Medycyna Weterynaryjna - Summary Medycyna Wet. 64 (10), 1180-1183, 2008

Medycyna Wet. 2008, 64 (10) 1180

Artyku³ przegl¹dowy Review

Pryszczyca (foot-and-mouth disease – FMD) nale¿y do chorób o najwy¿szej zaraŸliwoœci, jest nieustannie groŸ-na, trudna do kontroli i zwalczania. Œwiadcz¹ o tym ostat-nie ogniska m.in. w Wielkiej Brytanii, spowodowane przez wirus O1 BFS67, który wydosta³ siê z zak³adu produkuj¹-cego szczepionkê (tab. 1). Na zaka¿enie podatne s¹ zwie-rzêta z rzêdu parzystokopytnych (Artiodactyla). Chorobê charakteryzuje podwy¿szona temperatura cia³a oraz pêche-rzyki na jêzyku, w okolicy racic, na ryju i strzykach. U do-ros³ych zwierz¹t obserwuje siê wyniszczenie organizmu, a u znacznego odsetka m³odych wystêpuj¹ padniêcia.

Patogenem wywo³uj¹cym pryszczycê jest wirus z ro-dziny Picornaviridae rodzaj Aphthovirus. Genom wirusa pryszczycy (FMDV) stanowi pojedyncza, pozytywnie spo-laryzowana niæ RNA o d³ugoœci oko³o 8500 nukleotydów, którego organizacjê omówiono szczegó³owo w innym ar-tykule (23).

Chocia¿ wirus pryszczycy atakuje ró¿ne gatunki zwie-rz¹t racicowych, jego chorobotwórczoœæ by³a badana

g³ów-nie u byd³a i œwiñ. Zaka¿eg³ów-nie byd³a nastêpuje przede wszystkim przez drogi oddechowe, mo¿e tak¿e nast¹piæ przez uszkodzon¹ skórê lub b³ony œluzowe, wtedy wyma-gana jest oko³o 10 000 razy wiêksza dawka wirusa (11). Wielokrotnie przyczyn¹ wybuchu pryszczycy by³o zaszcze-pienie byd³a szczepionk¹ zawieraj¹c¹ antygen nie do koñ-ca zinaktywowany. Chore zwierzêta wydalaj¹ do œrodowi-ska olbrzymie iloœci FMDV, którego g³ównym Ÿród³em s¹ nab³onki œcian pêcherzy, limfa, œlina, mleko, mocz, ka³, nasienie. W wymienionych wydzielinach i wydalinach zarazek jest obecny ju¿ w okresie inkubacji choroby wy-nosz¹cym od 2 do 14 dni, w zale¿noœci od drogi zaka¿enia i dawki wirusa. Byd³o rozsiewa jego du¿e iloœci z wydy-chanym powietrzem, mog¹c zaka¿aæ inne sztuki oraz ró¿-ne gatunki zwierz¹t. Przyjmuje siê, ¿e rozprzestrzenianie FMDV drog¹ aerogenn¹ jest ograniczone dla wiêkszoœci warunków atmosferycznych (temperatura, wilgotnoœæ) do 10 km. Wyniki szeregu badañ sugeruj¹, ¿e tkanka p³uc lub tkanki okolicy gard³a s¹ miejscami pocz¹tkowej replikacji patogenu, z gwa³townym jego rozsiewaniem do nab³on-ków jamy ustnej i do dolnych czêœci koñczyn, prawdopo-dobnie za poœrednictwem komórek pochodz¹cych od mo-nocytów/makrofagów. U byd³a zaka¿onego doœwiadczal-nie aerozolem zawieraj¹cym wirus stwierdzono metod¹ hybrydyzacji in situ obecnoœæ FMDV w nab³onku pêche-rzyków p³ucnych, tkance podnab³onkowej i tkance œród-mi¹¿szowej p³uc ju¿ w pierwszych 24 godzinach od zaka-¿enia. W okresie 72 godzin sygna³ œwiadcz¹cy o obecnoœ-ci wirusa by³ wykrywany w komórkach nab³onka jêzyka, podniebienia miêkkiego, w migda³kach, wêz³ach ch³on-nych tchawicowo-oskrzelowych i w okolicy racic (7). Z in-nych badañ wynika, ¿e miejscem pocz¹tkowej replikacji

Patogeneza pryszczycy

GRA¯YNA PAPROCKA

Zak³ad Pryszczycy Pañstwowego Instytutu Weterynaryjnego – Pañstwowego Instytutu Badawczego, ul. Wodna 7, 98-220 Zduñska Wola

Paprocka G.

