GENTAMYCYNA W TERAPII ZAKAŻEŃ I JEJ MIEJSCOWE STOSOWANIE
NA NOŚNIKU KOLAGENOWYM A OPORNOŚĆ DROBNOUSTROJÓW
GENTAMICIN IN THE TREATMENT OF INFECTIONS AND ITS LOCAL USE ON A COLLAGEN CARRIER
AND BACTERIAL RESISTANCE
ORCID*: 0000-0001-6388-7970 | 0000-0002-7559-8903
Katedra i Zakład Mikrobiologii Farmaceutycznej i Parazytologii Uniwersytetu Medycznego we Wrocławiu
} BEATA MĄCZYŃSKA
Katedra i Zakład Mikrobiologii Farmaceutycznej i Parazytologii, Wydział Farmacji,
Uniwersytet Medyczny
im. Piastów Śląskich we Wrocławiu, ul. Borowska 211a, 50-556 Wrocław, e-mail: beata.maczynska@umed.wroc.pl Wpłynęło: 25.09.2019
Zaakceptowano: 11.10.2019 DOI: dx.doi.org/10.15374/FZ2019050 *według kolejności na liście Autorów
STRESZCZENIE: Niniejsza praca stanowi syntezę wiadomości na temat obecnej pozycji genta-mycyny w terapii zakażeń, ze szczególnym uwzględnieniem wykorzystania jej w terapii miej-scowej. Omówiony został mechanizm i zakres działania gentamycyny, wskazania do stoso-wania, a także mechanizmy oporności – zwłaszcza te, które w ostatnich latach spowodowa-ły wzrost oporności szczepów na ten antybiotyk (nowe wersje enzymów modyfikujących ami-noglikozydy, plazmidowe metylazy warunkujące mechanizm receptorowy, tworzenie biofil-mu). Opisano wady i zalety terapii miejscowej, uwzględniając stosowanie różnych nośników dla gentamycyny, w tym nowych rozwiązań. Przeanalizowano zwłaszcza najnowsze badania kliniczne i mikrobiologiczne dotyczące implantu kolagenowego z gentamycyną (gąbka Ga-ramycin®) polecanego w terapii zakażeń kości, których struktura anatomiczna oraz zakażenia w postaci biofilmu powodują niedostateczną penetrację omawianego antybiotyku i brak jego skuteczności w terapii systemowej. Zaprezentowano także najnowsze wyniki badań in vitro z zastosowaniem gąbki kolagenowej w eradykacji biofilmu wytwarzanego przez drobnoustro-je wywołujące zakażenia kości i ran. Wyniki tych badań wydają się obiecujące i potwierdzają możliwość zastosowania implantu kolagenowego z gentamycyną, nawet w przypadku izolacji niektórych szczepów opornych in vitro na ten antybiotyk.
SŁOWA KLUCZOWE: biofilm, gentamycyna, implanty kolagenowe, mechanizmy oporności, nośniki antybiotyków
ABSTRACT: This work contains a synthesis of information concerning the current position of gentamicin in the treatment of infections, including its use in local therapy. The mechanism and spectrum of activity of gentamicin, indications for use and mechanisms of resistance are discussed, in particular those which are responsible for the increase of strain resistance to this antibiotic in recent years (new versions of aminoglycoside-modifying enzymes, plasmid me-thylases determining the receptor mechanism, biofilm formation). The advantages and disa-dvantages of topical therapy have been discussed, taking into account the use of various car-riers for gentamicin, including new approaches. In particular, the latest clinical and microbio-logical studies on a collagen implant with gentamicin (Garamycin® sponge) recommended for the treatment of bone infections, were analyzed. The latest results of in vitro tests using the collagen sponge in eradication of biofilm-forming bacteria that cause bone and wound infec-tions, were also presented. The results of these studies are promising and confirmed the possi-bility of using a collagen implant with gentamicin, even when isolating some strains resistant in vitro against this antibiotic.
GENTAMYCYNA MECHANIZM I ZAKRES
DZIAŁANIA
Gentamycyna jest jednym z najczęściej stosowanych i bardziej użytecznych klinicznie antybiotyków aminogli-kozydowych naturalnych. Produkowana jest przez pro-mieniowce należące do gatunku Micromonospora purpurea i pokrewne [18]. Aminoglikozydy wykazują działanie bak-teriobójcze, a jego efekt zależy od stężenia preparatu w śro-dowisku. Aktywność biologiczną tych antybiotyków deter-minują wolne grupy OH i aminowe przy cząsteczkach ami-nocukrów [31]. Transport oraz działanie aminoglikozydów w komórce jest jednak procesem wieloetapowym. Pierw-sza faza polega na biernym wiązaniu się antybiotyku z re-ceptorami dla Ca++ i Mg++ zlokalizowanymi w lipopoli-sacharydzie błony komórkowej (jest wprost proporcjonal-ne do stężenia antybiotyku). Druga faza to aktywny trans-port leku, zachodzący pod wpływem sił elektrostatycznych oraz przy udziale tlenu i energii. Lek powoduje uszkodzenie błony cytoplazmatycznej, czyli ucieczkę składników odżyw-czych. Najprawdopodobniej warunkuje to silny efekt bójczy leku, w przeciwieństwie do innych antybiotyków, które dzia-łają na hamowanie biosyntezy białka, wykazujących wyłącz-nie działawyłącz-nie bakteriostatyczne. Transport ulega zahamowa-niu przy niskim pH i w warunkach beztlenowych (stąd ak-tywność tylko w stosunku do bakterii tlenowych). Końco-wy etap polega na trwałym wiązaniu z podjednostką 30S ry-bosomu i blokadzie syntezy białka na poziomie translacji. Kumulacja antybiotyku w komórce prowadzi do tzw. efektu poantybiotykowego (ang. postantibiotic effect – PAE), pole-gającego na hamowaniu wzrostu drobnoustroju nawet wte-dy, gdy stężenie leku spada poniżej minimalnego stężenia hamującego wzrost bakterii (ang. minimal inhibitory con-centration – MIC). Dla większości bakterii Gram-dodatnich efekt PAE dla gentamycyny jest krótki (<2 godziny), a dłuż-szy dla organizmów Gram-ujemnych (2–7 godzin) [19, 31, 35, 65]. Gentamycyna należy do preparatów o szerokim za-kresie działania. Jej spektrum obejmuje: Gram-ujemne pa-łeczki (słabiej Haemophilus), Gram-dodatnie ziarniaki
(Sta-phylococcus) oraz patogeny wewnątrzkomórkowe Yersinia pestis i Brucella abortus. Aminoglikozydy bardzo słabo
dzia-łają natomiast na paciorkowce Streptococcus pyogenes oraz
Streptococcus pneumoniae i nie wykazują działania w
sto-sunku do: Stenotrophomonas maltophilia, Burkholderia
ce-pacia, bakterii beztlenowych, mykoplazm, grzybów
i wiru-sów. W przypadku Enterococcus aminoglikozydy są nieak-tywne w monoterapii, mogą być natomiast stosowane w le-czeniu skojarzonym z antybiotykami niszczącymi ścianę ko-mórkową – pod warunkiem, że szczep nie posiada mecha-nizmu HLAR (ang. high-level aminoglycoside resistance). Klinicznie aminoglikozydy powinny być stosowane w lecze-niu ciężkich zakażeń szpitalnych wywołanych przez bakte-rie Gram-ujemne i Gram-dodatnie (w takich przypadkach
zalecane jest ich podawanie w terapii skojarzonej): miejsco-wo w zakażeniach w okulistyce i w zakażeniach kości, w in-fekcjach szpitalnych o etiologii Pseudomonas, w jersiniozie i brucelozie. W ciężkich zakażeniach szpitalnych o miesza-nej etiologii i w terapii empiryczo miesza-nej zaleca się ich stosowanie w skojarzeniu z: β-laktamami, glikopeptydami, chinolona-mi, metronidazolem lub ryfampicyną [17, 18, 31, 82].
Wszystkie antybiotyki z tej grupy – z wyjątkiem neomy-cyny – nie wchłaniają się z przewodu pokarmowego, nato-miast ich absorpcja po podaniu domięśniowym jest bardzo dobra. Zmiennie penetrują do narządów i tkanek, źle prze-nikają do płynu mózgowo-rdzeniowego (PMR) i kości (stąd preparaty do stosowania miejscowego w zakażeniach gał-ki ocznej, głębogał-kich ran i kości). Są wydalane przez nergał-ki w formie niezmienionej i skutecznie wydalane w procesie hemodializy [18, 31, 59, 65].
Aminoglikozydy wykazują niestety działania niepożą-dane (przeważnie odwracalne), takie jak ototoksyczność – uszkadzanie komórek receptorowych VIII nerwu czasz-kowego i nefrotoksyczność – wiążą się z nabłonkiem szczo-teczkowym kanalików nerkowych, wnikają do lizosomów wewnątrz komórek nabłonkowych, powodując zaburzenie ich funkcjonowania. Powikłanie to jest najczęściej odwra-calne i niezbyt ciężkie, zdarzają się jednak przypadki poważ-nych zaburzeń w funkcjonowaniu nerek. Objawowe uszko-dzenie nerek występuje u 5–25% leczonych. W przypadku gentamycyny ototoksyczność dotyczy błędnika, co może prowadzić do przejściowych zaburzeń równowagi. Symp-tom ten obserwuje się u 3–14% leczonych [28, 41, 59]. Naj-gorzej działa długi czas utrzymywania się leku, nawet przy niższym stężeniu. Wyższe stężenie (ale krótkotrwałe) jest mniej niebezpieczne ze względu na szybkie nasycanie się mechanizmu transportu do wnętrza komórki. Wobec tego w większości przypadków wskazane jest przyjmowanie tych leków raz na dobę. Przy podaniu dożylnym próg toksyczno-ści gentamycyny wynosi około 12 μg/ml [50, 59].
