Widok Molekularne podstawy kontroli skurczu mięsni przez jony wapnia.

K

osm os

PROBLEMY N A U K I

IO I^ G IC Z N YC H

Re n a t a Dą b r o w s k a, An t o n i Wr z o s e k

Zakład. Biochemii Mięśni

Instytut Biologii Doświadczalnej im. M. Nenckiego PAN Pasteura 3, 02-093 Warszawa

E-mail: renata@nencki.gov.pl

MOLEKULARNE PODSTAWY KONTROLI SKURCZU MIĘŚNI PRZEZ JONY WAPNIA

WSTĘP Włókna różnych typów mięśni charaktery­ zują się bardziej (mięśnie prążkowane) lub mniej (mięśnie gładkie) zorganizowaną siecią filamentów tworzonych przez polimery białek, aktyny i miozyny (D Ą B R O W S K A 1987). Siła w mięśniach jest generowana dzięki sprzężone­ mu z hydrolizą A T P , cyklicznemu tworzeniu słabo i silnie związanych mostków między glo- bularnymi fragmentami cząsteczek miozyny (zwanymi główkami), wysuniętymi na ze­ wnątrz filamentów miozynowych, i filamenta- mi aktynowymi (H U X L E Y 1969, T A Y L O R 1992). Oddziaływanie aktyny z miozyną in vivo okre­

śla poziom wolnych jonów wapnia w sarkopla- zmie; w stężeniu 1 0 - 1 0 M Ca białka te nie oddziałują ze sobą, a stężenie 1 0 - 1 0 M po­ budza ich oddziaływanie, powodując przejście od stanu rozkurczu do stanu skurczu mięśni (E B A SH I i E N D O 1968). Tak małe zmiany stęże­ nia wolnych jonów wapnia, kontrolujące cykl skurczowo-rozkurczowy mięśni sprawiają, że poziom tych jonów w sarkoplazmie wymaga precyzyjnego mechanizmu regulacji, tym bar­ dziej , że całkowite stężenie wapnia w komórce jest kilku milimolowe.

REGULACJA WEWNĄTRZKOMÓRKOWEGO STĘŻENIA JONÓW WAPNIA W KOMÓRCE MIĘŚNIOWEJ

Jony wapnia, aktywujące skurcz mięśni, pochodzą z przestrzeni pozakomórkowej lub z wewnętrznego magazynu Ca — siateczki sar- koplazmatycznej. W zależności od typu mięśni wykorzystanie poszczególnych dróg napływu jonów wapnia do sarkoplazmy jest różne. Ry­

sunek 1 przedstawia w schematyczny sposób główne drogi napływu jonów wapnia do sarko­ plazmy komórek mięśni szkieletowych (A), ser­ cowego (B) i mięśni gładkich (C). Spośród do­ tychczas poznanych kanałów wapniowych sarkolemmy, zależnych od potencjału błono­ wego, w komórkach wszystkich typów mięśni zidentyfikowano kanały klasy L (ang. long la­ sting) i T (ang. transient). Kanały klasy L mię­ śni szkieletowych stanowią główny szlak na­ pływu jonów wapnia do wnętrza komórki i są najlepiej poznane (MCDONALD i współaut. 1994, GLOSSMANN i STRIESSING 1990). Zbudo­ wane są one z pięciu podjednostek oą, oc2, P, Y i

8, o masach cząsteczkowych odpowiednio 155-200 kDa, 130-150 kDa, 52-65 kDa,

30-33 kDa i 24-33 kDa (St e a i współaut. 1995). Podjednostka oą wykazuje wszystkie cechy kanału wapniowego, pozostałe podjed- nostki, z wyjątkiem podjednostki (3, są białka­ mi błonowymi i pełnią funkcje regulatorowe. Działanie kanału modulowane jest ponadto przez fosforylację podjednostki oą, katalizowa­ ną przez kinazy zależne od cAMP i cGMP oraz kinazę białkową C (XIONG I SPERELAKIS 1995), a także przez wiązanie z podjednostką oą inhi­ bitorów, takich jak dihydropiridyna (DHP).

W mięśniach szkieletowych depolaryzacja sarkolemmy, indukująca zmiany konforma- cyjne kanału L, powoduje otwarcie kanału znajdującego się w siateczce sarkoplazmatycz- nej, określanego jako receptor rianodynowy (RyR) (DULHUNTY 1992). Poznane izoformy RyR tworzą rodzinę białek charakterystycz­ nych dla poszczególnych typów mięśni, wystę­ pujących w postaci homotetramerów o masie podjednostek 500-600 kDa (FUTATSUGI i współaut. 1995). Wypływ jonów wapnia z

cy-CICR

agonista

Rys. 1. Schemat ilustrujący główne drogi napływu wolnych jonów wapnia do komórek mięśni szkieletowych (A), mięśni sercowych (B), mięśni gładkich (C) oraz ich usuwania (D) (wg Bersa 1991, zmodyfikowany).