Pathogenesis of foot-and-mouth disease

Summary

Foot-and-mouth disease (FMD) is a highly contagious viral vesicular disease of cloven-hoofed animals of the Artiodactyla order. The disease is characterized by fever, lameness and vesicular lesions on the tongue, feet, snout and teats. It is generally accepted that primary infection of ruminants usually occurs by the respiratory route, whereas pigs are usually infected by the oral route. Pigs are much less susceptible to aerosol infection than cattle, yet they excrete far more aerosolized virus than cattle or sheep. In addition, cattle, sheep, and goats can become carriers.

The virus elicits a rapid humoral response in either infected or vaccinated animals Virus-specific antibodies protect animals in a serotype-specific manner against reinfection, or against infection in the case of vaccina-tion. Protection is correlated with a high levels of neutralizing antibodies. The role of cellular immunity in the protection of animals from FMD is still a matter of some controversy.

Keywords: FMD, virus infection, immunity

a s u ri w p y t o r e S Kraj O , n a rI , a i p o it E ,t p i g E , a k s j y d u a S a i b a r A , n a t s i n a g f A ,i l a M ,. d ³ P a e r o K , n a t s i g ri K , a ¿ d o b m a K , n e m e J ,l e a r zI , m a n t e i W , a i n a t y r B a k l e i W , a d n a g U , a j c r u T , n a t s i k a P e i k s b a r A y t a ri m E e n o z c o n d e j Z A _MAf_ag_la_,in_Sis_uta_dn_a,_nE_,g_Ti_ap_lj,t_aE_ndito_iap_,ia_T,_urrI_ca_jan,Kambod¿a,Laos, 1 a i s A Krigistan,KoreaP³d. 2 T A S Sudan

Tab. 1. Ogniska pryszczycy (styczeñ-wrzesieñ 2007 r.) wg www.oie.int/eng/info/hebdo/adsum.htm

Medycyna Wet. 2008, 64 (10) 1181 wirusa u byd³a s¹ komórki nab³onka gard³a, a nie p³uc. Te

ró¿ne obserwacje na temat, która okolica dróg oddecho-wych u byd³a, przy ekspozycji kropelkowej, jest pierwot-nym miejscem zaka¿enia, mog¹ wynikaæ ze zmiennych, takich jak: szczep wirusa, rozmiar cz¹steczek aerozolu oraz sposób, w jaki zosta³ utworzony (2).

Generalnie przyjmuje siê, ¿e pierwotna infekcja u prze-¿uwaczy nastêpuje przez drogi oddechowe, natomiast u œwiñ przez drogi pokarmowe. Œwinie zwykle ulegaj¹ za-ka¿eniu po zjedzeniu pokarmu, ale tak¿e przez bezpoœred-ni kontakt lub po umieszczebezpoœred-niu ich w œrodowisku, gdzie poprzednio trzymano zwierzêta zaka¿one (8).

Doustna dawka infekcyjna dla byd³a i œwiñ jest zbli-¿ona, wynosi, odpowiednio, 106,0 _TCID

50 i 105,0 TCID50. Znacznie mniejsza iloœæ zarazka, oko³o 101,0 _TCID

50, jest potrzebna do zaka¿enia byd³a i owiec drog¹ oddechow¹, natomiast dla œwiñ dawka ta wynosi 102,6 _TCID

50. Œwinie s¹ mniej podatne na wirusonoœne aerozole ni¿ byd³o, ale w przeciwieñstwie do byd³a wydzielaj¹ z wydychanym po-wietrzem znacznie wiêcej wirusa, do 108,6 _TCID

50 dzien-nie, byd³o lub owce do 105,4 _TCID

50. W przypadku szcze-pu PanAsia jego potencja³ do rozprzestrzeniania drog¹ aerogenn¹ okaza³ siê bardzo ograniczony. Iloœæ wirusa wy-dychanego przez œwinie w ci¹gu 24 godzin wynosi³a 106,1 TCID₅₀ czyli 300 razy mniej ni¿ najwy¿szy wynik uzyska-ny przez inne szczepy FMDV (24).

