Dorota Bartoszek1 | Małgorzata Fleischer2
Znaczenie kliniczne
Stenotrophomonas
maltophilia
Clinical significance of
Stenotrophomonas maltophilia
1 Katedra i Klinika Nefrologii i Medycyny Transplantacyjnej Uniwersytetu Medycznego we Wrocławiu 2 Katedra i Zakład Mikrobiologii Uniwersytetu Medycznego we Wrocławiu
} Dorota Bartoszek, Katedra i Klinika Nefrologii i Medycyny Transplantacyjnej, Uniwersytet Medyczny we Wrocławiu, ul. Borowska 213, 50-556 Wrocław, Tel.: (71) 733 25 20, Fax: (71) 733 25 09, e-mail: dorota.bartoszek@onet.pl
Wpłynęło: 19.03.2013 Zaakceptowano: 06.05.2013
Streszczenie: Stenotrophomonas maltophilia odgrywa coraz
więk-szą rolę w patogenezie zakażeń człowieka, mimo iż jest zaliczany do grupy drobnoustrojów oportunistycznych. Zakażenia wywo-ływane przez ten patogen, pomimo iż rzadko dotyczą pacjentów ambulatoryjnych, stanowią istotny odsetek infekcji u osób hospi-talizowanych. Szczepy S. maltophilia często kolonizują drogi od-dechowe, dlatego mogą być przyczyną zapalenia płuc, co stanowi bardzo poważny problem, szczególnie u chorych z mukowiscydo-zą. Ponadto drobnoustrój ten może wywoływać zakażenia krwi oraz układów: moczowo-płciowego, pokarmowego, nerwowego, a także zakażenia skóry, tkanek miękkich i narządu wzroku. S. mal-tophilia posiada niewiele czynników wirulencji, jednak mnogość mechanizmów oporności powoduje, że jest istotnym patogenem szpitalnym. Bakteria ta charakteryzuje się naturalną opornością na wiele grup antybiotyków i chemioterapeutyków. W leczeniu zakażeń o etiologii S. maltophilia lekiem z wyboru jest trimeto-prim-sulfametoksazol, jednak coraz częściej izolowane są szczepy oporne na ten antybiotyk, co stanowi ogromny problem terapeu-tyczny.
Słowa kluczowe: czynniki wirulencji | oporność na antybiotyki |
Stenotrophomonas maltophilia | terapia zakażeń | zakażenia opor-tunistyczne
Abstract: Stenotrophomonas maltophilia plays an increasingly
im-portant role as a nosocomial pathogen associated with opportu-nistic infections, especially in immunocompromised or debilitated patients. The most common clinical manifestation of S. maltophi-lia infection is pneumonia. Respiratory tract infections caused by S. maltophilia is a serious problem in patients with cystic fi-brosis. These microorganism can cause bacteremia, meningitis, endocarditis, urinary tract infection, skin and soft tissue infection, gastrointestinal and ocular infections. S. maltophilia is not highly virulent but is naturally resistant to many antimicrobial agents. Tri-methoprim-sulfamethoxazole is considered as the agent of cho-ice for the treatment of S. maltophilia infections. The treatment of
Ogólna charakterystyka
S. maltophilia
Stenotrophomonas maltophilia został po raz pierwszy
wy-izolowany w 1943 roku jako Bacterium bookeri, z czasem nowo wyizolowaną pałeczkę nazwano Pseudomonas
malto-philia, jednak liczne badania wykazujące różnice
genotypo-we doprowadziły do zmian w klasyfikacji i wprowadzenia nazwy Xanthomonas maltophilia [1–3]. W 1993 roku pod-stawy dzisiejszej taksonomii stworzyli Palleroni i Bradbu-ry, którzy na podstawie wyników badań wykorzystujących metody hybrydyzacji DNA-rRNA oraz sekwencjonowania genów udowodnili różnicę między rodzajem Xanthomonas a należącym do niego gatunkiem Xanthomonas maltophilia i zaproponowali utworzenie nowego rodzaju
Stenotropho-monas [4–5]. Obecnie rodzaj ten obejmuje gatunki: S. mal-tophilia, S. nitritireducens, S. rhizophila, S. acidaaminiphila, S. koreensis, S. chelatiphaga, S. terre, S. humi, z czego
znacze-nie kliniczne ma jedyznacze-nie S. maltophilia [6–8].
S. maltophilia należy do Gram-ujemnych,
oportunistycz-nych pałeczek tlenowych, które ze względu na brak zdolno-ści fermentowania glukozy zostały włączone do grupy okre-ślanej powszechnie jako bakterie niefermentujące. Komórki
S. maltophilia mają kształt prostych bądź lekko
zakrzywio-nych pałeczek o długości od 0,5 do 1,5 μm, a dzięki bieguno-wo umieszczonym fimbriom wykazują zdolność ruchu [9]. Bakterie te charakteryzują się małymi wymaganiami pokar-mowymi, rosną dobrze zarówno na podłożach prostych, jak
S. maltophilia infection is a challenge given the high-level intrinsic resistance and increasing resistance to trimethoprim-sulfametho-xazole.
Key words: opportunistic infection | resistance to antibiotics |
Ste-notrophomonas maltophilia | treatment of infections | virulence factors
jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.
skujące, niekiedy śluzowe kolonie bez cech hemolizy, nato-miast na podłożu MacConkey’a kolonie są bezbarwne [10]. Pożywką ułatwiającą wyhodowanie pałeczek S. maltophilia z koinfekcji jest podłoże MacConkey’a z dodatkiem imipe-nemu, na który szczepy te są naturalnie oporne. Charakte-rystyczną cechą hodowli jest intensywny zapach amoniaku.
S. maltophilia rośnie w warunkach bezwzględnie tlenowych,
w temperaturze od 5 do 40°C, przy czym optymalna tempe-ratura wzrostu wynosi 35°C [9, 11, 12].