VD — zależne od potencjału błonowego uwalnianie jonów wapnia, V-R D — kanał wapniowy otwierany przez potencjał lub regulowany wiązaniem ligandu do receptora (voltage or receptor gated Ca2+ channel), CICR — pobudzany jonami wapnia wypływ wapnia, RyR — receptor rianodynowy, IP3— inozytolo-l,4,5-trisfosforan, PIP2 — fosfatydyloinozytolo- 4,5-bisfosforan, DAG — 1,2-diacylglicerol, PLC — fosfolipaza C, PKC — kinaza białkowa C, CR-Ca — kalretikulina, CSQ- Ca — kalsekwestryna.

stern terminalnych siateczki sarkoplazma- tycznej nie jest jednak regulowany napływem jonów wapnia z przestrzeni pozakomórkowej, ale oddziaływaniem RyR siateczki z recepto­ rem DHP podjednostki oą kanału L w kanali­ kach poprzecznych sarkolemmy (BERS 1991) (rys. 1A). Obydwie te struktury błonowe łączy triadyna, glikoproteina o masie cząsteczkowej 95 kDa (FLUCHER i współaut. 1993, KNUDSON

i współaut. 1993).

W mięśniu sercowym zmiany konforma- cyjne kanału L, wywołane depolaryzacją sar­ kolemmy, nie są bezpośrednio przenoszone na kanał RyR siateczki sarkoplazmatycznej. Nie­ wielka ilość jonów wapnia wpływa do sarko- plazmy przez kanał L, powodując aktywację RyR i wypływ jonów wapnia z siateczki sarko­ plazmatycznej w procesie zwanym pobudze­ niem jonami wapnia wypływu wapnia (CICR, ang. calcium induced calcium release) (TANA- BE i współaut. 1990) (rys. IB).

W mięśniach gładkich napływ jonów wap­ nia do sarkoplazmy odbywa się również przez kanały L zależne od potencjału błonowego, za pomocą mechanizmu CICR oraz przez kanały

niezależne od potencjału błonowego, których przykładem jest kanał zależny od ATP. Jednak­ że jony wapnia napływające przez te kanały tyl­ ko w nieznacznym stopniu uczestniczą w po­ budzeniu skurczu mięśni gładkich. Podstawo­ wą rolę w tym procesie odgrywają jony wapnia, które są uwalniane z siateczki sarkoplazma­ tycznej przez inozytolo-l,4,5-trisfosforan (IP3), wytwarzany w kaskadzie reakcji zapoczątko­ wanej wiązaniem agonisty ze specyficznym re­ ceptorem błonowym, a następnie aktywacją fo- sfolipazy C poprzez białko G i hydrolizą fosfa- tydyloinozytolo-4,5-bisfosforanu (PIP2) (HORO­ WITZ i współaut. 1996) (rys. 1C). W procesie tym obok IP3 powstaje 1,2-diacylglycerol, który bierze udział w aktywacji kinazy C. Receptor

IP3 siateczki sarkoplazmatycznej jest białkiem o masie monomeru 310 kDa występującym, podobnie jak receptor RyR, w postaci homote- trameru. Indukowany IP3 mechanizm uwalnia­ nia jonów wapnia do sarkoplazmy odgrywa również pewną rolę w mięśniu sercowym (KIJI- MA i współaut. 1993), nie odgrywa natomiast znaczącej roli w pobudzaniu skurczu mięśni szkieletowych (SOMLYO i SOMLYO 1994).

Kanał wapniowy T występuje we wszyst­ kich typach mięśni i jest odpowiedzialny za spontaniczną aktywację potencjału czynno­ ściowego. Czas jego otwarcia jest bardzo krót­ ki. Kanał ulega znacznie szybszej aktywacji i inaktywacji w porównaniu z kanałami typu L

(McDo n a l d i współaut. 1994). W mięśniach gładkich i sercowym występują też kanały wapniowe aktywowane poprzez mechaniczne naprężenie mięśni (ang. stretch activated cal­ cium channels) (We l l e n e r i Is e n b e r g 1994,

SADOSHIMA i IZUMO 1997). W mięśniu serco­

wym aktywacja kanałów zależnych od naprę­ żenia prowadzi do hypertrofii oraz zmiany fe­ notypu mięśnia.

Za obniżenie stężenia jonów wapnia w sar- koplazmie, prowadzące do rozkurczu mięśni, są odpowiedzialne pompy wapniowe, znajdują­ ce siq zarówno w sarkolemmie, jak i w błonach siateczki sarkoplazmatyczne oraz wymieniacz sód/wapń (Na /Ca ) występujący w sarkolem­ mie (rys. ID). Aktywny transport do wnętrza siateczki sarkoplazmatycznej odbywa się z udziałem zależnej od jonów magnezu Ca +-ATP- azy, wykorzystującej energię powstającą z hy­ drolizy ATP do pompowania jonów wapnia, wbrew gradientowi stężeń tego kationu. Enzym ten, o masie cząsteczkowej 110 kDa, odznacza się wysokim powinowactwem do jonów wapnia (Km = 0,5 pM) oraz dużą szybkością maksy­ malną (PIKUŁA 1997). Występujące w mię­ śniach gładkch i sercowym izoformy ATPaz w przeciwieństwie do izoform mięśni szkieleto­ wych, podlegają specyficznej regulacji przez ni- skocząsteczkowe białko, fosfolamban (6 kDa), które w błonie występuje w postaci pentameru. Fosfolamban nieufosfoiylowany hamuje ak­ tywność Ca -ATPazy, jego fosforylacja przy udziale kinaz zależnych od cAMP i Ca2+/kalmo- duliny znosi ten efekt (COLYER 1993).