U œwiñ najczêœciej stwierdzane s¹ zmiany w okolicach racic, w innych miejscach wystêpuj¹ rzadziej. Zmiany na jêzyku s¹ zwykle ma³e, trudniejsze do zauwa¿enia ni¿ u byd³a. Pocz¹tkowa replikacja wirusa odbywa siê w miej-scu jego wnikniêcia po czym nastêpuje gwa³towne roz-przestrzenianie siê do wiêkszoœci miejsc pokrytych nab³on-kiem. Interesuj¹cy jest fakt, ¿e wirus mo¿e byæ wykrywa-ny w miejscach, gdzie nie stwierdzono zmian kliniczwykrywa-nych albo gdzie siê one nie tworz¹. Chocia¿ œwinie wydalaj¹ znaczne iloœci wirusa z wydychanym powietrzem, aktual-ne obserwacje œwiadcz¹ o tym, ¿e wiêcej replikacji odby-wa siê w b³onie œluzowej nosa ni¿ w p³ucach (22). U pro-si¹t ss¹cych choroba mo¿e byæ œmiertelna z powodu zapa-lenia miêœnia sercowego. Miana TCID₅₀ FMDV w tkan-kach oraz wydzielinach byd³a i œwiñ przedstawia tab. 2.

Owce s¹ bardzo wra¿liwe na zaka¿enie aerogenne i mog¹ wydzielaæ wirus t¹ sam¹ drog¹, jednak naj³atwiej zaka¿aj¹ siê przez kontakt. Pryszczyca u owiec przebiega ³agodnie, jest trudna do zauwa¿enia i wykrycia. Pêcherze w jamie ustnej s¹ stosunkowo niewielkie, podobnie kulawizna mo¿e byæ niezbyt silnie wyra¿ona. S¹ tak¿e informacje, ¿e wœród owiec zaka¿onych, u 25% zmiany nie wystêpowa³y, a u kolejnych 20% wystêpowa³ tylko jeden rodzaj zmian kli-nicznych (14). Z uwagi na trudne rozpoznawanie prysz-czycy u owiec mo¿e siê ona ³atwo przenosiæ na inne zwie-rzêta przed jej rozpoznaniem.

U œwiñ po przechorowaniu wirus szybko znika z orga-nizmu, natomiast u znacznego odsetka byd³a, owiec, kóz mo¿e pozostaæ w jamie gard³owej przez d³ugi okres, te zwierzêta s¹ zaka¿one bezobjawowo i s¹ nosicielami. Zwie-rzêta szczepione mog¹ równie¿ zostaæ zaka¿one, je¿eli zetknê³y siê z infekcyjnym wirusem. Stan nosicielstwa u domowego byd³a mo¿e trwaæ do 3,5 roku, u owiec i kóz do 9 miesiêcy (2). Mechanizm powstawania i utrzymywa-nia siê nosicielstwa nie jest dobrze poznany. Alexander-sen i wsp. (1) sugeruj¹ istnienie dwóch mechanizmów

zwi¹zanych z rozwojem tej infekcji w jamie gard³owej. Jeden z nich polega na zaka¿eniu przez FMDV komórek uk³adu odpornoœciowego, takich jak makrofagi lub innych wa¿nych immunologicznie, co prowadzi³oby do os³abie-nia odpowiedzi immunologicznej. Drugi mechanizm do-tyczy wykorzystania odpowiedzi gospodarza w celu za-pewnienia sobie przez wirus na d³ugi okres sprzyjaj¹cych warunków w przestrzeniach miêdzykomórkowych, mo¿-liwe, ¿e poprzez sygna³y cytokin. Podjête badania nad wrodzon¹ reakcj¹ immunologiczn¹ powinny pomóc w wyjaœnieniu tego zjawiska, a byæ mo¿e – doprowadziæ do opracowania metod umo¿liwiaj¹cych eliminacjê tych zaka¿eñ.

Jak ju¿ wspomniano, zaka¿one zwierzêta wydalaj¹ wi-rus pryszczycy, który przez pewien czas pozostaje aktyw-ny, stanowi¹c zagro¿enie. W piœmiennictwie przedstawio-ne s¹ ró¿przedstawio-ne daprzedstawio-ne odnoœnie do jego utrzymywania siê poza organizmem. Czas ten zale¿y od pH, temperatury i wilgot-noœci. Prze¿ywalnoœæ wirusa jest najwy¿sza w pH 7,2-7,6. W pH poni¿ej 6,0 i powy¿ej 9,0 zarazek ulega inaktywa-cji. FMDV jest wyj¹tkowo stabilny w niskich temperatu-rach, czas przetrwania progresywnie maleje, gdy

