KATEDRA CHEMII KRZEMIANÓW I ZWIĄZKÓW WIELKOCZĄSTECZKOWYCH
Wydział Inżynierii Materiałowej i Ceramiki Akademia Górniczo-Hutnicza im. Stanisława
Staszica w Krakowie
Instrukcja Ćwiczeń Laboratoryjnych
Temat
Ocena stanu powierzchni otrzymanych warstw:
1. Obserwacja mikroskopowa przy użyciu mikroskopu stereoskopowego.
2. Pomiar kąta zwilżania i swobodnej energii powierzchniowej.
Kierunek studiów:
Technologia chemiczna
Blok
specjalistyczny Analiza strukturalna materiałów Rok studiów:
Specjalność Analityka i kontrola jakości V
1. Obserwacja warstw na podłożu stalowym przy użyciu mikroskopu stereoskopowego przed oraz po przeprowadzeniu procesu pyrolizy.
1.1. Cel ćwiczenia
Celem ćwiczenia jest zapoznanie się z zasadą działania mikroskopu stereoskopowego Olympus SZX7 oraz ocena jakości warstw osadzonych na podłożu stalowym techniką dip-coating przed i po przeprowadzeniu procesu pyrolizy.
1.2. Wprowadzenie
Mikroskop stereoskopowy to mikroskop optyczny umożliwiający przestrzenne widzenie obserwowanego obiektu. Światło biegnące w torach optycznych mikroskopu stereoskopowego, oddzielnych dla obojga oczu, wytwarza obraz postrzegany przez umysł człowieka jako trójwymiarowy. W zależności od konstrukcji torów optycznych tych mikroskopów, dzieli się je na systemy:
Greenough oraz CMO (Common Main Objective). Konstrukcje CMO, ze względu na równolegle biegnące tory optyczne w głowicy, posiadają szersze możliwości rozbudowy, zarówno w kierunku zwiększenia ergonomii pracy jak i stopnia zautomatyzowania.
1.2.1. Charakterystyka mikroskopu stereoskopowego OLYMPUS SZX10
W klasycznym mikroskopie optycznym z głowicą dwuokularową do formowania obrazu używana jest jedynie soczewka obiektywu (Rys. 1a).
Otrzymany obraz jest kopiowany i wyświetlany w obu okularach. Obraz jest jeden, ale można oglądać go jednocześnie obojgiem oczu. W mikroskopach stereoskopowych (Rys. 1b) do utworzenia obrazu stosuje się dwie soczewki
obiektywu, po jednej dla każdego oka. Dzięki temu uzyskuje się dwa niezależne kanały optyczne zapewniające obraz stereoskopowy.
a) b)
Rys. 1. Widok ogólny: a) klasycznego mikroskopu optycznego, b) mikroskopu stereoskopowego
Mikroskop stereoskopowy Olympus SZX7 należy do najwyższej klasy badawczych mikroskopów stereoskopowych. Zapewnia pełną powtarzalność i dokładność pomiarów. Zawiera optykę o dużej głębi ostrości i doskonałym odwzorowaniu szczegółów (tzw. galileuszowy układ optyczny) – Rys. 2. Zakres powiększeń mikroskopu to 8-56x, a stosując wymienne obiektywy i okulary: 4-336x. Przeznaczenie mikroskopu to badania laboratoryjne wymagające dokładności pomiarów i odwzorowania szczegółów obiektów.
Obserwacje prowadzi się w świetle odbitym.
Rys. 2. Galileuszowe ścieżki świetlne w mikroskopie stereoskopowym Olympus SZX7
Zmotoryzowana oś "z" statywu mikroskopu o zakresie przesuwu w osi wynosi 120 mm. Jest sterowana z poziomu komputera i kontrolera wyposażonego w przyciski sterujące ruchem góra/dół, co pozwala zachowywać możliwość ręcznego ustawiania ostrości. Na rysunku 3 zaprezentowano szeroki zakres ruchu mikroskopu stereoskopowego.
Rys. 3. Szeroki zakres ruchu mikroskopu
Kolejną zaletą mikroskopu stereoskopowego Olympus SZX7 jest kolorowa kamera z matrycą w technologii CMOS 2/3" połączona z komputerem złączem USB 3.0 z możliwością binningu 2x2. Oprogramowanie kamery umożliwia zautomatyzowaną oraz manualną kontrolę parametrów rejestracji obrazu, z funkcją automatycznego składania obrazów w osi "z" oraz możliwość automatycznego wykonywania zdjęć w odstępach czasowych. Wykorzystanie dwóch oświetlaczy LED umożliwia zautomatyzowaną sekwencyjną pracę zestawu oświetlacz-kamera oraz wybór strefowego oświetlania obiektu. Rysunek 4 przedstawia cyfrowe obrazowanie mikroskopu stereoskopowego Olympus SZX7.
