ZAKAŻENIA
STREPTOCOCCUS AGALACTIAE U KOBIET CIĘŻARNYCH
I NOWORODKÓW
STREPTOCOCCUS AGALACTIAE INFECTION IN PREGNANT WOMEN AND NEWBORNS
STRESZCZENIE: Streptococcus agalactiae jest przyczyną zakażeń w ciąży i połogu oraz u no-worodków. Głównym czynnikiem wpływającym na rozwój infekcji w okresie noworodkowym jest kolonizacja przez GBS (ang. group B Streptococcus) pochwy i odbytu kobiet ciężarnych. U noworodków zakażenie paciorkowcem grupy B może przebiegać pod postacią: ciężkiego zapalenia płuc, zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych oraz sepsy. U kobiet ciężarnych ob-serwuje się natomiast bezobjawową bakteriurię, bakteriemię w następstwie cięcia cesarskiego czy poporodowe zapalenie błony śluzowej macicy. Ponadto GBS może być odpowiedzialny za: porody przedwczesne, przedwczesne pęknięcie błon płodowych i zapalenie błon płodowych. Badania przesiewowe w kierunku wykrywania nosicielstwa paciorkowca grupy B u kobiet po-między 35. a 37. tygodniem ciąży oraz okołoporodowa profilaktyka antybiotykowa u ciężar-nych GBS-dodatnich są obecnie uważane za najskuteczniejsze metody zapobiegania zakaże-niom u noworodków.
SŁOWA KLUCZOWE: ciąża, nosicielstwo, okołoporodowa profilaktyka antybiotykowa,
Streptococcus agalactiae, zakażenia u noworodków
ABSTRACT: Streptococcus agalactiae (group B Streptococcus – GBS) is a pathogenic factor of in-fections during pregnancy, the postpartum period and neonatal inin-fections. The main risk fac-tor for infection during the neonatal period is GBS colonization of the vagina and rectum of the mother. Neonatal infection with group B Streptococcus may occur in the form of severe pneu-monia, meningitis and sepsis. In pregnant women we observe: asymptomatic bacteriuria, bac-teraemia after the caesarean section and chorioamnionitis. Screening for group B
Streptococ-cus in women between 35 and 37 weeks of gestation and intrapartum antibiotic prophylaxis
in GBS-positive pregnant women are considered to be the most effective methods of preven-ting neonatal infections.
KEY WORDS: carrier, intrapartum antibiotic prophylaxis, neonatal infections, pregnancy,
Streptococcus agalactiae
1 Katedra i Zakład Mikrobiologii Lekarskiej Uniwersytetu Medycznego w Lublinie 2 Oddział Ginekologiczno-Położniczy
z Patologią Ciąży Samodzielnego Publicznego Szpitala Wojewódzkiego im. Papieża Jana Pawła II w Zamościu
} AGNIESZKA SIKORA
Katedra i Zakład Mikrobiologii Lekarskiej, Uniwersytet Medyczny w Lublinie, ul. W. Chodźki 1, 20-093 Lublin, Tel.: 81 448 64 05, Fax: 81 448 64 00, e-mail: agnieszka.sikora@umlub.pl Wpłynęło: 04.07.2017 Zaakceptowano: 22.07.2017 DOI: dx.doi.org/10.15374/FZ2017040
WSTĘP
Streptococcus agalactiae jest główną przyczyną zakażeń u noworodków i kobiet ciężarnych. Kolonizacja GBS (ang. group B Streptococcus – GBS) pochwy w czasie ciąży – zwy-kle bezobjawowa – może prowadzić do zakażenia wewnątrz-macicznego na drodze wstępującej lub infekcji okołoporodo-wej. U zakażonych noworodków stwierdza się sepsę lub zapa-lenie płuc, rzadziej zapazapa-lenie opon mózgowo-rdzeniowych,
zapalenie szpiku kostnego czy ropne zapalenie stawów [1]. U kobiet ciężarnych kolonizacja GBS zwiększa ryzyko ob-jawowych lub bezobob-jawowych zakażeń układu moczowe-go (ZUM, bakteriuria bezobjawowa) i powikłań, takich jak: zapalenie błon płodowych (ang. chorioamnionitis), zapale-nie błony śluzowej macicy (ang. endometritis), przedwcze-sne pęknięcie błon płodowych (ang. premature rupture of
membranes), poród przedwczesny (ang. preterm birth) i we-wnątrzmaciczne obumarcie płodu [1, 2].
Zgodnie z Ustawą Ministra Zdrowia z dnia 20 września 2012 roku w sprawie standardów postępowania medyczne-go przy udzielaniu świadczeń zdrowotnych z zakresu opie-ki okołoporodowej sprawowanej nad kobietą w okresie fizjo-logicznej ciąży, fizjologicznego porodu, połogu oraz opieki nad noworodkiem, a także z zaleceniami Polskiego Towa-rzystwa Ginekologicznego (PTG) z 2008 roku – opartymi na rekomendacjach Centers for Disease Control and Prevention (CDC) z 2002 roku – u każdej kobiety ciężarnej pomiędzy 35. a 37. tygodniem ciąży powinno wykonać się przesiewowe badanie mikrobiologiczne w kierunku nosicielstwa pacior-kowca grupy B. Taka diagnostyka pozwala na zidentyfikowa-nie ciężarnych GBS-dodatnich, u których należy zastosować okołoporodową profilaktykę antybiotykową w celu uniknię-cia zakażenia u noworodków [3–5].