Dotychczas za najistotniejsze cechy pozwalające odróżnić
S. maltophilia od innych Gram-ujemnych pałeczek
niefer-mentujących uznawano zdolność do dekarboksylacji lizyny, obecność katalazy oraz brak oksydazy cytochromowej, jed-nak w ostatnim czasie w literaturze naukowej pojawiły się doniesienia dowodzące istnienia oksydazo-dodatnich szcze-pów S. maltophilia. Badania przeprowadzone przez Carmo-dy i wsp. wykazały, że spośród 766 szczepów S.
maltophi-lia 20% stanowiły szczepy oksydazo-dodatnie [5]. Autorzy
pracy podkreślają konieczność uwzględnienia powyższych wyników w procesie identyfikacji opisywanego patogenu. Wśród innych istotnych cech biochemicznych należy wy-mienić zdolność utleniania glukozy i maltozy, a także zdol-ność rozkładu: eskuliny, żelatyny, Tween 80 i DNA. Szczepy
S. maltophilia nie wytwarzają ureazy, indolu, deaminazy
fenyloalaninowej i dekarboksylazy ornityny. Potencjalnym źródłem węglowodanów dla większości szczepów jest glu-koza i maltoza, a także w niektórych przypadkach galaktoza, mannoza, fruktoza i cellobioza. Drobnoustrój ten nie wy-kazuje zdolności rozkładu: arabinozy, mannitolu, ramnozy, salicyny oraz trehalozy [5, 13, 14].
S. maltophilia jest uznawany za mikroorganizm o
nie-wielkiej patogenności. Wśród właściwości chorobotwór-czych należy wymienić zdolność do uwalniania enzymów o cytotoksycznej aktywności: elastazy, hialuronidazy, lipazy, proteazy, RNaza i DNaza [9, 14, 15]. Enzymy te zwiększają inwazyjność drobnoustroju, ułatwiają wnikanie do komó-rek gospodarza oraz upośledzają czynność układu immu-nologicznego. Proteazy kodowane przez gen StmPr1 mogą rozkładać kolagen, fibronektynę oraz fibrynogen, co prowa-dzi do lokalnego uszkodzenia tkanek i krwotoku [16]. Po-dobnie jak u wszystkich bakterii Gram-ujemnych, istotnym czynnikiem wirulencji jest lipopolisacharyd (LPS) – hetero-polimer, składający się z trzech odmiennych strukturalnie części: hydrofobowego lipidu A, rdzenia bogatego w oligo-sacharydy oraz polisacharydowego łańcucha O-swoistego (O-antygen). LPS (określany jako endotoksyna bakteryj-na) ujawnia swoją aktywność w chwili przedostania się do krwioobiegu, łącząc się z białkami ostrej fazy stymuluje komórki układu immunologicznego do uwalniania media-torów zapalnych. Za integralność struktury lipopolisachary-du u chorobotwórczych szczepów S. maltophilia odpowiada gen spgM, kodujący enzym o właściwościach
fosfoglukomu-bie tego genu wpływają na zmianę struktury LPS, co w kon-sekwencji prowadzi do wzrostu wrażliwości na niektóre antybiotyki [17, 18]. Wpływ genu spgM na wirulencję szcze-pów S. maltophilia potwierdzają także badania prowadzone na modelach doświadczalnych zapalenia płuc u szczurów. Wykazano, że szczepy pozbawione fosfoglukomutazy nie były zdolne do kolonizacji płuc szczura w przeciwieństwie do szczepów dzikich; dopiero wprowadzenie genu spgM za pomocą plazmidu pozwalało na rozwój kolonizacji. Po-nadto gen ten zapewnia oporność na bakteriobójcze działa-nie układu dopełniacza [17].
Istotną cechą warunkującą chorobotwórczość S.
mal-tophilia jest zdolność przylegania do ludzkich komórek
nabłonkowych, warunkowana obecnością fimbrii typu 1 (SMF-1), których ekspresja występuje w temperaturze 37°C. Fimbrie typu SMF-1 są zbudowane z podjednostek białko-wych o masie cząsteczkowej 17 kDa. Wykazano znaczące podobieństwo miedzy fimbriami typu SMF-1 a adhezyna-mi: G, F17, K99, 20K Escherichia coli oraz fimbriami CupA, znajdującymi się na powierzchni patogennych szczepów P. aeruginosa [19, 20].
Pałeczki S. maltophilia wykazują zdolność do tworze-nia biofilmu. Optymalnymi warunkami do jego powstatworze-nia są: temperatura 32°C, pH 7,5–8,5 oraz atmosfera tlenowa z obecnością 6% CO2 [21]. S. maltophilia może wytwarzać biofilm zarówno na powierzchniach biotycznych, jak i abio-tycznych, w postaci monokultury, bądź wspólnie z innymi gatunkami bakterii. Udowodniono zdolność do tworzenia biofilmu przez pałeczki S. maltophilia na szkle, teflonie i pla-stiku [22, 23]. Tworzenie go ułatwia przetrwanie bakterii w środowisku szpitalnym i wywoływanie przewlekłych za-każeń dróg oddechowych, zwłaszcza u chorych na mukowi-scydozę, u których gęsty i lepki śluz zalęgający w oskrzelach stwarza idealne warunki rozwoju biofilmu [24]. Wykazano, że drobnoustroje wytwarzające biofilm są oporne na działa-nie komórek fagocytujących, a także wykazują większą opor-ność na antybiotyki w porównaniu z bakteriami namnaża-jącymi się w formie planktonowej. Badania porównujące zdolność tworzenia biofilmu przez wielolekooporne MDR (ang. multidrug resistant) szczepy S. maltophilia i szczepy o standardowym profilu oporności na antybiotyk wykazały, że drobnoustroje oporne na ceftazydym, cefepim, tikarcyli-nę/kwas klawulanowy, piperacillin/tazobactam aztreonam i gentamycynę cechowały się wyższą zdolnością [17]. Jak do-wodzą badania Foughy’ego i wsp., szczepy S. maltophilia pro-dukują DSF (ang. diffusible signaling factor). Udowodniono, że mutacje czynnika DSF powodują ograniczenie produkcji biofilmu i zewnątrzkomórkowych białek, zmniejszenie zdol-ności ruchu oraz zwiększenie wrażliwości bakterii na anty-biotyki i metale ciężkie [25].
