Leczenie infekcji kości wywołanych przez drobnoustroje w formie biofilmowej za pomocą antybiotyków i eksperymentalnych środków przeciwdrobnoustrojowych

(1)

LECZENIE INFEKCJI KOŚCI WYWOŁANYCH PRZEZ

DROBNOUSTROJE W FORMIE BIOFILMOWEJ ZA POMOCĄ

ANTYBIOTYKÓW I EKSPERYMENTALNYCH ŚRODKÓW

PRZECIWDROBNOUSTROJOWYCH

TREATMENT OF BONE INFECTIONS CAUSED BY BIOFILMFORMING MICROORGANISMS, WITH

ANTIBIOTICS AND EXPERIMENTAL ANTIMICROBIAL AGENTS

STRESZCZENIE: Infekcje kości wywoływane przez drobnoustroje w formie biofilmowej stano-wią istotny problem kliniczny. Ze względu na patomechanizm wyróżnia się zakażenia krwiopo-chodne oraz wtórne. W postępowaniu diagnostyczno-terapeutycznym stosuje się klasyfikację anatomiczną według Ciernego-Madera. Ważną rolę w diagnozowaniu odgrywają metody ob-razowania: rezonans magnetyczny, tomografia komputerowa i ultrasonografia. Najczęstszymi czynnikami etiologicznymi zakażeń kości są: Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa oraz Escherichia coli. Drobnoustroje te tworzą na powierzchni kości wielowarstwową strukturę biofilmu. Wybór farmakoterapii opiera się na zdolności penetracji substancji czynnej do tkan-ki kostnej. W zależności od etiologii zakażenia, najczęściej stosuje się: antybiotydo tkan-ki beta-lakta-mowe oraz wankomycynę, daptomycynę, fluorochinolony, kotrimoksazol i fosfomycynę. W le-czeniu miejscowym zakażeń kości można wykorzystywać także antybiotyki związane z nośni-kami, takimi jak: polimetakrylan metylu, gąbka kolagenowa, hydroksyapatyt, biodegradowal-ne syntetyczbiodegradowal-ne polimery, nanożele, bifosfoniany oraz nanobiomateriały liposomalbiodegradowal-ne. Badania przydatności małych peptydów przeciwdrobnoustrojowych do zwalczania infekcji kości wciąż znajdują się na etapie eksperymentów in vitro. Struktura, funkcje i metody detekcji oraz erady-kacji biofilmu w dalszym ciągu stanowią przedmiot intensywnych badań.

SŁOWA KLUCZOWE: bioﬁlm, Staphylococcus aureus, środki przeciwdrobnoustrojowe, zakaże-nia kości

ABSTRACT: Osteomyelitis caused by microorganisms in a biofilm form are serious clinical pro-blem. Due to the pathophysiological mechanism may be distinguished haematogenous or contiguous osteomyelitis. In diagnostic and therapeutic procedures anatomical classification by Cierny-Mader has been used. Imaging techniques – magnetic resonance imaging, com-puted tomography, ultrasonography – play a crucial role in diagnosing. Common etiologi-cal factors in bone infections are Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa and Esche-richia coli. These organisms form multilayer structure of biofilm on the surface of bone. The choice of pharmacological treatment is based on the ability of penetration of the active sub-stance to the bone. Depending on the etiology of infection, the most widely used antibio-tics are beta-lactams and vancomycin, daptomycin, quinolones, co-trimoxazole, and fosfomy-cin. In the local treatment of bone infections, antibiotics conjugated to carriers such as poly-(methyl methacrylate), a collagen sponge, hydroxyapatite, biodegradable synthetic polymers, nanogels, bisphosphonates, and a liposomal nanobiomaterials may be used. Trials of applica-bility of small antimicrobial peptides to combat osteomyelitis are still in the in vitro stage. The structure, functions and methods of detection and eradication of the biofilm are still the sub-ject of intensive research.

KEY WORDS: antimicrobial peptides, bioﬁlm, osteomyelitis, Staphylococcus aureus

Zakład Mikrobiologii Farmaceutycznej i Parazytologii Uniwersytetu Medycznego we Wrocławiu

} RUTH DUDEKWICHER

Zakład Mikrobiologii Farmaceutycznej i Parazytologii,

Uniwersytet Medyczny we Wrocławiu, ul. Borowska 211a, 50-556 Wrocław, e-mail: r.dudek.wicher@gmail.com Wpłynęło: 24.03.2017

Zaakceptowano: 18.04.2017 DOI: dx.doi.org/10.15374/FZ2017018

(2)

WSTĘP

Infekcje kości są najstarszą udokumentowaną jednostką chorobową. Pierwsze opisy dotyczące zakażeń kości, spo-rządzone przez Hipokratesa, pochodzą z V wieku p.n.e. [1]. Obecnie zakażenia tego typu są ważną przyczyną trwałego kalectwa – zarówno u dzieci, jak i u dorosłych na całym świe-cie. Infekcje kości mogą prowadzić do martwicy, zniszczenia kości czy też septycznego zapalenia stawów. Szczyt zachoro-wań obserwuje się u dzieci poniżej 5. roku życia oraz u osób dorosłych powyżej 50. roku życia [2]. Do rozwoju stanów zapalnych kości może dojść w wyniku rozprzestrzeniania się infekcji z sąsiednich tkanek miękkich i stawów, za pośred-nictwem drogi krwiopochodnej lub w wyniku bezpośred-niego przenikania bakterii do kości (na skutek urazu lub in-gerencji chirurgicznej) [1, 3]. Infekcje kości są bolesne dla pacjentów i – pomimo rozwoju medycyny – nadal sprawiają lekarzom wiele trudności. Również diagnostyka tych zaka-żeń nastręcza problemów z racji niespecyficznych objawów w obrazie patofizjologicznym oraz klinicznym. Tymczasem wczesna diagnoza wpływa na skuteczność leczenia. Poszcze-gólne rodzaje infekcji kości wymagają zróżnicowanych stra-tegii terapeutycznych i chirurgicznych, dlatego w celu osią-gnięcia sukcesu potrzebne jest podejście interdyscyplinarne. Niezbędne jest wykorzystanie wiedzy z zakresu wielu dzie-dzin medycyny: chorób zakaźnych, chirurgii ortopedycznej, szczękowej, plastycznej i naczyniowej (szczególnie w przy-padku skomplikowanych przypadków utraty tkanek mięk-kich) [4–6]. Ważną rolę w ustaleniu diagnozy oraz stop-nia rozprzestrzestop-niastop-nia się choroby odgrywają metody ob-razowania, takie jak: USG, tomografia komputerowa czy re-zonans magnetyczny [7]. W większości przypadków przy-czyną infekcji kości są drobnoustroje występujące w formie biofilmowej, czyli jako wielowarstwowa i często wielogatun-kowa struktura (posiadająca kanały wodne, zorganizowa-ny sposób komunikowania się określazorganizowa-ny mianem quorum sensing oraz o wysokim poziomie transferu mechanizmów oporności na antybiotyki).