MECHANIZMY OPORNOŚCI NA
GENTAMYCYNĘ
Oporność na gentamycynę opiera się na trzech różnych mechanizmach [35, 42, 74]:
t FO[ZNBUZD[OZNoNPEZĕLBDKBHSVQBNJOPXZDIJڀIZ-droksylowych przez acetylotransferazy, fosfotransfera-zy i nukleotydylotransferafosfotransfera-zy;
t SFDFQUPSPXZNo[NJBOZOBQPEKFEOPTUDF4SZCPTP-mu – SFDFQUPSPXZNo[NJBOZOBQPEKFEOPTUDF4SZCPTP-mutacje w rRNA lub metylacja przez plazmido-wo kodowane 16S rRNA-metylotransferazy;
t USBOTQPSUPXZNoBLUZXBDKBQPNQFĒVYPXZDIQPXP-dujących usuwanie leku z komórki lub mutacje czy de-lecje poryn w ścianie komórkowej, uniemożliwiające transport leku do komórki.
Zidentyfikowano ponad 50 różnych enzymów, działają-cych na różne miejsca w cząsteczce gentamycyny. Geny ko-dujące takie enzymy zwykle znajdują się na plazmidach lub transpozonach i powstają coraz to nowe ich typy, w związ-ku z czym mechanizm ten jest bardzo istotny epidemiolo-gicznie. Aminoglikozydowe acetylotransferazy (AAC) ka-talizują regionoselektywną, acetylo-CoA-zależną acetyla-cję jednej z czterech grup aminowych w cząsteczce amino-glikozydu. Grupa AAC jest jedną z największych. Zawiera cztery główne typy – I–IV – podzielone w oparciu o typy aminoglikozydów, które inaktywują. Nukleotydylotrans-ferazy (ANT) reprezentują z kolei najmniejszą klasę enzy-mów inaktywujących antybiotyki aminoglikozydowe. Kata-lizują ATP-zależną reakcję adenylacji grup hydroksylowych w aminoglikozydach [2, 61, 74].
Fosfotransferazy (APH) obejmują liczną grupę enzy-mów i są bardzo istotne w powstawaniu oporności na ami-noglikozydy u bakterii Gram-dodatnich. Są to enzymy ko-dujące regionospecyficzny transfer grupy fosforytowej ATP na jedną z grup hydroksylowych obecnych na aminogli-kozydach. Najczęściej opisywanych jest 5 głównych typów acetylotransferaz: AAC(2’), AAC(6’), AAC(1), AAC(3); 4 typy nukleotydylotransferaz: ANT(6), ANT(4’), ANT(3’’), ANT(2’’); 7 typów fostransferaz: APH(3’), APH(2’’), APH(3’’), APH(6), APH(9), APH(4), APH(7’’) i dwufunk-cyjny enzym: AAC(6’)–APH(2’’) [51, 72].
U poszczególnych typów enzymów na skutek zmian w nukleotydach mogą tworzyć się różne warianty mody-fikujące różne aminoglikozydy. Szczepy wykazujące en-zymatyczną oporność na gentamycynę opisano już w la-tach 70. XX wieku, kiedy geny kodujące te enzymy pojawi-ły się w wersji plazmidowej [19]. Do modyfikacji gentamy-cyny są zdolne prawie wszystkie acetylotransferazy z grup AAC(3,2’) i fosfotransferaza APH(3’)-II oraz nukleotydo-transferaza ANT(2’)-II (Ryc. 1). Jednak w ostatnich latach pojawiły się także warianty enzymów, które unieczynniają półsyntetyczne pochodne, takie jak amikacyna, a wykazu-ją brak aktywności wobec gentamycyny. Toth i wsp. w naj-nowszych badaniach udowodnili, że tak jak w każdej grupie
enzymów, punktowe mutacje w genach mogą powodować powstawanie nowych wariantów różniących się spektrum modyfikacji substratów [81]. Przy substytucji nukleoty-dów w dwóch miejscach w genach kodujących fosfotrans-ferazę APH(2”)-IIa występuje np. zmiana zakresu modyfi-kacji polegająca na tym, że mutant, w przeciwieństwie do wariantu poprzedniego, unieczynnia amikacynę i isepamy-cynę, natomiast nie modyfikuje pozostałych aminoglikozy-dów [81]. Inny przykład to niedawno opisany przez badaczy japońskich wariant acetylotransferazy oznaczony AAC(6’)- -Iaj, wykryty u szczepów Pseudomonas aeruginosa. Enzym ten jest aktywny w stosunku do wszystkich aminoglikozy-dów, z wyjątkiem gentamycyny [79].
Gentamycyna jest najbardziej aktywna spośród amino-glikozydów wobec szczepów Enterobacterales, w niektó-rych przypadkach także szczepów wieloopornych. Może być aktywna w stosunku do pałeczek produkujących enzy-my KPC(+), zwłaszcza klonu ST258, wobec innych klonów działa słabiej. Na plazmidach kodujących enzymy KPC naj-częściej nie ma genów oporności na gentamycynę. Nato-miast wobec szczepów NDM(+) aminoglikozydy mogą nie być aktywne, gdyż wiele z nich produkuje metylotransfera-zę 16S RNA, której ekspresja prowadzi do metylacji podjed-nostki 30S rybosomu i do całkowitej oporności na większość stosowanych w terapii aminoglikozydów: gentamycynę, ka-namycynę, tobramycynę, amikacynę i netylmycynę, a nawet nowo zarejestrowanych preparatów, takich jak plazomycy-na [73]. 16S rRNA-metylotransferazy występują wyłącznie u pałeczek Gram-ujemnych i są najczęstszym mechanizmem receptorowym. Zmiany rybosomalnych protein lub muta-cji w rRNA występują stosunkowo rzadko i dotyczą przede wszystkim streptomycyny. Opisano kilka typów tych kodo-wanych plazmidowo metylaz: ArmA, RmtA, RmtB, RmtC, RmtD, NpmA i wykryte ostatnio RmtG i RmtF [9, 24, 25]. Geny armA wykryto na transpozonie Tn1548, zlokalizowa-nym na plazmidzie koniugacyjzlokalizowa-nym, stąd rozprzestrzeniły się one u wielu epidemicznych klonów Klebsiella pneumoniae w Europie (Francja, Belgia, Bułgaria, Polska). W najnow-szych badaniach wobec szczepów Enterobacteriaceae MDR
H3C O O O O OH OH HO H3CHN H N H2N H2N NH2 APH(2”) ANT(2”) AAC(2’) AAC(6’) AAC(3) A B C 1 2’ 3’ 3 4 4’ 6’ 6 3” 2”
Miejsce ataków enzymów modyfikujących aminoglikozydy
Gentamycyna R2 R1 R2 R1 C1 -CH3 -H -H -NHCH3 -CH, -NH3 -NH3 -NHCH3 C1+ C2 C2+
Ryc. 1. Wzór strukturalny gentamycyny i miej-sca modyfikacji enzymatycznej. Opracowano na podstawie [2].
(ang. multidrug resistant) opornych również na kolistynę stwierdzono około 5% szczepów posiadających geny dla 16S metylotransferaz (armA, rmtC, rmtF) i tym samym opor-nych na wszystkie aminoglikozydy [24, 87, 88].
Transportowe mechanizmy oporności, opisywane nie-stety coraz częściej głównie u bakterii Gram-ujemnych, legają na aktywnym usuwaniu antybiotyku z komórki po-QS[F[BLUZXBDKʒU[XQPNQFĒVYPXZDI1S[ZLBEFNUBLJFK QPNQZ QS[ZD[ZOJBKʇDFKTJʒEPNFDIBOJ[NVFĒVYV KFTUOQ pompa AcrAB, najpierw wykryta u E. coli, a później także u Klebsiella. W przypadku szczepów opornych obserwowa-no derepresję genu acrAB, co prowadziło w efekcie do wzro-stu liczby pomp w błonie komórkowej i zwiększonego wy-S[VUV BOUZCJPUZLØX 1PNQB "DS"# CJFS[F VE[JB Xڀ FĒV-xie między innymi β-laktamów, aminoglikozydów i fluoro-chinolonów [64, 66]. Z kolei oporność transportowa wy-nikająca z inaktywacji lub obniżonej aktywności mecha-nizmów czynnego transportu do komórki jest naturalnym mechanizmem oporności u bakterii beztlenowych i bakte-rii Gram-dodatnich, takich jak enterokoki. Może dotyczyć również gronkowców, u których działanie gentamycyny ma charakter bakteriostatyczny. Stężenia aminoglikozydu prze-kraczające 10-krotnie MIC mogą przełamać ten typ opor-ności. W przypadku niektórych zakażeń skuteczne jest tak-że stosowanie gentamycyny w skojarzeniu z antybiotyka-mi działającyantybiotyka-mi na ścianę komórkową (β-laktamy i gliko-peptydy) [32]. Jest to zalecane np.: w zapaleniach wsierdzia, w zapaleniach kości (gentamycyna miejscowo w gąbce ko-lagenowej), w przypadku zakażeń szczepami Enterococcus HLAR(-), w zakażeniach gronkowcowych i paciorkowco-wych w celu zwiększenia efektu terapeutycznego i zapobie-ganiu pojawienia się oporności transportowej [59]. Nieste-ty dla enterokoków, u których występuje mechanizm opor-ności typu HLAR, polegający w przypadku gentamycyny na produkcji enzymu modyfikującego (HLGR), niemożli-we jest systemoniemożli-we zastosowanie tego antybiotyku w skoja-rzeniu z β-laktamem lub glikopeptydem. Odsetek szczepów HLAR(+) w ostatnich latach w Europie kształtuje się na po-ziomie około 40% [21].