CHARAKTERYSTYKA MIKROBIOLOGICZNA
Bakterie z rodzaju Streptococcus (paciorkowce) należą do ro-dziny Streptococcaceae. Są to Gram-dodatnie ziarniaki zawdzię-czające swoją nazwę charakterystycznym układom komórek, których powstanie związane jest z jedną płaszczyzną podziału oraz brakiem ich rozdziału po podziale. Paciorkowce w prepara-cie barwionym metodą Grama są widoczne w postaci krótszych lub dłuższych łańcuszków [6]. Streptococcus spp. różnią się od in-nych ziarniaków Gram-dodatnich (Staphylococcus spp.) brakiem zdolności do wytwarzania enzymu katalazy [6].
Rodzaj Streptococcus skupia kilkadziesiąt gatunków charak-teryzujących się różną chorobotwórczością, jednak w zaka-żeniach u ludzi istotną rolę odgrywa tylko kilkanaście z nich. Gatunki o największym znaczeniu klinicznym to: S. agalac-tiae, Streptococcus pyogenes, Streptococcus pneumoniae i En-terococcus faecalis. Wiele gatunków paciorkowców two-rzy mikrobiotę jamy ustnej (np. Streptococcus mitis, Strep-tococcus mutans, StrepStrep-tococcus salivarius), mikrobiotę gór-nych dróg oddechowych, skóry oraz przewodu pokarmowego (np. Enterococcus faecalis, Enterococcus faecium) [7].
Istnieje kilka podziałów paciorkowców w obrębie rodza-ju. W diagnostyce mikrobiologicznej najbardziej przydatny jest podział na grupy serologiczne według Lancefield, któ-ry opiera się na różnicach w budowie antygenowej składni-ków ściany komórkowej – wielocukru swoistego C (grupy: A, B, C, F i G) lub kwasu lipotejchojowego (grupa D). Inny podział związany jest z typem hemolizy i dzieli paciorkowce na: α-, β- i γ-hemolizujące [7].
Streptococcus agalactiae to paciorkowiec β-hemolizujący należący według klasyfikacji Lancefield do grupy serolo-gicznej B (GBS) . Wytwarza otoczkę, rzadziej spotykane są szczepy bezotoczkowe. Nie posiada rzęsek i nie tworzy prze-trwalników [8].
S. agalactiae jest względnie beztlenową bakterią, wykazu-je duże wymagania wzrostowe, dlatego też do hodowli sto-suje się podłoża wzbogacone zawierające: krew, surowicę lub wyciąg sercowo-mózgowy. Wzrost obserwowany jest po 18–24-godzinnej hodowli w temperaturze 37°C. Na agarze z krwią rośnie w postaci drobnych, szarych kolonii, otoczo-nych wąską strefą β-hemolizy. Jego oporność na bacytracy-nę uznaje się za cechę różnicującą z innym β-hemolizującym paciorkowcem – Streptococcus pyogenes [9, 10].
CZYNNIKI WARUNKUJĄCE
CHOROBOTWÓRCZOŚĆ
Patogenność S. agalactiae warunkowana jest wieloma czynnikami wirulencji, które mogą być klasyfikowane ze względu na wywoływany efekt w organizmie gospodarza. Wśród nich można wyróżnić czynniki zjadliwości pozwa-lające uniknąć odpowiedzi układu immunologicznego ma-kroorganizmu, zapewniające oporność na peptydy przeciw-bakteryjne oraz umożliwiające adhezję i wnikanie do komó-rek gospodarza [11].
Do czynników wirulencji, które chronią bakterie przed działaniem układu odpornościowego, należą otoczka oraz enzymy (dysmutaza ponadtlenkowa, peptydaza C5a i pro-teaza serynowa). Otoczka jest jednym z najważniejszych czynników wirulencji GBS. Ma budowę polisacharydową, na którą składają się: D-glukoza, D-galaktoza, N-acetylo- -D-glukozamina, krótkie powtarzające się sekwencje 4–7 cu-krów prostych oraz kwas sjalowy. Obecność kwasu sjalowe-go stwarza trudności w rozpoznaniu i eliminacji bakterii, po-nadto zakłóca proces fagocytozy poprzez hamowanie opso-nizacji komórek składową C3 układu dopełniacza [12, 13].
Dysmutaza ponadtlenkowa chroni komórkę bakteryjną przed działaniem stresu oksydacyjnego poprzez przekształ-cenie rodnika tlenowego (O2-) do tlenu cząsteczkowego (O
2) i nadtlenku wodoru (H2O2), które następnie metabolizowa-ne są przez katalazy lub peroksydazy [11].
Inne enzymy – takie jak peptydaza C5a (ScpB) – roz-kładają i inaktywują białka C5a układu dopełniacza (ma to działanie antychemotaktyczne dla granulocytów obojętno-chłonnych), a proteaza serynowa (CspA) niszczy chemoki-ny i komponenty macierzy pozakomórkowej (głównie fibry-nogen), co utrudnia rozpoznanie bakterii przez układ im-munologiczny i fagocytozę. Szczepy GBS niewytwarzające CspA wykazują większą podatność na działanie neutrofilów i cechują się mniejszą zjadliwością [12].
