JOANNA CZAJKOWSKA2 | GRZEGORZ CHODACZEK3 | JUSTYNA PALECZNY1 | KAROL FIJAŁKOWSKI4 | PAWEŁ MIGDAŁ3
SKUTECZNOŚĆ OPATRUNKU URGOCLEAN® AG PAD W ERADYKACJI
I SEKWESTRACJI IN VITRO DROBNOUSTROJÓW BĘDĄCYCH
CZYNNIKIEM ETIOLOGICZNYM ZAKAŻEŃ RAN PRZEWLEKŁYCH
EFFICACY OF URGOCLEAN® AG PAD DRESSING IN ERADICATION AND SEQUESTRATION OF MICROBIAL
CAUSATIVE FACTORS OF CHRONIC WOUND INFECTIONS
ORCID*: 0000-0002-6542-2525 | 0000-0002-7559-8903 | 0000-0002-0527-468X | 0000-0001-9698-5710 | 0000-0002-6181-3772 | 0000-0002-6750-409X | 0000-0002-1407-6693 | 0000-0002-8783-7123 | 0000-0002-4915-6298 | 0000-0002-2615-9760
1 Katedra i Zakład Mikrobiologii Farmaceutycznej i Parazytologii Wydziału Farmaceutycznego z Oddziałem Analityki Medycznej Uniwersytetu Medycznego we Wrocławiu 2 Laboratorium Mikrobiologii Sieci
Badawczej ŁUKASIEWICZ – PORT Polski Ośrodek Rozwoju Technologii we Wrocławiu
3 Laboratorium Bioobrazowania Sieci Badawczej ŁUKASIEWICZ – PORT Polski Ośrodek Rozwoju Technologii we Wrocławiu 4 Katedra Immunologii, Mikrobiologii
i Chemii Fizjologicznej Wydziału Biotechnologii i Hodowli Zwierząt Zachodniopomorskiego Uniwersytetu Technologicznego w Szczecinie } MARZENNA BARTOSZEWICZ
Katedra i Zakład Mikrobiologii Farmaceutycznej i Parazytologii, Uniwersytet Medyczny
im. Piastów Śląskich we Wrocławiu, ul. Borowska 211a, 50-534 Wrocław, Tel.: 71 784 06 74, e-mail: marzenna.bartoszewicz @umed.wroc.pl Wpłynęło: 28.07.2019 Zaakceptowano: 07.08.2019 DOI: dx.doi.org/10.15374/FZ2019038 *według kolejności na liście Autorów
STRESZCZENIE: W dobie narastającej oporności drobnoustrojów na antybiotyki skuteczne le-czenie infekcji ran stanowi istotne wyzwanie dla pracowników systemów ochrony zdrowia. W celu otrzymania optymalnych warunków do epitelializacji i zamknięcia się rany, konieczne jest uzyskanie właściwego poziomu wilgotności oraz zatrzymanie rozwoju infekcji. Obecnie dostępne są opatrunki oparte na technologiach najnowszej generacji, zawierające zróżnico-wane substancje przeciwdrobnoustrojowe, mające służyć wyżej wzmiankowanym celom. Jed-nym ze stosowanych rozwiązań są wysokochłonne opatrunki lipidokoloidowe zawierające sre-bro, oparte na matrycy TLC. W niniejszej pracy podjęto się oceny skuteczności in vitro tego typu opatrunku do pochłaniania sztucznego wysięku, oceny siły eradykacyjnej względem patoge-nów Staphylococcus aureus, Candida albicans i Pseudomonas aeruginosa oraz ich sekwestracji w obrębie matrycy TLC. Uzyskane wyniki wykazały korzystne cechy opatrunku, predysponują-ce go do wykorzystania w tych obszarach zastosowań, co może stanowić istotny przyczynek do przeprowadzenia badań klinicznych służących pełnemu zrozumieniu interakcji zachodzą-cych między środowiskiem rany, patogenami a matrycą opatrunku.
SŁOWA KLUCZOWE: biofilm, eradykacja, opatrunek TLC, rany, sekwestracja
ABSTRACT: In the era of increasing microbial resistance to antibiotics, effective treatment of wound infections is a significant challenge for healthcare professionals. In order to provide optimal conditions for epithelialization and closure of the wound, it is necessary to obtain the right level of moisture and stop the development of infection. Currently, a number of new-generation dressings containing various antimicrobial substances are used to serve the afo-rementioned goals. One of the solutions are high-absorbing, silver-containing lipido-colloid dressings based on the TLC matrix technology. This study assessed the in vitro ability of this type of dressing to absorb artificial exudate, eradicate Staphylococcus aureus, Candida albicans and Pseudomonas aeruginosa pathogens and to sequestrate it within the TLC matrix. The re-sults showed favorable dressing characteristics that would allow application in these areas and could be an important contribution to further clinical trials aimed at understanding the inte-raction between the wound environment, pathogens and the matrix of the dressing. KEY WORDS: biofilm, eradication, sequestration, TLC dressing, wounds
WSTĘP
Pomimo niewątpliwych sukcesów współczesnej medy-cyny – do których zalicza się między innymi: stosowanie szczepień ochronnych, antybiotykoterapię, dezynfekcję
i antyseptykę – a także mimo poprawy warunków sani-tarnych oraz wzrostu świadomości zdrowotnej społeczeń-stwa, leczenie chorób o podłożu infekcyjnym nadal stano-wi jedno z najpoważniejszych wyzwań systemów ochrony zdrowia.
Jedną z przyczyn tego stanu rzeczy jest wysoka zdolność drobnoustrojów do przystosowywania się do zmian zacho-dzących w środowisku. Stała ekspozycja mikroorganizmów na antybiotyki (będąca efektem ich stosowania w nieodpo-wiednich, zbyt niskich dawkach, przedwczesnego przerywa-nia leczeprzerywa-nia, podaży antybiotyków przy chorobach wiruso-wych) doprowadziła w stosunkowo krótkim czasie do wy-kształcenia przez drobnoustroje mechanizmów oporności, które przekładają się na ich niewrażliwość na coraz szerszy wachlarz substancji bójczych [27, 34, 43]. Efektem tego stanu jest pojawienie się i narastanie częstości występowania szcze-pów wielolekoopornych (ang. multidrug resistant – MDR), w tym szczepów opornych na wszystkie stosowane klinicznie antybiotyki (ang. pandrug resistant – PDR) [36, 49].
Do grupy szczególnie narażonych na infekcje szczepami MDR należą pacjenci hospitalizowani, ze względu na osła-bienie układu odpornościowego związane z chorobą pod-stawową oraz długi czas leczenia podnoszący znacząco ry-zyko kontaktu z patogenami, których rezerwuarem jest śro-dowisko szpitalne.
Pacjenci cierpiący z powodu ran o różnej etiologii także znajdują się w grupie wysokiego ryzyka infekcji. Przerwanie ciągłości skóry stanowi wrota dla drobnoustrojów, a środo-wisko rany sprzyja ich rozwojowi i namnażaniu. Szczegól-nie trudne w opiece i leczeniu są rany Szczegól-niegojące się (daw-niej określane mianem ran przewlekłych), czyli takie, które mimo podjęcia właściwego leczenia nie ulegają zabliźnieniu w okresie 4–8 tygodni [6, 21].