Najczęstszym mechanizmem oporności na gentamycynę u gronkowców pozostaje synteza enzymów modyfikujących.
Staphylococcus aureus najczęściej syntetyzuje enzym
skoja-rzony, składający się z AAC(6’) i APH(2’’). Jest on zlokalizo-wany na transpozonie Tn-4001 [42]. U S. aureus i u gronkow-ców koagulazo-ujemnych poziom oporności na gentamycy-nę w Polsce wprawdzie nieco wzrósł w ostatnich latach, ale kształtuje się na znacznie niższym poziomie niż oporność na chinolony czy klindamycynę i makrolidy. Co więcej, szczepy MRSA (ang. methicillin-resistant S. aureus) pozostają w du-żej większości wrażliwe na gentamycynę, choć odsetek opor-ności w tej grupie jest zwykle wyższy niż dla MSSA (ang. me-thicillin-sensitive S. aureus) [5, 70, 80]. Według danych z ra-portu EARS-Net z 2017 roku odsetek opornych szczepów
Staphylococcus aureus izolowanych z inwazyjnych zakażeń
w Polsce wynosił dla gentamycyny tylko 3,5% [21]. W nie-których badaniach gronkowców złocistych, przeprowadzo-nych w Polsce w latach 2001–2006 wśród pacjentów szpital-nych i pozaszpitalszpital-nych, większość szczepów określono jako MSSA i nie stwierdzono mechanizmów oporności na gen-tamycynę [45, 89]. Z kolei w retrospektywnych badaniach Waksmańskiej i wsp. poziom oporności na omawiany anty-biotyk wynosił dla szczepów MSSA około 17%, natomiast dla MRSA około 50% [85]. Nowsze badania Pomorskiej-Weso-łowskiej i wsp. z 2017 roku, dotyczące szczepów S. aureus izo-lowanych z zakażeń miejsca operowanego (ZMO) u pacjen-tów w 12 szpitalach południowej Polski, wskazują na bardzo niską oporność na ten antybiotyk szczepów MSSA (8%) i nie-co wyższą w grupie MRSA (38%) [67]. Co więcej, oporność na gentamycynę była dużo niższa niż dla innych zydów. Wskazuje to, że w przypadku stosowania aminogliko-zydów w terapii zakażeń gronkowcowych gentamycyna jest lekiem z wyboru. W ostatnich badaniach Autorów, dotyczą-cych z kolei szczepów pochodządotyczą-cych z nosicielstwa u pacjen-tów szpitalnych i pozaszpitalnych na Dolnym Śląsku, opor-ność na gentamycynę była również stosunkowo niska i kształ-towała się na poziomie 12% – zarówno w przypadku szcze-pów MRSA, jak i MSSA [dane niepublikowane]. Doniesienia z niektórych krajów wskazują jednak, że odsetek oporności na gentamycynę u szczepów MRSA może być wyższy (47%), np. na skutek produkcji kilku rodzajów enzymów modyfiku-jących (AAC(6’)-APH(2’’), ANT(6), ANT(4’)) [83].
Wśród pałeczek Gram-ujemnych oporność na amino-glikozydy w ostatnim dziesięcioleciu niestety sukcesywnie wzrasta, ale w wolniejszym tempie niż np. na antybiotyki β-laktamowe czy chinolony [21, 64, 66, 87, 88]. Według ra-portu ECDC (ang. European Control for Disease Preven-tion and Control) z 2017 roku stosunkowo niski odsetek szczepów opornych notuje się w Polsce w przypadku
Esche-richia coli i Pseudomonas aeruginosa (odpowiednio 13%
i 26%), natomiast szczepy Klebsiella pneumoniae
i Acineto-bacter baumannii wykazują znacznie wyższy odsetek
opor-ności (odpowiednio 57% i 60%) [21]. Dla porównania ra-port z 2009 roku wskazywał tylko 30% oporność szczepów
Klebsiella na aminoglikozydy i bardzo niski odsetek
szcze-pów opornych u E. coli [22]. Nie zmienia to faktu, że gen-tamycyna pozostaje nadal bardzo ważnym lekiem (szcze-gólnie do terapii skojarzonej) w leczeniu ciężkich zakażeń gronkowcowych czy spowodowanych przez wielooporne szczepy Enterobacterales i Pseudomonas.
Osobnym problemem jest tworzenie biofilmu przez drob-noustroje w przebiegu zakażenia w organizmie, co stanowi obecnie jeden z najważniejszych mechanizmów oporno-ści prowadzących do problemów terapeutycznych i diagno-stycznych w medycynie. Obecnie uważa się, że patogeny wy-twarzające struktury biofilmu stanowią czynnik etiologicz-ny nawet 60–80% zakażeń szpitaletiologicz-nych. W wielu badaniach
wykazano, że drobnoustroje, takie jak: Staphylococcus,
Ente-rococcus, Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli czy Kleb-siella pneumoniae, stanowiące główne przyczyny zakażeń
kości, często bytują w postaci biofilmu wielowarstwowego. Posiadają zdolność adhezji do tkanek i w ciągu kilku minut tworzą tzw. mikrokolonie. Po 2–4 dniach stają się w pełni dojrzałym biofilmem [12, 14, 27].
Biofilm jest różnorodną, dynamiczną strukturą, charak-teryzuje się odpornością na działanie mechanizmów obron-nych gospodarza – stanowi barierę ochronną przed przeciw-ciałami i fagocytozą, wykazuje też zmniejszoną wrażliwość na antybiotyki i inne środki przeciwdrobnoustrojowe. Struktu-ra biofilmu ułatwia ekspresję i horyzontalny tStruktu-ransfer genów oporności. Minimalne stężenia gentamycyny dla bakterii w formie biofilmowej mogą być nawet 1000-krotnie wyższe niż dla form planktonicznych tych samych drobnoustrojów [3, 57]. Systemowe zastosowanie gentamycyny nie pozwa-la w tym przypadku na osiągnięcie stężeń terapeutycznych zwalczających biofilm. Rozwiązanie może stanowić aplika-cja miejscowa uwalniająca bardzo wysokie stężenie leku [69].
STOSOWANIE MIEJSCOWE GENTAMYCYNY
NOŚNIKI ANTYBIOTYKU, IMPLANTY
KOLAGENOWE
Miejscowe stosowanie antybiotyków w terapii zakażeń jest obecnie w większości przypadków niezalecane. Wiadomo, że stosowanie maści czy żelu z antybiotykiem na rany utrudnia odpływ wydzieliny, a tym samym jej gojenie. W przypadku takiej terapii uzyskuje się często stężenia antybiotyków niższe niż efektywne, co może też prowadzić do braku poprawy sta-nu pacjenta i wytworzenia antybiotykoodporności [18, 59].
Wyjątek stanowi miejscowa terapia zakażeń gałki ocznej, zapaleń kości i ran penetrujących w głąb tkanki. Gentamy-cyna w postaci miejscowej stosowana jest z powodzeniem w okulistyce (maści, krople) do leczenia bakteryjnych zapa-leń powierzchownych tkanek oka i aparatu ochronnego oraz bakteryjnego zapalenia rogówki. 0,3% roztwór działa wy-łącznie miejscowo na gałkę oczną i tylko w niewielkiej ilości przenika do krwiobiegu [4].
Typowymi infekcjami, w których odpowiedzialne za ich przebieg drobnoustroje tworzą strukturę biofilmu, są zakaże-nia kości i ran. Zdolność bakterii do tworzezakaże-nia biofilmu jest najważniejszym czynnikiem rozwoju przewlekłego zapalenia kości. Dlatego też terapie ukierunkowane na to zjawisko za-sługują na szczególną uwagę [7, 77]. Gentamycyna obejmu-je swoim spektrum większość patogenów wywołujących takie zakażenia. Staphylococcus aureus jest najczęściej izolowanym patogenem w każdym typie zakażenia kości, jest także jed-nym z najczęstszych patogenów w zakażeniach ran. Infekcje Gram-ujemnymi bakteriami, takimi jak Pseudomonas
aeru-ginosa czy pałeczkami Enterobacterales, najczęściej występują
w zakażeniach szpitalnych i u osób w podeszłym wieku. Z ko-lei koagulazo-ujemne gronkowce są często przyczyną infekcji związanych z implantacją w chirurgii i ortopedii ciał obcych, takich jak np. endoprotezy stawów czy protezy naczyniowe [14, 26]. Struktura anatomiczna kości i patomechanizm in-fekcji jest powodem, dla którego gentamycyna – podobnie jak inne aminoglikozydy – prezentuje niedostateczną penetrację do tkanki kostnej przy podaniu systemowym. Stąd nowe stra-tegie polegające na miejscowym zastosowaniu antybiotyku w połączeniu z nośnikiem naturalnym (albumina, żelatyna, kolagen, chitozan, alginian, kwas hialuronowy) lub syntetycz-nym: polimery kwasu mlekowego lub/i glikolowego (PMA, PGA), polifosfoniany, polimetakrylan metylu (PMMA), hy-droksyetyloceluloza, które ułatwiają penetrację przez biofilm i stopniowe uwalnianie antybiotyku. W leczeniu miejscowym zakażeń kości można wykorzystywać także antybiotyki zwią-zane z nośnikami, takimi jak: hydroksyapat, nanożele, bifos-foniany oraz nanoceluloza [16, 37, 63]. Wady i zalety terapii miejscowej przedstawiono w Tabeli 1 [30].