tempera-a t ê z r e i w Z _wT_yk_dan_izeka_iln/_a Stadiumchoroby Miano o ³ d y B e z r e h c ê p o_wbj_sa_zw_czy_yk_toil_wn_eic_jz_fn_ae_ize 109,6_TCID 0 5/g a n il œ kwliyksat¹gpoidenz.iepmrzed h c y n z c i n il k w ó w a j b o 10 0 , 2 _-103,75_TCID 0 5/ml a n il œ owbsjazwczyyktoilwneicjzfnaeize ) y n il œ a j c k u d o r p a ti f b o ( 10 5 2 , 5 _-108,5_TCID 0 5/ml o k e l m n_oba_j4_awd_an_mip_ir_kze_ilnd_icznymi 106,6_TCID 0 5/ml e i n e i s a n o_wbj_sa_zw_czy_yk_toil_wn_eic_jz_fn_ae_ize 106,2_TCID 0 5/ml a r ó k s do5dnipowriemii 103,6_pfu/g e i n i w Œ -o t s i h ( a r ó k s e i n z c i g o l ) a n l a m r o n m e i n e i p ¹ t s y w d e z r p h c y n z c i n il k w ó w a j b o ) u i n e ¿ a k a z o p i n d 4 -1 ( 10 0 , 9 _TCID 0 5/g o ³ d r a g 105,0_-106,0_TCID 0 5/g

Tab. 2. Miana TCID50 wirusa pryszczycy w tkankach oraz

wydzielinach byd³a i œwiñ (wg 24)

Tab. 3. Wp³yw temperatury i pH na czas inaktywacji wirusa pryszczycy (wg 24) 5 , 7 H p 4°C . p m e T Czas₍in₉a₀k_%ty₎wacij pH Czas₍in₉a₀k_%ty₎wacij 1 6 °C 30sek. 10,0 14godz. 5 5 °C 2min. 9,0 1tydizeñ 9 4 °C 1godz. 8,0 3tygodnie 3 4 °C 7godz. 7,0-7,5 >5tygodni 7 3 °C 21godz. 6,5 14godz. 0 2 °C 11dni 6,0 1min. 14°C 18tygodni 5,0 1sek.

Medycyna Wet. 2008, 64 (10) 1182

tura roœnie. Temperatura powy¿ej 50°C powoduje utratê infekcyjnoœci, jednak niewielka liczba cz¹steczek mo¿e pozostaæ oporna. Wp³yw temperatury i pH na czas inakty-wacji FMDV przedstawia tab. 3. Patogen jest wra¿liwy na wysuszanie, najlepiej prze¿ywa w aerozolach, gdy wilgot-noœæ przekracza 70% (24). W œrodowisku zewnêtrznym mo¿e d³ugo zachowaæ zakaŸnoœæ, w p³ynnych odchodach do 100 dni, w sianie do 105 dni, w otrêbach do 140 dni, w we³nie przeciêtnie 18 dni, w ziemi pokrytej œniegiem powy¿ej 185 dni (4). Poubojowe dojrzewanie tuszy nisz-czy wirus w miêœniach, lecz w temperaturze 1-4°C mo¿e pozostaæ aktywny do 210 dni w szpiku kostnym, do 120 dni w wêz³ach ch³onnych. Peklowanie i wêdzenie oraz so-lenie miêsa nie likwiduj¹ FMDV, natomiast w zaka¿onym mleku jest inaktywowany podczas ogrzewania w tempera-turze 100°C przez co najmniej 20 minut (10).

Czynniki zjadliwoœci

Ka¿de z bia³ek wirusa, strukturalnych i niestruktural-nych, ka¿dy element wirusowego RNA oraz bia³ek gospo-darza uczestnicz¹cych w replikacji wirusa teoretycznie mo¿e byæ uwa¿any za czynnik zjadliwoœci, poniewa¿ zmia-ny w tym czynniku lub jego brak mog¹ uniemo¿liwiæ re-plikacjê FMDV i wywo³anie choroby. Czynniki bezpoœred-nio zwi¹zane ze zjadliwoœci¹ wirusa pryszczycy zosta³y omówione w wielu opracowaniach. Wiadomo od dawna, ¿e receptory wirusa odgrywaj¹ g³ówn¹ rolê w tropizmie do tkanek i narz¹dów, a zatem w patogenezie choroby. Pro-ces wnikania FMDV do komórek uwarunkowany jest obec-noœci¹ bia³ka VP1 na jego zewnêtrznej powierzchni. Za wi¹zanie siê wirusa z komórk¹ odpowiada konserwatyw-na sekwencja reszt aminokwasowych RGD (Arg-Gly-Asp) zlokalizowana na pêtli G-H VP1. Receptory powierzch-niowe komórki nale¿¹ce do integryn ávâ₁, ávâ₃, ávâ₆, ávâ₈ wi¹¿¹ sekwencjê RGD wirusa pryszczycy. Wirus ze zmu-towan¹ lub usuniêt¹ sekwencj¹ RGD traci zdolnoœæ do namna¿ania w hodowli tkankowej i nie wywo³uje choro-by u zwierz¹t (18). Opisano równie¿ wykorzystywanie przez wirus pryszczycy alternatywnych receptorów, takich jak siarczan heparyny (HS) (27). Jeszcze bardziej intere-suj¹cy jest fakt, ¿e wirus serotypu O1 wyizolowany w Chi-nach, pasa¿owany w hodowli tkankowej by³ zdolny do re-plikacji w sposób niezale¿ny od integryn i HS oraz do wywo³ania ³agodnej postaci choroby u œwiñ. Istnieje za-tem mo¿liwoœæ, ¿e nieintegrynowe receptory mog¹ byæ w³¹czone w patogenezê choroby (30).