Przykładem ran niegojących się są żylne owrzodzenia go-leni, które występują u około 1,5% dorosłej populacji w Pol-sce. Owrzodzenia żylne są płytkimi, często rozległymi rana-mi na skórze. Przyczyną ich powstawania jest zaawansowa-na przewlekła niewydolność żylzaawansowa-na (PNŻ) kończyn dolnych. Powstawaniu PNŻ sprzyja siedzący tryb życia. Szacuje się, że w Polsce u około 50% kobiet i 40% mężczyzn występują obja-wy tego schorzenia. Owrzodzenia żylne stwierdza się u 0,3% osób w wieku 41–50 lat i u 7% osób w wieku 61–70 lat [48, 52]. Właściwa opieka nad raną niegojącą się jest trudna, zwłaszcza dla osoby niewykwalifikowanej, jaką zazwyczaj jest pacjent oraz członkowie jego rodziny. Szczególnie w przypad-ku chorych starszych, niepełnosprawnych ruchowo i otyłych, dokładna pielęgnacja ran umiejscowionych na goleniach czy stopach może być trudna, a nawet niemożliwa ze względu na ograniczenia fizyczne. Proces leczenia i pielęgnacji owrzodze-nia jest długotrwały i wymaga od pacjenta oraz jego opieku-nów dyscypliny, zachowania odpowiedniego reżimu sanitar-nego, a także cierpliwości. Ból, wysięk i nieprzyjemny zapach wydobywający się z rany, będące wynikiem nieprawidłowej pielęgnacji owrzodzenia, są przyczyną dyskomfortu, wstydu oraz ograniczeń socjalno-ekonomicznych. Wyżej wymienio-ne czynniki mogą skutkować niechęcią pacjenta do poszuki-wania profesjonalnej pomocy medycznej, co w konsekwencji może opóźnić podjęcie właściwego leczenia i doprowadzić do
rozległej infekcji, skutkującej koniecznością amputacji koń-czyny, a nawet zgonem [3, 20, 29].
Wilgotne środowisko rany sprzyja namnażaniu się w nim mikroorganizmów. Drobnoustroje mogą przedostawać się do rany ze środowiska zewnętrznego za pośrednictwem rąk personelu medycznego i opiekunów chorego, a także w wy-niku migracji mikrobioty własnej pacjenta. Etap przedosta-nia się drobnoustrojów do rany określa się mianem konta- NJOBDKJ,PMFKOʇGB[ʇKFTULPMPOJ[BDKBSBOZ D[ZMJOBNOB˃B-nie się mikroorganizmów w raNJOBDKJ,PMFKOʇGB[ʇKFTULPMPOJ[BDKBSBOZ D[ZMJOBNOB˃B-nie. Etapem poprzedzającym rozwój zakażenia miejscowego jest kolonizacja krytyczna – okres, w którym liczba drobnoustrojów jest bardzo wyso-ka, pojawiają się pierwsze objawy zapalenia, a proces gojenia rany ulega zahamowaniu [2, 3, 30, 51].
Do klinicznej oceny konieczności wdrożenia leczenia przeciwdrobnoustrojowego rany służy skala W.A.R. (ang. Wounds at Risk). Stopień ryzyka zakażenia rany zależy od wielu czynników, które można podzielić na związane ze sta-nem układu immunologicznego pacjenta (choroby towarzy-szące, niedobory odporności, wiek, otyłość, niedożywienie) oraz zewnętrzne (przyjmowane leki, zanieczyszczenie rany, ciała obce w ranie, umiejscowienie rany, wirulencja drobno-ustrojów, używki, nieodpowiednia dieta, niewłaściwa opie-ka nad raną itp.) [12, 28].
Podstawą w leczeniu ran niegojących się jest strategia 5*.& PQSBDPXBOBQS[F[&VSPQFKTLJF5PXBS[ZTUXP-FD[F-nia Ran. Opiera się ona na czterech elementach, które po-winny być stosowane jednocześnie [13, 18, 25]:
t 5 BOHUJTTVFEFCSJEFNFOUoPQSBDPXBOJFULBOFLQP-legające na oczyszczeniu łożyska rany z tkanek mar-twiczych oraz wysięku. Sposób opracowania powinien być dobrany z uwzględnieniem stanu zdrowia pacjen-ta i być najbardziej efektywny oraz jednocześnie naj-mniej traumatyczny [18, 25]. Wśród metod oczysz-czania rany można wymienić:
– oczyszczanie chirurgiczne – wycięcie martwych tkanek, bardzo efektywna metoda przy masywnej martwicy, jednak najmniej delikatna [18, 38], – oczyszczenie enzymatyczne – pokrywanie rany
en-zymami rozkładającymi martwe tkanki [47], – oczyszczenie autolityczne – zastosowanie
substan-cji wzmagających aktywność autolityczną tkanek martwiczych [1],
– oczyszczenie biochirurgiczne – wykorzystanie larw much Lucilia sericata wydzielających enzymy pro-teolityczne rozpuszczające martwe tkanki, które po rozpuszczeniu służą larwom za pokarm [4, 37], – terapię podciśnieniową – pokrycie rany szczelnym
opatrunkiem i usuwanie martwych tkanek oraz wy-sięku z wykorzystaniem próżniowego systemu ssą-cego [17, 32],
– wypłukiwanie pod ciśnieniem – wymywanie martwych tkanek i wysięku przez strumień soli
fizjologicznej wtryskiwany pod ciśnieniem na po-wierzchnię rany i usuwany z niej podciśnieniową dyszą odprowadzającą [19, 31],
– oczyszczanie ultradźwiękami – skierowanie stru-mienia ultradźwięków na płyn płuczący, który ule-ga rozpyleniu [44, 45],
– nowoczesne opatrunki oczyszczające – dostępnych jest wiele rodzajów okładzin, co pozwala na dopa-sowanie odpowiedniego biomateriału do każdego typu rany. Opatrunki wchłaniają wysięk, utrzymują wilgotne środowisko rany i usuwają tkanki martwi-cze [3, 16, 35],
– nowoczesne systemy do mechanicznego oczyszcza-nia ran – pozwalają na delikatne oczyszczenie rany poprzez wykorzystanie specjalnych, chłonnych gą-beczek/płatków, których włókna doskonale zbierają JڀVTVXBKʇ[ڀSBOZNBSUXFULBOLJ< > t
*ڀ BOHJOGFDUJPOBOEJOĘBNNBUJPODPOUSPMoLPOUSP-la infekcji i zapalenia, czyli monitorowanie stanu rany (m.in. skala W.A.R). Obrzęk, wysięk, zaczerwienienie, zwiększona tkliwość, pojawienie się brzydkiego zapa-chu oraz zmiany ropne świadczą o toczącym się stanie zapalnym i infekcji. Poza obserwacją stanu pacjenta oraz rany wskazane są badania diagnostyczne, w tym CBEBOJBNJLSPCJPMPHJD[OF< >
t . BOHNPJTUVSFCBMBODFoVUS[ZNBOJFPQUZNBMOFHP poziomu wilgotności. Optymalny balans wilgoci w ra-nie sprzyja procesom autolizy tkanek martwych oraz proliferacji komórek, co przekłada się na przyspiesze-nie gojenia rany. Wilgotne środowisko zapobiega for-mowaniu się strupa, co ułatwia nowym komórkom pokrywanie rany. Mówiąc o wilgotnym środowisku, należy pamiętać, że nie oznacza to łożyska wypełnio-nego wysiękiem, którego obecność prowadzi do ma-ceracji brzegów rany. Nowoczesne złożone opatrun-ki aktywne są zaprojektowane w taopatrun-ki sposób, aby jed-nocześnie chłonąć wysięk i utrzymywać ranę nawilżo-ną. Wśród dostępnych na rynku preparatów można dobrać odpowiedni pod względem chłonności oraz, w razie potrzeby, wzbogacony o substancje przeciw-ESPCOPVTUSPKPXF< >
t & BOHFEHFT FQJUIFMJBMJ[BUJPOTUJNVMBUJPOoTUZNVMB-cja naskórkowania i opracowanie brzegów rany. Opra-cowanie brzegów rany pozwala na eliminację pośred-nich przyczyn zaburzeń epitelializacji (lokalne niedo-krwienie, niedotlenienie tkanek), natomiast dobór od-powiednich opatrunków do fazy epitelializacji przy-spiesza proces gojenia ran. Dodatkowym wsparciem dla nowo utworzonych komórek jest podaż brakują-cych czynników wzrostu [13, 18, 25].