Ca -ATPazy występujące w sarkolemmie (o masie 140 kDa), charakteryzuje wysokie po­ winowactwo do jonów wapnia (Km = 0,5 pM) i niska zdolność transportowa tych jonów. En­

zymy te podlegają złożonym procesom regula­ cji poprzez oddziaływanie z kalmoduliną, kwa­ śnymi fosfolipidami, fosfoiylację domeny regu­ latorowej przy udziale kinazy C oraz usuwanie domeny inhibitorowej przez kalpainy (MONTE- ITH i ROUFOGALIS 1995, CARAFOLI 1994). W y­ kazano, że ATPaza zlokalizowana w sarkolem­ mie w czasie rozkurczu mięśni wypompowuje na zewnątrz komórki tylko 1% całej puli jonów wapnia (NEGRETTI i współaut. 1993).

Ważną rolę w utrzymywaniu homeostazy jonów wapnia w komórkach mięśniowych w czasie cyklu skurczowo-rozkurczowego odgry­ wa wymieniacz Na /Ca usytuowany w sarko­ lemmie. Transportuje on przez błonę 3 jony sodu, a w kierunku przeciwnym 1 jon wapnia. Sprawia to, że transport jonów przez wymie­ niacz Na /Ca jest elektrogenny, a jego kieru­ nek zależy od potencjału błonowego (CRESPO i współaut. 1990). Wymieniacz ten o masie czą­ steczkowej 120 kDa składa się z 11 domen transbłonowych i występuje w postaci trzech form polimorficznych (NlCOLL i współaut. 1996). Jego działanie jest pośrednio modulo­ wane przez Na /K -ATPazę sarkolemmy, która reguluje stężenie jonów sodu i potasu w sarko-plazmie (MORGAN i BLINKS 1982).

+ 2+

Oprócz wymieniacza Na /Ca homeostazę wapniową w komórkach mięśniowych utrzy­ mują białka wiążące jony wapnia. W mię­ śniach szkieletowych taką rolę spełniają par- walbuminy, przyspieszające rozkurcz tych mięśni (RALL 1996). W czasie rozkurczu wapń zmagazynowany w cysternach siateczki sarko­ plazmatycznej jest związany w mięśniach szkieletowych i sercowym z kalsekwestiyną, białkiem o masie 57 kDa (Th a r in i współaut. 1996), a w mięśniach gładkich głównie z kal- retikuliną o masie 46 kDa (Mic h a l a k i współ­

aut. 1992). Białka te mają wysoką pojemność i niską stałą wiązania jonów wapnia, charak­ terystyczną dla białek buforowych (kalsekwe- stiyna 50 moli, a kalretikulina 20-25 moli na mol białka).

MOLEKULARNE MECHANIZMY KONTROLI SKURCZU MIĘŚNI PRZEZ JONY WAPNIA Sensorami wewnątrzkomórkowego stęże­

nia jonów wapnia w komórce mięśniowej są białka, w cząsteczkach których występuje charakterystyczny, czerokrotnie powtórzony motyw strukturalny helisa-pętla-helisa, zwany motywem „EF-hand”, służący wiązaniu tych jonów (NAKAYAMA i KRETSINGER 1994). W mię­

śniach gładkich kręgowców i wielu bezkręgow­ ców jest to kalmodulina, w mięśniach prążko­

wanych mięczaków — istotny łańcuch lekki miozyny, a w mięśniach szkieletowych i serco­ wym kręgowców i niektórych bezkręgowców — troponina C (D Ą B R O W S K A 1996). We wszyst­ kich tych białkach pary motywów struktural­ nych „EF-hand” tworzą globularne domeny mające wspólny hydrofobowy rdzeń. Dwie glo­ bularne domeny łączy długi odcinek a-helikal- ny. Nie wszystkie cztery motywy „EF-hand”

mają funkcjonalnie sprawne miejsca wiązania jonów wapnia: w istotnym lekkim łańcuchu znajduje się tylko jedno miejsce wiązania, a w troponinie C znaczenie funkcjonalne mają dwa miejsca wiązania jonów wapnia usytuo­ wane w domenie N-końcowej. Pozostałe moty­ wy „EF-hand” bądź utraciły zdolność wiązania jonów wapnia na skutek delecji lub zastąpień aminokwasowych, bądź wykazują niską spe­ cyficzność wobec jonów wapnia i mają tylko znaczenie strukturalne.