Inne badania dowiod³y, ¿e bia³ko Lpro _{jest czynnikiem} determinuj¹cym zjadliwoœæ. Wirus typu A₂₂ z usuniêtym Lpro _{(leaderless virus) okaza³ siê niezjadliwy dla byd³a i œwiñ} oraz niezdolny do przenoszenia na inne zwierzêta przeby-waj¹ce w tym samym pomieszczeniu. Po zaka¿eniu byd³a aerozolem zawieraj¹cym leaderless virus wykazano jego obecnoœæ jedynie w nab³onku pêcherzyków p³ucnych. Nale¿y s¹dziæ, ¿e replikacja wirusa w pierwotnym miej-scu zaka¿enia przebiega³a nieprawid³owo, uniemo¿liwia-j¹c dalszy rozwój procesu zakaŸnego (25).

Rolê bia³ka 3A w zjadliwoœci wirusa udowodniono pod-czas badañ izolatu O/Taw/97, odpowiedzialnego za prysz-czycê na Tajwanie w 1997 r. To by³ szczególny wybuch FMD, poniewa¿ nie zosta³o zaatakowane byd³o, tylko œwi-nie, u których choroba przebiega³a z niezwykle wysok¹ œmiertelnoœci¹ (13). Okaza³o siê, ¿e powodem

zmniejsze-nia zjadliwoœci dla byd³a s¹ zmiany genetyczne w regionie koduj¹cym bia³ko niestrukturalne 3A. Badania molekularne Beard i wsp. (6) ujawni³y delecjê w 10 kodonie bia³ka 3A, w po³owie koñca C. Umiejscowienie tej delecji by³o po-dobne do wykrytej u wirusa pryszczycy pasa¿owanego na zarodkach kurzych, który równie¿ przejawia³ ograniczon¹ zjadliwoœæ dla byd³a (12). W oparciu o analizê wirusów kr¹¿¹cych w œrodowisku przez ostatnie 30 lat wysuniêto sugestiê, ¿e oprócz delecji za pojawienie siê obserwowa-nego fenotypu mog¹ byæ odpowiedzialne mutacje w bia³-ku 3A, w regionie otaczaj¹cym delecjê (15). Podstawa molekularna powstania fenotypu o zwiêkszonej zjadliwoœ-ci dla œwiñ mog³a byæ zwi¹zana z obni¿eniem syntezy wi-rusowego RNA w wiêkszym stopniu w komórkach byd-lêcych ni¿ œwini (21). Dotychczas nie ma jednak jasnego pogl¹du, dlaczego delecja mia³aby bardziej naruszaæ replikacjê wirusa w komórkach bydlêcych. Natomiast Nunez i wsp. (20) zwrócili uwagê, ¿e zamiana pojedyn-czego aminokwasu w bia³ku 3A jest odpowiedzialna za adaptacjê wirusa pryszczycy do œwinek morskich. Muta-cja ta by³a jednak zlokalizowana w innym regionie ni¿ delecja zwi¹zana z pojawieniem siê fenotypu o zwiêkszo-nej zjadliwoœci dla œwiñ.

Pojawi³a siê równie¿ sugestia, ¿e wewnêtrzne miejsca inicjacji translacji (struktury IRES) (23), a mo¿e te¿ zwi¹-zane z nimi czynniki gospodarza mog¹ mieæ wp³yw na chorobotwórczoœæ i zjadliwoœæ pikornawirusów (16). W odniesieniu do FMDV zaobserwowano jego zwiêkszo-n¹ zjadliwoœæ podczas pasa¿owania w hodowli komórek linii ci¹g³ej BHK-21, któr¹, zdaniem autorów, mog³y spowodowaæ dwie mutacje wykryte w obrêbie IRES (17). Wstêpne wyniki kolejnych badañ wykaza³y, ¿e tak¿e swoiste dla wirusa pryszczycy bia³ko ITAF45 wi¹¿¹ce IRES mo¿e odgrywaæ rolê w zjadliwoœci poprzez wp³yw na tropizm patogenu do tkanek zwierz¹t podatnych gatun-ków (26).