Struktura, funkcje i metody detekcji oraz eradykacji bio-filmu są w dalszym ciągu przedmiotem intensywnych ba-dań. Zaprezentowany w artykule przegląd piśmiennictwa ma na celu przybliżyć patomechanizm infekcji kości oraz obecnie stosowane metody leczenia.

PATOMECHANIZM I KLASYFIKACJA INFEKCJI

KOŚCI

Klasyfikacja zakażeń kości została opracowana na pod-stawie patomechanizmu infekcji. Wyróżnia się infekcje, do rozwoju których doszło za pośrednictwem drogi krwio-pochodnej (około 20% zakażeń, głównie wśród noworod-ków i dzieci) oraz zakażenia wtórne, powstałe w wyniku

naruszenia ciągłości tkanek i przedostania się bakterii do kości z tkanek przylegających bądź ze środowiska ze-wnętrznego [1].

Zakażenia na drodze krwiopochodnej dotyczą głów-nie kości długich (kość udowa, piszczelowa) oraz kręgów. Ma to związek z budową anatomiczną tych struktur. W miej-scach nasady kości długich u osób dorosłych przepływ krwi w naczyniach włosowatych jest wolny, co stwarza warun-ki umożliwiające drobnoustrojom miejscową kolonizację i wywołanie stanu zapalnego [8]. Natomiast u dzieci nasady kości długich są mocno unaczynione, gdyż to w tym scu obserwuje się ich intensywny wzrost. Dlatego też miej-sca te są szczególnie wrażliwe na nawet najmniejsze ura-zy [9]. Kręgi unaczynione są przez unikalne naczynia żylne nieposiadające zastawek. Umożliwia to wsteczny przepływ krwi ze splotu miednicy i ułatwia bakteriom inwazję do po-szczególnych odcinków kręgosłupa, szczególnie odcinka lę-dźwiowego, a następnie piersiowego i szyjnego [10, 11]. Ta-kie zakażenia stanowią 2–7% przypadków infekcji drogą krwiopochodną [12]. U podstaw zakażeń krwiopochod-nych u dorosłych pacjentów często leżą inne schorzenia, ta-kie jak: cukrzyca, nowotwór oraz przewlekła choroba nerek. Ryzyko wystąpienia tego typu infekcji zwiększa także do-żylne zażywanie narkotyków [13]. Dominującą grupę zaka-żeń kości u osób dorosłych stanowią wtórne infekcje kości. Do zainfekowania dochodzi zwykle w wyniku przerwania ciągłości tkanki zakażonej i przeniknięcia drobnoustrojów do kości. Jednak ten typ zakażenia powstaje także po bez-pośrednim przeniknięciu drobnoustrojów do tkanki kost-nej, np. podczas procedury chirurgicznej (zakażenia szpital-ne, urazy) lub po wprowadzeniu do organizmu pacjenta cia-ła obcego (endoprotezy) [10]. Do infekcji wtórnych można zaliczyć infekcje kości bez uogólnionej niewydolności na-czyniowej oraz z uogólnioną niewydolnością naczyniową.

Wtórne zakażenia kości z uogólnioną niewydolnością naczyniową dotyczą w przeważającej części diabetyków i powstają w przebiegu zespołu stopy cukrzycowej (ZSC). Do rozwoju infekcji najczęściej dochodzi w kościach stopy, skokowej, piętowej czy strzałkowej [14].

W postępowaniu diagnostyczno-terapeutycznym po-wszechnie wykorzystuje się klasyfikację anatomiczną we-dług Cierny i Madera z 1984 roku (Tabela 1) [15, 16].

Klasyfikacja według Waldvogela bazuje na patomechani-zmie i czasie trwania zakażenia; jej zastosowanie kliniczne jest niewielkie [17].

DIAGNOSTYKA

Wstępna ocena służy określeniu rodzaju infekcji i zakla-syfikowaniu jej według podanych wyżej schematów. Kolej-nym krokiem w procesie diagnostyczKolej-nym jest wykonanie ba-dań radiologicznych, takich jak: rentgen (RTG), tomografia

(3)

komputerowa (CT), rezonans magnetyczny (MRI), scynty-grafia, badanie ultrasonograficzne (USG) oraz bardzo czu-ła pozytonowa tomografia emisyjna (PET) [7]. Następnie wykonuje się badania nieradiologiczne specyficzne (wymaz z płynów bądź tkanek pobranych okołooperacyjnie) oraz niespecyficzne (tj.: morfologia krwi, odczyn Biernackiego (OB), poziom białka C-reaktywnego (CRP), posiew z krwi, poziom kreatyniny, próby wątrobowe) [18, 19].

Rozpoznanie czynnika etiologicznego należy do zadań diagnostyki mikrobiologicznej. Zgodnie z zaleceniami, ba-dania mikrobiologiczne należy wykonać przed podjęciem antybiotykoterapii. Umożliwia to wybór antybiotyku dobrze penetrującego do kości, bezpiecznego i obarczonego mniej-szym ryzykiem indukowania oporności [20, 21]. W przy-padku infekcji krwiopochodnych pozytywny wynik posie-wu z krwi pacjenta eliminuje konieczność wykonania biop-sji kości. Wykazano, że wymaz z przetoki odprowadzającej płyn ropny stanowi wiarygodne potwierdzenie obecności Staphylococcus aureus jako czynnika etiologicznego zaka-żeń przewlekłych. Jednak metoda ta nie pozwala na jedno-znaczne potwierdzenie obecności Staphylococcus epidermi-dis oraz bakterii Gram-ujemnych [22]. Uważa się, że przy-czyną ostrych zakażeń kości są bakterie w postaci plank-tonicznej (niezwiązanej, ang. free-swimming). Występują one w tkankach i płynach w wysokich stężeniach; stosun-kowo łatwo można uzyskać jednoznaczny wynik z ich ho-dowli. Natomiast przewlekłe, podostre infekcje są trudniej-sze do zdiagnozowania, gdyż często ich przyczyną jest bio-film bakteryjny [23, 24]. Znacznie różni się on fenotypem od bakterii planktonicznych. Wykazano, iż za pomocą tra-dycyjnych metod hodowli możliwe jest wykrycie biofilmu w 30%, natomiast badania histopatologiczne czy też mikro-skopowe zapewniają 80–90% czułości detekcji [25].

Dodatni posiew z wymazu z rany lub przetoki może oznaczać zarówno wynik fałszywie dodatni (hodowla

drobnoustroju, który nie powoduje zakażenia kości), jak i fałszywie ujemny (brak wzrostu mimo aktywnego zakaże-nia bakteryjnego).

W badaniach przeprowadzonych na grupie 50 pacjentów z przewlekłym zapaleniem kości wykazano, że częstość wy-ników fałszywie dodatnich wyniosła 40%, a wywy-ników fał-szywie ujemnych – 50%. Zgodność stwierdzanych drobno-ustrojów w wymazie z przetoki i biopsji kości stwierdzono jedynie w 19% przypadków, gdy etiologię zakażenia stano-wiły inne drobnoustroje niż Staphylococcus aureus i w 38%, gdy przyczyną zakażenia była właśnie ta bakteria [26]. Do niepowodzeń w identyfikacji mikrobiologicznej może dojść na skutek niewłaściwego pobrania próbki czy zasto-sowania nieodpowiedniego podłoża hodowlanego. Drobno-ustroje w formie biofilmowej mogą występować także jako komórki żywe, lecz niedające się hodować (ang. viable but nonculturable – VBNC) – ich identyfikacja wymaga zasto-sowania technik molekularnych, takich jak reakcja łańcu-chowa polimerazy (ang. polymerase chain reaction – PCR) czy macierze DNA [27–29].