Drobnoustroje kolonizujące ranę tworzą biofilm, któ-ry nierównomiernie pokktó-rywa jej powierzchnię. Biofilm jest wielowarstwową strukturą utworzoną z drobnoustrojów oraz
wytwarzanej przez nie heterogennej macierzy zewnątrzko-mórkowej, w skład której wchodzą m.in.: śluz, cząsteczki DNA, białka, tłuszcze i polisacharydy. Drobnoustroje w głęb-szych warstwach biofilmu mogą wykazywać zahamowa-ny metabolizm, przez co stają się mniej podatne na działa-nie środków przeciwdrobnoustrojowych i antybiotyków niż komórki ze szczytowych warstw biofilmu [39, 53]. Ponadto mikroorganizmy porozumiewają się między sobą poprzez przekaźnictwo chemiczne (ang. quorum sensing). Pozwa-la im to na dostosowanie swojego fenotypu, w wyniku zmia-ny ekspresji genów, do środowiska [54]. W warunkach kli-nicznych najczęściej spotykane są biofilmy wielogatunkowe, w tym biofilmy złożone zarówno z bakterii, jak i z grzybów. Obecność licznej populacji wielu gatunków drobnoustrojów w dużym zagęszczeniu ułatwia przekazywanie genów opor-ności między szczepami i gatunkami. Biofilmy mogą wystę-pować w postaci pływającej (ang. floating biofilm) oraz przy-twierdzonej do powierzchni (ang. attached biofilm). W ra-nach obecna jest przede wszystkim postać przytwierdzona do powierzchni, która charakteryzuje się silną adhezją i jest trudna do usunięcia zarówno mechanicznie, jak i za pomocą środków przeciwdrobnoustrojowych. Nierównomierne roz-mieszczenie biofilmu w łożysku rany jest istotnym utrudnie-niem przy pobieraniu materiału do badań. Przeszkodą w do-kładnej diagnostyce mikrobiologicznej jest brak wystandary-zowanych metod umożliwiających wiarygodną identyfikację gatunków tworzących biofilm [5, 22, 42].
Pierwszymi kolonizatorami rany są zazwyczaj gatunki będące składowymi mikrobiomu skóry okolic rany, głównie gronkowce, jednak mogą towarzyszyć im enterokoki i pa-ciorkowce oraz pałeczki Gram-ujemne, bakterie beztleno-we i grzyby. Czynnikami etiologicznymi zakażeń ran niego-jących się są najczęściej bakterie (około 70%), rzadziej grzy-by (20–44%), sporadycznie wirusy i drobnoustroje beztle-nowe (5–10%). Najczęściej izolowanymi z zakażonych ran są drobnoustroje oportunistyczne: Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa, Streptococcus pyogenes, Enterococ-cus faecalis oraz grzyby z rodzajów Candida (gatunki C. al-bicans, C. parapsilosis, C. tropicalis oraz C. krusei), Tricho-sporon i Aspergillus [7, 15, 23, 24, 33]. Zakażenia o miesza-nej etiologii nastręczają licznych problemów terapeutycz-nych ze względu na synergistyczne oddziaływanie szczepów patogennych między sobą. Przykładem takiego oddziaływa-nia jest wykorzystywanie przez S. aureus polisacharydów ze ściany komórkowej grzybów Candida, co zwiększa toleran-cję gronkowca na środki przeciwdrobnoustrojowe i nasila proces adhezji. Z kolei koegzystencja S. aureus i P. aerugino-sa w ranie pozwala obu gatunkom na zwiększenie tolerancji na działanie antybiotyków. W przeciwieństwie do synergi-stycznego oddziaływania grzybów Candida z S. aureus, po-łączenie Candida z P. aeruginosa jest dla grzyba niekorzyst-ne – Pseudomonas tworzy gęsty biofilm na komórkach grzy-ba, wykorzystując go jako źródło pożywienia [7, 9, 23].
Według najnowszych rekomendacji w prawidłowym po-stępowaniu miejscowym z raną niegojącą się szczególny na-cisk kładziony jest na dokładne oczyszczenie rany, prawidło-wo dobraną antyseptykę oraz wykorzystanie noprawidło-woczesnych opatrunków w celu zapewnienia optymalnego poziomu wil-gotności rany. Wciąż aktualne i najefektywniejsze w działa-niu są założenia strategii TIME. Antybiotykoterapia miej-scowa jest niewskazana ze względu na bardzo wysokie ry-zyko selekcji szczepów opornych i jednocześnie niską efek-tywność działania. Szczególnie istotnym elementem proce-su leczenia rany niegojącej się jest dokładna i szybka dia-gnostyka mikrobiologiczna, obejmująca identyfikację pato-genów oraz oznaczenie lekowrażliwości szczepów patogen-nych, dzięki czemu możliwe jest wdrożenie antybiotykote-rapii celowanej. W celu uniknięcia wyników fałszywych po-bór próbki powinien być wykonany po oczyszczeniu łoży-ska rany. Za najskuteczniejszą metodę uzyłoży-skania materia-łu z rany uznaje się łyżeczkowanie lub pobranie zeskrobin. W miarę możliwości powinno się odchodzić od wciąż po-wszechnie stosowanych wymazów, ponieważ jest to meto-da meto-dająca najmniej dokładne wyniki. Wdrożenie antybioty-koterapii empirycznej, w oczekiwaniu na wynik badań mi-krobiologicznych, powinno być uzależnione od stanu kli-nicznego pacjenta oraz dobrane pod względem miejsca in-fekcji, jej charakteru i spodziewanych patogenów, a wybra-ny antybiotyk musi być możliwie szerokospektrala wybra-ny. Dobór środków o działaniu antyseptycznym oraz opatrunków po-winien uwzględniać: rodzaj rany, obfitość wysięku, ryzyko infekcji oraz możliwe interakcje pomiędzy substancjami ak-tywnymi wykorzystywanych produktów medycznych. Sub-stancjami przeciwdrobnoustrojowymi o udokumentowa-nej skuteczności działania są między innymi: poliheksani-EZOB [ڀ CFUBJOʇ Jڀ QPXJEPO KPEV OBUPNJBTU XʯSØE TVCTUBO-cji o działaniu biobójczym, zawartych w nowoczesnych opa-trunkach, można wymienić: srebro, powidon jodu, chlor-heksydynę oraz poliheksanidynę [3, 28].
Przykładem nowoczesnych opatrunków złożonych są opatrunki oparte na technologii lipidokoloidowej (ang. UFDIOPMPHZMJQJEPDPMMPJEo5-$1PMJBLSZMBOPXB DIPOOB XBSTUXBPQBUSVOLVQPLSZUBKFTUNBUSZDʇ5-$1P[FULOJʒ-DJV[ڀXZTJʒLJFN[ڀSBOZ[BSØXOPNBUSZDB5-$ KBLJڀXØLOB poliakrylanu tworzą żel, który pozwala na utrzymanie opty-malnie nawilżonego środowiska rany, pochłania wysięk oraz wiąże i pochłania tkanki martwicze, wspomagając ich elimi-nację z rany. Dodatek jonów srebra pozwala na skuteczną eliminację drobnoustrojów infekujących ranę, także w po-staci biofilmu [58, 59].