Gentamycyna jest stosowana miejscowo w zakażeniach kości w postaci łańcuchów perełek, wkładów (cementów) oraz gąbek. W latach 70. XX wieku Bucholz i Klemm wpro-wadzili do praktyki klinicznej gentamycynę związaną z po-limetakrylanem metylu (PMMA) w postaci łańcuchów zło-żonych z owalnych paciorków zawierających gentamycynę (np. Septopal Minikette) [39]. Badania uwalniania genta-mycyny z miniłańcuchów wykazały – w porównaniu z po-daniem pozajelitowym – kilkunastokrotnie wyższe stęże-nia w kości przy 10-krotnie mniejszym stężeniu w płynach
Zalety Wady
Wysokie miejscowe stężenie antybiotyku może eliminować bakterie oporne na terapię systemo-wą oraz przełamać barierę biofilmu
Wysokie ryzyko cytotoksyczności
Lokalna terapia zwiększa korzyści terapeutyczne, minimalizując próg toksyczności w porównaniu z podaniem dożylnym
Zagrożenie zaburzeniem procesu gojenia rany po-przez obecność implantu – nośnika antybiotyku
Zmniejszenie ryzyka selekcji szczepów opornych Ograniczone informacje o dawkowaniu, efektyw-ności oraz parametrach farmakokinetycznych i farmakodynamicznych
Uwalnianie antybiotyku nie zależy od unaczynie-nia tkanki
Częsta konieczność jednoczesnego wdrożenia te-rapii systemowej
Tabela 1. Zalety i wady antybiotykoterapii miej-scowej z nośnikiem antybiotyku. Opracowano według [30].
ustrojowych [84]. Wadą tej terapii jest słaba biozgodność, brak właściwości osteoindukcyjnych i konieczność w wielu przypadkach wykonania dodatkowej operacji usunięcia no-śnika z tkanki [39, 84]. Ciekawym i nowatorskim rozwiąza-niem miejscowego podawania gentamycyny oraz stymula-cji regenerastymula-cji kości jest tzw. dwufazowy ceramiczny substy-tut kości, zaprezentowany w badaniach Stravinskasa i wsp. w 2016 roku [78]. Składa się on z hydroksyapatytu i siar-czanu wapnia. Jego przydatność badano na pacjentach le-czonych z powodu złamań biodra, po resekcji guza, a tak-że poddanych rewizji stawu biodrowego. U żadnego z nich po 1,5 roku nie stwierdzono nawrotu infekcji. Dwufazowe substytuty kości mogą okazać się przełomem w leczeniu przewlekłego zapalenia kości oraz gojenia się i uzupełnienia ubytków kostnych w sposób bezpieczny oraz skuteczny [78].
Unikalnym produktem zawierającym siarczan gentamycy-ny umieszogentamycy-ny na biodegradowalgentamycy-nym nośniku jest gąbka kola-genowa z gentamycyną (GENTA-COLL®, Collatamp®, Gara-mycin® gąbka) [10, 53, 69, 76]. Dostępna w Polsce postać leku (Garamycin® gąbka) to matryca kolagenowa zawierająca 1,3 mg/cm2 gentamycyny (siarczan gentamycyny) i 2,8 mg/cm2
kolagenu. Zastosowanie oczyszczonego kolagenu typu I oraz III, pochodzącego ze ścięgien wołowych o niskiej alergenno-ści, jest rozwiązaniem umożliwiającym wykorzystanie pro-duktu w pełni biokompatybilnego i biodegradowalnego, co eliminuje potrzebę kolejnej operacji w celu usunięcia nośni-ka, działa homeostatycznie i pozytywnie na gojenie rany, a jed-nocześnie zapewnia systematyczne uwalnianie gentamycyny [11]. Udowodniono, że gentamycyna uwalnia się z nośnika praktycznie całkowicie po około 60 minutach, osiągając stęże-nia w miejscu aplikacji, znacznie przewyższające wartość MIC (nawet 100–9000 μg/ml) i utrzymuje się na poziomie 300–400 μg/ml przez 4–5 dni po implantacji (Ryc. 2). Nie osiąga nato-miast istotnego stężenia w surowicy (maksymalnie około 2 μg/ ml), co obniża ryzyko ogólnoustrojowych skutków ubocznych
(neuro-/nefrotoksyczność) [53, 69]. Bardzo wysokie stężenie miejscowe antybiotyku sugeruje możliwość eliminacji w ko-ściach czy w ranie także drobnoustrojów o obniżonej wrażli-wości na gentamycynę. Może to być zależne od typu mechani-zmu i poziomu oporności szczepu [9, 42, 51].
Całkowite stężenie uwolnionej gentamycyny zależy od wymiarów i ilości zaaplikowanych gąbek oraz czasu od wy-konania zabiegu implantacji. Z jednej gąbki o wymiarach 100 cm2 uwalniane jest około 130 mg gentamycyny.
W przy-padku pacjentów o wadze poniżej 50 kg zalecane jest wsz-czepienie 1–3 gąbek, u osób ważących powyżej 50 kg – 1–5 implantów [23]. Jest to oczywiście zależne od rozległości i głębokości wypełnianego ubytku kostnego czy penetrują-cej rany. Zabieg można bezpiecznie powtarzać, bez ryzyka uzyskiwania toksycznych stężeń w surowicy i w moczu. Stę-żenia w surowicy po implantacji nawet kilku gąbek kształ-tują się na poziomie 1–3 μg/ml, a w moczu maksymalnie 2–5 μg/ml [58, 69]. Dodatkową zaletą implantu kolageno-wego Garamycin® jest możliwość dowolnego przycinania, rolowania i mocowania za pomocą szwów chirurgicznych [10, 22]. Warunkiem prawidłowego stosowania jest jałowe umieszczenie gąbek w głębi tkanki, z całkowitym wypełnie-niem przestrzeni i zamknięciem powłok skórnych bez wcze-śniejszego moczenia, np. w soli fizjologicznej czy wodzie, co mogłoby spowodować utratę skuteczności z powodu przed-wczesnego wypłukania rozpuszczalnego siarczanu genta-mycyny z implantu [5, 53].
Gentamycyna w postaci gąbki kolagenowej jest doskona-łym produktem medycznym w leczeniu wspomagającym za-każeń bakteryjnych kości i tkanek miękkich, pod warunkiem stosowania się do określonych wskazań popartych dowoda-mi klinicznydowoda-mi. Nie może być stosowana jako jedyne lecze-nie przeciwbakteryjne w zakażeniu. Kolecze-nieczne jest zastosowa-nie odpowiedzastosowa-niego antybiotyku podawanego ogólnoustrojo-wo, dobranego na podstawie badania mikrobiologicznego lub
Próg toksyczności gentamycyny przy podaniu dożylnym
0 1 2 3 4 5 6 7 0 1 2 2 3 4 4 5 6 7 MIC MIC Stężenie w tk ance μg/ml Stężenie w surowic y μg/ml 2000 1000
Ryc. 2. Stężenia gentamycyny po wszczepieniu trzech gąbek Garamycin® (całkowita dawka siar-czanu gentamycyny 600 mg) do pozabiegowej rany brzusznej. Opracowano według [69].
rekomendacji w leczeniu empirycznym [32]. W zależności od etiologii i rodzaju zakażenia stosuje się najczęściej: antybioty-ki β-laktamowe (kloksacylina, ceftriakson, ceftazydym), gli-kopeptydy (wankomycyna), linkozamidy (klindamycyna) lub chinolony (cyprofloksacyna), które wykazują w wielu przy-padkach efekt synergistyczny z podawaną miejscowo genta-mycyną [18, 32, 59]. Badania mikrobiologiczne sugerują także, że w niektórych przypadkach bardzo wysokie stężenie genta-mycyny może nawet przełamać oporność drobnoustroju [55].