CZYNNIKI ETIOLOGICZNE ZAKAŻEŃ KOŚCI

Infekcje kości są wywoływane głównie przez bakterie ro-potwórcze, będące komensalami zdrowej flory jamy ustnej.

W przypadku infekcji krwiopochodnych dotyczących kości długich, czynnikiem etiologicznym jest zazwyczaj je-den gatunek bakterii, natomiast zakażenia kręgów to głów-nie zakażenia mieszane. W przypadku wtórnych infekcji bez uogólnionej niewydolności naczyniowej najczęściej izoluje się S. aureus oraz gronkowce koagulazo-ujemne [8, 30].

U pacjentów z wtórnym zakażeniem kości oraz z uogól-nioną niewydolnością naczyniową (ZSC) wykrywany jest głównie S. aureus, a następnie kolejno: koagulazo-ujemne

KLASYFIKACJA ANATOMICZNA KLASYFIKACJA FIZJOLOGICZNA

Typ I – postać szpikowa

Zakażenie ograniczone do jamy szpikowej, w mecha-nizmie krwiopochodnego zakażenia lub wszczepienia ciała obcego do jamy szpikowej

Typ A Pacjent bez schorzeń dodatkowych, które mogą wpływać na go-jenie rany

Typ II – postać powierzchow-na

Zakażenie powstałe przez ciągłość, obejmuje jedynie część korową kości

Typ B Pacjent ze schorzeniami ogólnymi lub miejscowymi, które wpły-wają na przebieg kliniczny zakażenia

Typ III – postać ograniczona

Zakażenie obejmuje całą grubość warstwy korowej ko-ści, ale martwak może być usunięty bez ryzyka powsta-nia niestabilności kości

Typ Bl (local) Ogólne niedożywienie, niewydolność nerek lub wątroby, cu-krzyca, przewlekła hipoksja, niedobór odporności, choroba no-wotworowa, podeszły wiek

Typ Bs (systemic)

Przewlekły obrzęk limfatyczny lub żylny, niedokrwienie tętni-cze, rozległa blizna, włóknienie poradiacyjne, neuropatia, niko-tynizm, choroby małych naczyń

Typ IV – postać rozległa

Proces na tyle rozległy, że wymaga chirurgicznego usu-nięcia segmentu kości, co prowadzi do utraty stabilno-ści kostabilno-ści długiej

Typ C Leczenie bardziej okaleczające niż samo zapalenie kości

(4)

gronkowce Streptococcus sp., Enterococcus sp., Gram-ujemne pałeczki (głównie Escherichia coli i Pseudomonas aerugino-sa) oraz bakterie beztlenowe [14].

Szacuje się, że ponad ⅓ zakażeń wywoływanych przez S. aureus jest spowodowanych szczepami MRSA (ang. me-thicillresistant Staphylococcus aureus). Dlatego też in-fekcje o tej etiologii uważa się za najbardziej problematycz-ne [31]. Chociaż zakażenia kości wywoływane są w głów-nej mierze przez bakterie, postępowanie diagnostyczne po-winno objąć także badania mykologiczne. Grzybicze infek-cje kości są zjawiskiem rzadkim i cechują się zazwyczaj ła-godnym przebiegiem. Są to zakażenia oportunistyczne, wy-stępujące u pacjentów z obniżoną odpornością, np. po za-biegach ekstrakcji [32].

Spotykane są zakażenia kości, których czynnikami etio-logicznymi są grzyby z rodzaju: Candida spp., Histoplasma spp., Cryptococcus spp., Sporothrix schenckii, Blastomyces dermatitidis oraz Aspergillus spp. [33, 34]. Mniej powszech-nymi czynnikami etiologiczpowszech-nymi są Mycobacterium spp. oraz Brucella spp. [35–37].

Rodzaj patogenów uczestniczących w zakażeniach mie-szanych jest ściśle związany z wiekiem pacjenta.

Wśród patogenów wywołujących zakażenia na drodze krwiopochodnej można wyszczególnić:

t u noworodków – S. aureus, Streptococcus agalactiae oraz pałeczki Gram-ujemne;

t u niemowląt powyżej 1. miesiąca życia – S. aureus, S. agalactiae, E. coli;

t u dzieci – S. aureus, Streptococcus pyogenes, Haemo-philus influenzae oraz gronkowce koagulazo-ujem-ne, Kingella kingae;

t u dorosłych – głównie S. aureus, gronkowce koagu-lazo-ujemne i pałeczki Gram-ujemne, a także Serra-tia marcescens i Pseudomonas aeruginosa [9, 30]. Wśród patogenów wywołujących zakażenia wtórne moż-na wymienić:

t zakażenia pourazowe – S. aureus, pałeczki Gram- -ujemne, gronkowce koagulazo-ujemne, beztlenowce; t zakażenia pooperacyjne – S. aureus, gronkowce

ko-agulazo-ujemne, Enterococcus faecalis, pałeczki Gram-ujemne, Candida spp.;

t zespół stopy cukrzycowej – S. aureus, gronkowce ko-agulazo-ujemne, paciorkowce, E. faecalis, pałeczki Gram-ujemne, beztlenowce [16, 28, 38].

Powszechnym patogenem współistniejącym z S. aureus w infekcjach kości jest Staphylococcus epidermidis [39]. Jest on obecny w 90% zakażeń, które wystąpiły po śródoperacyj-nej implantacji endoprotez. Gronkowce są bakteriami naj-częściej rezydującymi w postaci biofilmów, a razem z Pseu-domonas aeruginosa stanowią 75% biofilmów związanych z obecnością biomateriałów [40–42].

Niedawno opisano przypadek wyizolowania drobno-ustroju Morganella morganii (Enterobacteriaceae) z ogniska

zakaźnego w proksymalnej części prawej kości piszczelowej u 56-letniego pacjenta. M. morganii jest patogenem niety-powym, gdyż stanowi fizjologiczną florę ludzkiej okrężni-cy i powoduje zakażenia oportunistyczne u chorych z ob-niżoną odpornością. Ponadto do tej pory doniesienia o in-fekcjach wywołanych przez biofilm M. morganii należa-ły do rzadkości. Obecność drobnoustroju potwierdzono w licznych badaniach biochemicznych, a zdolność do two-rzenia biofilmu wykryto techniką in vitro opracowaną przez Stepanoviča i wsp., na podstawie określania gęstości optycz-nej (ang. optical density – OD) [43]. W leczeniu zastoso-wano dożylną kombinację piperacyliny i tazobaktamu oraz amikacynę przez 6 tygodni. W powyższym badaniu wyka-zano, iż Morganella morganii może być potencjalnym czyn-nikiem etiologicznym przewlekłego zapalenia kości [44]. Określone gatunki bakterii (patogeny wewnątrzkomórko-we) są w stanie wniknąć, przetrwać, a nawet rozmnażać się w obrębie komórek tkanki gospodarza. Zjawisko to wy-stępuje najczęściej w komórkach nabłonka i osteoblastach. W ten sposób bakterie unikają odpowiedzi immunologicz-nej. Chronią się także przed działaniem wysokiego stęże-nia antybiotyków obecnych w przestrzeni pozakomórkowej, które jest wynikiem prowadzonej antybiotykoterapii.