W celu dokładniejszej charakterystyki wyżej wzmian-kowanego opatrunku, w niniejszej pracy podjęto się oceny skuteczności in vitro srebrowego opatrunku wykorzystują- DFHPUFDIOPMPHJʒ5-$XڀFSBEZLBDKJJڀTFLXFTUSBDKJESPCOP-ustrojów będących czynnikiem etiologicznym zakażeń ran przewlekłych.
MATERIAŁ I METODY
MATERIAŁ
#BEBOJVQPEEBOPPQBUSVOFL6SHP$MFBO¥"H1BE -05 000015014).
Do celów eksperymentalnych wykorzystano szczepy ESPCOPVTUSPKØXXDIPE[ʇDFXڀTLBE,PMFLDKJ4[D[FQØX,B-tedry i Zakładu Mikrobiologii Farmaceutycznej i Parazyto-logii Uniwersytetu Medycznego we Wrocławiu:
t Staphylococcus aureus ATCC 6538 oraz 4 szczepy HSPOLPXDBXZJ[PMPXBOF[ڀPXS[PE[FʤHPMFOJ
t Pseudomonas aeruginosa ATCC 15442 oraz 4 szczepy
P. aeruginosaXZJ[PMPXBOF[ڀPXS[PE[FʤHPMFOJ
t Candida albicans ATCC 10231 oraz 4 szczepy C. albi-cans wyizolowane z owrzodzeń goleni.
Do wytworzenia opatrunku kontrolnego z bakteryjnej nanocelulozy zastosowano szczep Komagataeibacter xylinus DSM 46602.
METODY
PRODUKCJA OPATRUNKÓW CELULOZOWYCH NIEZAWIERAJĄCYCH SUBSTANCJI
PRZECIWDROBNOUSTROJOWYCH SŁUŻĄCYCH JAKO KONTROLA DOŚWIADCZENIA
Do celów porównawczych wytworzono opatrun-ki z bakteryjnej nanocelulozy. W tym celu szczep K. xyli-nus – przesiany z zamrożenia -80°C na podłoże Hestrina--Schramma (skład: 2% glukoza (POCH Polska), 0,5% bak-topepton (Graso Biotech), 0,5% ekstrakt drożdżowy (Graso Biotech), 0,27% wodorofosforan sodu (Chempur), 0,115% kwas cytrynowy (Stanlab), 0,05% heptahydrat siarczanu magnezu (Stanlab), 1% etanol (POCH Polska)) – inkubo-wany był w dołkach płytki 24-dołkowej przez 7 dni, aż do wytworzenia owalnej maty celulozowej o średnicy 18 mm. Następnie opatrunek wypłukano, a komórki K. xylinus usu-nięto poprzez inkubację w 0,1 M NaOH (POCH) w 80°C. Oczyszczone owalne maty przepłukiwano obficie wodą aż do stabilizacji pH ocenianej za pomocą uniwersalnego in-dykatora pH (Merck), następnie poddawano je autoklawo-waniu i przechowywano w temperaturze 4°C do czasu dal-szych analiz.
PRZYGOTOWANIE OPATRUNKÓW URGOCLEAN® AG PAD DO BADAŃ
Bezpośrednio przed wykonaniem badań opatrunki roz-pakowano i pocięto na fragmenty 18×18 mm w warun-kach aseptycznych zapewnionych przez komorę laminar-Oʇ [F ˂SØEFN 67 .BST 4DBO-BG 'SBHNFOUZ PQBUSVOLØX
przełożono do jałowego zamykanego pojemnika i wykorzy-stano do celów dalszych analiz.
OCENA AKTYWNOŚCI PRZECIWDROBNOUSTROJOWEJ OPATRUNKU METODA KONTAKTU BEZPOŚREDNIEGO NA PŁYTKACH AGAROWYCH
Zawiesinę badanych drobnoustrojów z hodowli całonoc-nej rozcieńczono densytometrycznie do wartości 0,5 w ska-li McFarlanda i rozprowadzono posiewem na murawę na płytki agarowe Mueller-Hintona. Na płytki nałożono frag-menty opatrunków przygotowane tak, jak zostało to opisane we wcześniejszej części niniejszej pracy. Płytki wraz z opa-trunkami inkubowano przez 24 godziny w temperaturze 37°C, a następnie mierzono strefy zahamowania (wzdłuż każdego boku), które wytworzyły się dookoła nałożonych opatrunków, odejmując od zmierzonej wartości strefy war- UPʯʉNN,POUSPMʒEPʯXJBED[FOJBTUBOPXJZKBPXFJڀOJF-zawierające substancji przeciwdrobnoustrojowych opatrun-ki z bakteryjnej celulozy.
OCENA AKTYWNOŚCI PRZECIWDROBNOUSTROJOWEJ OPATRUNKU WYKONANA ZA POMOCĄ ZMODYFIKOWANEJ METODY A.D.A.M.
Szczepy poddane badaniu przesiano z odpowiednich podłoży stałych do bulionu TSB (VWR) i inkubowano przez 24 godziny w temperaturze 37°C. Po upływie cza-su inkubacji zawiesiny rozcieńczono do 1 McFarlanda za QPNPDʇ EFOTZUPNFUSV %FOTJ-"NFUFS¥ ** Bڀ OBTUʒQOJF EP 105DGVN-[BQPNPDʇTFSZKOZDISP[DJFʤD[Fʤ/BTUʒQOJF z wykorzystaniem korkoboru o średnicy 8 mm, z agaru BHI wylanego do dołków płytki 24-dołkowej wycięto ko-rek agarowy, pocięto go na 3 równej grubości agarowe dys-ki, które przełożono do nowej płytki 24-dołkowej. Do doł-LØXQZULJXQSPXBE[POPN-[BXJFTJOZESPCOPVTUSPKØX i inkubowano przez 24 godziny w temperaturze 37°C w 5% CO2, do czasu pokrycia dysków przez biofilm bakteryjny lub grzybiczy.
Następnie do dołków płytki 24-dołowej zawierającej podłoże agarowe wprowadzono jeden dysk agarowy po-kryty biofilmem. Wolną objętość studzienki wypełnio-no podłożem TSB wzbogaconym o: 4,5% surowiczą albu-minę wołową, 4,5% mucynę oraz 4,5% krew baranią. Na szczyt studzienek nałożono fragmenty opatrunku badane-go lub fragmenty opatrunku kontrolnebadane-go z BC. Układ do-świadczalny inkubowano przez 24 godziny w temperatu-rze 37°C w 5% CO2. Następnie opatrunki ściągano, a dys-ki wprowadzano do 1 ml 0,5% saponiny i poddawano in-tensywnemu wytrząsaniu mechanicznemu przez okres 1 minuty. Po zakończeniu wytrząsania dokonano po-siewów ilościowych mieszaniny na odpowiednie podło-ża stałe wzrostowe. Podłopodło-ża inkubowano w temperaturze 37°C przez okres 24 godzin, po czym zliczano liczbę ko-lonii wyrosłych na płytce. Układ doświadczalny, na który
nałożono opatrunek celulozowy, służył jako kontrola do-datnia wzrostu drobnoustrojów. Uzyskane wartości jed-nostek tworzących kolonie (jtk, cfu) dla biofilmu rosną-cego w tym układzie doświadczalnym przyjmowano jako 100% i względem nich liczono redukcję biofilmu na sku-tek obecności opatrunków. Wszystkie pomiary przepro-wadzono trzykrotnie.