Mechanizm aktywacji białek generujących skurcz po związaniu jonów wapnia przez każ­ de z omawianych białek sensorycznych jest in­ ny. W mięśniach gładkich i mięśniach mięcza­ ków regulacja skurczu jest związana z modyfi­ kacją główki miozynowej, a w mięśniach szkie­ letowych i sercowym ze zmianami konforma- cyjnymi białek związanych z filamentem akty­ nowym. Ten ostatni mechanizm regulacji został najlepiej scharakteryzowany ze względu na naj­ dłuższą historię badań. Znaczny postęp uzy­ skano szczególnie w ciągu ostatnich kilku lat, dzięki trójwymiarowej rekonstrukcji struktury filamentów aktynowych związanych z białkami regulującymi metodą dyfrakcji optycznej obra­ zów mikroskopowych (LE H M A N i współaut.

1994, 1995), poznaniu metodą analizy rentge­ nowskiej kryształów struktury aktyny (KABSCH i współaut. 1990), troponiny C (H ERZBERG i J A ­ MES 1988) i tropomiozyny (W H ITB Y i współaut. 1992), a także dzięki punktowym mutacjom składników kompleksu troponinowego (FARAH i R E IN AC H 1995).

Organizację filamentu aktynowego i białek z nim związanych w mięśniach szkieletowych i sercowym ilustruje rysunek 2. W rowkach

podwójnej helisy polimerów aktynowych znaj­ dują się liniowe polimery dimerów tropomiozy- nowych i przyłączone do nich z okresowością 38 nm cząsteczki troponiny. W ten sposób 1 cząsteczka troponiny przypada na 1 dimer tro­ pomiozyny i 7 monomerów aktyny. Troponina składa się z trzech podjednostek o różnej strukturze i funkcji: wspomnianej ju ż troponi­ ny C — sensora jonów wapnia, troponiny I, wiążącej się z kompleksem aktyna-tropomio- zyna i hamującej aktywność ATPazy aktomio- zynowej, i troponiny T, wiążącej kompleks tro- poninowy z cząsteczką tropomiozyny (E B A S H I 1974). Kompleks troponiny ma kształt wydłu­ żony, w którym troponina I i troponina C two­ rzą część globularną, a troponina T część pa- łeczkowatą.

Według aktualnych poglądów mechanizm kontroli wapniowej cyklu skurczowo-rozkur- czowego mięśni szkieletowych i sercowego jest następujący. W niskim, submikromolowym stężeniu jonów wapnia, miejsca ich specyficz­ nego wiązania o niskim powinowactwie (Kca = 3 x 10 M ) w N-końcowej domenie troponiny C nie są wysycone, podczas gdy miejsca o wyso­ kim powinowactwie (Kca = 2 x 10 M ), niespe­ cyficzne wobec wapnia, usytuowane w C-koń- cowej domenie białka, wysycone są jonami ma­ gnezu (KMg = 2 x 10 M ) ( G r a b a r e k i współ­ aut. 1992, FAR AH i R E IN A C H 1995). W tych wa­ runkach N-końcowy region troponiny I jest związany z C-końcową domeną troponiny C, a C-końcowe rejony troponiny I wiążą się z kom­ pleksem aktyna-tropomiozyna, utrzymując tropomiozynę w pozycji zasłaniającej miejsca wiązania aktyny z główką miozynową (H A S E L- G r o y e 1972, L e h m a n i współaut. 1994). Ak­

R ys. 2. S c h e m a t p o k a zu ją c y u sy tu o w a n ie b ia łe k re g u lu ją c y c h s k u rc z m ię ś n i s z k ie le to w y c h i s erco w y ch , tro p o n in y i tro p o m io zy n y , n a fila m en cie a k ty n o w y m o ra z g łó w k i m io zy n o w e w y s u n ię te n a z e w n ą trz fila ­ m en tu m io zy n o w eg o i tw o rzą c e m o s tk i m ię d zy fila m en ta m i.

A — aktyna; TM — tropomiozyna; TnI, TnC i TnT — składniki troponiny: troponina I, C i T; S -l — subfragment 1 mio- zyny (główka miozynową); RLC, regulujący i ELC, istotny łańcuch lekki miozyny.

tywność ATPazy aktomiozynowej jest wówczas bardzo niska, charakterystyczna dla stanu roz­ kurczu mięśni (McKlLLOP i GEEVES 1993).

Kolejność reakcji prowadzących do skur­ czu mięśni prążkowanych jest następująca.

1. W zrost stężenia jon ów wapnia w sarko-

plazm ie (do m ikrom olowego) powoduje ich związanie z miejscami o słabym powinowactwie w domenie końca N troponiny C, wynikiem cze­ go je st przesunięcie wzgledem siebie odcinków helikalnych białka i otwarcie hydrofobowej kie­ szeni (GANGE i współaut. 1994) (rys. 3).

rżących słabo związane mostki między podjed- nostkami aktyny i główkami miozynowymi.