W badaniu McConoughey’a i wsp. wykazano obecność małych kolonii S. aureus o fenotypie tworzącym biofilm, dzięki czemu udowodniono potencjalny związek mię-dzy występowaniem biofilmu i inwazją powierzchniową po wszczepieniu implantu stawu kolanowego [45]. Ekspe-rymentalne badania wykazały, że bakterie, takie jak Sta-phylococcus, Streptococcus, Pseudomonas i Escherichia coli, stanowiące główne przyczyny zakażeń kości, często bytu-ją w postaci biofilmu wielowarstwowego. Mabytu-ją zdolność przywierania do podłoża i w ciągu kilku minut tworzą mikrokolonie. Po 2–4 dniach stają się w pełni dojrzałym biofilmem, który jest niezwykle oporny na środki biobój-cze. Z peryferyjnych części dojrzałego biofilmu następu-je dyspersja (uwalnianie) komórek w formie planktonicz-nej, które migrując poszukują nowych nisz do zasiedlania. W ten sposób biofilm przystosowuje się do zmian środo-wiskowych i stanowi źródło zakażenia w organizmie czło-wieka [46, 47].

Biofilm jest różnorodną, dynamiczną strukturą, któ-ra może składać się z jednego rodzaju gatunku bakterii lub grzyba bądź być wielogatunkowa. Struktura ta ulega cią-głym przebudowom [48, 49]. W jednym z badań udowod-niono, że tworzenie się biofilmu nie jest konieczne do wy-wołania poważnych infekcji [50.] Jednakże biofilm bakteryj-ny jest trudbakteryj-ny do zwalczenia, wykazuje oporność na mecha-nizmy obronne organizmu i czynniki środowiskowe. Zdol-ność bakterii do tworzenia tej struktury jest najważniej-szym czynnikiem rozwoju przewlekłego zapalenia kości. Dlatego też terapie ukierunkowane na to zjawisko zasługują na szczególną uwagę [51].

(5)

SPOSOBY LECZENIA

Dobór antybiotyków wykorzystywanych w leczeniu za-każeń kości musi być oparty na ich zdolności penetra-cji do tkanki kostnej. Parenteralnie stosuje się beta-lakta-my (penicyliny, cefalosporyny, karbapenebeta-lakta-my) oraz wan-komycynę i daptomycynę. Po przeanalizowaniu właściwo-ści farmakokinetycznych, w leczeniu mają zastosowanie na-stępujące antybiotyki doustne: fluorochinolony, kotrimok-sazol i fosfomycyny w zakażeniach spowodowanych przez Gram-ujemne pałeczki. Kotrimoksazol, klindamycynę i li-nezolid wykorzystuje się w przypadku infekcji wywołanych bakteriami Gram-dodatnimi [52]. Ministerstwo Zdrowia zamieściło terapeutyczne rekomendacje dla ortopedów do-tyczące zakażeń kości w „Narodowym Programie Ochrony Antybiotyków na lata 2011–2015”. Przedstawiono je w Ta-beli 2 i 3.

W piśmiennictwie naukowym obserwuje się także inne algorytmy leczenia, które warte są omówienia.

W większości przypadków główną przyczyną zakażeń kości są gronkowce. Terapia empiryczna opiera się w pierw-szej kolejności na dożylnym podaniu penicyliny. W przy-padku MRSA stosuje się nafacylinę oraz jako alternatywę: cefazolinę, klindamycynę, wankomycynę, cyprofloksacynę oraz lewofloksacynę. Aktywność wobec S. aureus wykazu-ją także flukloksacylina i cefazolina 1. Szczepy MRSA pozo-stają wrażliwe również na kwas fusydowy. Działa on bakte-riostatycznie poprzez hamowanie syntezy białek. Ze wzglę-du na szybki rozwój oporności, stosowany jest zwykle w po-łączeniu z innymi antybiotykami, np. erytromycyną czy ry-fampicyną [52, 53]. U dzieci poniżej 4. roku życia, u któ-rych podłożem infekcji są bakterie Staphylococcus lub

Haemophilus bądź pałeczki Gram-ujemne, stosuje się ce-falosporyny albo amoksycylinę z kwasem klawulanowym. U pacjentów zainfekowanych ludzkim wirusem niedoboru odporności (ang. human immunodeficiency virus – HIV) oraz uzależnionych od substancji narkotycznych stosuje się antybiotyki o szerokim spektrum, tj. cefalosporyny III ge-neracji lub gentamycynę i flukloksacylinę w terapii skoja-rzonej [18, 19]. W przypadku zakażenia kości długich po-czątkowe leczenie antybiotykiem można rozpocząć od klin-damycyny, cyprofloksacyny, nafacyliny lub od wankomycy-ny, gdy podejrzewa się infekcję MRSA, MRSE (ang. methi-cillin-resistant Staphylococcus epidermidis; metycylinoopor-ny Staphylococcus epidermidis) lub Enterococcus spp. Wyjąt-kiem są dzieci, u których powinno stosować się aminogli-kozydy [54].

Skutecznym antybiotykiem z grupy lipopeptydów okaza-ła się daptomycyna. Po dożylnym podaniu pojedynczej daw-ki minimalne stężenie hamujące (ang. minimal inhibitory concentration – MIC) daptomycyny w kości było powyżej MIC w surowicy dla S. aureus u ogółu pacjentów. Średni od-setek penetracji do kości wyniósł 9,0% (zakres międzykwar-tylowy (IQR) – 4,4–11,4).

Wyniki te potwierdzają słuszność wykorzystania dap-tomycyny w leczeniu zakażeń kości i stawów spowodowa-nych przez Staphylococcus aureus [55]. Ponieważ antybioty-ki nie penetrują do kości zdewitalizowanej, najczęściej ko-nieczne jest jej chirurgiczne oczyszczenie z elementów mar-twiczych [56]. Fakt ten wykorzystano w badaniu przepro-wadzonym na populacji myszy. Do wywołania u nich infek-cji kości wykorzystano S. aureus. Następnie po chirurgicz-nym oczyszczeniu kości z tkanki martwiczej wprowadzono w te miejsca nośniki z polimetakrylanu metylu (PMMA),

Drobnoustrój Antybiotyk Dawkowanie u dorosłych Leczenie alternatywne Staphylococcus aureus

Metycylinowrażliwy Kloksacylina 4–6×1–2 g Cefazolina 3–4×1 g

Metycylinooporny Wankomycyna 15 mg/kg co 12 godzin Teikoplanina 1×400 mg (pierwsza doba 2×400 mg), linezolid 2×600 mg

Streptococcus spp. Penicylina 4×3–5 mln Ceftriakson 1×2 g

Enterobacteriaceae Cyproﬂoksacyna 2×400 mg Ceftriakson 1×2 g

Pseudomonas aeruginosa Ceftazydym Cefepim

2–3×2 g 2–3×2 g

Piperacylina 6×2–4 g Cyproﬂoksacyna 3×400 mg Beztlenowce Klindamycyna 3×600 mg Penicylina z inhibitorem

Metronidazol

Tabela 2. Leczenie zakażeń kości antybiotykami dożylnymi w zależności od etiologii. Opracowano na podstawie [21].