Kolejna grupa czynników warunkujących chorobotwór-czość S. agalactiae odpowiada za oporność na peptydy prze-ciwbakteryjne. Zalicza się do niej białka wiążące penicyliny (ang. penicillin binding proteins – PBPs) i antygen b [12]. PBPs, znane jako karboksypeptydazy i transpeptydazy, od-powiadają za polimeryzację peptydoglikanu i są miejscem
docelowego działania antybiotyków β-laktamowych [12]. Do tej pory nie wyizolowano szczepów paciorkowców grupy B opornych na penicylinę, ale wśród nich można znaleźć szczepy o obniżonej wrażliwości na ten antybiotyk (ang. GBS with reduced penicillin susceptibility – PRGBS). Obniżona wrażliwość GBS na ten β-laktam wiąże się z mutacjami w ge-nie kodującym białko PBP 2X (pbp2x) [14]. Wykazano, że jed-no z białek PBP – PBP1a – determinuje chorobotwórczość pa-ciorkowców grupy B poprzez ochronę przed fagocytozą. Za-obserwowano, że mutanty w genie kodującym białko PBP 1a – ponA – są wrażliwsze na działanie peptydów przeciwbakte-ryjnych (ang. antimicrobial peptides – AMPs) oraz działanie granulocytów obojętnochłonnych i makrofagów w porówna-niu ze szczepami dzikimi [15]. Inny czynnik zjadliwości to an-tygen b, który wchodzi w skład białka powierzchniowego C. Jego rola polega na wiązaniu przeciwciał klasy IgA oraz czyn-nika H, który reguluje alternatywną drogę aktywacji dopełnia-cza [12].
Za przyleganie GBS do różnych komórek gospodarza, w tym do: komórek nabłonka pochwy, błon płodowych, pneu-mocytów i endoteliocytów bariery krew-mózg odpowia-dają adhezyny MSCRAMMs (ang. microbial surface com-ponent recognizing adhesive matrix molecules), które wy-kazują powinowactwo do białek macierzy pozakomórko-wej (ang. extracellular miatrix – ECM), takich jak: fibronek-tyna, fibrynogen, laminina i kolagen. Na przykład zewną-trzkomórkowe białko BsaB (ang. bacterial surface adhesin of GBS), określane jako FbsC, wiąże się z fibrynogenem i la-mininą, umożliwiając tym samym adhezję do komórek na-błonkowych pochwy oraz tworzenie biofilmu [16]. Ponadto rolę adhezyn pełnią: kwasy lipotejchojowe ściany komórko-wej, fimbrie, białka bogate w powtórzenia serynowe (ang. seri-ne-rich repeat – Srr1/Srr2), białko αC (APC), IagA i Rib [11]. Odrębną grupę czynników zjadliwości GBS stanowią tok-syny, które uszkadzają błony komórkowe, umożliwiając bakte-riom wniknięcie do komórek gospodarza. Wśród nich wyróż-nić można: β-hemolizynę/cytolizynę (β-H/C, ClyE) i czynnik CAMP (ang. Christie-Atkins-Munch Peterson) [13].
β-hemolizyna odgrywa istotną rolę w patogenezie zaka-żeń u noworodków: powoduje zaburzenie funkcji miokar-dium, upośledza czynność wątroby, promuje inwazję GBS do komórek nabłonka i śródbłonka płuc oraz umożliwia przenikanie bakterii przez barierę krew-mózg. Ponadto in-dukuje reakcję zapalną i apoptozę komórek.
Czynnik CAMP to białko wydzielnicze zdolne do nisz-czenia błon komórkowych poprzez wiązanie się z glikozy-lofosfatydyloinozytolem (GPI). Inne czynniki zjadliwości GBS, takie jak hialuronidaza i oligopeptydaza, sprzyjają roz-przestrzenianiu się bakterii do różnych miejsc podczas za-każenia [11].
EPIDEMIOLOGIA
Streptococcus agalactiae został po raz pierwszy opisany w 1887 roku przez Nocarda i Mollereau jako przyczyna za-palenia gruczołu mlekowego (mastitis) u krów. Następnie w 1935 roku Lancefield i Hare zidentyfikowali paciorkowca grupy B w wymazach z pochwy pobranych od kobiet ciężar-nych, a w 1938 roku Fry opisał trzy przypadki sepsy połogo-wej. Po 1960 roku w Stanach Zjednoczonych i w krajach Eu-ropy S. agalactiae został uznany za główną przyczynę sepsy i zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych (ZOMR) u nowo-rodków [17]. W latach 90. XX wieku w wielu krajach wpro-wadzono profilaktykę zakażeń GBS, polegającą na badaniu przesiewowym w kierunku nosicielstwa paciorkowca u cię-żarnych i stosowaniu okołoporodowej profilaktyki antybioty-kowej u kobiet GBS-dodatnich, co przyczyniło się do znacz-nego spadku zakażeń u noworodków [18].
S. agalactiae jest komensalem zasiedlającym przewód po-karmowy, pochwę i dolny odcinek układu moczowego. Kolo-nizacja może mieć charakter stały, przejściowy lub okresowy. Szacuje się, że częstość nosicielstwa GBS u kobiet ciężarnych wynosi 10–30%, a przewód pokarmowy jest głównym rezer-wuarem grupy serologicznej B Streptococcus i prawdopodob-nie źródłem kolonizacji pochwy [10, 18].