Rys. 4. Cyfrowe obrazowanie mikroskopu stereoskopowego Olympus SZX7
Statyw mikroskopu wykonany został w technologii ESD, zapobiegając tym samym gromadzeniu ładunków elektrostatycznych. Przykłady zdjęć otrzymanych za pomocą mikroskopu stereoskopowego prezentuje rysunek 5.
Rys. 5. Zdjęcia otrzymane za pomocą mikroskopu stereoskopowego
1.3 Przebieg ćwiczenia
W ramach ćwiczenia należy:
1) Zapoznać się z budową i wyposażeniem mikroskopu stereoskopowego Olympus SZX7.
2) Przeprowadzić obserwację warstw osadzonych na podłożu stalowym techniką dip-coating przed oraz po przeprowadzeniu procesu pyrolizy.
3) Wykonać zdjęcia warstw na podłożu stalowym przed i po przeprowadzeniu procesu pyrolizy, które zostaną zamieszczone w sprawozdaniu końcowym z ćwiczeń.
4) Określić różnice jakościowe warstw przed i po przeprowadzeniu procesu pyrolizy (np. nieciągłości materiału w postaci pęknięć, zawalcowań, drobnych pęcherzy, mikroporowatości, itp.).
2. Pomiar kąta zwilżania i swobodnej energii powierzchniowej.
2.1. Cel ćwiczenia
Celem ćwiczenia jest wyznaczenie swobodnej energii powierzchniowej otrzymanych warstw przed oraz po przeprowadzeniu procesu pyrolizy poprzez pomiar kąta zwilżania kroplą cieczy pomiarowych, naniesionych na powierzchnię.
2.2. Wprowadzenie
Niezależnie od charakteru powierzchni, z punktu widzenia odpowiedzi komórkowej kluczowe są zjawiska zachodzące na granicy faz komórka- powierzchnia implantu (biomateriału). Poznanie zachowania komórek podczas badań in vitro na powierzchni biomateriałów umożliwia postawienie hipotezy o odpowiedzi komórek w warunkach in vivo. Poznanie tego zachowania pozwala także kierować właściwościami powierzchniowymi w takim kierunku, aby móc prognozować oraz stymulować odpowiedzi danej tkanki, a więc otrzymać biozgodny implant o zaprojektowanych właściwościach (Rys. 6). Istotnym
aspektem badań jest ocena swobodnej energii powierzchniowej (SEP), która definiowana jest jako praca niezbędna do utworzenia nowej jednostki powierzchni podczas rozdziału dwóch znajdujących się w stanie równowagi faz w odwracalnym procesie izotermicznym. Jednostką SEP jest [mJ/m2].
Rys. 6. Zależność między biokompatybilnością i krytycznym napięciem powierzchniowym ciała stałego
2.2.1. Metody określania wartości swobodnej energii powierzchniowej
Miarą ilościową zwilżalności zarówno dla ciał stałych, jak i cieczy jest kąt zwilżania θ. Jest to kąt utworzony przez powierzchnię ciała stałego i płaszczyznę styczną do powierzchni cieczy w punkcie styku z ciałem stałym lub do powierzchni dwóch stykających się cieczy (Rys. 7).
Rys. 7. Kropla cieczy pozostająca w równowadze z płaską powierzchnią, 𝛾𝑆𝐿 – swobodna energia powierzchniowa na granicy ciało stałe–ciecz, 𝛾𝑆𝑉 – swobodna energia powierzchniowa na granicy ciało stałe–para nasycona cieczy, 𝛾𝐿𝑉 – swobodna energia powierzchniowa na granicy ciecz–
para nasycona cieczy
Zmierzona wartość kąta zwilżania oraz równanie Younga (1) stanowią podstawę obliczeń wartości swobodnej energii powierzchniowej. Równanie to zostało wyprowadzone z warunku równowagi sił, reprezentujących odpowiednie napięcia powierzchniowe w punkcie styku trzech faz: ciała stałego, cieczy i pary:
𝜎𝑆𝑉= 𝜎𝑆𝐿+ 𝜎𝐿𝑉cos θ (1)
gdzie:
𝜎𝑆𝑉 – napięcie powierzchniowe ciała stałego (biomateriału) w równowadze z parą nasyconą cieczy;
𝜎𝑆𝐿 – napięcie powierzchniowe ciała stałego i cieczy;
𝜎𝐿𝑉 – napięcie powierzchniowe cieczy w równowadze z parą nasyconą tej cieczy;
θ – kąt, jaki tworzy styczna do powierzchni kropli pomiarowej osadzonej na powierzchni ciała stałego w punkcie styku trzech faz (równowagowy kąt zwilżania).