Antybiotyk Drobnoustrój Dawkowanie u dorosłych

Cefaleksyna Staphylococcus spp. metycylinowrażliwy 4×1000 mg Klindamycyna Staphylococcus spp., beztlenowce 4×300 mg Ryfampicyna* Staphylococcus spp. 1×600 mg Cyproﬂoksacyna** Enterobacteriaceae, Staphylococcus spp. 2×750 mg Kotrimoksazol Staphylococcus spp., Enterobacteriaceae 2×960 mg Linezolid Staphylococcus aureus metycylinooporny 2×600 mg

Tabela 2. Antybiotyki podawane doustnie w le-czeniu zapaleń kości. Opracowano na podsta-wie [21].

* – zawsze w skojarzeniu; ** – w leczeniu zakażeń gronkowcowych w skojarzeniu z ryfampicyną.

(6)

sprzężonego z wankomycyną (Vanco-PMMA). Jednocze-śnie zastosowano antybiotykoterapię systemową. W wyni-ku przeprowadzonego leczenia ustał proces zapalny w tkan-ce kostnej. Jednak są potrzebne dalsze badania, gdyż PMMA nie jest biodegradowalny i kompatybilny tylko z ograniczo-ną ilością antybiotyków [57]. W innych badaniach, w celu lokalnego dostarczania antybiotyku, zamiast polimetakryla-nu metylu wykorzystano gąbkę kolagenową [58]. Gąbka ko-lagenowa, a także kolagenowe membrany posiadają wyso-ki stopień bezpieczeństwa stosowania. Kolagen stanowi tak-że dobrą matrycę dla leków, zwłaszcza antybiotyków (w tym gentamycyny). Gąbka kolagenowa ma zastosowanie w le-czeniu i profilaktyce zakażeń kości oraz tkanek miękkich, ran, a także w okulistyce i chorobach przyzębia [59, 60].

Szczególne miejsce wśród biodegradowalnych nośników antybiotyków mają fosforany wapnia, zwłaszcza hydrok-syapatyty, które charakteryzują się wysoką biozgodnością, brakiem cytotoksyczności oraz wysokimi zdolnościami ad-sorpcyjnymi.

Hydroksyapatyt w postaci nanocząsteczek doskonale wbudowuje się w strukturę tkanki kostnej. Materiały wyko-nane z tego minerału mogą być sterylizowane różnymi tech-nikami i nie zmieniają swoich właściwości fizykochemicz-nych. Biodegradacja implantu wykonanego z takiego two-rzywa eliminuje konieczność wykonania powtórnego za-biegu operacyjnego (usunięcia implantu), co jest szczegól-nie istotne w przypadku chirurgii twarzowo-szczękowej. Wśród syntetycznych materiałów biodegradowalnych za-stosowanie w leczeniu miejscowo-specyficznym – jako tencjalne nośniki antybiotyków – znajdują syntetyczne po-limery poli-(α-hydroksy-estry), a wśród nich: poli-(kwas L-mlekowy) (PLLA), poli-(kwas glikolowy) (PLGA) i poli--(ε-kaprolakton) (PCL). Pozwalają one na uwalnianie sub-stancji przez dłuższy okres [61]. W celu zmaksymalizowa-nia skuteczności terapii antybiotykowej, przy jednoczesnym zmniejszeniu jej toksyczności ogólnoustrojowej, a także w celu zmniejszenia kosztu i czasu hospitalizacji, wykorzy-stana została także struktura ciekłych kryształów. Do otrzy-manych z uwodnionego monooleinianu glicerolu kryszta-łów inkorporowano siarczan gentamycyny. W badaniu udo-wodniono, iż materiał ten uwalniał antybiotyk przez 3 tygo-dnie i był w pełni biodegradowalny [62].

Stworzono także wielofunkcyjny nanożel reagujący na enzymy bakteryjne. Enzymy bakteryjne są wykorzysty-wane do uwalniania antybiotyku przez degradację rdzenia polifosfoestrowego. Nanożel preferencyjnie dostarcza lek do makrofagów, co prowadzi do kumulacji leku w miejscu infekcji bakteryjnej [63].

W badaniu Stravinskasa i wsp. zaprezentowano nowy dwufazowy ceramiczny substytut kości. Składa się on z hy-droksyapatytu i siarczanu wapnia. Spełnia dwa cele: miejsco-wego podawania antybiotyku (gentamycyny) oraz stymula-cji regenerastymula-cji kości. Funkcjonalność badano na pacjentach

leczonych z powodu złamań biodra, po resekcji guza, a tak-że poddanych rewizji stawu biodrowego. Po 1,5 roku nie stwierdzono nawrotu infekcji kości. Dwufazowe substytuty kości mogą okazać się przełomem w leczeniu przewlekłe-go zapalenia kości, zapobieganiu infekcjom oraz w stymu-lacji gojenia się ubytków kostnych w bezpieczny oraz sku-teczny sposób [64].

Odmienny zamysł charakteryzował układ eksperymen-talny zaproponowany przez Herczegha i wsp. Badacze zsyn-tetyzowali nową rodzinę związków przeciwbakteryjnych, w których grupa bifosfonianu była sprzężona z substancją przeciwdrobnoustrojową z grupy fluorochinolonów.

Bifosfoniany posiadają wysokie powinowactwo do tkan-ki kostnej. Po wbudowaniu się w jej strukturę uwalniały czą-steczki przyłączonego antybiotyku w wysokich stężeniach do miejsca infekcji pod wpływem obniżania się wartości pH spowodowanych obecnością bakterii.

Związki te zachowują swoją aktywność wobec bakte-rii Gram-ujemnych i Gram-dodatnich. Najwyższą aktyw-nością cechował się kompleks bifosfonianu z cyprofloksa-cyną [65].

Obiecującą nową strategią dostarczania leków do komó-rek bakteryjnego biofilmu są nanobiomateriały liposomal-ne. Wszechstronne manipulacje na właściwościach fizyko-chemicznych umożliwiają rozwój liposomów o pożądanym profilu farmakokinetycznym i farmakodynamicznym. Udo-wodniono, że można je podawać różnymi drogami: poza-jelitowo, na skórę, dopochwowo, do płuc i oczu. Posiada-ją one strukturę dwuwarstwową, przez co naśladuPosiada-ją budo-wę błon komórkowych. Umożliwia im to wbudowywanie się w strukturę komórki i uwalnianie leku do jej wnętrza [66].