5. Dalszy obrót tropomiozyny (o około 5 ), wymuszony w sposób kooperatywny przez główki miozynowe przyłączone do podjedno- stek aktynowych pozwala na wytworzenie sil­ nie związanych mostków, zdolnych do szybkiej hydrolizy ATP i generacji siły (HOLMES 1995,

LEHRER 1994).

Przedstawiony schemat kaskady reakcji indukowanych przez jony wapnia, prowadzący do aktywacji skurczu mięśni prążkowanych,

R ys. 3. Z m ia n y k o n fo rm a c y jn e w czą s te c zc e tro p o n in y C p o d w p ły w e m jo n ó w w a p n ia i in d u k o w a n e w ią ­ za n ie m jo n ó w w a p n ia z m ia n y w o d d zia ły w a n iu tro p o n in y C z tro p o n in ą I.

TnC — troponiną C, Tn I — troponiną I.

2. Z hydrofobowymi resztami wiąże się fragment C-końcowy oraz fragment wiążący aktynę i hamujący ATPazę aktomiozynową troponiny I (rys. 3).

3. Wzmocnienie w ten sposób wiązania między troponiną C i troponiną I (wzrost stałej wiązania o trzy rzędy wielkości) powoduje przerwanie połączenia troponiny I z komple­ ksem aktyna-tropomiozyna, pozostawiąjąc troponinę związaną z filamentem aktynowym wyłącznie poprzez wiązanie troponiny T z tro- pomiozyną.

4. Te przegrupowania w kompleksie tropo- ninowym pociągają za sobą obrót polimerów tropomiozynowych wokół osi filamentu akty­ nowego o około 25 i odsłonięcie miejsc

two-jest znacznie uproszczony i opisuje tylko zmia­ ny w oddziaływaniu białek, mających kluczo­ we znaczenie dla tego kooperatywnego proce­ su. Mnogość form polimorficznych białek re­ gulujących, charakterystycznych dla mięśni szkieletowych wolnych i szybkich, a także mię­ śni sercowych, nie ma znaczenia dla mechani­ zmu regulacji, ale może modyfikować wrażli­ wość aktywności ATPazy aktomiozynowej na jony wapnia. Tak się dzieje w przypadku mię­

śnia sercowego, którego troponiną I i troponi- n a T są fosfoproteinami (TOBACMAN 1996). Fo­ sforylacji troponiny I pod wpływem stymulacji receptorów p-adrenergicznych towarzyszy spa­ dek wrażliwości ATPazy aktomiozynowej na jo ­ ny wapnia. Jest to skutek zdolności

ufosfory-lowanej troponiny I do zmiejszania powino­ wactwa troponiny C do jonów wapnia. Rola fo­ sforylacji troponiny T w mięśniach sercowych pozostaje dotąd nie wyjaśniona, chociaż wia­ domo, że białko to ufosforylylowane in vitro przez kinazę białkową C ma mniejsze powino­ wactwo do kompleksu tropomiozyna-aktyna, co w konsekwencji prowadzi do obniżenia sty­ mulowanej jonami wapnia aktywności ATPazy aktomiozynowej (N O LA N D i K U O 1992). W sta­ nach patologicznych mięśnia sercowego wy­ stępują zmiany w ekspresji isoform troponiny (szczególnie jej podjednostek I i T) (M A L H O R T A 1994, V a n D e W e r e 1996).

Troponina nie występuje w mięśniach gładkich kręgowców i wielu bezkręgowców, a także w mięśniach prążkowanych mięczaków, a mechanizm zależnej od jonów wapnia regu­ lacji aktywności skurczowej tych mięśni jest związany bezpośrednio z główkami miozyno- wymi (TRYBUS 1994, DĄBROWSKA i STĘPKOW­ SKI 1997). W każdej z dwóch główek cząstecz­ ki miozyny można wyróżnić reagującą z akty­ ną i hydrolizującą ATP domenę motoryczną oraz domenę regulatorową, w której z frag­ mentem łańcucha ciężkiego wiążą się w spo­ sób niekowalencyjny łańcuchy lekkie: regulu­ jący i istotny (rys. 2). Rozmieszczenie tych do­ men i ich wzajemne oddziaływanie zostało po­ znane dzięki krystalografii główki miozyny z mięśni szkieletowych kury (RAYMENT i współ­ aut. 1993) i domeny regulatorowej miozyny z mięśni mięczaka, przegrzebka (XIE i współaut. 1994), a także dzięki wykorzystaniu metod ge­ netyki molekularnej (TRYBUS 1994).

W stanie rozkurczu zarówno mięśni gład­ kich kręgowców, jak i mięśni prążkowanych mięczaków (przy niskim poziomie jonów wap­ nia) zahamowanie oddziaływania między mio­ zyną i aktyną jest spowodowane prawdopo­ dobnie dimeryzacją główek i blokowaniem w ten sposób uwalniania produktów hydrolizy ATP z miejsca katalitycznego (domeny

moto-rycznej) (CREMO i współaut. 1995, Kalabokis i współaut. 1996). Nieco odmienne są nato­ miast mechanizmy prowadzące do skurczu tych dwóch typów mięśni.