Miejscem bytowania S. maltophilia jest najczęściej wil-gotne środowisko. Bakterie są obecne w wodzie (rzeki,
je-ryzosfera), na powierzchni roślin (warzywa, owoce, kwiaty, zboża) oraz w produktach spożywczych (jaja, mleko, mięso, surowe ryby) [7–9, 26, 27]. Niewielkie wymagania wzrosto-we i znaczne zdolności przystosowawcze sprawiają, że drob-noustrój jest szeroko rozpowszechniony w środowisku szpitalnym, może występować między innymi w zlewach, prysznicach, nawilżaczach, sprzęcie do dializ, a także w re-spiratorach [28, 29].
Znaczenie kliniczne
S. maltophilia
S. maltophilia odgrywa coraz większą rolę w
patogene-zie zakażeń człowieka, mimo że zaliczany jest do drobno-ustrojów oportunistycznych [30, 31]. Za przyczynę wzrostu częstości izolacji tego drobnoustroju zarówno u pacjentów leczonych szpitalnie, jak i ambulatoryjnie uznaje się stoso-wanie inwazyjnych metod diagnostycznych lub terapeutycz-nych, takich jak: wentylacja mechaniczna, endoskopia, sto-sowanie kaniul centralnych i obwodowych, tracheostomia itp. Wzrasta także liczba pacjentów z grupy zwiększonego ryzyka zakażenia bakterią. Do czynników predysponują-cych do zakażenia S. maltophilia należą:
t długotrwałe stosowanie antybiotyków o szerokim spektrum działania;
t wcześniejsze stosowanie w terapii karbapenemów; t pobyt w oddziale intensywnej terapii;
t wydłużona hospitalizacja; t immunosupresja;
t nowotwory złośliwe lub inna ciężka choroba podsta-wowa (przewlekła choroba nerek, choroba układu krwionośnego, choroby wątroby, mukowiscydoza, przewlekła obturacyjna choroba płuc (POChP)); t dożylne przyjmowanie narkotyków [32–34].
Zakażenia z udziałem pałeczek S. maltophilia dotyczą przede wszystkim pacjentów hospitalizowanych w od-działach intensywnej terapii i pacjentów onkologicznych, a śmiertelność z nimi związana może sięgać 40% [33–37]. Wysoki odsetek przypadków zakażeń kończących się zgo-nem pacjenta związany jest z naturalną opornością bakterii na większość antybiotyków, co znaczne ogranicza możli-wości terapeutyczne. Ponadto S. maltophilia łatwo rozprze-strzenia się w środowisku szpitalnym, co dodatkowo zwięk-sza ryzyko infekcji [32, 38].
Pałeczki S. maltophilia są najczęściej izolowane z dróg oddechowych hospitalizowanych pacjentów. Izolaty pocho-dzące z układu oddechowego stanowią od 56 do 69% ogółu wyhodowanych szczepów, przy czym w większości przy-padków (około 60%) pochodzą one od pacjentów skoloni-zowanych [13, 39]. Weber i wsp., analizując 588 przypadków szpitalnych zapaleń płuc, w tym 327 VAP (ang. ventilator-associated pneumonia – zapaleń płuc, będących
konse-że 59% wszystkich zakażeń było wywołanych przez Gram--ujemne pałeczki, w tym 6,75% – przez S. maltophilia [40]. Na zakażenia dróg oddechowych z udziałem S. maltophilia szczególnie narażeni są pacjenci z POChP, rozstrzeniem oskrzeli, mukowiscydozą oraz po przeszczepie płuc. Obec-nie obserwuje się wzrost częstości zakażeń S. maltophilia, zwłaszcza u chorych na mukowiscydozę. Według danych CFF (ang. Cystic Fibrosis Foundation) infekcje wywołane przez S. maltophilia w 1996 roku stanowiły 4%, a w 2005 roku już 12,5% wszystkich zarejestrowanych zapaleń płuc w tej grupie pacjentów [41]. Według Dalboge’a i wsp., wśród chorych na mukowiscydozę S. maltophilia był przyczyną około 25% zakażeń dróg oddechowych [42]. Prawdopodob-nie przyczyną tego zjawiska jest stosowaPrawdopodob-nie szerokowachla-rzowych antybiotyków skierowanych przeciwko pałeczkom
Pseudomonas spp., które są główną przyczyną przewlekłych
zakażeń u chorych z mukowiscydozą. W przypadku stałej kolonizacji dróg oddechowych, S. maltophilia może przy-czyniać się do pogorszenia czynności płuc [43].
Zakażenia krwi z udziałem S. maltophilia są najczęściej wynikiem powikłań związanych z zapaleniem płuc, zaka-żeniem układu moczowego, układu pokarmowego lub ran pooparzeniowych [44, 45]. Istotną przyczyną zakażeń krwi o tej etiologii może być obecność cewników naczyniowych. Według badań przeprowadzonych przez Lai i wsp., spośród 84 pacjentów z bakteriemią wywołaną przez S.
maltophi-lia, 83% chorych miało założony cewnik naczyniowy [46].
Wśród innych istotnych czynników ryzyka należy wymienić stosowanie długotrwałej i szerokowachlarzowej antybioty-koterapii oraz przedłużoną hospitalizację (powyżej trzech tygodni) [44]. Zakażenia krwi najczęściej występują u pa-cjentów onkologicznych z neutropenią i trombocytopenią. Śmiertelność w przebiegu bakteriemii o etiologii S.
malto-philia waha się od 21 do 69% [47, 48].
