 1,4,[5],12:i:- potwierdza tezę o niezależnych zjawi-skach genetycznych skutkujących pojawieniem się izolatów jednofazowych (31).
Z dostępnych danych wynika, że jednofazowe klony Salmonella Typhimurium jak dotąd nie były stwierdzane wśród szczepów uzyskiwanych ze stad reprodukcyjnych kur i indyków. Natomiast w 2011 r. izolowano jednofazowe Salmonella Typhimurium z 5 stad indyków rzeźnych na terenie Wielkiej Brytanii oraz z 1 stada kur niosek we Francji. Zakażenia takie stwierdzono w kilkudziesięciu stadach brojlerów we Francji, Hiszpanii, Wielkiej Brytanii oraz Norwegii. Jednofazowe Salmonella Typhimurium wykryto rów-nież w „przysmakach” dla psów – suszonych uszach wieprzowych (9).
Badane szczepy wykazywały najczęściej profil opor-ności ASSuT, obserwowany również wśród izolatów na terenie Niemiec, Danii, Włoch, Francji, Hiszpanii, Wielkiej Brytanii i Holandii (15, 18, 20). Wśród ba-danych izolatów natrafiono również na te cechujące się opornością na fluorochinolony kodowaną na pla-zmidach (ryc. 3). Stwarza to dodatkowe zagrożenie dla ludzi, ze względu na możliwość horyzontalnego transferu mechanizmów oporności także na inne bak-terie poza Salmonella (6, 32).
Biorąc pod uwagę prezentowane dane można stwierdzić, że w ostatnich latach znacząco wzrosło znaczenie epidemiologiczne jednofazowych szczepów
Salmonella Typhimurium. Wskazują na to pojawiające
się komunikaty o ich powszechnym występowaniu u zwierząt i w żywności pochodzenia zwierzęcego oraz liczne sygnały o zakażeniach ludzi. W świetle doniesień, że skutki zakażenia człowieka jednofazo-wymi wariantami Salmonella Typhimurium nie różnią się od tego wywoływanego przez „klasyczne” izolaty
Salmonella enterica serowar Typhimurium, słuszne
wydaje się traktowanie ich tak samo, jak dwufazowych szczepów Salmonella Typhimurium (10, 18).
Piśmiennictwo
1. Barco L., Lettini A. A., Ramon E., Longo A., Saccardin C., Pozza M. C.,
Ricci A.: A rapid and sensitive method to identify and differentiate Salmonella
enterica serotype Typhimurium and Salmonella enterica serotype 4,[5],12:i:- by combining traditional serotyping and multiplex polymerase chain reaction. Foodborne Pathog. Dis. 2011, 8, 741-743.
2. Bone A., Noel H., Le Hello S., Pihier N., Danan C., Raguenaud M. E., Salah S.,
Bellali H., Vaillant V., Weill F. X., Jourdan-Da Silva N.: Nationwide outbreak
of Salmonella enterica serotype 4,12:i:- infections in France, linked to dried pork sausage, March-May 2010. Euro Surveill. 2010, 15.
3. Bonifield H. R., Hughes K. T.: Flagellar phase variation in Salmonella enterica is mediated by a posttranscriptional control mechanism. J. Bacteriol. 2003, 185, 3567-3574.
4. Bugarel M., Granier S. A., Bonin E., Vignaud M. L., Roussel S., Fach P.,
Brisabois A.: Genetic diversity in monophasic (1,4,[5],12:i:- and
1,4,[5],12:-:1,2) and in non-motile (1,4,[5],12:-:-) variants of Salmonella enterica S. Typhimurium. Food. Res. Int. 2012, 45, 1016-1024.
5. Collard J. M., Bertrand S., Dierick K., Godard C., Wildemauwe C., Vermeersch K.,
Duculot J., Van Immerseel F., Pasmans F., Imberechts H., Quinet C.: Drastic
decrease of Salmonella Enteritidis isolated from humans in Belgium in 2005, shift in phage types and influence on foodborne outbreaks. Epidemiol. Infect. 2008, 136, 771-781.
6. Collignon P., Powers J. H., Chiller T. M., Aidara-Kane A., Aarestrup F. M.: World Health Organization ranking of antimicrobials according to their im-portance in human medicine: A critical step for developing risk management strategies for the use of antimicrobials in food production animals. Clin. Infect. Dis. 2009, 49(1), 132-141.