Reakcja gospodarza

Wirus pryszczycy indukuje odpowiedŸ typu humoral-nego zarówno u zwierz¹t zaka¿onych, jak i szczepionych. Swoiste przeciwcia³a chroni¹ zwierzêta przed serotypowo specyficzn¹ reinfekcj¹, a po szczepieniu zapewniaj¹ ochro-nê przed zaka¿eniem homologicznym serotypem wirusa. Skuteczna ochrona immunologiczna pojawia siê miêdzy 7. a 14. dniem po zaka¿eniu lub szczepieniu i jest w zasa-dzie skorelowana z wysokim poziomem przeciwcia³ neu-tralizuj¹cych, u byd³a immunoglobulina IgG1 dominuje nad IgG2. OdpowiedŸ jest skierowana do epitopów na trzech zewnêtrznych bia³kach strukturalnych. W wydzie-linach górnych dróg oddechowych pierwsze przeciwcia³a IgM, a nastêpnie IgA i IgG pojawiaj¹ siê ju¿ we wczesnej fazie, 2-3 dni po infekcji lub szczepieniu preparatem o dob-rych w³aœciwoœciach immunogennych (19).

Badania œwiadcz¹ce o zaanga¿owaniu przeciwcia³ w ochronê przeciwko FMDV s¹ dobrze udokumentowa-ne, natomiast rola odpornoœci komórkowej w mechaniz-mach obrony zwierz¹t przed pryszczyc¹ pozostaje nadal w sferze rozwa¿añ, chocia¿ przeprowadzono szereg do-œwiadczeñ. Zosta³a zaobserwowana odpowiedŸ przeciw-wirusowa z udzia³em swoistych komórek T CD4+ _{i CD8}+ po zaka¿eniu lub szczepieniu byd³a i œwiñ. Badacze su-geruj¹, ¿e odpornoœæ typu komórkowego bierze udzia³

Medycyna Wet. 2008, 64 (10) 1183 w oczyszczaniu organizmu z wirusa zwierz¹t nosicieli

(5, 28).

Powstawanie przeciwcia³ przeciwko wirusowi pryszczy-cy u byd³a i œwiñ skorelowane jest z proliferacj¹ limfopryszczy-cy- limfocy-tów B (28), a u myszy zale¿y od komórek T (9). Natomiast Sanz-Parra i wsp. (29) stwierdzili, ¿e immunizacja byd³a i œwiñ zdolnym do replikacji zrekombinowanym adeno-wirusem 5 (ADV5), wykazuj¹cym ekspresjê prekursora bia³ek kapsydowych – P1, nie stymulowa³a wytwarzania u zwierz¹t swoistych przeciwcia³, a jednak zapewnia³a czêœciow¹ ochronê przed zaka¿eniem doœwiadczalnym wirusem pryszczycy. Ponadto u œwiñ zosta³y wykryte swo-iste dla FMDV komórki T, u byd³a tych badañ nie wyko-nano.

Kolejne badania przeprowadzone u œwiñ podczas ostrej fazy zaka¿enia wykaza³y przed wykryciem przeciwcia³ przejœciow¹ limfopeniê do dwóch dni po infekcji z zanga-¿owaniem komórek T CD4+_{, CD8}+ _{i CD4}+_/CD8+_{, zdaniem} autorów nie zwi¹zan¹ ani z zaka¿eniem komórek T, ani z apoptoz¹, która mog³a byæ spowodowana zmianami mo-bilnoœci limfocytów. Zarówno liczba limfocytów, jak i za-burzenia ich funkcji wraca³y do normalnego stanu w ci¹gu czterech dni po zaka¿eniu. Te wyniki potwierdzaj¹ udzia³ komórek T w ochronie przed wirusem. Obni¿enie siê ich liczby oraz zaburzenia w funkcjonowaniu sprzyjaj¹ roz-przestrzenianiu siê wirusa w organizmie gospodarza, a nastêpnie jego wydalaniu do œrodowiska (5).