W wyniku przerwania ciągłości tkanek S. maltophilia może powodować także zakażenia skóry i tkanek miękkich, zwłaszcza u pacjentów onkologicznych, a w szczególności z nowotworami układu krwionośnego. Najczęściej zmia-ny zlokalizowane są na tułowiu i kończynach, mogą mieć postać cellulitis, czyli zapalenia tkanki łącznej i skóry wła-ściwej. Odnotowano także przypadki zapaleń wielomięśnio-wych (pyomyositis). W przypadku, gdy S. maltophilia jest izolowany ze zmian skórnych razem z innymi patogenami, trudno ustalić jego bezpośrednią rolę w zakażeniu, gdyż do-tychczas nie ma sprecyzowanych różnic diagnostycznych między kolonizacją a zakażeniem. Zmiany skórne wywołane przez S. maltophilia często przypominają infekcje grzybicze, co dodatkowo stwarza trudności diagnostyczne [49–51].
Do rzadziej opisywanych infekcji wywoływanych przez S. maltophilia należą zakażenia układu moczowego (w większości przypadków związane z cewnikowaniem pęcherza moczowego i zabiegami operacyjnymi) oraz
za-konsekwencją zabiegów neurochirurgicznych [30, 52–53]. Bardzo rzadko opisywane są zakażenia układu pokarmo-wego, gałki ocznej oraz zapalenia wsierdzia. Infekcje te często stwarzają trudności diagnostyczne i terapeutyczne, dlatego niezwykle istotna jest szybka identyfikacja czynni-ka etiologicznego i wprowadzenie celowanej antybiotyko-terapii [30, 36, 54].
Oporność
S. maltophilia na antybiotyki
S. maltophilia cechuje się naturalną opornością
na więk-szość dostępnych leków przeciwbakteryjnych, a ponadto opornością nabytą. Lekooporność szczepów S. maltophilia może być determinowana informacją genetyczną zakodo-waną w chromosomach i pozachromosomowych rucho-mych cząsteczkach DNA, takich jak: plazmidy, integrony, transpozony. Bakterie mogą nabywać oporność w wyniku mutacji materiału genetycznego lub przeniesienia genów oporności w procesie koniugacji bądź transdukcji. Kumu-lacja kilku mechanizmów oporności prowadzi do powsta-nia szczepów wieloopornych MDR lub nawet PDR (ang. pandrug resistant), czyli szczepów opornych na wszystkie dostępne leki przeciwbakteryjne. Obecnie obserwujemy niepokojące zjawisko wzrostu częstości występowania wie-loopornych szczepów S. maltophilia w środowisku szpital-nym. Za główną przyczynę narastania oporności uznaje się szerokie i niekontrolowane stosowanie antybiotyków za-równo w prewencji, jak i leczeniu zakażeń [17, 55–56].
Najważniejszym mechanizmem oporności na antybioty-ki β-laktamowe u S. maltophilia jest wytwarzanie β-laktamaz typu L1 i L2. Enzymy te należą do grupy metalo-β-laktamaz, są kodowane chromosomalnie i mają charakter indukcyj-ny [56–58]. Geny odpowiedzialne za syntezę L1 i L2 mogą być także zlokalizowane na plazmidach i charakteryzować się znacznym polimorfizmem w obrębie gatunku [58]. β- lak-tamaza typu L1 w centrum aktywnym zawiera jony cyn-ku (Zn), dlatego jej aktywność może być hamowana przez czynnik chelatujący, jakim jest wersenian sodowy (ang. Etylene Diamine Tetraacetic Acid – EDTA). Enzym typu L1 hydrolizuje: karbapenemy, penicyliny i cefalosporyny; nie rozkłada monobaktamów, jest również niewrażliwy na dzia-łanie inhibitorów β-laktamaz, takich jak kwas klawulanowy. Enzym typu L2, który w miejscu aktywnym zawiera serynę, cechuje się aktywnością wobec cefalosporyn. W odróżnie-niu od L1 hydrolizuje monobaktamy, a jego działanie może być hamowane przez inhibitory β-laktamaz [59–60]. Ponad-to szczepy S. malPonad-tophilia mogą wytwarzać β-laktamazę typu TEM-2, wykazującą aktywność wobec penicylin i cefalospo-ryn I generacji. Gen blaTEM-2, odpowiedzialny za ekspresję tego enzymu, jest zlokalizowany na ruchomych elementach genetycznych [61].
oporności, chroniących je przed działaniem antybiotyków aminoglikozydowych. Najważniejszym mechanizmem jest zdolność do syntetyzowania enzymów modyfikujących aminoglikozydy, do których należą: fosforotransferazy (APH), nukleotydylotransferazy (AAD) i acetylotransferazy (APC) [62–64]. Brak wrażliwości S. maltophilia na amino-glikozydy związany jest także ze zmianami strukturalny-mi LPS, do których dochodzi pod wpływem temperatury. Spadek temperatury z 37 do 30°C powoduje wzrost opor-ności na tę grupę antybiotyków. Wysoki poziom oporopor-ności na aminoglikozydy zapewniają: zmiana miejsca docelowe-go działania leku, blokowanie podjednostki 30S rybosomu oraz aktywne wypompowywanie aminoglikozydów z wnę-trza komórki [18, 65].
Oporność na fluorochinolony związana jest głównie z ak-tywnym usuwaniem chemioterapeutyku z wnętrza komór-ki (ang. efflux pumps), w szczególności przy udziale pomp typu SmeDEF. Ponadto oporność na chinolony zapewnia zmiana przepuszczalności osłon komórkowych [66–68].
Oporność na trimetoprim-sulfametoksazol (TMP/SMX) związana jest z obecnością genu sul2, mogącego występować na plazmidzie bądź chromosomie oraz genów sul1 i dfrA, zlokalizowanych w integronie klasy 1 [69–70].