7. Dauga C., Zabrovskaia A., Grimont P. A.: Restriction fragment length poly-morphism analysis of some flagellin genes of Salmonella enterica. J. Clin. Microbiol. 1998, 36, 2835-2843.
8. ECDC: Annual epidemiological report Reporting on 2010 surveillance data and 2011 epidemic intelligence data. Stockholm 2013.
9. EFSA and ECDC: The European Union Summary Report on Trends and Sources of Zoonoses, Zoonotic Agents and Food-borne Outbreaks in 2011. EFSA Journal 2013, 11(4), 1-250.
10. EFSA Panel on Biological Hazards: Scientific opinion on monitoring and assesment of public health risk of “Salmonella Typhimurium-like” strains. EFSA Journal 2010, 8, 1-44.
11. Galanis E., Lo Fo Wong D. M., Patrick M. E., Binsztein N., Cieslik A.,
Chalermchikit T., Aidara-Kane A., Ellis A., Angulo F. J., Wegener H. C.: Web-
-based surveillance and global Salmonella distribution, 2000-2002. Emerg. Infect. Dis. 2006, 12(3), 381-388.
12. Garaizar J., Porwollik S., Echeita A., Rementeria A., Herrera S., Wong R. M.,
Frye J., Usera M. A., McClelland M.: DNA microarray- based typing of an
atypical monophasic Salmonella enterica serovar. J. Clin. Microbiol. 2002, 40, 2074-2078.
13. Gossner C. M., Van Cauteren D., Le Hello S., Weill F. X., Terrien E., Tessier S.,
Janin C., Brisabois A., Dusch V., Vaillant V., Jourdanda Silva N.: Nationwide
outbreak of Salmonella enterica serotype 4,[5],12:i:- infection associated with consumption of dried pork sausage, France, November to December 2011. Euro Surveill. 2012, 17, 20071.
14. Grimont P. A. D., Weill F.-X.: Antigenic formulas of Salmonella serovars. 9th
edition, WHO Collaborating Centre for Research on Salmonella, Institute Pasteur, Paris, France 2007.
15. Hauser E., Tietze E., Helmuth R., Junker E., Blank K., Prager R., Rabsch W.,
Appel B., Fruth A., Malorny B.: Pork contaminated with Salmonella enterica
serovar 4,[5],12:i:-, an emerging health risk for humans. Appli. Environ. Microbiol. 2010, 76, 4601-4610.
16. Hendriksen R. S., Mikoleit M., Carlson V. P., Karlsmose S., Vieira A. R., Jensen
A. B., Seyfarth A. M., DeLong S. M., Weill F. X., Lo Fo Wong D. M., Angulo F. J., Wegener H. C., Aarestrup F. M.: WHO Global Salm-Surv external quality
assurance system for serotyping of Salmonella isolates from 2000 to 2007. J. Clin. Microbiol. 2009, 47(9), 2729-2736.
17. Hendriksen R. S., Vieira A. R., Karlsmose S., Lo Fo Wong D. M., Jensen A. B.,
Wegener H. C., Aarestrup F. M.: Global monitoring of Salmonella serovar
distribution from the World Health Organization Global Foodborne Infections Network Country Data Bank: results of quality assured laboratories from 2001 to 2007. Foodborne Pathog. Dis. 2011, 8(8), 887-900.
18. Hopkins K. L., Kirchner M., Guerra B., Granier S. A., Lucarelli C., Porrero
M. C., Jakubczak A., Threlfall E. J., Mevius D. J.: Multiresistant Salmonella
enterica serovar 4,[5],12:i:- in Europe: A new pandemic strain? Euro Surveill. 2010, 15, 19580.
19. Kilger G., Grimont P. A.: Differentiation of Salmonella phase 1 flagellar antigen types by restriction of the amplified fliC gene. J. Clin. Microbiol. 1993, 31, 1108-1110.
20. Lucarelli C., Dionisi A. M., Torpdahl M., Villa L., Graziani C., Hopkins K.,
Threlfall J., Caprioli A.: Evidence for a second genomic island conferring
multidrug resistance in a clonal group of strains of Salmonella enterica serovar Typhimurium and its monophasic variant circulating in Italy, Denmark, and the United Kingdom. J. Clin. Microbiol. 2010, 48(6), 2103-2109.