Znanych jest wiele czynników matczynych, położniczych i noworodkowych mających wpływ na kolonizację pochwy, transmisję GBS oraz wystąpienie zakażeń o wczesnym po-czątku [17]. Zmiany zachodzące w czasie ciąży – takie jak zwiększone pH pochwy i przerost błony śluzowej – stwarza-ją korzystne warunki do szybkiego namnażania się patoge-nów z grypy B Streptococcus w środowisku pochwy. Wśród czynników zwiększających ryzyko kolonizacji przez pa-ciorkowca grupy B wymienia się: stosowanie tamponów lub wkładek wewnątrzmacicznych, otyłość, rasę czarną, wiek poniżej 20 lat, cukrzycę oraz niski poziom przeciwciał klasy IgG przeciw GBS u matki [10, 17, 19, 20].
Transmisja wertykalna paciorkowców grupy B dotyczy od 30 do 70% noworodków, a spośród dzieci skolonizowanych tylko u 1–2% rozwinie się wczesny zespół chorobowy [5, 18]. Według danych epidemiologicznych GBS jest odpowie-dzialny za 40–50% zakażeń u noworodków w Stanach Zjed-noczonych, a częstość infekcji ocenia się na 0,5 na 1000 ży-wych urodzeń [21]. W krajach europejskich, takich jak Niem-cy czy Hiszpania, wynosi ona 0,2–9 na 1000 żywych urodzeń. W Polsce 20% wszystkich zakażeń noworodków o bardzo małej masie urodzeniowej wywoływanych jest przez pacior-kowce grupy B, przy czym częstość kolonizacji GBS kobiet ciężarnych wynosi 3,3–19,7% (w zależności od wojewódz-twa), a częstość transmisji na noworodka u matek-nosicielek GBS szacowana jest na 9,5–34,5% [22].
Na podstawie różnic w budowie polisacharydów otocz-kowych (ang. capsular polysaccharide – CPS), w obrębie gatunku S. agalactiae można wyróżnić dziesięć serotypów
oznaczonych jako: Ia, Ib, II, III, IV, V, VI, VII, VIII i IX. Ich częstość występowania zależy między innymi od zjadli-wości szczepu, szerokości geograficznej czy rasy. W zakaże-niach u kobiet ciężarnych i noworodków dominują serotypy: Ia, II, III i V [23, 24].
Największe znaczenie w patogenezie infekcji ma serotyp III, który jest główną przyczyną zapalenia opon mózgowo- -rdzeniowych i odpowiada za 90% przypadków późnych za-każeń u noworodków [24]. Mniej rozpowszechnionymi sero-typami są Ib, IV i VI, a bardzo rzadko spotykane są VII, VIII i IX [25]. Niektóre dane wskazują na coraz częstsze występo-wanie w infekcjach serotypu IV [23].
ZAKAŻENIA U KOBIET CIĘŻARNYCH
Paciorkowiec grupy B dla zdrowej, immunokompetent-nej kobiety nie stanowi zagrożenia, a nosicielstwo GBS w po-chwie nie wiąże się ze złym stanem zdrowia, brakiem higie-ny czy aktywnością seksualną, a więc nie wymaga eradykacji [26]. Dopiero gdy kobieta zajdzie w ciążę, która jest stanem obniżonej odporności, istnieje ryzyko rozwinięcia się infekcji. Najczęstsze powikłania związane z kolonizacją pochwy przez GBS to: zapalenie błony śluzowej macicy, zapalenie błon płodowych, przedwczesne pęknięcie błon płodowych, bakteriemia, ropnie w miednicy mniejszej, poporodowa in-fekcja w obrębie układu moczowo-płciowego, gorączka po-łogowa oraz zapalenie gruczołu piersiowego [27].
Najczęściej występującą u kobiet ciężarnych infekcją o etiologii S. agalactiae jest zakażenie układu moczowego. ZUM sprzyjają ucisk powiększonej macicy na moczowody oraz zmniejszenie napięcia mięśniówki pęcherza moczo-wego i moczowodów, co przyczynia się do zastoju moczu i wstecznego jego odpływu do moczowodów. Dodatkowymi czynnikami zwiększającymi ryzyko rozwoju zakażenia ukła-du moczowego w okresie ciąży są glukozuria i upośledzo-ne zagęszczanie moczu. Postacie kliniczupośledzo-ne ZUM obserwo-wane u ciężarnych to: zapalenie cewki moczowej, zapalenie pęcherza moczowego, ostre odmiedniczkowe zapalenie ne-rek oraz bezobjawowa bakteriuria [28, 29]. Zarówno w przy-padku objawowego, jak i bezobjawowego zakażenia GBS układu moczowego u ciężarnych należy wdrożyć antybioty-koterapię (zgodnie z obowiązującymi zaleceniami dotyczą-cymi leczenia zakażeń dróg moczowych u kobiet w ciąży).
Warto również wspomnieć o infekcjach powodowa-nych przez paciorkowce grupy B u osób dorosłych, głównie z nieprawidłowo funkcjonującym układem immunologicz-nym. Dotyczą one następujących pacjentów: osób z choro-bami przewlekłymi, chorych na nowotwory, poddanych te-rapii immunosupresyjnej i osób starszych powyżej 65. roku życia. Najczęściej występujące w tych grupach postacie kli-niczne zakażeń to: ropne zakażenia skóry i tkanek miękkich, zakażenia dróg oddechowych (zapalenie gardła, zapalenie
płuc), infekcje układu moczowego (zapalenie pęcherza mo-czowego, odmiedniczkowe zapalenie nerek), zapalenie ko-ści i szpiku oraz zapalenie wsierdzia i/lub osierdzia [30, 31]. W zakażeniach u osób dorosłych dominuje serotyp V.