Do wyznaczania swobodnej energii powierzchniowej tworzyw wykorzystuje się równanie Younga w formie przekształconej (2):
𝛾𝑆= 𝛾𝑆𝐿+ 𝛾𝐿cos θ (2) gdzie:
𝛾𝑆 – swobodna energia powierzchniowa ciała stałego;
𝛾𝑆𝐿 – swobodna energia powierzchniowa ciała stałego w kontakcie z cieczą;
𝛾𝐿 – swobodna energia powierzchniowa cieczy pomiarowej.
Występujące w równaniu (2) wartości 𝛾𝐿 oraz θ można wyznaczyć na podstawie pomiarów, jednakże wyznaczenie pozostałych dwóch wielkości: 𝛾𝑆 i 𝛾𝑆𝐿
wymaga przyjęcia dodatkowych założeń o związkach, zachodzących między poszczególnymi wielkościami 𝛾𝐿, 𝛾𝑆 i 𝛾𝑆𝐿. Badania naukowe, prowadzone w tej dziedzinie, doprowadziły do określenia rożnych metod wyznaczania wartości swobodnej energii powierzchniowej materiałów. Podstawowe znaczenie dla obliczeń swobodnej energii powierzchniowej materiałów polimerowych ma metoda Owensa-Wendta.
2.2.2. Metody obliczeń SEP materiałów polimerowych oparte na metodzie Owensa-Wendta
Zastosowany w analizach model Owensa-Wendta wymaga stosowania dwóch cieczy (jednej polarnej oraz drugiej dyspersyjnej). Stosując ten model, otrzymuje się przybliżenie, uznając średnią geometryczną 𝛾𝑆𝑝 (powierzchni) i 𝛾𝐿𝑝 (cieczy) składowych polarnych. W modelu Owensa-Wendta wykorzystuje się następujące wzory analityczne (3) i (4):
𝛾𝑆= 𝛾𝑆𝑑+ 𝛾𝑆𝑝 (3) gdzie:
𝛾𝑆𝑑 – składowa dyspersyjna (Lifshitza-Van der Wallsa {LW}) 𝛾𝑆𝑝 – składowa polarna (Lewis kwas–zasada {AB}):
𝛾𝐿(1 + cos 𝜃) = 2√𝛾𝑆𝑑∙ 𝛾𝐿𝑑+ 2√𝛾𝑆𝑝∙ 𝛾𝐿𝑝 (4)
Tabela 1. Ciecze stosowane w badaniach SEP Nazwa cieczy
testowej
Napięcie powierzchniowe
[mN/m]
Częśc dyspersyjna
[mN/m]
Część polarna [mN/m]
woda 72.80 21.80 51.00
dijodometan 50.80 50.80 0.00
glikol etylenowy 47.70 30.90 16.80
glicerol 63.40 37.00 26.40
heksadekan 27.60 27.60 0.00
α-bromonaftalen 44.60 44.60 0.00
fenylometanol 38.90 29.00 9.90
dekalina 30.60 30.60 0.00
W równaniu (4) są obecne dwie niewiadome 𝛾𝑆𝑑 oraz 𝛾𝑆𝑝, zatem nie wystarcza ono do wyznaczenia wartości swobodnej energii powierzchniowej. W związku z tym w pomiarach kąta zwilżalności wykorzystuje się dwie ciecze, co prowadzi do uzyskania układu równań liniowych ze współczynnikami o stałych wartościach (5):
{𝑥 + 𝑎𝑦 = 𝑏(1 + cos 𝜃1)
𝑥 + 𝑐𝑦 = 𝑑(1 + cos 𝜃2) (5)
W powyższym równaniu (5) a, b, c, d są to współczynniki związane z cieczami pomiarowymi, θ1, θ2 – są wartościami kątów zwilżania, oznaczonymi z użyciem dwóch cieczy pomiarowych, a niewiadome x i y: 𝑥 = √𝛾𝑆𝑑, 𝑦 = √𝛾𝑆𝑝 Do pomiarów kątów zwilżania wybiera się dwie ciecze o rożnych charakterach, co pozwala na ograniczenie wpływu błędów w określaniu wartości składowych 𝛾𝐿𝑑, 𝛾𝐿𝑝, najczęściej stosuje się dijodometan i wodę.