Cykl reakcji prowadzących do skurczu mięśni gładkich jest następujący. •

1. Związanie czterech jonów wapnia z czą­ steczką kalmoduliny (Kca~106-1 0 7M J) powo­ duje zmianę jej konformacji, uwidaczniając hydrofobowe regiony wiążące kinazę lekkich łańcuchów miozyny, i tworzenie w ten sposób aktywnego kompleksu tego enzymu.

2. Aktywna kinaza katalizuje reakcję fosfo­ rylacji seryny w N-końcowym fragmencie re­ gulującego łańcucha lekkiego w każdej z dwu główek miozynowych indukując jego zmiany konfor macyj ne.

3. Informacje o zmianach konformacyj- nych w końcach N regulujących łańcuchów są transmitowane poprzez ich C-końcową dome­ nę do łańcuchów ciężkich, z którymi się wiążą. 4. Ciężke łańcuchy propagują zmiany w domenie regulatorowej do odległej o około 100

A domeny motorycznej w każdej z dwu główek miozynowych, powodując dysocjację główek, ich oddziaływanie z aktyną i skurcz mięśni.

W mięśniach mięczaków miozyna nie ulega fosforylacji, a zmiany konformacyjne domeny regulatorowej główek miozynowych są induko­ wane bezpośrednim wiązaniem jonów wapnia z istotnymi łańcuchami lekkimi (XIE 1994). W stabilizacji tego wiązania uczestniczy szereg reszt aminokwasowych łańcuchów regulują­ cych i ciężkich, usztywniając w ten sposób całą domenę regulatorową (HOUDUSSE i COHEN

1996). Tak jak w przypadku miozyny z mięśni gładkich, w mechanizmie przekazywania infor­ macji o kolejnych zmianach konformacyjnych, wywołanych wiązaniem jonów wapnia z dome­ ną regulatorową do domeny motorycznej, bierze udział C-końcowa połowa łańcucha regulujące­ go i łańcuch ciężki każdej z główek miozyny

(Dą b r o w s k a i St ę p k o w s k i 1997).

MOLECULAR BASIS FOR CALCIUM CONTROL OF MUSCLE CONTRACTION S u m m a r y

It is well established that contraction o f all muscle ty- and then to present the current state of understanding of pes is controlled by intracellular free calcium level. The the molecular mechanisms by which calcium sensory pro­ aim of this article is to review first the current knowledge teins transmit the effect of calcium binding to the actomy-o f the main pathways actomy-of intracellular free calcium reguła- osin system generating force in these muscles,

LITERATURA

Be r sd. M ., 1991. Excitation-contraction coupling and car­ diac contractile force. Dorechet, Kluwer.

Ca r a f o l i E ., 1994. Biogenesis: plasma membrane calcium ATPase: 15 years o f work on the purified enzyme. FA-

S E B J . 8, 9 9 3 -1 0 0 2 .

Co l y e r J., 1993. Control o f calcium pump o f cardiac sarco­

plasmic reticulum. A specific role fo r pentameric structu­ re o f phospholamban? Cardiovasc. Res. 27, 1766-1771.

Cr e m o C. R., Se l l e r sJ. R., Fa c e m y e r K. C., 1995. Two

heads are required fo r phosphorylation-dependent re­ gulation o f smooth muscle myosin. J. Biol. Chem. 270,

2171-2175.

Cr e s p o L. M., Gr a n t h a m C. J., Ca n n e l lM. B., 1990. Kine-+ 2+

tics, stoichiometry and role o f Na / Ca exchange me­ chanism in isolated cardiac myocytes. Nature 345,

618-621.

Dą b r o w s k aR., 1987. Budowa i działanie aparatu kurczli­

wego mięśni. [W:] Komórka — je j budowa i ruch. Ku-

ź n ic k iL. (red.) Ossolineum, Wrocław str. 93-132.

Dą b r o w s k a R., 1996. Molekularne mechanizmy zależnej

2+

od Ca regulacji skurczu różnych typów mięśni, Post.

Biochem.42, 195-203.

DąBROwsKA R., St ę p k o w s k i D ., 1997. Wpływ łańcuchów lekkich miozyny na je j funkcjonowanie. Post. Bio­

chem. 4 3, 1 4 3 -1 5 0 .

Du l ii u n t y A. F., 1992. The voltage-activation o f contraction

in skeletal muscle. Prog. Biophys. Mol. Biol. 57,

181-223.

Eb a s it i S ., En d o M., 1968. Ca ion and muscle contraction. Progr. Biophys. Mol. Biol. 18, 123-183.

Eb a s h i S ., 1974. Regulatory mechanism o f muscle contrac­ tion with special reference to the Ca-troponin-tropomy­ osin system. [W:] Essays in Biochemistry. Ca m p b e l l P. N., Dic k e n sF. (red.), Academic Press, London, vol. 10, str. 1-36.