KLINICZNA SKUTECZNOŚĆ GĄBKI
KOLAGENOWEJ Z GENTAMYCYNĄ
WSKAZANIA DO STOSOWANIA
Istnieje spora liczba publikacji dostarczających dowodów klinicznych, wskazujących na skuteczność miejscowego sto-sowania gentamycyny w postaci implantu kolagenowego w ortopedii, chirurgii koloproktologicznej, chirurgii naczy-niowej oraz w kardiochirurgii (infekcje mostka) [1, 5, 8, 10, 23, 27, 36, 40, 43, 44, 60]. Można zaryzykować twierdzenie, że gąbka kolagenowa z gentamycyną jest jednym z najlepiej przebadanych klinicznie nośników z konkretnym antybioty-kiem. Jej niewątpliwą zaletą jest biodegradowalność kolagenu i niska alergenność oraz farmakokinetyka samej gentamycy-ny (efekt zależgentamycy-ny od stężenia, PAE). Prace z lat 90. XX wieku wskazują na skuteczność kliniczną gąbki z gentamycyną w le-czeniu i profilaktyce zapaleń szpiku oraz przewlekłego zapa-lenia kości [34, 46]. W ostatnich latach wykazano jej skutecz-ność w leczeniu wielu zakażeń w ortopedii – pod warunkiem możliwości umieszczenia implantu w tkance kostnej. Liczne opisy przypadków, w tym z ostatnich lat w Polsce, wskazują np. na wysoką skuteczność gąbki kolagenowej w leczeniu in-fekcji po skomplikowanych złamaniach i urazach, szczególnie u pacjentów po wielokrotnych zabiegach ortopedycznych ze
współistniejącymi czynnikami ryzyka (przewlekła obturacyj-na choroba płuc, miażdżyca, choroba Parkinsoobturacyj-na) [36].
W kardiochirurgii z kolei wykazano jej wysoką skutecz-ność przede wszystkim w infekcjach mostka po zabiegach na sercu [23, 43, 44]. Metaanaliza Kowalewskiego i wsp. z 2015 roku jasno wskazuje na skuteczność leczenia skoja-rzonego z miejscowo stosowanym implantem kolagenowym z gentamycyną [43]. Wysoka śmiertelność w powikłaniach infekcyjnych w przypadku zabiegów kardiochirurgicznych sugeruje tez zastosowanie gąbki z gentamycyną, profilak-tycznie w pooperacyjnym zespoleniu mostka [44].
Gąbka kolagenowa może też być stosowana w profilakty-ce miejscowych zakażeń kości i tkanek, jednak tylko w szcze-gólnych przypadkach, u pacjentów z grup wysokiego ryzy-ka (choroby metaboliczne, nowotworowe, immunosupre-sja, wielokrotne operacje, współistniejące infekcje systemo-we) i w zabiegach, takich jak: przeszczepy kostne, implan-ty stawowe, zespolenia jelitowe czy amputacje kończyn [36, 40, 43]. Metanaliza opublikowana w 2013 roku przez Changa i wsp. wskazuje, że zastosowanie implantów kolagenowych w operacjach w jamie brzusznej, np. zespoleń jelitowych, znacznie obniża ryzyko zakażenia miejsca operowanego i powikłań pooperacyjnych [10]. W innych pracach wskazu-je się na zmniejszenie ryzyka zakażenia w operacjach w ob-rębie jelita cienkiego czy resekcji w przypadku raka okrężni-cy. W tych przypadkach gąbka kolagenowa stosowana była najczęściej do szczelnego owinięcia zespolenia jelitowego [5, 60]. Podobnie liczne prace wskazują na skuteczność zastoso-wania gąbki kolagenowej z gentamycyną w leczeniu zakażeń i w profilaktyce w chirurgii naczyniowej, np. w zabiegach im-plantacji protez i zespoleniach naczyniowych, a także w chi-rurgii stomatologicznej [38, 47, 68, 62]. Produkt przeciw-wskazany jest u pacjentów po przebytych chorobach immu-nologicznych lub chorobach tkanki łącznej [11].
Ryc. 3. Biofilm wytworzony na hydroksyapatycie przez Staphylococcus aureus izolowany z zakaże-nia kości przed zastosowaniem implantu kola-genowego z gentamycyną.
BADANIA IN VITRO NAD WRAŻLIWOŚCIĄ
DROBNOUSTROJÓW PRZY MIEJSCOWYM
STOSOWANIU GENTAMYCYNY W IMPLANCIE
KOLAGENOWYM
W badaniach własnych Autorów potwierdzono zdolność drobnoustrojów wywołujących infekcje kości i ran do pro-dukcji biofilmu na bardzo wysokim poziomie [55]. Jest to, jak już wspomniano, szczególnym mechanizmem oporno-ści, zwiększającym ryzyko niepowodzenia terapeutyczne-go przy podawaniu leków w standardowych dawkach [48, 57, 86]. Szczególnie istotne jest tworzenie przez te szczepy struktury biofilmu na hydroksyapatycie (Ryc. 3), który jest głównym składnikiem międzykomórkowej substancji nie-organicznej, stanowiącej 70% struktury kości i nadającej jej wytrzymałość mechaniczną oraz sztywność [75]. W odnie-sieniu do szczepów często izolowanych w infekcjach kości i ran – takich jak: Staphylococcus aureus, Pseudomonas
aeru-ginosa i Klebsiella pneumoniae – uzyskuje się znacznie
wyż-sze wartości MIC gentamycyny dla biofilmu niż dla hodowli planktonicznej [54–56]. Sugeruje to konieczność użycia wy-sokich stężeń gentamycyny w terapii, niemożliwych do po-dania systemowo ze względu na toksyczność omawianego antybiotyku i słabą penetrację do ogniska infekcji.
W klinicznych laboratoriach diagnostycznych brak jest obecnie rekomendowanej, rutynowej metody do szybkiej oceny wrażliwości drobnoustrojów w biofilmie. Powodem jest fakt, że tworzenie biofilmu jest zależne od bardzo wie-lu czynników: szczepu, środowiska, powierzchni, tempera-tury itp., w związku z czym trudno o pełną powtarzalność
badań [56]. Także w badaniach naukowych dużą trudność sprawia zaprojektowanie in vitro układu, który odwzoro-wywałby warunki panujące w ognisku zakażenia kości, co pozwalałoby na uzyskanie wyników porównywalnych z faktyczną wrażliwością tworzonego in vivo biofilmu. Wydaje się, że użycie hydroksyapatytu, jako podstawowe-go budulca kości, utworzenie formy biofilmowej bakte-rii i uwolnienie określonego stężenia gentamycyny z frag-mentu matrycy kolagenowej w bogatym odżywczo środo-wisku (TSB) może odzwierciedlać warunki panujące in
vivo w organizmie. Oceniano rzeczywistą przeżywalność
bakterii pod wpływem miejscowego działania gentamy-cyny, używając 1 cm fragmentów gąbki (stężenie 1,3 mg/ cm2), umieszczonych na biofilmie wytworzonym
wcze-śniej przez szczep na krążku hydroksyapatytowym, w doł-kach płytki polistyrenowej. Schemat takiego doświadcze-nia przedstawiono na Ryc. 4 [55]. Podstawowym celem ba-dań było sprawdzenie, czy – tak jak sugerują niektóre pu-blikacje – gentamycyna uwalniana miejscowo w bardzo wysokich stężeniach może przełamać oporność tworzone-go przez bakterie biofilmu [33, 58].
Efekt ten uzyskano, pomimo wysokich wartości MIC dla gentamycyny w formie biofilmowej, ewidentnie oznaczają-cej oporność w przypadku standardowej terapii, przy syste-mowym podaniu antybiotyku. Różnice pomiędzy kontrolą a biofilmem poddanym działaniu gentamycyny uwolnionej z gąbki kolagenowej były istotne statystycznie, co ilustruje Ryc. 5. Co więcej, uzyskano także podobny efekt dla niektó-rych szczepów klasyfikowanych jako oporne na gentamycy-nę w rutynowych oznaczeniach in vitro [54–56].
Inkubacja krążka hydroksyapatytowego
z zawiesiną bakteryjną (24 godziny)
Nałożenie gąbki z gentamycyną
(1300 μg/ml) i dodanie TSB
Odrywanie biofilmu i wysiew ilościowy bakterii wyrosłych w biofilmie po inkubacji z gąbką z gentamycyną po określonym czasie Odrywanie biofilmu i wysiew
ilościowy bakterii wyrosłych w biofilmie po 24 godzinach – kontrola
10-1 10-2 10-3 10-4
G
Ryc. 4. Ocena przeżywalności bakterii wskutek miejscowego działania gentamycyny w postaci gąbki kolagenowej na biofilm wytworzony na krążkach hydroksyapatytowych – przebieg doświadczenia.
8,0×108 6,0×108 4,0×108 2,0×108 0,0 Liczba jednostek tw orząc y ch kolonie S. aureus – gąbk a/24 h S. aureus – kontrola 6000000,0 4000000,0 2000000,0 0,0 Liczba jednostek tw orząc y ch kolonie P. aeruginosa – gąbk a/24 h P. aeruginosa – kontrola 1,5×108 1,0×108 5,0×107 0,0 Liczba jednostek tw orząc y ch kolonie K. peumoniae – gąbk a/24 h K. pneumoniae – kontrola
W przypadku pałeczek Pseudomonas aeruginosa, które według wartości MIC oznaczono jako oporne, pełną erady-kację po 24 godzinach ekspozycji na wysokie stężenie gen-tamycyny uzyskano dla trzech szczepów, natomiast jeden szczep (MBL+) wykazał całkowitą oporność. Trzy szczepy opornych na gentamycynę gronkowców (w tym dwa szcze-py MRSA) były również skutecznie eradykowane po 24 go-dzinach. Natomiast szczep Staphylococcus aureus z oznaczo-nym MIC gentamycyny >256 μg/ml wykazywał całkowity brak eradykacji pod wpływem wysokich stężeń antybioty-ku. Również dla pałeczek Klebsiella uzyskano efekt erady-kacji po użyciu gąbki kolagenowej dla kilku szczepów opor-nych (4 szczepy, w tym 3 KPC+). Trzy szczepy o MIC genta-mycyny >256 μg/ml, w tym szczep NDM-1, pozostały nato-miast całkowicie oporne (Ryc. 6).