Wśród innych metod określania SEP dla materiałów polimerowych wyróżnia się metoda Zismana, służąca do wyznaczania tzw. krytycznej swobodnej energii powierzchniowej 𝛾𝐶. W pomiarach wykorzystuje się kilka cieczy z danego szeregu homologicznego, a na podstawie wyników doświadczalnych generuje się wykres w układzie współrzędnych, w którym oś odciętych stanowi wartość 𝛾𝐿 wykorzystanych cieczy, na osi rzędnych natomiast definiuje się cosinus kątów zwilżania θi. Wartości cos 𝜃 wykorzystanych w badaniach cieczy z szeregu n-alkanów formują w przybliżeniu linię prostą, a ekstrapolacja wykresu do punktu cos 𝜃 = 1 pozwala wyznaczyć 𝛾𝐶 równej wartości odciętej w tym punkcie. W ten sposób można wyznaczyć równanie prostej (6) w zdefiniowanym układzie współrzędnym, w którym b jest współczynnikiem kierunkowym prostej:
cos 𝜃 = 1 + 𝑏(𝛾𝐶+ 𝛾𝐿) (6).
Wykorzystując równania (2) i (6) dla badanego materiału, można opisać zależność między swobodną energią powierzchniową (𝛾𝑆) a krytyczną swobodną energią powierzchniową (𝛾𝐶):
𝛾𝑆=(𝑏𝛾𝐶+1)
2
4𝑏 (7).
2.3. Aparatura pomiarowa
Pomiar kąta zwilżania kroplą cieczy naniesioną na nieruchome podłoże należy wykonać przy użyciu aparatu Krüss DSA25E (Rys. 8) sprzężonego z komputerem z zainstalowanym oprogramowaniem Advanced do pomiaru kąta zwilżania i analizy wyników. Kroplę cieczy pomiarowej należy nanosić na podłoże przy użyciu strzykawki o automatycznym systemie dozowania, zamontowanej nad badanym podłożem. Badane materiały należy umieścić na stoliku pomiarowym.
Zdjęcia kropli oraz wyznaczenie kąta zwilżania metodą geometryczną wykonywane są automatycznie przez oprogramowanie aparatu.
Rys. 8. Schemat aparatu Krüss DSA25E
2.4. Wykonanie ćwiczenia
1) Przygotować roztwory zwilżające: wodę destylowaną i dijodometan.
2) Włączyć goniometr Krüss DSA25E, komputer. Na pulpicie otworzyć folder Pomiary/Blok specjalistyczny i utworzyć nowy folder pod nazwą grupy.
3) Otworzyć aplikację Advanced, wybrać rodzaj pomiaru Sessile Drop i templat Blok specjalistyczny (Rys. 9). Wprowadzić nową nazwę pomiaru w obszarze pracy programu (Rys. 10).
Rys. 9. Ekran startowy programu Advanced
Rys. 10. Obszar pracy programu Advanced
4) Napełnić strzykawkę cieczą wzorcową poprzez wybór funkcji Refill.
Strzykawka 1 dedykowana jest dla wody, strzykawka 2 dla dijodometanu.
5) Ustawić igłę w górnej części pola kamery. Ustawić ostrość i skalibrować obraz na podstawie znajomości średnicy strzykawki równej 0.5 mm.
Rys. 11. Okno widoku kamery goniometru
Rys. 12. Kalibracja obrazu
6) Nadać programowi odpowiednie parametry pomiarowe w oknie Automation program, takie jak rozmiar kropli, prędkość dozowania, liczba powtórzeń pomiarów, odstępy czasowe ich wykonania.
Lp. Parametr Wartość
1 objętość kropli 1 µl 2 prędkość dozowania 0.2 µl 3 algorytm dopasowania
kształtu kropli Eclipse 4 odstęp czasowy między
dozowaniem a pomiarem 1 s 5 ilość powtórzeń pomiaru 3 7) Umieścić badaną próbkę na stoliku pod igłą.
8) Rozpocząć procedurę pomiarową, poprzez naciśnięcie przycisku Start automation. W pierwszej kolejności wykonać pomiary przy użyciu wody.
9) Gdy na ekranie pojawi się komunikat, położyć kroplę na powierzchni próbki.
Kliknąć Continue. Rozpocznie się automatyczny zapis wyników.