Dużą nadzieję wiąże się z peptydami przeciwdrobno-ustrojowymi (ang. antimicrobial peptide – AMP). Stanowią one m.in. czynnik biobójczy. Mogą stać się istotne w: projek-towaniu szczepionek, antybiotykoterapii, immunoterapii no-wotworów, konserwowaniu żywności, przeszczepianiu na-rządów, projektowaniu nowych materiałów dla stomatolo-gii, tworzeniu preparatów przeciw cukrzycy i innych ważnych zastosowań terapeutycznych. AMP zidentyfikowano 100 lat temu. Można znaleźć je w różnych organizmach żywych – od bakterii, przez owady, po ssaki. Stanowią ważny element odporności wrodzonej i mogą być izolowane z płynów ustro-jowych oraz z powierzchni skóry. Najlepiej poznanymi pepty-dami biobójczymi są np.: defensyny α i β, wyizolowane z leu-kocytów wieprzowych. AMP mogą zabijać bakterie, ale także neutralizować uwolnione czynniki chorobotwórcze, takie jak lipopolisacharydy (LPS) lub lipoproteiny (PR).

Istnieją następujące przeszkody w stosowaniu natural-nie występujących AMP: wysoka toksyczność, stymulowa-nie hemolizy, nefrotoksyczność i neurotoksyczność. Wy-zwaniem jest opracowanie syntetycznego leku odzwiercie-dlającego budowę i profil działania peptydów przeciwdrob-noustrojowych [67–70].

(7)

Inne rozwiązania w walce z bakteryjnym biofilmem wy-korzystują międzykomórkowy antygen polisacharydo-wy (ang. polysaccharide intercellular antigen – PIA), polisacharydo- wy-korzystywany przez bakterie w procesie adhezji. Stosowa-nie przeciwciał anty-PIA mogłoby ograniczyć lub uStosowa-nie- unie-możliwić tworzenie się biofilmu. Kolejnym rozwiązaniem jest powlekanie narzędzi medycznych. Aggregatibacter acti-nomycetemcomitans wytwarza enzym zwany dyspersyną B (DspB), odnośnie której udowodniono destrukcyjne działa-nie na biofilm [71, 72].

Większość dotychczas opracowanych środków przeciw-drobnoustrojowych jest skutecznych w walce z bakteriami w formie planktonicznej. Struktura biofilmu stanowi dla nich przeszkodę m.in. ze względu na zmieniony metabo-lizm bakterii tworzących biofilm. Problemem jest także inna od spodziewanej dyfuzja antybiotyku w strukturze biofilmu czy też wciąż rosnąca oporność drobnoustrojów [54, 73, 74].

Walka z biofilmem bakteryjnym konwencjonalnymi me-todami jest trudna, toteż poszukuje się alternatyw wśród związków naturalnych o działaniu przeciwdrobnoustrojo-wym. Obiecującym środkiem w walce z bakteryjnym biofil-mem okazał się eugenol. Udowodniono, że hamuje on two-rzenie się biofilmu, przerywając połączenia komórka-ko-mórka i powoduje oderwanie istniejącego biofilmu od pod-łoża. Zabija także bakterie biofilmu zarówno MRSA i MSSA z równą skutecznością. W związku z tym, eugenol może być wykorzystywany do kontrolowania lub eliminowania zaka-żeń, których czynnikiem etiologicznym jest biofilm S. au-reus [75]. Kolejną naturalnym produktem skutecznie wal-czącym z bakteryjnym biofilmem jest miód manuka. W wy-sokich stężeniach zakłóca agregację drobnoustrojów i do-prowadza do ich eradykacji. Zapobiega tworzeniu biofilmu przez wiele różnych problematycznych patogenów, w tym: Streptococcus spp. Staphylococcus, Pseudomonas aerugino-sa, Escherichia coli, Proteus mirabilis, Enterobacter cloacae, Acinetobacter baumannii i Klebsiella pneumoniae [76, 77]. Niedawno miód manuka badano na wielogatunkowym bio-filmie zawierającym bakterie Staphylococcus aureus, Strep-tococcus agalactiae, Pseudomonas aeruginosa i Enterococ-cus faecalis i stwierdzono zmniejszenie żywotności wszyst-kich gatunków, za wyjątkiem E. faecalis [78]. Potrzeba dal-szych badań, aby stwierdzić, które komponenty miodu ma-nuka modulują jego aktywność i mają działanie degradują-ce biofilm bakteryjny oraz dlaczego biofilm E. faecalis potra-fi przetrwać.

PODSUMOWANIE

W ostatnich latach zaobserwować można znaczący roz-wój wiedzy dotyczący infekcji kości wywoływanych przez biofilm drobnoustrojowy. Jakkolwiek wiedza ta umożli-wia optymalizację terapii ukierunkowanych na leczenie

infekcji tkanki kostnej, to w dalszym ciągu metody detek-cji i eradykadetek-cji biofilmu z kości stanowią wyzwanie dla na-ukowców i klinicystów. Przyczynami tego stanu rzeczy są trudności w obrazowaniu i wczesnym wykrywaniu obec-ności drobnoustrojów, a także słaba penetracja większo-ści antybiotyków do tkanki kostnej. Nowe techniki służące eradykacji biofilmu z kości (zastosowanie koniugatów an-tybiotyk–związek małych przeciwbakteryjnych peptydów) wciąż pozostają na etapie badań przedklinicznych in vitro lub na modelu zwierzęcym.

KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono.

PIŚMIENNICTWO

1. Lew DP, Waldvogel FA. Osteomyelitis. Lancet 2004;364(9431):369– 379. 2. Jaramillo D. Infection: musculoskeletal. Pediatr Radiol 2011;41(Suppl. 1):S127– S134. 3. Kremers HM, Nwojo ME, Ransom JE, Wood-Wentz CM, Melton LJ 3rd_,

Huddle-ston PM 3rd_{. Trends in the epidemiology of osteomyelitis: a population-based}

study, 1969 to 2009. J Bone Joint Surg Am 2015;97(10):837– 845.

4. Mandell GL, Bennet JE, Dolin R. Mandell, Douglas and Bennett’s Principles and Practice of Infectious Diseases. Churchill Livingstone, New Yor, 1995. 5. Forsberg JA, Potter BK, Cierny G 3rd_{, Webb L. Diagnosis and management of}

chronic infection. J Am Acad Orthop Surg 2011;19(Suppl. 1):S8– S19. 6. Arias CA, Tamayo Betancur MC, Pinzón MA, Cardona Arango D, Capataz Taﬀur

CA, Correa Prada E. Diﬀerences in the clinical outcome of osteomyelitis by tre-ating specialty: orthopedics or infectology. PLoS One 2015;10(12):e0144736. 7. Lee YJ, Sadigh S, Mankad K, Kapse N, Rajeswaran G. The imaging of

osteomy-elitis. Quant Imaging Med Surg 2016;6(2):184– 198.