Antybiotykoterapia w zakażeniach
o etiologii
S. maltophilia
W leczeniu zakażeń wywołanych przez S. maltophilia klu-czową rolę odgrywa TMP/SMX, wykazujący szeroką aktyw-ność wobec większości szczepów. Trimetoprim-sulfametok-sazol cechuje się bakteriostatycznym działaniem, ponadto w zakresie stężeń terapeutycznych powoduje zahamowanie uwalniania TNFα przez monocyty [71–74]. W przypadku oporności na ten lek proponuje się stosowanie antybioty-koterapii skojarzonej [75]. Ostatnie doniesienia sugerują skuteczność połączenia TMP/SMX z tikarcykliną i kwasem klawulanowym [76]. Według badań wrażliwość na połą-czenie TMP/SMX z tikarcykliną i kwasem klawulanowym wynosi około 70% [77–79]. Opisuje się także aktywność połączeń TMP/SMX z cefalosporyną o szerokim spektrum działania, ryfampicyną, karbenicyliną, polimyksynami i mi-nocykliną [80, 81]. W przypadku niepowodzeń terapeu-tycznych związanych ze stosowaniem TMP/SMX, zaleca się stosowanie tikarcykliny z kwasem klawulanowym [82]. Nowe fluorochinolony, takie jak: ciprofloksacyna, lewoflok-sacyna, gatifloksacyna i moksyfloksacyna cechują się wyższą aktywnością wobec S. maltophilia w porównaniu z chinolo-nami starszej generacji [78, 83]. Badania Valdezate’a i wsp. wykazały, że 98% testowanych szczepów S. maltophilia było wrażliwych na nowe fluorochinolony, a najwyższą aktywno-ścią cechowała się klinafloksacyna [84]. Wyższą skuteczność
nolonami potwierdzają także niezależne badania przeprowa-dzone zarówno przez Pankucha i wsp., jak i Weissa i wsp. [85, 86]. Niektóre kliniczne szczepy S. maltophilia wykazują in
vitro wrażliwość na minocyklinę, tigecyklinę i doksycyklinę,
niestety jak dotąd w piśmiennictwie pojawiło się niewiele do-niesień na temat skutecznego zastosowania pochodnych te-tracykliny w terapii zakażeń o etiologii S. maltophilia [76, 87]. W zakażeniach wywołanych przez wielooporne Gram- ujem-ne pałeczki coraz częściej stosowana jest kolistyna. Według badań Galesa i wsp., wśród 23 szczepów S. maltophilia, 73,9% stanowiły szczepy wrażliwe na kolistynę i polimyksynę B [88]. Podobne wyniki uzyskał Nicodemo [89].
Ze względu na wielooporność szczepów S. maltophilia leczenie pacjentów z zakażeniami o tej etiologii jest trud-ne. Ograniczenie metod terapeutycznych skłania do po-szukiwań nowych alternatywnych rozwiązań. Obecnie trwają prace nad zastosowaniem w terapii: bakteriofagów, inhibitorów β-laktamaz L1 oraz inhibitorów pomp odpo-wiadających za aktywne usuwanie antybiotyku z wnętrza komórki [90–91].
Konflikt interesów: nie zgłoszono.
Piśmiennictwo
1. Hugh R, Ryschenkow E. Pseudomonas maltophilia, an alcaligenes-like species. J Gen Microbiol 1961;26:123–132.
2. Hugh R, Leifson E. A description of the type strain of Pseudomonas
malto-philia. Int Bull Bacteriol Nomencl Taxon 1963;13(4):133–138.
3. Swings J, De Vos P, Van den Mooter M, De Ley J. Transfer of Pseudomonas
maltophilia Hugh 1981 to the genus Xanthomonas as Xanthomonas mal-tophilia (Hugh 1981) comb. nov. Int J Syst Bacteriol 1983;33(2):409–413.
4. Palleroni NJ, Bradbury JF. Stenotrophomonas, a new bacterial genus for
Xanthomonas maltophilia (Hugh 1980) Swings et al. 1983. Int J Syst
Bac-teriol 1993;43(3):606–609.
5. Carmody LA, Spilker T, LiPuma JJ. Reassessment of Stenotrophomonas
maltophilia phenotype. J Clin Microbiol 2011;49(3):1101–1103.
6. Kaiser S, Biehler K, Jonas D. A Stenotrophomonas maltophilia multilocus sequence typing scheme for inferring population structure. J Bacteriol 2009;191(9):2934–2943.
7. Heylen K, Vanparys B, Peirsegaele F, Lebbe L, De Vos P. Stenotrophomonas
terrae sp. nov. and Stenotrophomonas humi sp. nov., two nitrate-reducing
bacteria isolated from soil. Int J Syst Evol Microbiol 2007;57(Pt 9):2056– 2061.
8. Ryan RP, Monchy S, Cardinale M et al. The versatility and adaptation of bacteria from the genus Stenotrophomonas. Nat Rev Microbiol 2009;7(7):514–525.
9. Brooke JS. Stenotrophomonas maltophilia: an emerging global
opportu-nistic pathogen. Clin Microbiol Rev 2012;25(1):2–41.
10. Różalska M. Tlenowe pałeczki Gram ujemne. In: Szewczyk EM (ed.). Dia-gnostyka Bakteriologiczna. 1st edn. Wydawnictwo Naukowe PWN, War-szawa, 2005, pp. 101–111.
11. Adjidé CC, De Meyer A, Weyer M et al. A sensitive, specific and predictive isolation medium developed for Stenotrophomonas maltophilia study in healthcare settings. Pathol Biol (Paris) 2010;58(1):11–17.
12. Kerr KG, Denton M, Todd N, Corps CM, Kumari P, Hawkey PM. A new se-lective differential medium for the isolation of Stenotrophomonas
malto-philia. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1996;15(7):607–610.
13. Looney WJ, Narita M, Mühlemann K. Stenotrophomonas
maltophi-lia: an emerging opportunist human pathogen. Lancet Infect Dis
2009;9(5):312–323.
J Clin Microbiol 1982;16(3):417–421.
15. Travassos LH, Pinheiro MN, Coelho FS, Sampaio JL, Merquior VL, Marques EA. Phenotypic properties, drug susceptibility and genetic relatedness of
Stenotrophomonas maltophilia clinical strains from seven hospitals in Rio
de Janeiro, Brazil. J Appl Microbiol 2004;96(5):1143–1150.
16. Windhorst S, Frank E, Georgieva DN et al. The major extracellular prote-ase of the nosocomial pathogen Stenotrophomonas maltophilia: charac-terization of the protein and molecular cloning of the gene. J Biol Chem 2002;277(13):11042–11049.