OCENA ZDOLNOŚCI BADANYCH OPATRUNKÓW DO ABSORPCJI SZTUCZNEGO WYSIĘKU
Fragmenty badanych opatrunków o wymiarze 1×1 cm zważono na wadze analitycznej, a następnie wprowadza- OPEPEPLØXQZULJEPLPXFK[BXJFSBKʇDZDIN-NJF-szaniny, której podstawę stanowił bulion TSB, z dodatka-mi w postaci: 4,5% krwi baraniej, 4,5% surowiczej albudodatka-miny wołowej i 4,5% mucyny. Układ doświadczalny inkubowano przez 24 godziny w temperaturze 37°C. Po upływie czasu in-kubacji opatrunki przetarto delikatnie papierem i poddano ponownemu zważeniu na wadze analitycznej.
OCENA ZDOLNOŚCI OPATRUNKÓW BADANYCH DO
SEKWESTRACJI DROBNOUSTROJÓW ORAZ DO ICH ERADYKACJI Fragmenty badanych opatrunków o wymiarze 1×1 cm nałożono na jałowe płytki agarowe Mueller-Hinton. Następ-OJFOBPQBUSVOLJOBLSPQJPOPQJQFUʇBVUPNBUZD[Oʇ- 1 MF zawiesiny badanych patogenów referencyjnych. Układ doświadczalny inkubowano w temperaturze 37°C przez 24 godziny. Po upływie czasu inkubacji opatrunki ściągnięto w celu obserwacji powierzchni agarowej znaj-EVKʇDFK TJʒ QPE OJNJ ,POUSPMʒ EPʯXJBED[FOJB TUBOPXJ-ły fragmenty bibuTUBOPXJ-ły o wymiarze 1×1 cm, na które nakro-piono zawiesinę drobnoustrojów w sposób analogiczny do opatrunków badanych.
Fragmenty opatrunków badanych przygotowano i inku-bowano tak, jak to opisano w poprzednim akapicie, następ-nie poddano je analizie mikroskopowej z wykorzystanastęp-niem skaningowej mikroskopii elektronowej oraz mikroskopii konfokalnej.
ANALIZA STATYSTYCZNA
W celu określenia istotności uzyskanych wyników posłu- HJXBOPTJʒUFTUFN,SVTLBMB8BMMJTB[ڀBOBMJ[ʇQPTUIPD%VO-netta (p<0,05) lub testem t-studenta (p<0,0001).
WYNIKI
W pierwszym etapie doświadczenia podjęto się oceny ak-tywności przeciwdrobnoustrojowej opatrunku za pomocą metody kontaktu bezpośredniego na płytkach agarowych.
Jak przedstawiono na Ryc. 1 oraz w Tabeli 1, kontakt opa-trunku z komórkami S. aureus, C. albicans oraz P. aerugi-nosa prowadził do zahamowania wzrostu wyżej wymienio-nych drobnoustrojów. Najsilniej hamowany był rozwój pa-łeczki ropy błękitnej, najsłabiej – C. albicans. Różnica mię-dzy hamowaniem wzrostu P. aeruginosa a C. albicans była JTUPUOBTUBUZTUZD[OJF ,8ڀUFTU p<0,05).
Następnie dokonano oceny aktywności przeciwdrobno-ustrojowej opatrunku za pomocą zmodyfikowanej meto-dy Antibiofilm Dressing Activity Measurement (A.D.A.M.). Wyniki przedstawiono na Ryc. 2.
Badany opatrunek wykazał wysoką zdolność do eradyka-cji biofilmu S. aureus, C. albicans oraz P. aeruginosa w ukła-dzie badawczym zawierającym silne obciążniki w postaci krwi, dodatku białka oraz mucyny (Ryc. 2).
Biorąc pod uwagę fakt, że obecność nadmiernej objęto-ści wysięku w ranie może prowadzić do zaburzeń gojenia i rozwoju drobnoustrojów, przeprowadzono analizę zdolno-ści opatrunków badanych do absorpcji sztucznego wysię-ku (Ryc. 3). Sucha masa badanych fragmentów opatrunków
Drobnoustrój Strefy zahamowania (strefa zaha-mowania – 20 mm)
S. aureus (n=5) 3,8±0,83
C. albicans (n=5) 2,4±0,54
P. aeruginosa (n=5) 4,6±0,57
nosa, C. albicans przez badany opatrunek.
Ryc. 1. Hamowanie wzrostu drobnoustrojów S. aureus, C. albicans, P.
aeru-ginosa przez badany opatrunek. Widoczne są strefy zahamowania
wzro-stu (górna część zdjęcia), będące efektem aktywności bójczej opatrunku (dolna część zdjęcia). S. aureus C. albic ans P. aeruginosa Kontrola po zytywna wzrostu 100 80 60 40 20 0 Ilość komórek tw orząc ych biofilm (%)
Ryc. 2. Zdolność opatrunku do eradykacji biofil-mu oceniana za pomocą zmodyfikowanej me-tody A.D.A.M. 0,6 0,4 0,2 0 waga (g)
sucha masa mok
ra masa
Ryc. 3. Opatrunki badane natywne i po inkubacji w sztucznym wysięku. Czerwoną strzałką zaznaczono opatrunek natywny (jałowy, nieinkubowa-ny w sztucznieinkubowa-nym wysięku). Pozostałe fragmenty opatrunków przedstawio-ne na zdjęciu to opatrunki inkubowaprzedstawio-ne w sztucznym wysięku.
Ryc. 4. Różnice w masie (g) opatrunku suchego i inkubowanego w obec-ności sztucznego wysięku.
2 h
2 h
2 h
24 h
A
24 h
B
24 h
C
Ryc. 5. Spadek przeżywalności drobnoustrojów naniesionych na badany opatrunek w czasie 22 godzin. A – S. aureus, B – C. albicans, C – P. aeruginosa. Kolor zielony – żywe drobnoustroje; kolor czerwony – martwe drobnoustroje. 2 h, 24 h – godziny inkubacji drobnoustroju na opatrunku.
Ryc. 6. A. Opatrunek badany, w polu widzenia nie zaobserwowano drobnoustrojów. B. Komórki P. aeruginosa na fragmencie bibuły stanowiącej układ kontrolny doświadczenia. SEM Zeiss Auriga 60.
A
B
wynosiła 0,065±0,0036 g, masa opatrunków nasączonych sztucznym wysiękiem zaś 0,529±0,05 g. Opatrunek był za-tem w stanie zaabsorbować ośmiokrotność swojej suchej masy. Różnice w masie opatrunków natywnych vs. inkubo-XBOZDICZZJTUPUOFTUBUZTUZD[OJF 3ZD UFTUU p<0,0001).
Ocena zdolności opatrunków badanych do sekwestracji drobnoustrojów oraz do ich eradykacji (wykonana za po-mocą metodyki przedstawionej w części „Ocena zdolności opatrunków badanych do sekwestracji drobnoustrojów oraz do ich eradykacji”) wykazała, że użyty do analiz opatrunek
był w stanie zahamować penetrację wszystkich szczepów badanych drobnoustrojów w czasie 24 godzin. Dodatkowo za pomocą mikroskopii konfokalnej wykonano analizę oce-ny żywotności drobnoustrojów w czasie po 2 i 24 godzinach od momentu ich naniesienia na powierzchnię opatrunku (Ryc. 5). Dodatkowo spadek liczby komórek drobnoustro-jów w opatrunku wykazano za pomocą elektronowej mi-kroskopii skaningowej (Ryc. 6). Badany opatrunek cecho-wał się wysoką siłą bójczą i zdolnością sekwestracji wzglę-dem S. aureus, P. aeruginosa oraz C. albicans.