Uzyskanie lub brak eradykacji badanych drobnoustro-jów po ekspozycji na wysokie stężenia gentamycyny wyda-je się zależne od szczepu, wysokości wartości MIC i zapew-ne musi mieć związek z typem występującego mechanizmu oporności na ten antybiotyk. Jak wspomniano w poprzed-nich rozdziałach, liczne prace potwierdzają na przykład,
że szczepy KPC+ mogą wykazywać wrażliwość na genta-mycynę i gen ten zwykle nie znajduje się na tym samym plazmidzie, co gen kodujący karbapenemazę [49, 52]. Ina-czej jest w przypadku plazmidów kodujących β-laktamazę NDM-1, które pozostają często oporne na aminoglikozydy [13]. Mechanizm transportowy (np. brak penetracji leku do komórki) prawdopodobnie może zostać przełamany przy użyciu wysokich stężeń antybiotyku. Podobnie może być z mechanizmem polegającym na produkcji enzymu modyfikującego aminoglikozyd, np. przy niskiej ekspresji genu [79]. Można natomiast sądzić, że modyfikacja miej-sca docelowego działania aminoglikozydu (np. produk-cja plazmidowych 16S rRNA-metylotransferaz) warunkuje wysoki stopień oporności szczepu, niemożliwy do przeła-mania nawet przy wysokim stężeniu antybiotyku [87, 88]. Oczywiście wymaga to dalszych, szczegółowych badań uwzględniających dokładne oznaczenie typu mechanizmu oporności analizowanego szczepu i jego związku z ewentu-alną skutecznością stosowanych miejscowo wysokich stę-żeń gentamycyny.
Trwają badania dotyczące zastosowania innowacyjnych połączeń aminoglikozydów z nowymi nośnikami, któ-re uwalniałyby antybiotyk w miejscu zakażenia w sposób płynny i długotrwały. Jednym z takich obiecujących nośni-ków, zastosowanych w najnowszych badaniach in vitro Jun-ki i wsp., wydaje się bakteryjna celuloza (do produkcji uży-to mikroorganizmu Komagataeibacter xylinus) – materiał biokompatybilny, nietoksyczny, niealergiczny, a jednocze-śnie niezwykle elastyczny i łatwo absorbujący antybiotyk [37]. W pracy zastosowano również układ imitujący wa-runki organizmu: hydroksyapatyt – gąbka Garamycin® vs. hydroksyapatyt – nanoceluloza z gentamycyną (w stężeniu adekwatnym do stężenia w gąbce). Potwierdzono skutecz-ność eradykacji przez gentamycynę biofilmu wytwarzane-go przez szczepy S. aureus i P. aeruginosa zarówno uwal-nianej z implantu kolagenowego, jak i z bakteryjnej nano-celulozy. Poziom eradykacji był podobny, natomiast uwal-nianie gentamycyny z nanoceluzy nieco wolniejsze, a przez
A
C
B
Ryc. 5A–C. Stopień eradykacji biofilmu z hydroksyapatytu po nałoże-niu gąbki z gentamycyną w porównanałoże-niu z kontrolą dla badanych szcze-pów (A) Staphylococcus aureus, (B) Pseudomonas aeruginosa, (C) Klebsiella
KPC
KPC
NDM-1 MRSA MRSA
MBL
Klebsiella Staphylococcus Pseudomonas
1,00E+10 1,00E+8 1,00E+6 1,00E+4 1,00E+2 1,00E+0 27 29 30 34 36 33 26 35 31 32 37 10 5 8 39 40 20 14 43 42 44 45
Kontrola po 24 h szczep + gąbka po 24 h
MIC 0,5 0,75 1 3 3 4 12 12 256 256 256 0,25 0,38 1 2 2 2 3 96 128 256 256
Interpretacja EUCAST Szczep nr
S≤2, R>4 S≤1, R>1 S≤4, R>4
Ryc. 6. Eradykacja szczepów Klebsiella pneumoniae, Staphylococcus aureus i Pseudomonas aeruginosa izolowanych z zakażeń kości i ran po 24 godzinach inkubacji z gąbką z gentamycyną w zależności od MIC gentamycyny w hodowli planktonowej.
Czerwony słupek oznacza wzrost bakterii pomimo zastosowania gąbki, czyli brak różnicy w stosunku do kontroli (brak efektu terapeutycznego).
to dłużej utrzymujące się w tkance [37]. W różnych sytu-acjach może to mieć znaczenie pozytywne lub negatywne, jednak poszukiwanie nowych sposobów aplikacji antybio-tyków wydaje się niezwykle obiecujące dla terapii zakażeń związanych z biofilmem, choć wymaga jeszcze wielu ba-dań klinicznych. Implant kolagenowy z gentamycyną po-siada obecnie takie udokumentowane badania – zarówno kliniczne, jak i mikrobiologiczne – co klasyfikuje go jako dobre rozwiązanie w terapii wspomagającej niektórych za-każeń kości i tkanek.
PODSUMOWANIE
Pomimo działań ubocznych, niewątpliwymi zaleta-mi gentamycyny są: szybki efekt bakteriobójczy (1–2 go-dzin), występowanie PAE, aktywność niezależna od inoku-lum, brak narastania oporności podczas leczenia, synergizm z antybiotykami β-laktamowymi i glikopeptydowymi oraz wygodne dawkowanie (najczęściej raz na dobę). Monito-rowanie dawkowania pozwala często na uniknięcie lub od-wrócenie efektów niepożądanych.
Gentamycyna, pomimo narastania oporności drobno-ustrojów, pozostaje ciągle lekiem bardzo aktywnym w le-czeniu ciężkich zakażeń pałeczkami Enterobacterales,
Pseudomonas, gronkowcami (w tym MRSA).
W skojarze-niu z β-laktamami i glikopeptydami wykazuje dużą sku-teczność także w leczeniu infekcji o etiologii paciorkow-cowej (w tym Enterococcus, z wyjątkiem szczepów HLAR) a w skojarzeniu z klindamycyną lub metronidazolem rów-nież infekcji mieszanych z bakteriami beztlenowymi. Jest także jednym z nielicznych antybiotyków znajdującym za-stosowanie w terapii skojarzonej w przypadku szczepów wielolekoopornych, takich jak pałeczki produkujące kar-bapenemazy (KPC, MBL).
Ze względu na swoją farmakokinetykę, jako jeden z nie-wielu antybiotyków świetnie nadaje się do wysycania róż-nych nośników, uwalniając w tkance bardzo wysokie stę-żenia, zdolne przełamać niektóre mechanizmy oporno-ści i penetrować przez struktury biofilmu. Przy wszyst-kich ograniczeniach terapii miejscowej, biodegradowal-ny implant kolagenowy wysycobiodegradowal-ny gentamycyną znalazł za-stosowanie w leczeniu i profilaktyce zakażeń w ortopedii, chirurgii naczyniowej, stomatologicznej i proktologicznej, a także w kardiochirurgii.
KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono.
DEKLARACJA PRZEJRZYSTOŚCI: praca została zrealizowana w ramach zadania statutowego ST.D230.18.008.
PIŚMIENNICTWO
1. Anderson RE, Lukas G, Skullman S, Hugander A. Local administration of anti-biotics by gentamicin-collagen sponge does not improve wound healing or reduce recurrence rate after pilonidal excision with primary suture: a prospec-tive randomized controlled trial. World J Surg 2010;34(12):3042–3048. 2. Barnhart C, Campbell R, LaRosa LA, Marr AM, Morgan A, Van Berkom D.
Me-chanisms of aminoglycoside resistance. Antimicrob Agents Chemother 1999;43:727–437.
3. Bartoszewicz M, Junka A, Smutnicka D et al. Porównanie skuteczności prze-ciwdrobnoustrojowej antyseptyków zawierających oktenidynę i etakrydynę względem biofilmu tworzonego przez szczepy S. aureus i P. aeruginosa izolo-wane z zakażeń ran przewlekłych. Leczenie Ran 2012;9(4):147–152. 4. Baum J. Infections of the eye. Clin Infect Dis 1995;21(3):479–488.
5. Bennett-Guerrero E, Pappas TN, Koltun WA et al. Gentamicin-colla-gen sponge for infection prophylaxis in colorectal surgery. N Engl J Med 2010;363(11):1038–1049.
6. Bouchiat C, El-Zeenni N, Chakrakodi B, Nagaraj S, Arakere G, Etienne J. Epide-miology of Staphylococcus aureus in Bangalore, India: emergence of the ST217 clone and high rate of resistance to erythromycin and ciprofloxacin in the community. New Microbes New Infect 2015;7:15–20.
7. Brady RA, Leid JG, Calhoun JH, Costerton JW, Shirtliff ME. Osteomyelitis and the role of biofilms in chronic infection. FEMS Immunol Med Microbiol 2008;52(1):13–22.