Powy¿sze dane wskazuj¹ na istotne znaczenie odpor-noœci komórkowej w obronie zwierz¹t przed zaka¿eniem wirusem pryszczycy, ale mo¿liwe jest tak¿e, ¿e wrodzona odpowiedŸ immunologiczna odpowiada za ochronê zaob-serwowan¹ w tych badaniach. Ostatnio wzros³o zaintere-sowanie rol¹ tej odpowiedzi zarówno po zaka¿eniu, jak i po szczepieniu zwierz¹t. Badania z tego zakresu wykaza-³y, ¿e IFN-á, -â i -ã mog¹ braæ udzia³ w obronie gospoda-rza przeciwko zaka¿eniu wirusem pryszczycy. IFN jest jed-n¹ z pierwszych linii obrony komórek gospodarza przed zaka¿eniem wirusem i ma zdolnoœæ wywo³ywania b³yska-wicznej nieswoistej reakcji przeciwko wszystkim dotych-czas badanym serotypom FMDV (1, 8). W reakcji obron-nej oprócz interferonów mog¹ uczestniczyæ równie¿ inne cytokiny. U œwiñ szczepionych albo szczepionych i do-œwiadczalnie zaka¿onych wzrasta³y po szczepieniu i/lub zaka¿eniu poziomy interleukiny 6 (IL-6), 8 (IL-8), 12 (IL-12). U œwiñ szczepionych, zabezpieczonych przed za-ka¿eniem kontaktowym poziom IL-12 by³ najwy¿szy, co mo¿e œwiadczyæ o aktywacji monocytów/makrofagów (3). Podsumowuj¹c mo¿na stwierdziæ, ¿e nieustanny postêp wiedzy o FMDV i wywo³ywanej przez niego chorobie oraz o reaktywnoœci miêdzy wirusem a gospodarzem toruje dro-gê do unowoczeœniania metod kontroli, profilaktyki i zwal-czania pryszczycy.

Piœmiennictwo

1.Alexandersen S., Zhang Z., Donaldson A. I.: Aspects of the persistence of foot--and-mouth disease virus in animals – the carrier problem. Microbes Infect. 2002, 4, 1099-1100.

2.Alexandersen S., Zhang Z., Donaldson A. I., Garland A. J.: The pathogenesis and diagnosis of foot-and-mouth disease. J. Comp. Pathol. 2003, 129, 1-36. 3.Barnett P. V., Cox S. J., Aggarwal N., Gerber H., McCullough K. C.: Further

studies on the early protective responses of pigs following immunisation with high potency foot and mouth disease vaccine.Vaccine 2002, 20, 3197-3208. 4.Bartley L. M., Donnelly C. A., Anderson R. M.: Review of foot-and-mouth

disease virus survival in animal excretions and on fomites. Vet. Rec. 2002, 151, 667-669.

5.Bautista E. M., Ferman G. S., Golde W. T.: Induction of lymphopenia and inhibition of T cell function during acute infection of swine with foot and mouth disease virus (FMDV). Vet. Immunol. Immunopathol. 2003, 92, 61-73. 6.Beard C. W., Mason P. W.: Genetic determinants of altered virulence of

Taiwa-nese foot-and-mouth disease virus. J. Virol. 2000, 74, 987-991.

7.Brown C. C., Meyer R. F., Olander H. J., House C., Mebus C. A.: A patho-genesis study of foot-and-mouth disease in cattle, using in situ hybridization. Can. J. Vet. Res. 1992, 56, 189-193.

8.Chinsangaram J., Koster M., Grubman M. J.: Inhibition of L-deleted foot-and--mouth disease virus replication by alpha/beta interferon involves double-stran-ded RNA-dependent protein kinase. J. Virol. 2001, 75, 5498-5503.

9.Collen T., Pullen L., Doel T. R.: T cell-dependent induction of antibody against foot-and-mouth disease virus in a mouse model. J. Gen. Virol. 1989, 70, 395--403.

10.Cottral G. E.: Persistence of foot-and-mouth disease virus in animals, their products and the enviroment. Bull. Off. int. Epiz. 1969, 71, 549-568. 11.Donaldson A. I.: Foot-and-mouth disease: the principal features. Irish Vet. J.

1987, 41, 325-327.

12.Giraudo A. T., Beck E., Strebel K., Mello P. A., La Torre J. L., Scodeller E. A., Bergmann I. E.: Identification of a nucleotide deletion in parts of polypeptide 3A in two independent attenuated aphthovirus strains. Virology 1990, 177, 780--783.

13.Huang C. C., Jong M. H., Lin S. Y.: Characteristics of foot-and-mouth disease virus in Taiwan. J. Vet. Med. Sci. 2000, 62, 677-679.

14.Hughes G. J., Mioulet V., Kitching R. P., Woolhouse M. E., Alexandersen S., Donaldson A. I.: Foot-and mouth disease virus infection of sheep: implications for diagnosis and control. Vet. Rec. 2002, 150, 724-727.