8. Carek PJ, Dickerson LM, Sack JL. Diagnosis and management of osteomyelitis. Am Fam Physician 2001;63(12):2413– 2420.

9. Gutierrez K. Bone and joint infections in children. Pediatr Clin North Am 2005;52(3):779– 794.

10. Roy M, Somerson JS, Kerr KG, Conroy JL. Pathophysiology and pathogenesis of osteomyelitis. In: Baptista MS, Tardivo JP (eds). Osteomyelitis. InTech, 2010. 11. Sapico FL, Montgomerie JZ. Vertebral osteomyelitis. Infect Dis Clin North Am

1990;4(3):539– 550.

12. Tyrrell PN, Cassar-Pullicino VN, McCall IW. Spinal infection. Eur Radiol 1999;9(6):1066– 1077.

13. Zimmerli W. Clinical practice. Vertebral osteomyelitis. N Engl J Med 2010;362(11):1022– 1029.

14. Calhoun JH, Cantrell J, Cobos J, Mader JT. Treatment of diabetic foot infections: Wagner classiﬁcation, therapy, and outcome. Foot Ankle 1989;9(3):101– 106. 15. Mader JT, Mohan D, Calhoun J. A practical guide to the diagnosis and

mana-gement of bone and joint infections. Drugs 1997;54(2):253– 264.

16. Cierny G 3rd_{, Mader JT, Penninck JJ. A clinical staging system for adult}

osteomy-elitis. Clin Orthop Relat Res 2003;414:7– 24.

17. Waldvogel FA, Medoﬀ G, Swartz MN. Osteomyelitis: a review of clinical featu-res, therapeutic considerations and unusual aspects. 3. Osteomnyelitis asso-ciated with vascula insuﬃciency. N Engl J Med 1970;282(4):198– 206. 18. Ikpeme IA, Ngim NE, Ikpeme AA. Diagnosis and treatment of pyogenic bone

infections. Afr Health Sci 2010;10(1):82– 88.

19. Berendt T, Byren I. Bone and joint infection. Clin Med (Lond) 2004;4(6):510– 518. 20. Hryniewicz W, Ozorowski T, Pawlik K, Stefaniuk E. Wskazania do wykonywania

badań mikrobiologicznych u pacjentów hospitalizowanych. Narodowy Pro-gram Ochrony Antybiotyków (online) 2015; http://www.antybiotyki.edu.pl/ pdf/wskazania_do_badan_okladka_int.pdf

21. Hryniewicz W, Małdyk P, Ozorowski T, Babiak I, Krogulec Z. Proﬁlaktyka, dia-gnostyka i terapia zakażeń w ortopedii. Narodowy Program Ochrony An-tybiotyków (online) 2013; http://www.mz.gov.pl/__data/assets/pdf_ﬁle /0018/5616/9brekomendacjeortopedia_20131122.pdf

22. Mousa HA. Evaluation of sinus-track cultures in chronic bone infection. J Bone Joint Surg Br 1997;79(4):567– 569.

23. Anwar H, Dasgupta MK, Costerton JW. Testing the susceptibility of bac-teria in bioﬁlms to antibacbac-terial agents. Antimicrob Agents Chemother 1990;34(11):2043– 2046.

(8)

2013;136:1– 51.

25. Hall-Stoodley L, Hu FZ, Gieseke A et al. Direct detection of bacterial bio-ﬁlms on the middle-ear mucosa of children with chronic otitis media. JAMA 2006;296(2):202– 211.

26. Zuluaga AF, Galvis W, Jaimes F, Vesga O. Lack of microbiological concordance between bone and non-bone specimens in chronic osteomyelitis: an obse-rvational study. BMC Infect Dis 2002;2:8.

27. Lleò MDM, Benedetti D, Taﬁ MC, Signoretto C, Canepari P. Inhibition of the re-suscitation from the viable but non-culturable state in Enterococcus faecalis. Environ Microbiol 2007;9(9):2313– 2320.

28. Song KM, Sloboda JF. Acute hematogenous osteomyelitis in children. J Am Acad Orthop Surg 2001;9(3):166– 175.

29. Brzeszcz J, Kapusta P, Turkiewicz A. Zastosowanie metod molekular-nych w badaniach bioremediacji substancji ropopochodmolekular-nych. Nafta-Gaz 2013;49(11):829– 842.

30. Sapico FL. Microbiology and antimicrobial therapy of spinal infections. Orthop Clin North Am 1996;27(1):9– 13.

31. Aragón-Sánchez J, Lázaro-Martínez JL, Quintana-Marrero Y et al. Are diabe-tic foot ulcers complicated by MRSA osteomyelitis associated with worse pro-gnosis? Outcomes of a surgical series. Diabet Med 2009;26(5):552– 555. 32. Urs AB, Singh H, Mohanty S, Sharma P. Fungal osteomyelitis of maxillofacial

bones: rare presentation. J Oral Maxillofac Pathol 2016;20(3):546.

33. Meier JL. Mycobacterial and fungal infections of bone and joints. Curr Opin Rheumatol 1994;6(4):408– 414.

34. Dotis J, Roilides E. Osteomyelitis due to Aspergillus species in chronic granulo-matous disease: an update of the literature. Mycoses 2011;54(6):e686– e696. 35. Bi S, Hu FS, Yu HY et al. Nontuberculous mycobacterial osteomyelitis. Infect Dis

2015;47(10):673– 685.

36. Garcia DC, Sandoval-Sus J, Razzaq K, Young L. Vertebral osteomyelitis caused by Mycobacterium abscessus. BMJ Case Rep 2013;2013.

37. Vasireddy R, Vasireddy S, Brown-Elliott BA et al. Mycobacterium arupense,

My-cobacterium heraklionense, and a newly proposed species, “MyMy-cobacterium virginiense” sp. nov., but not Mycobacterium nonchromogenicum, as species

of the Mycobacterium terrae complex causing tenosynovitis and osteomyelitis. J Clin Microbiol 2016;54(5):1340– 1351.

38. Gentry LO. Management of osteomyelitis. Int J Antimicrob Agents 1997;9(1):37– 42.

39. Büttner H, Mack D, Rohde H. Structural basis of Staphylococcus epidermidis bio-ﬁlm formation: mechanisms and molecular interactions. Front Cell Infect Mi-crobiol 2015;5:14.

40. Choong PFM, Dowsey MM, Carr D, Daﬀy J, Stanley P. Risk factors associated with acute hip prosthetic joint infections and outcome of treatment with a ri-fampin-based regimen. Acta Orthop 2007;78(6):755– 765.

41. Jämsen E, Huhtala H, Puolakka T, Moilanen T. Risk factors for infection after knee arthroplasty. A register-based analysis of 43,149 cases. J Bone Joint Surg Am 2009;91(1):38– 47.

42. Peersman G, Laskin R, Davis J, Peterson M. Infection in total knee replacement: a retrospective review of 6489 total knee replacements. Clin Orthop Relat Res 2001;392:15– 23.

43. Stepanović S, Vuković D, Dakić I, Savić B, Švabić-Vlahović M. A modified micro-titer-plate test for quantification of staphylococcal biofilm formation. J Micro-biol Methods 2000;40(2):175– 179.

44. De A, Rai HJ, Maiti PK. Bioﬁlm in osteomyelitis caused by a rare pathogen,

Mor-ganella morganii : a case report. J Clin Diagnostic Res 2016;10(6):DD06– DD08.