8. Brehant O, Sabbagh Ch, Lehert P, Dhahri A, Rebibo L, Regimbeau JM. The gen-tamicin-collagen sponge for surgical site infection prophylaxis in colorectal surgery: a prospective case-matched study of 606 cases. Int J Colorectal Dis 2013;28(1):119–125.
9. Bueno MF, Francisco GR, O’Hara JA, de Oliveira Garcia D, Doi Y. Coproduction of 16S rRNA methyltransferase RmtD or RmtG with KPC-2 and CTX-M gro-up extended-spectrum β-lactamases in Klebsiella pneumoniae. Antimicrob Agents Chemother 2013;57(5):2397–2400.
10. Chang WK, Srinivasa S, MacCormick AD, Hill AG. Gentamicin-collagen im-plants to reduce surgical site infection: systematic review and meta-analysis of randomized trials. Ann Surg 2013;258(1):59–65.
11. Charakterystyka produktu leczniczego Garamycin® gąbka; http://chpl.com.pl/ data_files/2012-07-16_20120704_garamycin_gabka_chpl-urclean.pdf 12. Costerton JW. The etiology and persistence of cryptic bacterial infections:
a hypothesis. Rev Infect Dis 1984;6(Suppl. 3):S608–S616.
13. Deshpande P, Rodrigues C, Shetty A, Kapadia F, Hedge A, Soman R. New Delhi metallo-β-lactamase (NDM-1) in Enterobacteriaceae: treatment options with carbapenems compromised. J Assoc Physicians India 2010;58:147–150. 14. Dirschl D, Almekinders L. Osteomyelitis: common causes and treatment
re-commendations. Drugs 1993;45:29–43.
15. Donlan RM. Biofilm: microbial life on surfaces. Emerg Infect Dis 2002;8(9):881–890. 16. Dudek-Wicher R, Junka A, Bartoszewicz M. Leczenie infekcji wywołanych przez
drobnoustroje w formie biofilmowej za pomocą antybiotyków i eksperymental-nych środków przeciwdrobnoustrojowych. Forum Zakażeń 2017;8(3):181–188. 17. Dzierżanowska D. Antybiotyki aminoglikozydowe. Stand Med Lek Pediatr
2002:4(1):40–46.
18. Dzierżanowska D. Antybiotykoterapia Praktyczna. 6th edn. α-medica Press,
Bielsko-Biała, 2018, pp. 148–158.
19. Edson RS, Terrell CL. The aminoglycosides. Mayo Clin Proc 1999;74(5):519–528. 20. Endimiani A, Carias L, Hujer A. Presence of plasmid-ediated quinolones resi-stance in Klebsiella pneumoniae isolates possessing blaKPC in the United Sates. Antimicrobial Agent Chemother 2001;57(2):2680–2689.
21. European Centre for Disease Prevention and Control. Surveillance of anti-microbial resistance in Europe, 2017. Annual report of the European Anti-microbial Resistance Surveillance Network (EARS-Net) 2017. ECDC (online) 2019; https://www.ecdc.europa.eu/sites/default/files/documents/EARS-Net-report-2017-update-jan-2019.pdf
22. European Centre for Disease Prevention and Control. Surveillance of antimi-crobial resistance in Europe, 2009. Annual report of the European Antimicro-bial Resistance Surveillance Network (EARS-Net) 2009. ECDC (online) 2009; https://www.ecdc.europa.eu/sites/default/files/media/en/publications/Pu-blications/1011_SUR_annual_EARS_Net_2009.pdf
23. Friberg O, Svedjeholm R, Söderquist B, Granfieldt H, Vikerfors T, Källman J. Lo-cal gentamicin reduces sternal wound infections after cardiac surgery: a ran-domized controlled trial. Ann Thorac Surg 2005;79(1):153–162.
24. Fritsche TR, Castanheira M, Miller GH, Jones RN, Armstrong ES. Detection of methyltransferases conferring high-level resistance to aminoglycosides in En-terobacteriaceae from Europe, North America, and Latin America. Antimicrob Agents Chemother 2008;52(5):1843–1845.
to aminoglycosides in Enterobacteriaceae due to 16S rRNA methylation. Anti-microb Agents Chemother 2003;47(8):2565–2571.
26. Gentry L. Management of osteomyelitis. Intern J Antimicrob Agents 1997;9:37–42. 27. Godbole G, Pai V, Kolvekar S, Wilson AP. Use of gentamicin-collagen sponges
in closure of sternal wounds in cardiothoracic surgery to reduce wound infec-tions. Interact Cardiovasc Thorac Surg 2012;14(4):390–394.
28. Govaerts PJ, Claes J, van de Heyning PH, Jorens PG, Marquet J, De Broe ME. Aminoglicoside-induced ototoxicity. Toxicol Lett 1990;52(3):227–251. 29. Hall-Stoodley L, Stoodley P. Evolving concepts in biofilm infections. Cell Microbiol
2009;11(7):1034–1043.
30. Hayes G, Moens N, Gibson T. A review of local antibiotic implants and ap-plications to veterinary orthopaedic surgery. Vet Comp Orthop Traumatol 2013;26(4):251–259.
31. Hermann T. Aminoglycoside antibiotics: old drugs and new therapeutic ap-proaches. Cell Mol Life Sci 2007;64(14):1841–1852.
32. Hryniewicz W, Małdyk P, Ozorowski T, Babiak I, Krogulec Z. Profilaktyka, diagno-styka i terapia zakażeń w ortopedii. Narodowy Program Ochrony Antybioty-ków (online) 2013; http://www2.mz.gov.pl/wwwfiles/ma_struktura/docs/re-komendacjeortopedia_20131122.pdf
33. Humphrey SJ, Mehta S, Seaber AV, Vail TP. Pharmacokinetics of a degradable drug delivery system in bone. Clin Orthop Res 1998;349:218–224.
34. Ipsen T, Jørgensen PS, Damholt V, Torholm C. Gentamicin-collagen sponge for local applications. 10 cases of chronic osteomyelitis followed for 1 year. Acta Orthop Scand 1991;62(6):592–594.
35. Jana S, Deb JK. Molecular understanding of aminiglycoside action and resi-stance. Appl Microbiol Biotechnol 2006;70(2):140–150.
36. Janusz A, Bartoszewicz M. Rozległe leczenie operacyjne jako ostatnie szan-sa dla pacjentów z ciężkimi infekcjami, po zabiegach operacyjnych z użyciem implantów. Forum Zakażeń 2019;10(1):69–72.
37. Junka A, Bartoszewicz M, Dziadas M et al. Application of bacterial cellulose expe-rimental dressings saturated with gentamycin for management of bone biofilm in vitro and ex vivo. J Biomed Mater Res Part B 2019 [Epub ahead of print]. 38. Juszczyk-Popowska B, Olenderek M, Wieczorek P. Zastosowanie gąbki
kolage-nowej z garamycyną w zapobieganiu powstawania suchego zębodołu po chi-rurgicznym usunięciu zatrzymanych dolnych zębów mądrości – doniesienie wstępne. Czas Stomatol 1998;40:266–270.
39. Klemm KW. Antibiotic bead chains. Clin Orthop 1993;295:63–76.
40. Knaepler H. Local application of gentamicin-containing collagen implant in the prophylaxis and treatment of surgical site infection in orthopaedic surge-ry. Int J Surg 2012;10(Suppl. 1):S15–S20.
41. Konopska B, Warwas M. Molekularne aspekty nefrotoksyczności antybiotyków aminoglikozydowych. Post Hig Med Dośw 2007;61:511–518.
42. Kotra LP, Haddad J, Mobashery S. Aminoglycosides: perspectives on mechani-sms of action and resistance and strategies to counter resistance. Antimicrob Agents Chemother 2000;44(12):3249–3256.
43. Kowalewski M, Pawliszak W, Zaborowska K et al. Gentamycin-collagen sponge reduces the risk of sternal wound infections after heart surgery: meta-analysis. J Thorac Cardiovasc Surg 2015;149(6):1631–1640.
44. Kozioł M, Targońska S, Stążka J, Kozioł-Montewka M. Gentamicin-impregnated collagen sponge for preventing sternal wound infection after cardiac surgery. Kardiochir Torakochirurgia Pol 2014;11(1):21–25.
45. Krzywińska E, Galiński J. Zanikanie różnic w lekooporności szczepów Staphylo-coccus aureus izolowanych od pacjentów hospitalizowanych i leczonych am-bulatoryjnie. Med Dośw Mikrobiol 2004;56:119–126.
46. Kwasny O, Bockhorn G, Vécsei V. The use of gentamicin collagen floss in the treatment of infections in trauma surgery. Orthopedics 1994;17(5):421–425. 47. Lauwers P, De Greef K, Van den Brande F, Hendriks J, De Maeseneer M, Van
Schil P. Aortic graft infection from appendicitis. A case report. Acta Chir Belg 2004;104(4):454–456.
48. Lebeaux D, Ghigo JM, Beloin C. Biofilm-related infections: bridging the gap between clinical management and fundamental aspects of recalcitrance to-ward antibiotics. Microbiol Mol Biol Rev 2014;78(3):510–543.
49. Lee GC, Burgess DS. Treatment of Klebsiella pneumoniae carbapenemase (KPC) infections: a review of published case series and case reports. Ann Clin Micro-biol Antimicrob 2012;11:32.