ZAKAŻENIA U NOWORODKÓW
Zagrożenia dla noworodka, jakie niesie ze sobą transmisja okołoporodowa S. agalactiae, to w szczególności: bakteriemia, sepsa, zapalenie płuc i ZOMR [32, 33].
Bakteria najczęściej zostaje przeniesiona z matki na dziecko podczas przechodzenia noworodka przez kanał rodny lub rza-dziej poprzez zakażenie wstępujące. Druga sytuacja ma miejsce wtedy, gdy płód aspiruje zakażony płyn owodniowy do dróg oddechowych i rozwija się u niego zapalenie płuc z bakterie-mią [5].
Istotnymi czynnikami, które zwiększają ryzyko koloniza-cji i infekkoloniza-cji GBS u noworodka, są: masywna kolonizacja dróg rodnych, poród przed 37. tygodniem ciąży, niska masa urodze-niowa, zapalenie błon płodowych, gorączka w czasie porodu (≥38oC), bezobjawowa bakteriuria o etiologii GBS (2–7% cię-żarnych), potwierdzone zakażenie paciorkowcem z grupy B u noworodka w poprzedniej ciąży oraz przedwczesne pęknię-cie błon płodowych (ponad 18 godzin lub więcej przed poro-dem) [5, 34].
Zakażenia wywoływane przez S. agalactiae u noworodków klasyfikuje się jako choroby o wczesnym (ang. early onset dise-ase – EOD) i późnym początku (ang. late onset disedise-ase – LOD) (Tabela 1). Różnią się one od siebie zarówno patogenezą, jak i objawami klinicznymi [35–37].
Zakażenia o wczesnym początku charakteryzują się gwał-townie postępującą infekcją. Rozwija się ona do 7. dnia życia noworodka, przy czym zdecydowana większość (powyżej 90%) rozpoczyna się już w ciągu pierwszych 12 godzin [38]. EOD objawia się pogorszeniem funkcjonowania układu oddecho-wego (bezdech), sercowo-naczyniooddecho-wego (tachykardia) i ner-wowego. Przebiega piorunująco, przybierając najczęściej po-stać bakteriemii z zapaleniem płuc lub sepsy, której śmiertel-ność – pomimo zaawansowanych technik diagnostyczno-tera-peutycznych – wynosi 5–20%. Rzadziej występującym powi-kłaniem jest ZOMR czy zapalenie szpiku kostnego [5]. Zakaże-nia o wczesnym początku są powodowane głównie przez sero-typy Ia, II, III i V. Z wieloośrodkowych badań wynika, że EOD stanowi 60–70% wszystkich infekcji wywoływanych przez GBS [39, 40].
Postać późna rozwija się pomiędzy 7. dniem a 3. miesią-cem życia niemowlęcia. W około 50% przypadków LOD wy-stępuje na skutek kolonizacji noworodka podczas poro-du [41]. Choroby o późnym początku mogą być też wyni-kiem zakażenia niezwiązanego z akcją porodową – trans-misją horyzontalną w środowisku szpitalnym lub do-mowym przez osoby skolonizowane S. agalactiae [27].
LOD objawia się najczęściej jako bakteriemia z towarzyszącym zapaleniem opon mózgowo-rdzeniowych lub zapaleniem szpi-ku. W zakażeniach o późnym początku dominuje serotyp III, rzadziej identyfikuje się serotypy Ia i V. Częstość występowania zakażenia o późnym początku (i związanej z nim śmiertelno-ści) jest mniejsza niż EOD [5, 41, 42].
WYKRYWANIE NOSICIELSTWA S. AGALACTIAE
Zgodnie z rekomendacjami PTG z 2008 roku, dotyczą-cymi wykrywania nosicielstwa paciorkowców grupy B u ko-biet w ciąży i zapobiegania zakażeniom u noworodków, istnie-je obowiązek wykonania przesiewowego badania w kierunku nosicielstwa GBS u kobiet ciężarnych pomiędzy 35. a 37. ty-godniem ciąży. U ciężarnych z dodatnim wynikiem posiewu należy wdrożyć okołoporodową profilaktykę antybiotykową (OPA, ang. intrapartum antibiotic prophylaxis – IAP) [4]. Do badań powinny być pobierane dwa wymazy – jeden z przed-sionka pochwy, a drugi z odbytnicy (po pokonaniu oporu zwieracza) [4]. Wymazówki z pobranym materiałem umiesz-czane są w osobnych identycznych podłożach transportowych np. Amiesa, a następnie dostarczane jak najszybciej do labo-ratorium mikrobiologicznego. Kolejnym etapem jest przepro-wadzenie preinkubacji materiału w płynnym podłożu wybiór-czo-namnażającym, np. Todda i Hewitta, z dodatkiem genta-mycyny (8 μg/ml) i kwasu nalidyksowego (15 μg/ml) lub ko-listyny (10 μg/ml) i kwasu nalidyksowego (15 μg/ml). Mate-riał kliniczny można też bezpośrednio posiać metodą reduk-cyjną na podłoża chromogenne, np. Granada agar. Inkubację prowadzi się w 37°C w warunkach tlenowych lub atmosferze wzbogaconej 5% CO2 przez 18–24 godziny. W przypadku za-stosowania preinkubacji materiału niewielką ilość hodowli na-leży przenieść wymazówką na wzbogacone podłoże stałe z 5% odwłóknioną krwią baranią, posiać metodą redukcyjną i inku-bować (jak wyżej). Następnie poddaje się ocenie makroskopo-wej kolonie, które wykazują morfologiczne cechy GBS (wąska strefa β-hemolizy, drobne, szare, błyszczące lub matowe kolo-nie o równym brzegu, katalazo-ujemne) [18].