OMÓWIENIE I WNIOSKI
W dobie narastającej oporności drobnoustrojów na an-tybiotyki skuteczne leczenie infekcji ran stanowi duże wy-zwanie. Obowiązujące najnowsze wytyczne w postępo-waniu z ranami przewlekłymi skupiają się głównie na do-kładnym oczyszczaniu, stosowaniu miejscowo działających środków przeciwdrobnoustrojowych oraz prawidłowym doborze opatrunków [3, 28]. Miejscowe stosowanie anty-biotyków jest niewskazane. Wybór terapii powinien opie-rać się na aktualnej wiedzy oraz zależeć od rodzaju i stanu rany. Podstawowym założeniem w przypadku leczenia każ-dej rany jest zapewnienie optymalnych warunków do epite-lializacji – tj. właściwego poziomu wilgotności, oraz ogra-niczenie rozwoju infekcji poprzez skuteczną redukcję two-rzącego się biofilmu i blokowanie migracji drobnoustrojów z otoczenia. Należy pamiętać, że obfitujące w wysięk środo-wisko rany stwarza bardzo dobre warunki do namnażania się potencjalnie chorobotwórczych drobnoustrojów. Ma-jąc na uwadze powyższe, wydaje się, że idealny opatrunek powinien łączyć wiele cech jednocześnie: zdolność pochła-niania wysięku, przy jednoczesnym zachowaniu odpowied-niego poziomu wilgotności, a także ograniczania migracji drobnoustrojów i unieszkodliwiania mikroorganizmów już obecnych w ranie.
Na rynku dostępny jest szereg opatrunków opartych na technologiach najnowszej generacji, impregnowanych zróż-nicowanymi substancjami przeciwdrobnoustrojowymi. Jed-nym ze stosowanych rozwiązań są wysokochłonne opatrun- LJMJQJEPLPMPJEPXFPQBSUFOBNBUSZDZ5-$ [BXJFSBKʇDFTSF-bro. Obecność włókien poliakrylanu i jonów srebra deter-minuje skuteczne ograniczanie infekcji. Autorzy niniejszej pracy podjęli próbę oceny działania przeciwdrobnoustrojo-wego opatrunków UrgoClean® Ag wobec patogenów nale-żących do różnych grupy drobnoustrojów: S. aureus (Gram--dodatni ziarenkowiec), P. aeruginosa (Gram-ujemna pa-łeczka) oraz C. albicans (grzyb należący do drożdżaków). Zbadano również zdolność opatrunków do sekwestracji wspomnianych drobnoustrojów i do absorpcji tworzące-go się w ranie wysięku. W badaniu kontaktu bezpośrednie-go, poprzez uwidocznienie stref zahamowania wzrostu wo-kół fragmentów opatrunku, udowodniono działanie prze-ciwdrobnoustrojowe zawartego w opatrunku srebra. Ekspe-ryment przeprowadzony w środowisku zbliżonym do śro-dowiska rany wykazał, że lipidokoloidowe opatrunki ze sre-brem UrgoClean® Ag skutecznie eradykują biofilm bada-nych drobnoustrojów nawet w wyjątkowo niesprzyjających gojeniu warunkach. W celu odwzorowania warunków pa-nujących we wnętrzu rany standardową pożywkę hodowla-ną wzbogacono o krew baranią, surowiczą albuminę wołową i mucynę. Dodane składowe sztucznego wysięku mają wła-ściwości modulujące dla wielu substancji przeciwdrobno-ustrojowych, a ich obecność może znacznie obniżać poziom
skuteczności stosowanych związków i stanowi pożywkę dla patogenów. Dodatkowo wykazano, że badane opatrunki – pochłaniając i unieszkodliwiając drobnoustroje naniesio-ne na ich powierzchnię – skutecznie blokują migrację pato-genów do podłoża in vitro, co w warunkach in vivo powin-no się przekładać na zabezpieczenie rany przed kontamina-cją mikroorganizmami z otoczenia. Porównanie mas suche-go opatrunku i opatrunku inkubowanesuche-go w sztucznym wy-TJʒLVVEPXPEOJPXZTPLʇ[EPMOPʯʉNBUSZDZ5-$JڀXØLJFO poliakrylanu do absorpcji wydzielanych w środowisku rany płynów – 8-krotny wzrost masy świadczy o wysokich wła-ściwościach chłonnych.
Nowoczesne lipidokoloidowe opatrunki czyszczące z jo-OBNJ TSFCSB PQBSUF OB NBUSZDZ 5-$ V[ZTLBZ QP[ZUZX-ne wyniki także w testach in vitro przeprowadzonych przez inne zespoły badawcze. Desroche i wsp. w 2016 roku w swo-ich badaniach porównali zdolności antybakteryjne bez-srebrowych opatrunków UrgoClean® i tych zawierających jony srebrowe w stosunku do biofilmu MRSA (ang. methi-cillin-resistant Staphylococcus aureus), jako kontrole stosu-jąc klasyczne opatrunki nieabsorpcyjne. W analizie ilościo-wej zaobserwowano znaczne zmniejszenie populacji bio-filmu MRSA już po 24-godzinnej ekspozycji przy aplikacji matrycy ze srebrem. Autorzy przewagę UrgoClean® Ag Pad tłumaczyli dualistycznym działaniem opatrunku – fizyczną dezorganizacją struktury biofilmu przez włókna poliakryla-nu i skuteczną destrukcją biologiczną dzięki obecności jo-nów srebra Ag+ [10]. W innym badaniu stwierdzono staty-stycznie istotnie wyższą aktywność przeciwbiofilmową opa-USVOLV TSFCSPXFHP [ڀ UFDIOPMPHJʇ 5-$ X[HMʒEFN [BSØXOP MRSA, jak i P. aeruginosa, przy czym ilość jednostek two-rzących kolonie w biofilmie MRSA była 50-krotnie mniej-sza, a w biofilmie z P. aeruginosa aż 100-krotnie mniejsza w porównaniu do klasycznego opatrunku chłonnego zawie-rającego kombinację Ag+, EDTA (ang. ethylene diamine te-traacetic – kwas wersenowy) i chlorek benzetoniowy [11].