Fa r a l i C. S., Re in a c h F. C., 1995. The troponin complex and regulation o f muscle contraction. Fa s e b J. 9, 7 5 5 -7 6 7 . Fl u c p ie rB. E ., An d r e w s S. B., Fl e i s c h e r s., Ma r k s a. R.,

Ca s w e l l A., 1993. Triad f ormation: organization and

function o f the sarcoplasmic reticulum calcium relea­ sed channel and triadin in normal and dysgenic musc­ le in vitro. J. Cell Biol. 123, 1161-1174.

Fu t a t s u g iA., Ku w a i j m aA . G .,Mi k o s h ib aK., 1995. Tissue-

specific and developmentally regulated alternative splicing in mouse skeletal ryanodine mRNA. Biochem.

J. 305, 373-378.

Ga n g e s. M., Ts u d aS ., LiM. X ., Ch a n d r aM., Sm il l ieL.B., Sy k e s B.D., 1994. Quantfication o f the calcium-indu­

ced secondary structural changes in the regulatory do­ main o f troponin-C. Protein Sci. 3, 1961-1974.

Gl o s s m a n n H., St r ie s s in g j . , 1990. Molecular properties

o f calcium channels. Rev. Physiol. Biochem. Pharma­

col. 114, 1-105.

Gr a b a r e k Z., Ta oT., Ge r g e l yJ., 1992. Molecular mecha­

nism o f troponin-C function. J. Muscle Res. Cell Motil.

13, 383-393.

Ha s e l g r o v eJ. C., 1972. X-ray evidence fo r a conformatio­

nal change in the actin containing filam ents o f verte­ brate striated muscle. Cold Spring Harbor Symp. Qu­

ant. Biol. 37, 341-352.

He r z b e r g O., Ja m e s m. N. G. 1988. Refined crystal struc­

ture o f troponin C from turkey skeletal muscle at 2.0 A resolution. J. Mol. Biol. 203, 761-779.

Ho l m e s K. C., 1995. The actomyosin interaction and its

control by tropomyosin. Biophys. J. 68, 2s-6s.

Ho u d u s s eA., Co h e n C ., 1996. Structure o f the regulatory

domain o f scallop myosin at 2 A resolution: implica­ tions fo r regulation. Structure 4, 21-32.

Ho r o w it z A ., Me n icE C. B ., La p o r t e R., Mo r g a n K. G.,

1996. Mechanisms o f smooth muscle contraction. P h y ­ siol. R ev. 76, 967-1003.

HUXLEY H. E., 1969. The mechanism o f muscular contrac­

tion. Science 164, 1356-1366.

Ka b s c h w. Ma n n h e r z H. G ., Su c k D ., Pa i e. f., h o l m e s K.C., 1990. Atomic structure o f actin: DNase I complex. Nature 347, 37-44.

KALABOKIS V. N., VlBERT P., YORK M. L., SZENT-GyORGYI A.

G., 1996. Single-headed scallop myosin and regula­

tion. J. Biol. Chem. 271, 26779-26782.

Kij im a Y., Sa it o A ., Je t t o n T. L., Ma g n u s o n M . a., Fl e i­ s c h e r S., 1993. Different intracellular localization o f

inositol 1,4,5-triphosphate and rianodine receptor in cardiomyocytes. J. Biol. Chem. 268, 3499-34506.

Kn u d s o n C. M., St a n gK. K., Jo r g e n s e nA. O., Ca m b e l lK. P., 1993. Biochemical characterization and ultrastruc-

tural localization o f a major junctional sarcoplasmic re­ ticulum glycoprotein (triadin). J. Biol. Chem. 268,

12637-12645.

Le h m a nW., CRAIG R., Vib e r t P., 1994. Ca + -induced tropo­

myosin movement in Limulus thin filam ents revealed by three-dimensional reconstruction. Nature 368,

65-67.

Le h m a n W., Vib e r t P., Um a n P., Cr a ig R., 1995. Steric-

blocking by tropomyosin visualized in relaxed verte­ brate muscle thin filam ents. J. Mol. Biol. 251,

191-196.

Le h r e r S .S., 1994. The regulatory switch o f the muscle

2+

thin filament: Ca or myosin heads? J. Muscle Res.

Cell Motil. 15, 232-236.

Ma l h o r t a A., 1994, Role o f regulatory proteins (troponin-

tropomyosin) in pathologic states. Mol. Cell.Biochem.

135, 43-50.

McDo n a l d T. F., Pe l z e r S., Tr a u t w e inW., Pe l z e r D. J., 1994. Regulation and modulation o f calcium channels

in cardiac, skeletal, and smoot h muscle cells. Physiol.

Rev. 74, 365-507.

McKil l o pD. F. A ., Ge e v e s M. A ., 1993. Regulation o f the

interaction between actin and myosin subfragment 1: evidence fo r three states o f the thin filament. Biophys.