W identyfikacji paciorkowców grupy B stosuje się meto-dy fenotypowe i genotypowe. W celu potwierdzenia przyna-leżności do grupy serologicznej B wykonuje się lateksowe te-sty aglutynacyjne, a informacji o przynależności gatunkowej dostarcza wynik np. testu CAMP (charakterystyczny trójkąt strefy β-hemolizy na podłożu z krwią po posianiu Streptococ-cus agalactiae prostopadle do StaphylococStreptococ-cus aureus wytwa-rzającego β-hemolizynę). W przypadkach wątpliwych należy przeprowadzić identyfikację z użyciem komercyjnych zesta-wów testów biochemicznych lub metody genotypowej PCR (ang. polymerase chain reaction), z użyciem gatunkowo spe-cyficznych starterów Sag59 i Sag190 [5, 43].
ZAPOBIEGANIE ZAKAŻENIOM
Obecnie głównym celem profilaktyki zakażeń u noworod-ków jest zapobieganie transmisji GBS w czasie porodu po-przez stosowanie okołoporodowej profilaktyki antybiotyko-wej, zgodnie z algorytmem zaproponowanym przez Polskie Towarzystwo Ginekologiczne.
ZASADY OKOŁOPORODOWEJ PROFILAKTYKI
ANTYBIOTYKOWEJ
Okołoporodowa profilaktyka antybiotykowa jest stosowana u kobiet ciężarnych z dodatnim wynikiem badań na nosicielstwo paciorkowca grupy B. Ponadto OPA stosuje się u:
t kobiet z nieznanym wynikiem nosicielstwa (a w szczegól-ności z temperaturą ciała powyżej 38°C w czasie porodu); t kobiet z ujemnym wynikiem nosicielstwa, ale u któ-rych wcześniej w obecnej ciąży stwierdzono obecność S. agalactiae w moczu;
t kobiet z ujemnym wynikiem w kierunku S. agalactiae, zgłaszających wystąpienie zakażenia okołoporodowego tym drobnoustrojem u któregoś z poprzednich dzieci; t kobiet rodzących przed 35. tygodniem ciąży;
t kobiet z nieznanym wynikiem nosicielstwa, zgłaszających się do szpitala po 18 godzinach od pęknięcia błon płodo-wych [4].
Wczesny zespół chorobowy Późny zespół chorobowy
Okres inkubacji <7 dni (najczęściej 24–48 godzin) >7 dni do 98 dni
Grupa dominująca Wcześniaki Noworodki donoszone
Częstość występowania 1,5–4/1000 żywych urodzeń 0,10–0,24/1000 żywych urodzeń
Objawy i postaci kliniczne zakażeń
Ostra niewydolność oddechowa (13%) Bezdech
Posocznica (69%) Zapalenie płuc (26%)
Rzadziej zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych (11%)
Gorączka (100%)
Zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych (60%) Posocznica
Rzadziej zapalenie szpiku i ropne zapalenie stawów
Śmiertelność 5–20% 4–6%
Wdrożenie okołoporodowej profilaktyki antybiotykowej u ciężarnej kobiety na cztery godziny przed rozpoczęciem porodu znacznie zmniejsza ryzyko zakażenia noworodka. Skuteczność OPA ocenia się na 86–89% [5, 27, 42].
Lekiem rekomendowanym jest penicylina G podawana dożylnie (pierwsza dawka: 5 mln IU, kolejne: 2,5 mln IU co 4 godziny aż do zakończenia porodu) (Ryc. 1). Możliwe jest zastosowanie ampicyliny dożylnie w dawce pierwszej 2 g, a następnie 1 g co 4 godziny aż do zakończenia porodu [4, 5].
U pacjentek uczulonych na penicylinę, ale mogących przyjmować cefalosporyny, stosuje się cefazolinę (pierwsza dawka 2 g, następne 1 g co 8 godzin). Szacuje się, że oko-ło 10% osób z uczuleniem na penicylinę wykazuje również nadwrażliwość typu I na cefalosporyny [10]. Według reko-mendacji PTG nie należy stosować innych antybiotyków β-laktamowych niż penicylina, ampicylina czy cefazolina [4]. W przypadku konieczności użycia chemioterapeutyku z innej grupy niż β-laktamy, należy rozważyć podanie ery-tromycyny (500 mg dożylnie co 6 godzin) lub klindamycy-ny (900 mg dożylnie co 8 godzin). Przy stwierdzonej opor-ności typu MLSB (ang. macrolide, lincosamide, streptogra-min B) lekiem tzw. ostatniej szansy jest wankomycyna (an-tybiotyk glikopeptydowy), którą podaje się dożylnie w daw-ce 1 g co 12 godzin, aż do porodu. To samo postępowanie dotyczy sytuacji, gdy nie wiadomo, czy szczep posiada feno-typ feno-typu MLSB [5].
Ważne jest, by nie podejmować prób eradykacji S. aga-lactiae w czasie ciąży, ponieważ wiąże się to z szybkim na-wrotem nosicielstwa. Takie postępowanie może jedynie do-tyczyć kobiet obarczonych ryzykiem porodu przedwczesne-go lub przedwczesneprzedwczesne-go pęknięcia błon płodowych [4, 5].