,MJOJD[Oʇ TLVUFD[OPʯʉ PQBUSVOLØX PQBSUZDI OB OPXP-czesnej technologii lipidokoloidowej opisuje coraz więcej autorów. Pozytywny wpływ UrgoClean® Ag Pad w leczeniu ran potwierdzono zarówno w wieloośrodkowych badaniach randomizowanych, jak i obserwacjach własnych personelu medycznego. W ogólnoeuropejskim badaniu EARTH RCT, przeprowadzonym w 37 ośrodkach (3 krajach) na grupie 159 pacjentów, wskazano nowoczesne wysokochłonne opa-trunki lipidokoloidowe jako cechujące się lepszymi właści-wościami autolitycznymi w leczeniu miejscowym przewle-kłych owrzodzeń w stosunku do opatrunków hydrowłók-nistych. Odsetek oczyszczonych ran był statystycznie istot-nie wyższy w grupie pacjentów objętych terapią z wykorzy- TUBOJFNPQBUSVOLØXOBNBUSZDZ5-$OJ˃XڀHSVQJFLPOUSP-lnej (opatrunki hydrowłókniste) [40]. W prospektywnym badaniu, obejmującym 17 centrów dermatologii oraz chi-rurgii naczyniowej, opartym na 4-tygodniowej obserwacji
37 osób leczonych z wykorzystaniem srebrowego opatrun-LV[BXJFSBKʇDFHPNBUSZDʒ5-$ XZLB[BOPʯSFEOJʇSFEVLDKʒ powierzchni rany o 32,5%, postępującą ze średnią prędko-ścią 8,3 mm2/dobę. Po zakończeniu badania uzyskano osta-tecznie 58,8% oczyszczonych ran. Zaobserwowano rów-nież znaczącą redukcję cech zapalenia oraz poprawę kon-dycji skóry (ocenianą subiektywnie) okolicy rany o blisko 26% [8]. Obserwacje klinicystów potwierdzają skuteczność poliabsorbentowych opatrunków srebrowych w przypadku terapii owrzodzeń podudzi oraz w przebiegu zespołu sto-py cukrzycowej [26, 41, 55, 57]. Dodatkowo w badaniach na grupie pacjentów z ranami oparzeniowymi potwierdzo-no, że opatrunki UrgoClean® Ag Pad są proste i bezbolesne w nakładaniu oraz usuwaniu, co przekłada się na redukcję odczywanego bólu i daje możliwość samodzielnej aplikacji/ wymiany przez pacjenta lub osoby z jego otoczenia [14].
Zarówno badania in vitro, jak i badania kliniczne po-twierdzają aktywność przeciwdrobnoustrojową/antybiofil-mową oraz skuteczność opatrunków UrgoClean® Ag Pad w leczeniu ran różnego rodzaju. Zastosowanie dwóch skła-dowych w jednej formule – wyjątkowo chłonnych włókien poliakrylanu, połączonych z warstwą lipidokoloidu (kar-boksymetylowanej celulozy w lipofilnym medium) oraz ak-tywnych jonów srebra Ag+ – pozwoliło uzyskać pozytyw-ny efekt synergistyczpozytyw-ny wobec skutecznej eradykacji biofil-mu w ranach zakażonych i stanowi wartościową alternaty-wę w terapii miejscowej dla dotychczas stosowanych roz-wiązań.
KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono.
DEKLARACJA PRZEJRZYSTOŚCI: badania wykonano w ramach zadania statuto-wego ST.D230.18.008.
PIŚMIENNICTWO
1. Atkin L. Understanding methods of wound debridement. Br J Nurs 2014;23(Suppl. 12):S10–S15.
2. Bartoszewicz M. Zakażenia i leczenie ran przewlekłych. Lekarz POZ 2017;3(1):37–41.
3. Bartoszewicz M, Banasiewicz T, Bielecki K et al. Zasady postępowania miejsco-wego i ogólnego w ranach/owrzodzeniach przewlekłych objętych procesem infekcji. Forum Zakażeń 2019;10(1):1–30.
4. Bazaliński D, Karnas M, Wołkowicz M, Kózka M, Więch P. Zastosowanie larw
Lu-cilia sericata w oczyszczaniu ran przewlekłych – opis trzech przypadków.
Le-czenie Ran 2018;15(3):153–159.
5. Blumenthal E, Jeffery SLA. The use of the MolecuLight i:X in managing burns: a pilot study. J Burn Care Res 2017;39(1):154–161.
6. Cerceo E, Deitelzweig SB, Sherman BM, Amin AN. Multidrug-resistant Gram--negative bacterial infections in the hospital setting: overview, implications for clinical practice, and emerging treatment options. Microb Drug Resist 2016;22(5):412–431.
7. Chellan G, Shivaprakash S, Karimassery Ramaiyar S et al. Spectrum and preva-lence of fungi infecting deep tissues of lower-limb wounds in patients with type 2 diabetes. J Clin Microbiol 2010;48(6):2097–2102.
8. Dalac S, Sigal L, Addala A et al. Clinical evaluation of a dressing with poly ab-sorbent fibres and a silver matrix for managing chronic wounds at risk of infec-tion: a non comparative trial. J Wound Care 2016;25(9):531–538.
9. DeLeon S, Clinton A, Fowler H, Everett J, Horswill AR, Rumbaugh KP. Synergistic interactions of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus in an in
vi-tro wound model. Infect Immun 2014;82(11):4718–4728.
of MRSA biofilm with a dressing combining polyabsorbent fibres and a silver matrix. J Wound Care 2016;25(10):577–584.
11. Desroche N, Dropet C, Odile M, Danerol A, Janod P. Comparison of in vitro anti--biofilim activities of a new poly-absorbent dressing with a silver matrix and a silver containing CMC dressing. EWMA 3–5 May 2017, Amsterdam. Poster presentation. Poster EP 091.
12. Dissemond J, Assadian O, Gerber V et al. Classification of wounds at risk and their antimicrobial treatment with polihexanide: a practice-oriented expert recommendation. Skin Pharmacol Physiol 2011;24(5):245–255.
13. Dowsett C. T.I.M.E. to improve patient outcomes: use of a clinical decision support tool to optimise wound care. Br J Community Nurs 2019;24(Suppl. 3):S6–S11. 14. Edwards J, Karuppan M. An evaluation of UrgoClean® Ag in the debridement
of burn wounds. British Burns Association Conference, London (online) 2017; http://tinyurl.com/y7nao2a3
15. Fazli M, Bjarnsholt T, Kirketerp-Moller K et al. Nonrandom distribution of
Pseu-domonas aeruginosa and Staphylococcus aureus in chronic wounds. J Clin
Mi-crobiol 2009;47(12):4084–4089.
16. Gianino E, Miller C, Gilmore J. Smart wound dressings for diabetic chronic wo-unds. Bioengineering 2018;5(3).
17. Hajimohammadi K, Makhdoomi K, Zabihi RE, Parizad N. NPWT: a gate of hope for patients with diabetic foot ulcers. Br J Nurs 2019;28(12):S6–S9. 18. Halim A, Khoo T, Mat Saad A. Wound bed preparation from a clinical
perspec-tive. Ind J Plast Surg 2012;45(2):193–202.
19. Hirokawa E, Sato T, Fujino T, Gotoh Y, Yokogawa H, Ichioka S. Hydrosurgical de-bridement as an approach to wound healing: an animal thermal burn model. J Wound Care 2019;28(5):304–311.
20. Jawień A, Bartoszewicz M, Przondo-Mordarska A et al. Wytyczne postępowa-nia miejscowego i ogólnego w ranach objętych procesem infekcji. Leczenie Ran 2012;9(3):59–75.
21. Jawień M, Garlicki AM. Postępy w leczeniu zakażeń wieloopornymi szczepami bakterii Gram-dodatnich w oddziałach chorób zakaźnych. Zakażenia XXI wie-ku 2018;1(4):153–159.
22. Jung Y-G, Choi J, Kim S-K, Lee J-H, Kwon S. Embedded biofilm, a new biofilm model based on the embedded growth of bacteria. Appl Environ Microbiol 2015;81(1):211–219.
23. Kalan L, Grice EA. Fungi in the wound microbiome. Adv Wound Care 2018;7(7):247–255.
24. Kalan L, Loesche M, Hodkinson BP et al. Redefining the chronic-wound micro-biome: fungal communities are prevalent, dynamic, and associated with de-layed healing. mBio 2016;7(5).
25. Klein S, Schreml S, Dolderer J et al. Evidence-based topical management of chronic wounds according to the T.I.M.E. principle. J Dtsch Dermatol Ges 2013;11(9):819–829.