50. Lerner SA, Schmitt BA, Seligsohn R, Matz GJ. Comparitive study of ototoxici-ty and nephrotoxiciototoxici-ty in patients randomly assigned treatment with amikacin and gentamicin. Am J Med 1986;80(6B):98–104.
51. Lindemann PC, Risberg K, Wiker HG, Mylvaganam H. Aminoglycoside resistan-ce in clinical Escherichia coli and Klebsiella pneumoniae isolates from Western Norway. APMIS 2012;120(6):495–502.
luding ACHN-490, against carbapenem-resistant Enterobacteriaceae isolates. J Antimicrob Chemother 2011;66(1):48–53.
53. Lovering AM, Sunderland J. Impact of soaking gentamicin-containing collagen implants on potential antimicrobial efficacy. Int J Surg 2012;10(Suppl. 1):S2–S4. 54. Mączyńska B, Junka AF, Rurańska-Smutnicka D, Secewicz A, Bartoszewicz M.
Oporność bakterii na gentamycynę a zastosowanie miejscowe antybioty-ku w ortopedii, chirurgii i kardiochirurgii – badania in vitro. Forum Zakażeń 2016;7(5):403–405. Abstract.
55. Mączyńska B, Secewicz A, Smutnicka A et al. In vitro efficacy of gentamicin re-leased from collagen 1 sponge in eradication of bacterial biofilm preformed on hydroxyapatite surface. PLoS One 2019;14(6):e0217769.
56. Mączyńska B, Smutnicka D, Przondo-Mordarska A et al. Biofilm formation by clinical Klebsiella strains expressing various types of adhesins on catheters made of different materials. Adv Clin Exp Med 2010;19(4):443–453. 57. Mah TF, O’Toole GA. Mechanisms of biofilm resistance to antimicrobial agents.
Trends Microbiol 2001;9(1):34–39.
58. Mehta S, Humphrey SJ, Schenkman DI, Seaber AV, Vail TP. Gentamicin distribu-tion from collagen carrier. J Orthoptera Res 1996;14(5):749–754.
59. Meszaros J, Hryniewicz W. Antybiotyki w Profilaktyce i Leczeniu Zakażeń. 1st
edn. Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa, 2001, pp. 216–249, 742–748. 60. Michalik T, Matkowski R, Biecek P, Forgacz J, Szynglarewicz B. Ultralow
ante-rior resection with implantation of gentamicin-collagen sponge and no de-functioning stoma: anastomotic leakage and local cancer relapse. Radiol On-col 2019;53(1):77–84.
61. Mingeot-Leclercq MP, Glupczynski Y, Tulkens PM. Aminoglycosides: activity and resistance. Antimicrob Agents Chemother 1999;43(4):727–737. 62. Morawiec T. Porównanie efektów terapeutycznych miejscowego
i ogólnoustro-jowego podawania gentamycyny w chirurgii stomatologicznej. Czas Stomatol 2006;7:503–509.
63. Nevozhay D, Kańska U, Budzyńska R, Boratyński J. Współczesny stan badań nad koniugatami i innymi systemami dostarczania leków w leczeniu scho-rzeń nowotworowych i innych jednostek chorobowy. Post Hig Med Dośw 2007;61:350–360.
64. Nikaido H, Zgurskaya H. AcrAB and related multidrug efflux pump of Escheri-chia coli. J Mol Microbiol Biotechnol 2001;3(2):215–218.
65. Ochocki Z, Stańczak A. Antybiotyki aminoglikozydowe. Farm Pol 2005;61(15):707–718.
66. Padilla E, Llobet E, Doménech Sánchez A, Martínez-Martínez L, Bengoechea JA, Albertí S. Klebsiella pneumoniae AcrAB efflux pump contribute to antimicrobial resustance and virulence. Antimicrob Agent Chemother 2009;54(1):177–183. 67. Pomorska-Wesołowska M, Małyszek K, Romaniszyn D et al. Molekularna
charak-terystyka szczepów Staphylococcus aureus izolowanych z zakażeń miejsca opero-wanego u pacjentów południowej Polski. Med Dośw Mikrobiol 2017;69(1):15–25. 68. Risberg B, Delle M, Eriksson E, Klingenstierna H, Lönn L et al. Aneurysm sac
hy-groma: a cause of endotension. J Endovasc Ther 2001;8(5):447–453. 69. Ruszczak Z, Friess W. Collagen as a carrier for on-site delivery of antibacterial
drugs. Adv Drug Deliv Rev 2003;55(12):1679–1698.
70. Schmitz FJ, Petridou J, Jagusch H, Astfalk N, Scheuring S, Schwarz S. Molecu-lar characterization of ketolide-resistant erm(A)-carrying Staphylococcus au-reus isolates selected in vitro by telithromycin, ABT-773, quinupristin and clin-damycin. J Antimicrob Chemother 2002;49(4):611–617.
71. Secewicz A, Mączyńska B, Smutnicka D et al. Miejscowe działanie aminogliko-zydów na biofilm bakteryjny tworzony w zapaleniach kości – ocena in vitro. Forum Zakażeń 2015;6(1):73.
nas aeruginosa strain that caused an outbreak in a neurosurgery ward and its aac(6’)-Iae gene cassette encoding a novel aminoglycoside acetyltransferase. Antimicrob Agents Chemother 2005;49(9):3734–3742.
73. Shaeer KM, Zmarlicka MT, Chahine EB, Piccicacco N, Cho JC. Plazomicin: a ne-xt-generation aminoglycoside. Pharmacotherapy 2019;39(1):77–93. 74. Shakil S, Khan R, Zarrilli R, Khan AU. Aminoglycosides versus bacteria –
a descrip-tion of the aca descrip-tion, resistance mechanism, and nosocomial battleground. J Bio-med Sci 2008;15(1):5–14.
75. Sobczak A, Kowalski Z. Materiały hydroksyapatytowe stosowane w implanto-logii. Czasopismo Techniczne Chemia 2007;104(1-Ch):149–158.
76. Stemberger A, Grimm H, Bader F, Rahn HD, Ascherl R. Local treatment of bone and soft tissue infections with the collagen-gentamicin sponge. Eur J Surg Suppl 1997;578:17–26.
77. Stoodley P, Ehrlich GD, Sedghizadeh PP et al. Orthopaedic biofilm infections. Curr Orthop Pract 2011;22(6):558–563.
78. Stravinskas M, Horstmann P, Ferguson J et al. Pharmacokinetics of gentamicin eluted from a regenerating bone graft substitute: in vitro and clinical release studies. Bone Joint Res 2016;5(9):427–435.
79. Tada T, Miyoshi-Akiyama T, Shimada K, Shimojima M, Kirikae T. Novel 6’-N- -aminoglycoside acetyltransferase AAC(6’)-Iaj from a clinical isolate of Pseudo-monas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother 2013;57(1):96–100. 80. Tom VH, Louie A, Fritsche TR et al. Impact of drug-exposure intensity and
dura-tion of therapy on the emergence of Staphylococcus aureus resistance to a qu-inolone antimicrobial. J Infect Dis 2007;195(12):1818–1827.
81. Toth M, Frase H, Chow WJ, Smith C, Vakulenko SB. Mutant APH(2”)-IIa enzymes with increased activity against amikacin and isepamicin. Antimicrob Agents Chemother. 2010;54(4):1590–1595.
82. Tuliński P, Rutkowska M, Zięba K. Wykorzystanie antybiotyków aminoglikozydo-wych w zwalczaniu infekcji wśród noworodków. Przegląd Chirurgii Dziecięcej 2006;1(1):117–126.
83. Turutoglu H, Hasoksuz M, Ozturk D, Yildirim M, Sagnak S. Methicillin and amino-glycoside resistance in Staphylococcus aureus isolates from bovine mastitis and sequence analysis of their mecA genes. Vet Res Commun 2009;33(8):945–956. 84. Wahlig, Dingeldein E, Bergmann R, Reuss K. The release of gentamicin from
plymethylmetacrylate beads. An experimental and pharmacokinetic study. J Bone Joint Surg 1978;60-B(2):270–275.
85. Waksmańska W, Wiczkowski A, Bobiński R, Ślemp-Migiel A. Zakażenia gron-kowcowe w Podhalańskim Szpitalu Specjalistycznym im. Jana Pawła II w No-wym Targu w latach 2001–2004 – analiza antybiotykoporności. Med Dośw Mikrobiol 2017;69:5–13.
86. Wolcott RD, Rhoads DD. Study of biofilm – based wound management in sub-jects with critical limb ischaemia. J Wound Care 2008;17(4):145–155. 87. Wu Q, Zhang Y, Han L, Sun J, Ni Y. Plasmid-mediated 16S rRNA methylases in
aminoglycoside-resistant Enterobacteriaceae isolates in Shanghai, China. Anti-microb Agents Chemother 2009;53(1):271–272.
88. Zacharczuk K, Piekarska K, Szych J et al. Plasmid-borne 16S rRNA methylase ArmA in aminoglycoside-resistant Klebsiella pneumoniae in Poland. J Med Mi-crobiol 2011;60(9):1306–1311.
89. Zientara M, Rudy M, Nowakowska M, Martirosian G. Mikroflora gardła i jamy nosowej dzieci i dorosłych leczonych ambulatoryjnie z powodu zakażeń gór-nych dróg oddechowych. Med Dośw Mikrobiol 2006;58(3):239–245.