10) Należy wykonać po 3 krople dla jednej próbki.
11) Procedurę powtórzyć z użyciem dijodometanu. W tym celu należy zmienić strzykawkę.
12) Wszystkie wyniki pomiarów kąta zwilżania znajdują się w zakładce Results (Rys. 13). Wyniki swobodnej energii powierzchniowej znajdują się w zakładce SFE calculations (Rys. 14).
Rys. 13. Wyniki pomiarów kąta zwilżania
Rys. 14. Wyniki obliczeń swobodnej energii powierzchniowej
13) Po zakończeniu pełnego pomiaru eksportować wyniki do formatu .xlsx. Należy także zapisać po jednym zdjęciu kropli dla danej próbki dla pomiarów wodą i dijodometanem.
Źródła:
[1] Żenkiewicz M, Analiza głównych metod badania swobodnej energii powierzchniowej materiałów polimerowych, Polimery 2007, 52, 10, 760–
767.
[2] Żenkiewicz M, Adhezja i modyfikowanie warstwy wierzchniej tworzyw wielkocząsteczkowych, Wydawnictwo Naukowo-Techniczne, Warszawa 2000.
[3] Park JB, Bronzino JD, Biomaterials: Principles and applications, CRC Press, Nowy Jork, USA 2003.
[4] Ratner BD et al, Biomaterials Science: An Introduction to Materials in Medicine, Elsevier, New York, USA 2004.
[5] Goddard JM, Hotchkiss JH, Polymer surface modification for the attachment of bioactive compounds, Progress Polym. Sci. 2007, 32, 698–725.
[6] Xu LC, Effect of surface wettability and contact time on protein adhesion to biomaterial surfaces, Biomaterials 2007, 28, 3273–3283.
[7] Kaczmarek H, Bajer K: Metody badania biodegradacji materiałów polimerowych, Polimery 2006, 51, (10), 716–721.
[8] Kim MS, Khang G, Lee HB, Gradient polymer surfaces for biomedical applications, Progress Polym. Sci. 2008, 33, 1, 138–164.
[9] Baier RE, The role of surface energy in thrombogenesis, Bull. N.Y. Acad. Med. 1972, 48, 2, 257–272.
[10] Van Oss CJ, Hydrophobicity and hydrophilicity of biosurfaces, Curr. Opin. Colloid Interface Sci. 1997, 2, 503–512.
[11] Liber-Kneć A, Łagan S, Zastosowanie pomiarów kąta zwilżania i swobodnej energii powierzchniowej do charakterystyki powierzchni polimerów wykorzystywanych w medycynie, Polim. Med. 2014, 44, 1, 29–37.
[12] Handbook of Microscopy, DOI: 10.1016/C2013-0-04139-4.
[13] Microscopy Techniques for Materials Science,
https://www.sciencedirect.com/book/9781855735873/microscopy techniques-for- materials-science#book-description.
[14] Microscopy of Ceramics and Cements, DOI: 10.1016/C2013-0-12053-3.
[15] Pluta M., Mikroskopia optyczna, Wydawnictwo Naukowe PWN, ISBN 83-01-02835- 1.
[16] Sazaki G., Nagashima K., Murata K., Furukawa Y., In-situ observation of crystal surfaces by optical microscopy, Progress in Crystal Growth and Characterization of Materials, Volume 62, Issue 2, 2016, Pages 408-412.
[17] Woolnough L., The Stereomicroscope: Understanding and Using, Quekett Microscopical Club, ISBN 978-0956459107.
[18] https://www.e-mikroskopy.pl/mikroskopy-stereoskopowe/olympus.
[19] The History of Stereo Microscopy: https://www.leica-microsystems.com/science- lab/the-history-of-stereo-microscopy-part-iii/
[20] Anastasios J. Sakalis, Nikolaos A. Kazakis, Nikolaos Merousis, Nestor C. Tsirliganis, Study of Neolithic pottery from Polyplatanos (Imathia) using micro X-ray fluorescence spectroscopy, stereoscopic microscopy and multivariate statistical analysis, Journal of Cultural Heritage, Volume 14, Issue 6, 2013, Pages 485-498.
[21] Nothnagle PE, Chambers W., Davidson M.W., Introduction to stereomicroscopy, https://www.microscopyu.com.
[22] Gacek G., Stereoskop, narzędzie niedoceniane,
http://www.postepybiochemii.pl/pdf/1_2017/68.pdf.
[23] Zimmer K. P., Optical designs for stereomicroscopes. Proc SPIE, 3482, 1998, 690- 697.