J. 65, 693-701.

Mic h a l a kM., Mil n e rR. E., Bu r n sK., Op a sm., 1992. Cal-

reticulin. Biochem. J. 285, 681-692.

Mo n t e it h G. R., Ro u f o g a l is B. D., 1995. The plasma

membrane calcium pump — a physiological perspecti­ ve on its regulation. Cell Calcium 18, 459-470.

Mo r g a n J. P., Bl in k s J. R., 1982. Intracellular Ca trans­

ients in the cat papillary muscle. Can J. Physiol. Phar­

macol. 60, 520-528.

Na k a y a m aS., Kr e t s in g e r R.H., 1994. Evolution o f the EF-

hand fam ily o f proteins. Annu. Rev. Biomol. Struc. 23,

473-507.

NEGRETH N „ O'NEILL S. C., Eis n e rD. A., 1993. The relati­

ve contribution o f different intracellular and sarcolem- mal systems to relaxation in rat ventricular myocytes.

C a r d io v a s c u la r R es. 27, 1826-1830.

Ph il ip s o n K. D., 1996, Cloning o f a third mammalian

N a -C a + exchanger, NCX3. J . Biol. Chem. 271, 24914-24921.

N oland T. A., Kuo J. F., 1992. Protein kinase C

phospho-2+

rglation o f cardiac troponin T decreases Ca -depen­ dent actomyosin MgATPase activity and troponin T bin­ ding to tropomyosin — F-actin complex. Biochem. J.

288, 123-129.

Pikula S., 1997. ATPaza z błon sarkoplazmatycznego reti-

kulum, transportująca jo n y wapnia. Kosmos 46,

105-114.

Ra y m e n t Y ., Ry p n ie w s k iw.R., Sc h m it-BAs e K ., Sm it h R , To m o c h i c kD. R., Be n n in g M. M., Win k e l m a n n D. A.,

We s e n b e r g G., Ho l d e n H. M., 1993. Three-dimensio­

nal structure od myosin subfragment-1: a molecular motor. Science 261, 50-58.

R a ll J. A., 1996. Role o f parvalbumin in skeletal muscle re­

laxation. News in Physiol. Sciences 11, 249-255.

Sa d o s h im a J ., Iz u m o S., 1997. The cellular and molecular

response o f cardiac myocytes to mechanical stress.

Annu. Rev. Physiol. 59, 551-571.

So m l y oP. A., So m l y oA. V., 1994. Signal transduction and

regulation in smooth muscle. Nature 372, 231-236.

St e a A., SOONG T. W., Sn u t a c h T. P., 1995. Voltage-gated

calcium channels. IW:] Handbook o f Receptors and Channels Series. Ligand- and voltage-gated ion chan­ nels, R. A. No r t h (red.), CRC Press, Inc. 113-151. Ta n a b eT., Be a m K. G., Ad a m s B. A., Niid o m eT., Nu m a S.,

1990. Regions o f the skeletal muscle dihydropirydyne

receptor critical f o r excitation-contraction coupling. Na­

ture 346, 567-569.

Ta y l o r E. W., 1992. Mechanism and energetics o f actomy­

osin ATPase. [W:] The Heart and Cardiovascular Sy­ stem II wyd. Fo z z a rH.A. i współred, Raven Press Ltd, New York str. 1281-1293.

Th a r in S ., Ha m e l P. A ., Co n w a y E . M ., Mi c h a l a k M ., Op a s M ., 1996. Regulation o f calcium binding proteins calre-

ticulin and calsquestrin during differentiation in the myogenic cell line L6. J. C ell. P h y s io l. 166, 547-560. TOBACMAN L. S., 1996. Thin-filament-mediated regulation

o f cardiac contraction. Annu. Rev. Physiol. 58,

447-481.

Tr y b u s K. M., 1994. Role o f myosin light chains. J. Muscle

Res. Cell Motil. 15, 587-594.

Va n De We r fF., 1996. Cardiac troponins in acute corona­

ry syndromes. New Eng. J. Med. 335, 1388-1389.

We l l e n e r M . C ., Is e n b e r g G ., 1994. Stretch effects on

whole-cell current o f guinea-pig urinary bladder myo­ cytes. J. Physiol. Lond. 480, 439-448.

Whitby F. G., Kent H., S te w a rt F., S te w a rt M., X ie X., Hatch V., Phillips G. N., 1992. Structure o f tropomyo­

sin at 9 Angstroms resolution. J. Mol. Biol. 227,

441-452.

XieX., Ha r r is o n D. H., Sc h l ic h t in g I., Sw e e t R. M., KA- LABOKIS V. N., SZENT-GYORGYI A. G ., COHEN C ., 1994.

Structure o f regulatory domain o f scallop myosin at 2.8 A resolution. Nature, 368, 306-312.

Xio n g Z., Sp e r e l a k is N ., 1995. Regulation o f L-type cal­

cium channels o f vascular smooth muscle cells. J. Mol.