17. Liaw SJ, Lee YL, Hsueh PR. Multidrug resistance in clinical isolates of
Ste-notrophomonas maltophilia roles of integrons, efflux pumps,
phospho-glucomutase (SpgM), and melanin and biofilm formation. Int J Antimi-crob Agents 2010;35(2):126–130.
18. McKay GA, Woods DE, MacDonald KL, Poole K. Role of phosphoglucomu-tase of Stenotrophomonas maltophilia in lipopolysaccharide biosynthesis, virulence, and antibiotic resistance. Infect Immun 2003;71(6):3068–3075. 19. de Oliveira-Garcia D, Dall’Agnol M, Rosales M et al. Fimbriae and
adhe-rence of Stenotrophomonas maltophilia to epithelial cells and to abiotic surfaces. Cell Microbiol 2003;5(9):625–636.
20. de Oliveira-Garcia D, Dall’Agnol M, Rosales M, Azzuz AC, Martinez MB, Girón JA. Characterization of flagella produced by clinical strains of
Ste-notrophomonas maltophilia. Emerg Infect Dis 2002;8(9):918–923.
21. Di Bonaventura G, Stepanović S, Picciani C, Pompilio A, Piccolomini R. Effect of environmental factors on biofilm formation by clinical
Stenotro-phomonas maltophilia isolates. Folia Microbiol (Praha) 2007;52(1):86–90.
22. Jucker BA, Harms H, Zehnder AJ. Adhesion of the positively charged bac-terium Stenotrophomonas (Xanthomonas) maltophilia 70401 to glass and Teflon. J Bacteriol 1996;178(18):5472–5479.
23. Pompilio A, Piccolomini R, Picciani C, D’Antonio D, Savini V, Di Bonaven-tura G. Factors associated with adherence to and biofilm formation on polystyrene by Stenotrophomonas maltophilia: the role of cell surface hydrophobicity and motility. FEMS Microbiol Lett 2008;287(1):41–47. 24. Pompilio A, Crocetta V, Confalone P et al. Adhesion to and biofilm
forma-tion on IB3–1 bronchial cells by Stenotrophomonas maltophilia isolates from cystic fibrosis patients. BMC Microbiol 2010;10:102.
25. Fouhy Y, Scanlon K, Schouest K et al. Diffusible signal factor-dependent cell-cell signaling and virulence in the nosocomial pathogen
Stenotro-phomonas maltophilia. J Bacteriol 2007;189(13):4964–4968.
26. Berg G, Eberl L, Hartmann A. The rhizosphere as a reservoir for opportu-nistic human pathogenic bacteria. Environ Microbiol 2005;7(11):1673– 1685.
27. Wilkinson FH, Kerr KG. Bottled water as a source of multi-resistant
Steno-trophomonas and Pseudomonas species for neutropenic patients. Eur J
Cancer Care (Engl) 1998;7(1):12–14.
28. Denton M, Rajgopal A, Mooney L et al. Stenotrophomonas maltophilia contamination of nebulizers used to deliver aerosolized therapy to inpa-tients with cystic fibrosis. J Hosp Infect 2003;55(3):180–183.
29. Arvanitidou M, Vayona A, Spanakis N, Tsakris A. Occurrence and antimi-crobial resistance of Gram-negative bacteria isolated in haemodialysis water and dialysate of renal units: results of a Greek multicentre study. J Appl Microbiol 2003;95(1):180–185.
30. Falagas ME, Kastoris AC, Vouloumanou EK, Dimopoulos G. Community-acquired Stenotrophomonas maltophilia infections: a systemic review. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2009;28(7):719–730.
31. Fedler KA, Biedenbach DJ, Jones RN. Assessment of pathogen frequency and resistance patterns among pediatric patient isolates: report from the 2004 SENTRY Antimicrobial Surveillance Program on 3 continents. Diagn Microbiol Infect Dis 2006;56(4):427–436.
32. Nseir S, Di Pompeo C, Brisson H et al. Intensive care unit-acquired
Steno-trophomonas maltophilia: incidence, risk factors, and outcome. Crit Care
2006;10(5):R143.
33. Demiraslan H, Sevim M, Pala C et al. Risk factors influencing mortality related to Stenotrophomonas maltophilia infection in hematology-onco-logy patients. Int J Hematol 2013;97(3):414–420.
34. Mutlu M, Yılmaz G, Aslan Y, Bayramoğlu G. Risk factors and clinical cha-racteristics of Stenotrophomonas maltophilia infections in neonates. J Microbiol Immunol Infect 2011;44(6):467–472.
35. Safdar A, Rolston KV. Stenotrophomonas maltophilia: changing spectrum of a serious bacterial pathogen in patients with cancer. Clin Infect Dis 2007;45(12):1602–1609.
predisposing factor for Stenotrophomonas maltophilia endocarditis. Arch Cardiol Mex 2012;82(3):204–207.
37. Zhong L, Men TY, Li H et al. Multidrug-resistant gram-negative bacterial infections after liver transplantation – spectrum and risk factors. J Infect 2012;64(3):299–310.
38. Samonis G, Karageorgopoulos DE, Maraki S et al. Stenotrophomonas
mal-tophilia infections in a general hospital: patient characteristics,
antimicro-bial susceptibility, and treatment outcome. PLoS One 2012;7(5):e37375. 39. Pathmanathan A, Waterer GW. Significance of positive
Stenotrophomo-nas maltophilia culture in acute respiratory tract infection. Eur Respir J
2005;25(5):911–914.
40. Weber DJ, Rutala WA, Sickbert-Bennett EE, Samsa GP, Brown V, Nieder-man MS. Microbiology of ventilator-associated pneumonia compared with that of hospital-acquired pneumonia. Infect Control Hosp Epide-miol 2007;28(7):825–831.
41. Frederiksen B, Hoiby N, Koch C. Stenotrophomonas (Xanthomonas)
mal-tophilia at the Danish Cystic Fibrosis Centre 1974–1993. Pediatr Pulmon
Suppl 1995;12:287.