21. Mcquiston J. R., Parrenas R., Ortiz-Rivera M., Gheesling L., Brenner F., Fields
P. I.: Sequencing and comparative analysis of flagellin genes fliC, fljB, and
flpA from Salmonella. J. Clin. Microbiol. 2004, 42, 1923-1932.
22. Narodowy Instytut Zdrowia Publicznego, Główny Inspektorat Sanitarny: Choroby zakaźne i zatrucia w Polsce w 2011 roku. Warszawa 2012. 23. Pornruangwong S., Sriyapai T., Pulsrikarn C., Sawanpanyalert P., Boonmar S.,
Bangtrakulnonth A.: The epidemiological relationship between Salmonella
enterica serovar typhimurium and Salmonella enterica serovar 4,[5],12:i:- isolates from humans and swine in Thailand. Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health 2008, 39, 288-296.
24. Raguenaud M. E., Le Hello S., Salah S., Weill F. X., Brisabois A., Delmas G.,
Germonneau P.: Epidemiological and microbiological investigation of a large
outbreak of monophasic Salmonella Typhimurium 4,5,12:i:- in schools asso-ciated with imported beef in Poitiers, France, October 2010. Euro Surveill. 2012, 17, 11-17.
25. Ribot E. M., Fair M. A., Gautom R., Cameron D. N., Hunter S. B., Swamina-
than B., Barrett T. J.: Standardization of pulsed-field gel electrophoresis
protocols for the subtyping of Escherichia coli O157:H7, Salmonella, and Shigella for PulseNet. Foodborne Pathog. Dis. 2006, 3, 59-67.
26. Soyer Y., Moreno Switt A., Davis M. A., Maurer J., McDonough P. L.,
Schoonmaker-Bopp D. J., Dumas N. B., Root T., Warnick L. D., Groöhn Y. T., Wiedmann M.: Salmonella enterica serotype 4,5,12:i:-, an emerging Salmonella
serotype that represents multiple distinct clones. J. Clin. Microbiol. 2009, 47, 3546-3556.
27. Switt A. I., Soyer Y., Warnick L. D., Wiedmann M.: Emergence, distribution, and molecular and phenotypic characteristics of Salmonella enterica serotype 4,5,12:i. Foodborne Pathog. Dis. 2009, 6, 407-415.
28. Tennant S. M., Diallo S., Levy H., Livio S., Sow S. O., Tapia M., Fields P. I.,
Mikoleit M., Tamboura B., Kotloff K. L., Nataro J. P., Galen J. E., Levine M. M.: Identification by PCR of non-typhoidal Salmonella enterica serovars
associated with invasive infections among febrile patients in Mali. PLoS Negl. Trop. Dis. 2010, 4, e621.
29. Trupschuch S., Laverde Gomez J. A., Ediberidze I.: Characterisation of multi- drug-resistant Salmonella Typhimurium 4,[5],12:i:- DT193 strains carrying a novel genomic island adjacent to the thrW tRNA locus. Int. J. ed. Microbiol. 2010, 300, 279-288.
30. Wasyl D., Hoszowski A.: First isolation of ESBL-producing Salmonella and emergence of multiresistant Salmonella Kentucky in turkey in Poland. Food Research International. 2012, 45(2), 958-961.
31. Wasyl D., Hoszowski A.: Occurrence and characterization of monophasic Salmonella enterica serovar Typhimurium (1,4,[5],12:i:-) of non-human origin in Poland. Foodborne Pathog. Dis. 2012, 9, 1037-1043.
32. WHO The evolving threat of antimicrobial resistance: Options for action World Health Organization. 2012.
33. Zamperini K., Soni V., Waltman D., Sanchez S., Theriault E. C., Bray J.,
Maurer J. J.: Molecular characterization reveals Salmonella enterica serowar
4,[5],12:i:- from poultry is a variant Typhimurium serovar. Avian Dis. 2007, 51, 958-964.
Adres autora: dr Andrzej Hoszowski, Zakład Mikrobiologii, Państwowy Instytut Weterynaryjny – PIB, Al. Partyzantów 57, 24-100 Puławy; e-mail: ahosz@piwet.pulawy.pl