26. Knowles D, Ricci E, Webb C. The use of a new unique technology lipido-collo-id antimicrobial cleaning a diabetic foot out patients setting. Wounds UK An-nual Conference. Harrogate Convention Centre (online) 2017; https://eposter-sonline.com/wounds2017/node/363
27. Korableva AA, Yudina EV, Ziganshina LE. Efficacy of management for rational use of antibiotics in surgical departments at a multi-disciplinary hospital: re-sults of a 7-year pharmacoepidemiological research. Ann Russ Acad Med Sci 2017;72(1):26–32.
28. Kramer A, Dissemond J, Kim S et al. Consensus on wound antisepsis: update 2018. Skin Pharmacol Physiol 2018;31(1):28–58.
29. Krasowski G. Leczenie ran przewlekłych – cz. II. Diagnostyka, leczenie przyczy-nowe i leczenie miejscowe ran. Med Prakt Chirurg 2013;5(111):65–84. 30. Leaper D, Assadian O, Edmiston CE. Approach to chronic wound infections.
Br J Dermatol 2015;173(2):351–358.
31. Legemate CM, Goei H, Gostelie OFE et al. Application of hydrosurgery for burn wound debridement: an 8-year cohort analysis. Burns 2019;45(1):88–96. 32. Li HZ, Xu XH, Wang DW, Lin YM, Lin N, Lu HD. Negative pressure wound
the-rapy for surgical site infections: a systematic review and meta-analysis of ran-domized controlled trials. Clin Microbiol Infect 2019 [Epub ahead of print]. 33. Lotan AM, Lysy I, Wiener-Well Y, Karni-Shahroor S, Gronovich Y. Topical
nysta-tin treatment for Candida infection following wound reconstruction. Wounds 2018;30(2):41–44.
34. Machowska A, Stålsby Lundborg C. Drivers of irrational use of antibiotics in Eu-rope. Int J Environ Res Public Health 2018;16(1):27.
35. Maessen-Visch MB, van Montfrans C. Wound dressings, does it matter and why? Phlebology 2016;31(Suppl. 1):S63–S67.
36. Magiorakos AP, Srinivasan A, Carey RB et al. Multidrug-resistant, extensively drug-resistant and pandrug-resistant bacteria: an international expert propo-sal for interim standard definitions for acquired resistance. Clin Microbiol In-fect 2012;18(3):268–281.
on Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa in diabetic foot ulcers. J Wound Ostomy Continence Nurs 2019;46(1):25–29.
38. Malone M, Swanson T. Biofilm-based wound care: the importance of debridement in biofilm treatment strategies. Br J Community Nurs 2017;22(Suppl. 6):S20–S25. 39. Di Martino P. Extracellular polymeric substances, a key element in
understan-ding biofilm phenotype. AIMS Microbiol 2018;4(2):274–288.
40. Meaume S, Dissemond J, Addala A et al. Evaluation of two fibrous wound dressings for the management of leg ulcers: results of a European randomised controlled trial (EARTH RCT). J Wound Care 2014;23(3):105–116.
41. Milne J, Jones L. Evaluation of the sequential use of products embed-ded into a structured care pathway for leg ulcer management. Wounds UK 2018;14(5):98–104.
42. Mori Y, Nakagami G, Kitamura A et al. Effectiveness of biofilm-based wound care system on wound healing in chronic wounds. Wound Repair Regen 2019 [Epub ahead of print].
43. Mueller T, Östergren PO. The correlation between regulatory conditions and antibiotic consumption within the WHO European Region. Health Policy 2016;120(8):882–889.
44. Murphy CA, Houghton P, Brandys T, Rose G, Bryant D. The effect of 22.5 kHz low-frequency contact ultrasound debridement (LFCUD) on lower extremi-ty wound healing for a vascular surgery population: a randomised controlled trial. Int Wound J 2018;15(3):460–472.
45. Nazarko L. Advances in wound debridement techniques. Br J Commun Nurs 2015;20(Suppl. 6):S6–S8.
46. Ovens L, Irving S. Advances in wound cleansing: an integrated approach. BBraun (online) 2018; https://www.bbraun.se/content/dam/catalog/bbraun/ bbraunProductCatalog/S/AEM2015/en-01/b8/wounds-uk-publication-pront osandebridementpadcasestudies.pdf.bb-.63077846/wounds-uk-publication-prontosandebridementpadcasestudies.pdf
47. Patry J, Blanchette V. Enzymatic debridement with collagenase in wounds and ulcers: a systematic review and meta-analysis. Int Wound J 2017;14(6):1055–1065. 48. Potempa M, Jonczyk P, Janerka M, Kucharzewski M, Krawczyk-Krupka A. Rany
przewlekłe – epidemiologia i czynniki wpływające na proces gojenia. Lecze-nie Ran 2014;11(2):43–50.
domonas aeruginosa and Acinetobacter baumannii: mechanisms and
epide-miology. Int J Antimicrob Agents 2015;45(6):568–585.
50. Schultz GS, Woo K, Weir D, Yang Q. Effectiveness of a monofilament wound debridement pad at removing biofilm and slough: ex vivo and clinical perfor-mance. J Wound Care 2018;27(2):80–90.
51. Sibbald RG, Ovington LG, Ayello EA, Goodman L, Elliott JA. Wound bed prepa-ration 2014 update: management of critical colonization with a gentian violet and methylene blue absorbent antibacterial dressing and elevated levels of matrix metalloproteases with an ovine collagen extracellular matrix dressing. Adv Skin Wound Care 2014;27(Suppl. 3):S1–S6.
52. Skórkowska-Telichowska K, Bugajska-Prusak A, Pluciński P, Rybak Z, Szopa J. Fi-zjologia i patologia przewlekle niegojących się owrzodzeń oraz sposoby ich miejscowego leczenia w świetle współczesnej wiedzy medycznej. Dermatol Prakt 2009;5:15–29.
53. Snyder RJ, Bohn G, Hanft J et al. Wound biofilm: current perspectives and stra-tegies on biofilm disruption and treatments. Wounds 2017;29(6):S1–S17. 54. Solano C, Echeverz M, Lasa I. Biofilm dispersion and quorum sensing. Curr
Opin Microbiol 2014;18:96–104.
55. Whalley A, Mcclennon J, Webb C. An evaluation of an antimicrobial/antibio-film dressing comprised of polyabsorbent fibres and ionic silver in the treat-ment of biofim/infection in the diabetic foot ulcers. Wounds UK Annual Con-ference (online) 2017; https://epostersonline.com/wounds2017/node/381 56. Wiegand C, Reddersen K, Hipler UC, Abel M, Ruth P, Andriessen A. In vitro
eva-luation of the cleansing effect of a monofilament fiber debridement pad com-pared to gauze swabs. Skin Pharmacol Physiol 2016;29(6):318–323. 57. Wołowicz A. Biofilm w żylnych owrzodzeniach podudzi – zastosowanie
opa-trunku UrgoClean® Ag. Biblioteka Faktów 2016;6:18–21.
58. Zieliński M, Banasiewicz T, Krasiński Z, Jawień A, Gabriel M. Efektywność wy-sokochłonnych opatrunków lipidokoloidowych zawierających włókna polia-krylanu i jony srebra w fazie zapalnej gojenia ran przewlekłych. Leczenie Ran 2017;14(3):89–96.
59. Zieliński M, Kucharzewski M, Szewczyk MT et al. Opatrunki lipidokoloidowe – nowatorska koncepcja leczenia szerokiego spektrum ran ostrych i przewle-kłych. Leczenie Ran 2016;13(3):77–83.