Wieloletnie doświadczenia pokazują, że badania przesie-wowe w kierunku nosicielstwa GBS oraz okołoporodowa profilaktyka antybiotykowa u kobiet ciężarnych GBS-dodat-nich są najskuteczniejszymi sposobami ograniczenia licz-by zakażeń o etiologii S. agalactiae u noworodków. Mimo to prowadzone są badania nad skuteczną szczepionką ma-jącą chronić kobiety w okresie reprodukcyjnym przed ko-lonizacją paciorkowcami grupy B. Inne badania skupiają się na zastosowaniu probiotyków u ciężarnych. Probiotyczne
szczepy bakterii z rodzaju Lactobacillus blokują przyleganie GBS do komórek nabłonkowych pochwy i zmniejszają lonizację. W celu uzyskania efektu ochronnego istnieje ko-nieczność podania kilku dawek preparatów probiotycznych (od 3 do 7) [44].
PODSUMOWANIE
Złotym standardem w profilaktyce zakażeń o etiologii S. agalactiae u noworodków pozostają rekomendacje PTG dotyczące badania nosicielstwa u kobiet ciężarnych oraz wdrażania okołoporodowej profilaktyki antybioty-kowej u nosicielek i kobiet z tzw. grup ryzyka (np. kobiety z ujemnym wynikiem nosicielstwa, ale u których wcześniej w obecnej ciąży stwierdzono obecność S. agalactiae w mo-czu lub rodzące przed 35. tygodniem ciąży). Konieczne jest stałe monitorowanie lekowrażliwości szczepów GBS wyizo-lowanych od kobiet ciężarnych na antybiotyki/chemiotera-peutyki stosowane w profilaktyce. Należy również dążyć do udoskonalania już opracowanych metod zapobiegania in-fekcjom okołoporodowym oraz poszukiwać nowych roz-wiązań mogących pomóc w profilaktyce zakażeń GBS.
KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono.
PIŚMIENNICTWO
1. Winn HN. Group B Streptococcus infection in pregnancy. Clin Perinatol 2007;34(3):387–392.
2. Yancey MK, Duff P, Clark P, Kurtzer T, Frentzen BH, Kubilis P. Peripartum infec-tion associated with vaginal group B streptococcal colonizainfec-tion. Obstet Gynecol 1994;84(5):816–819.
3. Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 20 września 2012 roku w sprawie standardów postępowania medycznego przy udzielaniu świadczeń zdrowot-nych z zakresu opieki okołoporodowej sprawowanej nad kobietą w okresie fi-zjologicznej ciąży, fizjologicznego porodu, połogu oraz opieki nad noworod-kiem. Dz.U. z 2012 r., poz. 1100.
4. Kotarski J, Heczko PB, Lauterbach R, Niemiec T, Leszczyńska-Gorzelak B. Reko-mendacje Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego dotyczące wykrywania nosicielstwa paciorkowców grupy B (GBS) u kobiet w ciąży i zapobiegania za-każeniom u noworodków. Ginekol Pol 2008;79:221–223.
wej profilaktyce antybiotykowej. Opracowano na podstawie [4].
for Immunization and Respiratory Diseases; Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Prevention of perinatal group B streptococcal disease – re-vised guidelines from CDC, 2010. MMWR Recomm Rep 2010;59(RR-10):1–36. 6. Kandi V. Group B streptoccal carriage among pregnant women and its
impli-cations. Int J Reprod Contracept Obstet Gynecol 2015;4(2):301–304. 7. Hardie JM, Whiley RA. Cassification and overview of the genera Streptococcus
and Enterococcus. Soc Appl Bacteriol Symp Ser 1997;26:1S–11S.
8. Simonsen KA, Anderson-Berry AL, Delair SF, Davies HD. Early-onset neonatal sepsis. Clin Microbiol Rev 2014;27(1):21–47.
9. Brzychczy-Włoch M, Bulanda M, Ochojska D, Heczko PB. Nowoczesne metody diagnostyki Streptococcus agalactiae. Post Neonatol 2009;1:19–22.
10. Schrag S, Gorwitz R, Fultz-Butts K, Schuchat A. Prevention of perinatal group B streptococcal disease. Revised guidelines from CDC. MMWR Recomm Rep 2002;51(RR-11):1–22.
11. Rajagopal L. Understanding the regulation of group B streptococcal virulence factors. Future Microbiol 2009;4(2):201–221.
12. Łysakowska M, Bigos M, Wasiela M. Budowa, regulacja i znaczenie czynników wirulencji szczepów Streptococcus agalactiae. Post Mikrobiol 2013;52(1):41–52. 13. Maisey HC, Doran KS, Nizet V. Recent advances in understanding the molecu-lar basis of group B Streptococcus virulence. Expert Rev Mol Med 2008;10:e27. 14. Kimura K, Wachino J, Kurokawa H et al. Practical disk diffusion test for detec-ting group B Streptococcus with reduced penicillin susceptibility. J Clin Micro-biol 2009;47(12):4154–4157.
15. Hamilton A, Popham DL, Carl DJ, Lauth X, Nizet V, Jones AL. Penicillin-binding protein 1 a promotes resistance of group B Streptococcus to antimicrobial pep-tides. Infect Immun 2006;74(11):6179–6187.