45. McConoughey SJ, Howlin R, Granger JF et al. Bioﬁlms in periprosthetic ortho-pedic infections. Future Microbiol 2014;9(8):987– 1007.

46. Hibbing ME, Fuqua C, Parsek MR, Peterson SB. Bacterial competition: surviving and thriving in the microbial jungle. Nat Rev Microbiol 2010;8(1):15– 25. 47. Costerton JW. The etiology and persistence of cryptic bacterial infections:

a hypothesis. Rev Infect Dis 1984;6(Suppl. 3):S608– S616.

48. Hall-Stoodley L, Stoodley P. Evolving concepts in bioﬁlm infections. Cell Micro-biol 2009;11(7):1034– 1043.

49. Dowd SE, Sun Y, Secor PR et al. Survey of bacterial diversity in chronic wounds using pyrosequencing, DGGE, and full ribosome shotgun sequencing. BMC Microbiol 2008;8(1):43.

50. Kristian SA, Golda T, Ferracin F et al. The ability of biofilm formation does not influence virulence of Staphylococcus aureus and host response in a mo-use tissue cage infection model. Microb Pathog 2004;36(5):237– 245. 51. Brady RA, Leid JG, Calhoun JH, Costerton JW, Shirtliff ME. Osteomyelitis

and the role of bioﬁlms in chronic infection. FEMS Immunol Med Microbiol 2008;52(1):13– 22.

adults. Clin Infect Dis 2012;54(3):393– 407.

53. Liò P, Paoletti N, Moni MA, Atwell K, Merelli E, Viceconti M. Modelling osteomy-elitis. BMC Bioinformatics 2012;13(Suppl. 14):S12.

54. Calhoun JH, Manring MM, Shirtliﬀ M. Osteomyelitis of the long bones. Semin Plast Surg 2009;23(2):59– 72.

55. Montange D, Berthier F, Leclerc G et al. Penetration of daptomycin into bone and synovial ﬂuid in joint replacement. Antimicrob Agents Chemother 2014;58(7):3991– 3996.

56. Healy B, Freedman A. Infections. Br Med J 2006;332.

57. Knaepler H. Local application of gentamicin-containing collagen implant in the prophylaxis and treatment of surgical site infection in orthopaedic sur-gery. Int J Surg 2012;10(Suppl. 1):S15– S20.

58. Inzana JA, Schwarz EM, Kates SL, Awad HA. A novel murine model of establi-shed staphylococcal bone infection in the presence of a fracture ﬁxation pla-te to study therapies utilizing antibiotic-laden spacers after revision surgery. Bone 2015;72:128– 136.

59. Ruszczak Z, Friess W. Collagen as a carrier for on-site delivery of antibacterial drugs. Adv Drug Deliv Rev 2003;55(12):1679– 1698.

60. Leung AH, Hawthorn BR, Simpson AH. The eﬀectiveness of local antibiotics in treating chronic osteomyelitis in a cohort of 50 patients with an average of 4 years follow-up. Open Orthop J 2015;9:372– 378.

61. Uskokovic V. Nanostructured platforms for the sustained and local delivery of antibiotics in the treatment of osteomyelitis. Crit Rev Ther Drug Carrier Syst 2015;32(1):1– 59.

62. Ouédraogo M, Semdé R, Somé IT et al. Monoolein-water liquid crystalli-ne gels of gentamicin as bioresorbable implants for the local treatment of chronic osteomyelitis: in vitro characterization. Drug Dev Ind Pharm 2008;34(7):753– 760.

63. Xiong MH, Li YJ, Bao Y, Yang XZ, Hu B, Wang J. Bacteria-responsive multifunctio-nal nanogel for targeted antibiotic delivery. Adv Mater 2012;24(46):6175– 6180. 64. Stravinskas M, Horstmann P, Ferguson J et al. Pharmacokinetics of gentamicin

eluted from a regenerating bone graft substitute: in vitro and clinical release studies. Bone Joint Res 2016;5(9):427– 435.

65. Hercegh P. Brief articles. Society 2009;2(1):3093– 3097.

66. Rukavina Z, Vanić Ž. Current trends in development of liposomes for targeting bacterial bioﬁlms. Pharmaceutics 2016;8(2).

67. Merriman JA, Nemeth KA, Schlievert PM. Novel antimicrobial peptides that in-hibit Gram-positive bacterial exotoxin synthesis. PLoS One 2014;9(4):e95661. 68. Schuerholz T, Brandenburg K, Marx G. Antimicrobial peptides and their

poten-tial application in inﬂammation and sepsis. Crit Care 2012;16(2):207. 69. Carmona-Ribeiro AM, de Melo Carrasco LD. Novel formulations for

antimicro-bial peptides. Int J Mol Sci 2014;15(10):18040– 18083.

70. Janiszewska J. Naturalne peptydy przeciwdrobnoustrojowe w zastosowa-niach biomedycznych. Polimery 2014;59(10):699– 707.

71. Kelly-Quintos C, Cavacini L, Posner MR, Goldmann D, Pier GB. Characterization of the opsonic and protective activity against Staphylococcus aureus of fully human monoclonal antibodies speciﬁc for the bacterial surface polysacchari-de poly-N-acetylglucosamine. Infect 2006;74(5):2742– 2750.

72. Itoh Y, Wang X, Hinnebusch BJ, Iii JFP, Romeo T. Depolymerization of b-1, 6-N--acetyl-D-glucosamine disrupts the integrity of diverse bacterial bioﬁlms. J Bacteriol 2005;187(1):382– 387.

73. Fitzpatrick F, Humphreys H, O’Gara JP. Evidence for icaADBC-independent bio-ﬁlm development mechanism in methicillin-resistant Staphylococcus aureus clinical isolates. J Clin Microbiol 2005;43(4):1973– 1976.

74. Paharik AE, Horswill AR. The staphylococcal bioﬁlm: adhesin, regulation, and host response. Microbiol Spectr 2016;4(2).

75. Yadav MK, Chae SW, Im GJ, Chung JW, Song JJ. Eugenol: a phyto-compound eﬀective against methicillin-resistant and methicillin-sensitive Staphylococcus

aureus clinical strain bioﬁlms. PLoS One 2015;10(3):e0119564.

76. Maddocks SE, Lopez MS, Rowlands RS, Cooper RA. Manuka honey inhibits the development of Streptococcus pyogenes bioﬁlms and causes reduced expres-sion of two ﬁbronectin binding proteins. Microbiology 2012;158(3):781– 790. 77. Halstead FD, Webber MA, Rauf M, Burt R, Dryden M, Oppenheim BA. In vitro

ac-tivity of an engineered honey, medical-grade honeys, and antimicrobial wo-und dressings against bioﬁlm-producing clinical bacterial isolates. J Wowo-und Care 2016;25(2):93– 94, 96– 102.

78. Sojka M, Valachova I, Bucekova M, Majtan J. Antibiofilm efficacy of honey and bee-derived defensin-1 on multi-species wound biofilm. J Med Microbiol 2016 [Epub ahead of print].