15.Knowles N. J., Davies P. R., Henry T., O’Donnell V., Pacheco J. M., Mason P. W.: Emergence in Asia of foot-and-mouth diasease viruses with altered host range: characterization of alterations in the 3A protein. J. Virol. 2001, 75, 1551-1556. 16.Malnou C. E., Poyry T. A., Jackson R. J., Kean K. M.: Poliovirus internal ribo-some entry segment structure alterations that specifically affect function in neuronal cells: molecular genetic analysis. J. Virol. 2002, 76, 10617-10626. 17.Martinez-Salas E., Saiz J. C., Davila M., Belsham G. J., Domingo E.: A single

nucleotide substitution in the internal ribosome entry site of foot-and-mouth disease virus leads to enhanced cap-independent translation in vivo. J. Virol. 1993, 67, 3748-3755.

18.Mason P. W., Rieder E., Baxt B.: RGD sequence of foot-and-mouth disease virus is essential for infecting cells via the natural receptor but can be bypassed by an antibody-dependent enhancement pathway. Proc. Natl. Acad. Sci. 1994, 91, 1932-1936.

19.Mulcahy G., Gale C., Robertson P., Iyisan S., DiMarchi R. D., Doel T. R.: Isoty-pe responses of infected, virus-vaccinated and Isoty-peptide-vaccinated cattle to foot--and-mouth disease virus. Vaccine 1990, 8, 249-256.

20.Nunez J. I., Baranowski E., Molina N., Ruiz-Jarabo C. M., Sanchez C., Domin-go E., Sobrino F.: A single amino acid substitution in nonstructural protein 3A can mediate adaptation of foot-and-mouth disease virus to the guinea pig. J. Virol. 2002, 75, 3977-3983.

21.O’Donnell V. K., Pacheco J. M., Henry T. M., Mason P. W.: Subcellular distri-bution of the foot-and-mouth disease virus 3A protein in cells infected with viruses encoding wild-type and bovine-attenuated forms of 3A. Virology 2001, 287, 151-162.

22.Oleksiewicz M. B., Donaldson A. I., Alexandersen S.: Development of a novel real-time RT-PCR assay for quantitation of foot-and-mouth disease virus in diverse porcine tissues. J. Virol. Methods 2001, 92, 23-35.

23.Paprocka G.: Wirus pryszczycy i jego budowa molekularna. Medycyna Wet. 2006, 62, 753-756.

24.Pharo H. J.: Foot-and-mouth disease: an assessment of the risks facing New Zealand. N. Z. Vet. J. 2002, 50, 46-55.

25.Piccone M. E., Rieder E., Mason P. W., Grubman M. J.: The foot-and-mouth disease virus leader proteinase gene is not required for viral replication. J. Virol. 1995, 69, 5376-5382.

26.Pilipenko E. V., Pestova T. V., Kolupaeva V. G., Khitrina E. V., Poperech-naya A. N., Agol V. I., Hellen C. U.: A cell cycle-dependent protein serves as a template-specific translation initiation factor. Genes Dev. 2000, 14, 2028-2045. 27.Sa-Carvalho D., Rieder E., Baxt B., Rodarte R., Tanuri A., Mason P. W.: Tissue culture adaptation of foot-and-mouth disease virus selects viruses that bind to heparin and are attenuated in cattle. J. Virol. 1997, 71, 5115-5123.

28.Saiz J. C., Rodriquez A., Gonzalez M., Alonso F., Sobrino F.: Heterotypic lymphoproliferative response in pigs vaccinated with foot-and-mouth disease virus. Involvement of isolated capsid proteins. J. Gen. Virol. 1992, 73, 2601--2607.

29.Sanz-Parra A., Vazquez B., Sobrino F., Cox S. J., Ley V., Salt J. S.: Evidence of partial protection against foot-and-mouth disease in cattle immunized with a recombinant adenovirus vector expressing the precursor polypeptide (P1) of foot-and-mouth disease virus capsid proteins. J. Gen. Virol. 1999, 80, 671-679. 30.Zhao Q., Pacheco J. M., Mason P. W.: Evaluation of genetically engineered derivatives of a Chinese strain of foot-and-mouth disease virus reveals a novel cell-binding site which functions in cell culture and in animals. J. Virol. 2003, 77, 3269-3280.

Adres autora: doc. dr hab. Gra¿yna Paprocka, ul. Wodna 7, 98-220 Zduñ-ska Wola; e-mail: grazyna@piwzp.invar.net.pl