16. Jiang S, Wessels MR. BsaB, a novel adherence factor of group B Streptococcus. Infect Immun 2014;82(3):1007–1016.
17. Le Doare K, Heath PT. An overview of global GBS epidemiology. Vaccine 2013;31(Suppl. 4):D7–D12.
18. Brzychczy-Włoch M, Pabian W, Majewska E et al. Dynamics of colonization with group B streptococci in relation to normal flora in women during subse-quent trimesters of pregnancy. New Microbiol 2014;37(3):307–319. 19. Lin FY, Weisman LE, Azimi PH et al. Level of maternal IgG anti-group B
Strep-tococcus type III antibody correlated with protection of neonates against ear-ly-onset disease caused by this pathogen. J Infect Dis 2004;190(5):928–934. 20. Kovavisarach E, Ying WS, Kanjanahareutai S. Risk factors related to group B
streptococcal colonization in pregnant women in labor. J Med Assoc Thai 2007;90(7):1287–1292.
21. American College of Obstetricians and Gynecologists Committee on Obstetric Practice. ACOG Committee opinion no. 485: prevention of early-onset B strep-tococcal disease in newborns. Obstet Gynecol 2011;117(4):1019–1027. 22. Kraśnianin E, Skret-Magierło J, Witalis J et al. The incidence of Streptococcus
group B in 100 parturient women and the transmission of pathogens to the newborn. Ginekol Pol 2009;80(4):285–289.
23. Ippolito DL, James WA, Tinnemore D et al. Group B Streptococcus type preva-lence in reproductive-age women at a tertiary care military medical center re-lative to global serotype distribution. BMC Infect Dis 2010;10:336.
24. Gudjónsdóttir MJ, Hentz E, Berg S et al. Serotypes of group B streptococci in western Sweden and comparison with serotypes in two previous studies starting from 1988. BMC Infect Dis 2015;15:507.
up B streptococci by PCR and sequencing. J Clin Microbiol 2002;40(1):216–226. 26. Steer PJ, Plumb J. Myth: group B streptococcal infection in pregnancy: com-prehended and conquered. Semin Fetal Neonatal Med 2011;16(5):254–258. 27. Pettersson K. Perinatal infection with group B streptococci. Semin Fetal
Neo-natal Med 2007;12(3):193–197.
28. Glaser AP, Schaeffer AJ. Urinary tract infection and bacteriuria in pregnancy. Urol Clin North Am 2015;42(4):547–560.
29. Kessous R, Weintraub AY, Sergienko R et al. Bacteruria with group-B streptococ-cus: is it a risk factor for adverse pregnancy outcomes? J Matern Fetal Neona-tal Med 2012;25(10):1983–1986.
30. Edwards MS, Backer CJ. Group B streptococcal infections in elderly adults. Clin Infect Dis 2005;41(6):839–847.
31. Farley MM, Harvey RC, Stull T et al. A population-based assessment of invasi-ve disease due to group B Streptococcus in nonpregnant adults. N Engl J Med 1995;328(25):1807–1811.
32. Mahieu L, Langhendries JP, Cossey V, De Praeter C, Lepage P, Melin P. Ma-nagement of the neonate at risk for early-onset group B streptococcal di-sease (GBS-EOD): new paediatric guidelines in Belgium. Acta Clin Belg 2014;69(5):313–319.
33. Melin P. Neonatal group B streptococcal disease: from pathogenesis to pre-ventive strategies. Clin Microbiol Infect 2011;17(9):1294–1303.
34. Chan GJ, Lee AC, Baqui AH, Tan J, Black RE. Risk of early-onset neonatal infec-tion with maternal infecinfec-tion of colonizainfec-tion: a global systematic review and meta-analysis. PLoS Med 2013;10(8):e1001502.
35. Nuccitelli A, Rinaudo CD, Maione D. Group B Streptococcus vaccine: state of the art. Ther Adv Vaccines 2015;3(3):76–90.
36. Berardi A, Rossi C, Lugli L et al. Group B Streptococcus late-onset disease: 2003–2010. Pediatrics 2103;131(2):e361–e368.
37. Heath PT, Jardine LA. Neonatal infections: group B Streptococcus. BMJ Clin Evid 2010;2010.
38. Heath PT, Balfour G, Weisner AM et al. Group B streptococcal disease in UK and Irish infants younger than 90 days. Lancet 2004;363(9405):292–294. 39. Zaleznik DF, Rench MA, Hillier S et al. Invasive disease due to group B
Strep-tococcus in pregnant women and neonates from diverse population groups. Clin Infect Dis 2000;30(2):276–281.
40. Schrag SJ, Zywicki S, Farley MM et al. Group B streptococcal disease in the era of intrapartum antibiotic prophylaxis. N Engl J Med 2000;342(1):15–20. 41. Berardi A, Rossi C, Creti R et al. Group B streptococcal colonization in 160
mo-ther-baby pairs: a prospective cohort study. J Pediatr 2013;163(4):1099–1104. 42. Jefferson UT. Pilot study to prevent early-onset group B streptococcal disease
in newborns. Adv Neonatal Care 2006;6(4):208–219.
43. Heczko PB, Niemiec T, Lauterbach R et al. Zalecenia dotyczące wykrywania no-sicielstwa paciorkowców grupy B (GBS) u kobiet w ciąży i zapobiegania zaka-żeniom u noworodków spowodowanym przez ten drobnoustrój. Zakażenia 2008;2:87–96.
44. De Gregorio PR, Juárez Tomás MS, Leccese Terraf MC, Nader-Macías ME. Preventive effect of Lactobacillus reuteri CRL1324 on group B Streptococ-cus vaginal colonization in an experimental mouse model. J Appl Microbiol 2015;118(4):1034–1047.