42. Dalbøge CS, Hansen CR, Pressler T, Høiby N, Johansen HK. Chronic pul-monary infection with Stenotrophomonas maltophilia and lung function in patients with cystic fibrosis. J Cyst Fibros 2011;10(5):318–325. 43. O’Malley CA. Infection control in cystic fibrosis: cohorting,
cross-contami-nation, and the respiratory therapist. Respir Care 2009;54(5):641–657. 44. Garazi M, Singer C, Tai J, Ginocchio CC. Bloodstream infections caused
by Stenotrophomonas maltophilia: a seven-year review. J Hosp Infect 2012;81(2):114–118.
45. Cargill J, Etherington C, Peckham D, Conway S, Denton M. Bloodstream infections in cystic fibrosis: nine years of experience in both adults and children. J Cyst Fibros 2012;11(4):337–339.
46. Lai CH, Wong WW, Chin C et al. Central venous catheter-releted
Steno-trophomonas maltophilia bacteriemia and associated relapsing
bac-teraemia in haematology and oncology patients. Clin Microbiol Infect 2006;12(10):986–991.
47. Araoka H, Baba M, Yoneyama A. Risk factors for mortality among pa-tients with Stenotrophomonas maltophilia bacteremia in Tokyo, Japan, 1996– 2009. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2010;29(5):605–608. 48. Paez JI, Costa SF. Risk factors associated with mortality of infections
cau-sed by Stenotrophomonas maltophilia: a systematic review. J Hosp Infect 2008;70(2):101–108.
49. Bin Abdulhak AA, Zimmerman V, Al Beirouti BT, Baddour LM, Tleyjeh IM. Stenotrophomonas maltophilia infections of intact skin: a systematic review of the literature. Diagn Microbiol Infect Dis 2009;63(3):330–333. 50. Tsai SH, Chao TY, Chou TD, Dai MS. Stenotrophomonas maltophilia
septi-cemia with pyomyositis in a chemotherapy-treated patient. Ann Hema-tol 2003;82(7):452–454.
51. Teo WY, Chan MY, Lam CM, Chong CY. Skin manifestation of
Stenotropho-monas maltophilia infection – a case report and review article. Ann Acad
Med Singapore 2006;35(12):897–900.
52. Yemisen M, Mete B, Tunali Y, Yentur E, Ozturk R. A meningitis case due to Stenotrophomonas maltophilia and review of the literature. Int J Infect Dis 2008;12(6):e125–e127.
53. Shigemura K, Arakawa S, Tanaka K, Fujisawa M. Clinical investigation of isolated bacteria from urinary tracts of hospitalized patients and their susceptibilities to antibiotics. J Infect Chemother 2009;15(1):18–22. 54. Mauger TF, Kuennen RA, Smith RH, Sawyer W. Acanthamoeba and
Steno-trophomonas maltophilia keratitis with fungal keratitis in the
contralate-ral eye. Clin Ophthalmol 2010;4:1207–1209.
55. Sanchez MB, Hernandez A, Martinez JL. Stenotrophomonas maltophilia drug resistance. Future Microbiol 2009;4(6):655–660.
56. Crossman LC, Gould VC, Dow JM et al. The complete genome, compa-rative and functional analysis of Stenotrophomonas maltophilia reveals an organism heavily shielded by drug resistance determinants. Genome Biol 2008;9(4):R74.
57. Okazaki A, Avison MB. Induction of L1 and L2 beta-lactamase production in Stenotrophomonas maltophilia is dependent on an AmpR-type regula-tor. Antimicrob Agents Chemother 2008;52(4):1525–1528.
58. Avison MB, Higgins CS, von Heldreich CJ, Bennett PM, Walsh TR. Plasmid location and molecular heterogeneity of the L1 and L2 beta-lactamase genes of Stenotrophomonas maltophilia. Antimicrob Agents Chemother 2001;45(2):413–419.
trophomonas maltophilia with blaNDM-1, blaL1 and blaL2 β-lactamase
genes under imipenem treatment. J Proteome Res 2012;11(8):4024– 4033.
60. Gould VC, Okazaki A, Avison MB. Beta-lactam resistance and beta-lac-tamase expression in clinical Stenotrophomonas maltophilia isolates having defined phylogenetic relationships. J Antimicrob Chemother 2006;57(2):199–203.
61. Avison MB, von Heldreich CJ, Higgins CS, Bennett PM, Walsh TR. A TEM-2beta-lactamase encoded on an active Tn1-like transposon in the geno-me of a clinical isolate of Stenotrophomonas maltophilia. J Antimicrob Chemother 2000;46(6):879–884.
62. Okazaki A, Avison MB. Aph(3’)-IIc, an aminoglycoside resistance deter-minant from Stenotrophomonas maltophilia. Antimicrob Agents Chemo-ther 2007;51(1):359–360.
63. Li XZ, Zhang L, McKay GA, Poole K. Role of the acetyltransferase AAC(6’)-Iz modifying enzyme in aminoglycoside resistance in Stenotrophomonas
maltophilia. J Antimicrob Chemother 2003;51(4):803–811.
64. Lambert T, Ploy MC, Denis F, Courvalin P. Characterization of the chro-mosomal aac(6’)-Iz gene of Stenotrophomonas maltophilia. Antimicrob Agents Chemother 1999;43(10):2366–2371.
65. Rahmati-Bahram A, Magee JT, Jackson SK. Effect of temperature on ami-noglycoside binding sites in Stenotrophomonas maltophilia. J Antimicrob Chemother 1997;39(1):19–24.
66. Alonso A, Martínez JL. Cloning and characterization of SmeDEF, a novel multidrug efflux pump from Stenotrophomonas maltophilia. Antimicrob Agents Chemother 2000;44(11):3079–3086.
67. García-León G, Sánchez MB, Martínez JL. The Inactivation of intrinsic antibiotic resistance determinants widens the mutant selection window for quinolones in Stenotrophomonas maltophilia. Antimicrob Agents Chemother 2012;56(12):6397–6399.
68. Zhang R, Sun Q, Hu YJ et al. Detection of the Smqnr quinolone protection gene and its prevalence in clinical isolates of Stenotrophomonas
malto-philia in China. J Med Microbiol 2012;61(Pt 4):535–539.
69. Hu LF, Chang X, Ye Y et al. Stenotrophomonas maltophilia resistance to tri-methoprim/sulfamethoxazole mediated by acquisition of sul and dfrA genes in a plasmid-mediated class 1 integron. Int J Antimicrob Agents 2011;37(3):230–234.
70. Toleman MA, Bennett PM, Bennett DMC, Jones RN, Walsh TR. Global emergence of trimethoprim/sulfamethoxazole resistance in
Stenotro-phomonas maltophilia mediated by acquisition of sul genes. Emerg
In-fect Dis 2007;13(4):559–565.
71. Chung HS, Hong SG, Kim YR et al. Antimicrobial susceptibility of
Ste-notrophomonas maltophilia isolates from Korea, and the activity of
antimicrobial combinations against the isolates. J Korean Med Sci 2013;28(1):62–66.
72. Hombach M, Bloemberg GV, Böttger EC. Effects of clinical breakpoint changes in CLSI guidelines 2010/2011 and EUCAST guidelines 2011 on antibiotic susceptibility test reporting of Gram-negative bacilli. J Antimi-crob Chemother 2012;67(3):622–632.
73. Waters VJ, Gómez MI, Soong G, Amin S, Ernst RK, Prince A. Immunosti-mulatory properties of the emerging pathogen Stenotrophomonas
mal-tophilia. Infect Immun 2007;75(4):1698–1703.
74. Vickers IE, Smikle MF. The immunomodulatory effect of antibiotics on the secretion of tumour necrosis factor alpha by peripheral blood mononuc-lear cells in response to Stenotrophomonas maltophilia stimulation. West Indian Med J 2006;55(3):138–141.
75. Zelenitsky SA, Iacovides H, Ariano RE, Harding GK. Antibiotic combina-tions significantly more active than monotherapy in an in vitro infection model of Stenotrophomonas maltophilia. Diagn Microbiol Infect Dis 2005;51(1):39–43.
76. Wood GC, Underwood EL, Croce MA, Swanson JM, Fabian TC. Treatment of recurrent Stenotrophomonas maltophilia ventilator-associated pneu-monia with doxycycline and aerosolized c oli stin. Ann Pharmacother 2010;44(10):1665–1668.
77. Gülmez D, Cakar A, Sener B, Karakaya J, Hasçelik G. Comparison of dif-ferent antimicrobial susceptibility testing methods for
Stenotropho-monas maltophilia and results of synergy testing. J Infect Chemother
2010;16(5):322–328.
78. Galles AC, Jones RN, Sader HS. Antimicrobial susceptibility profile of con-temporary clinical strains of Stenotrophomonas maltophilia isolates: can moxifloxacin activity be predicted by levofloxacin MIC results? J Chemo-ther 2008;20(1):38–42.
wide collection of Stenotrophomonas maltophilia isolates tested against tigecycline and agents commonly used for S. maltophilia infections. An-timicrob Agents Chemother 2010;54(6):2735–2737.
80. Savini V, Catavitello C, D’Aloisio M et al. Chloramphenicol and rifampin may be the only options against Stenotrophomonas maltophilia. A tale of a colonized bladder device in a patient with myelofibrosis. Infez Med 2010;18(3):193–197.
81. Falagas ME, Valkimadi PE, Huang YT, Matthaiou DK, Hsueh PR. Therapeu-tic options for Stenotrophomonas maltophilia infections beyond co-tri-moxazole: a systematic review. J Antimicrob Chemother 2008,62(5):889– 894.
82. Abbott IJ, Slavin MA, Turnidge JD, Thursky KA, Worth LJ.
Stenotropho-monas maltophilia: emerging disease patterns and challenges for
treat-ment. Expert Rev Anti Infect Ther 2011;9(4):471–488.
83. Ba BB, Feghali H, Arpin C, Saux MC, Quentin C. Activities of ciprofloxacin and moxifloxacin against Stenotrophomonas maltophilia and emergence of resistant mutants in an in vitro pharmacokinetic-pharmacodynamic model. Antimicrob Agents Chemother 2004;48(3):946–453.
84. Valdezate S, Vindel A, Loza E, Baquero F, Cantón R. Antimicrobial suscep-tibilities of unique Stenotrophomonas maltophilia clinical strains. Antimi-crob Agents Chemother 2001;45(5):1581–1584.
monas maltophilia strains to clinafloxacin, PD 131628, PD 138312, PD
140248, ciprofloxacin, and ofloxacin. Antimicrob Agents Chemother 1994;38(2):369–370.
86. Weiss K, Restieri C, De Carolis E, Laverdière M, Guay H. Comparative acti-vity of new quinolones against 326 clinical isolates of Stenotrophomonas
maltophilia. J Antimicrob Chemother 2000;45(3):363–365.
87. Tekçe YT, Erbay A, Cabadak H, Sen S. Tigecycline as a therapeutic option in
Stenotrophomonas maltophilia infections. J Chemother 2012;24(3):150–
154.
88. Gales AC, Reis AO, Jones RN. Contemporary assessment of antimicrobial susceptibility testing methods for polymyxin B and co listin: review of available interpretative criteria and quality control guidelines. J Clin Mi-crobiol 2001;39(1):183–190.
89. Nicodemo AC, Araujo MR, Ruiz AS, Gales AC. In vitro susceptibility of
Steno-trophomonas maltophilia isolates: comparison of disc diffusion, Etest and
agar dilution methods. J Antimicrob Chemother 2004;53(4):604– 608. 90. Sanschagrin F, Levesque RC. A specifi peptide inhibitor of the class B
me-tallo-beta-lactamase L-1 from Stenotrophomonas maltophilia identified using phage display. J Antimicrob Chemother 2005;55(2):252–255. 91. Sanchez P, Le U, Martinez JL. The efflux pump inhibitor
Phe-Arg-beta-naphthylamide does not abolish the activity of the Stenotrophomonas
maltophilia SmeDEF multidrug efflux pump. J Antimicrob Chemother
