Błażej Hernacki
Uniwersytet im. A. Mickiewicza, Studium Doktoranckie Wydziału Biologii
Rzepak żółtonasienny – aktualny stan badań
w skali światowej, problemy i zagadnienia
Yellow rapeseed – current research over the world,
main issues and problems
Słowa kluczowe: rzepak (Brassica napus L.), żółtonasienność, okrywa nasienna, fenylopropanoidy, resynteza, allosyndeza, mieszańce, selekcja, jakość canola, markery molekularne, sprzężenie genetyczne, QTL – loci cech ilościowych
Wzrastające zapotrzebowanie gospodarki światowej na rzepak oraz korzystne cechy jego form żółtonasiennych — zwiększona zawartość tłuszczu i białek, zmniejszona zawartość włókna w nasio-nach — uzasadnia prowadzone na coraz większą skalę badania, których zadaniem jest wyprowa-dzenie nowych wciąż ulepszanych odmian żółtonasiennego rzepaku oraz poznanie podłoża fizjo-logicznego i genetycznego tej cechy.
Wiadomo już, że żółtonasienność jest wynikiem zaburzeń w metabolizmie fenylopropanoidów, co skutkuje spadkiem udziału w masie nasion barwników, skoncentrowanych głównie w okrywie nasiennej oraz elementów budowy ścian komórkowych stanowiących o grubości okrywy nasiennej. Gospodarka związków fenolowych — inna u form żółtonasiennych ma znaczący wpływ, zarówno dodatni jak i ujemny, na cały metabolizm roślinny. Dodatkowo przyczynia się do obniżenia wartości agrotechnicznych nasion, jednakże w stopniu bardzo zmiennym, co stwarza pole do dalszej hodowli selekcyjnej.
Dużo informacji na temat podłoża genetycznego cechy dostarczyły badania porównawcze nad transparentnym fenotypem okrywy nasiennej rośliny modelowej — Arabidopsis thaliana. Genom allotetraploidalnego rzepaku jest jednakże o wiele bardziej skomplikowany. Co więcej nie odnoto-wano występowania naturalnych źródeł żółtonasienności w obrębie gatunku. Niemniej jednak wysoka homologia, czy wręcz identyczność poszczególnych genomów, stwarza możliwość resyntezy rzepaku wydającego żółte nasiona z innych żółtonasiennych gatunków z rodzaju Brassica. Proste podejścia nie zawsze jednak gwarantują stabilność i wysoki stopień odziedziczalności cechy. Krytyczna wydaje się być obecność genów żółtonasienności na obu podwójnych genomach — przynajmniej jednego recesywnego homozygotycznego genu ze szlaku syntezy pigmentu wyłączającego ten szlak na każdym genomie. Dlatego też pojawiła się idea dość skomplikowanych krzyżowań żółtonasiennych allotetraploidalnych gorczyc oraz diploidalnych form kapustnych.
Ponieważ u większości gatunków, a nawet odmian, źródła żółtonasienności mogą być odmienne, istnieje zagrożenie ich niekompatybilności źródeł — uzupełnianie się genomów pod względem genów szlaku syntezy fenoli. Radą na to zjawisko może być transfer genów żółtonasienności między wysoce homologicznymi genomami A i C, tak by posiadały one te same allele, poprzez stworzenie warunków do zajścia procesu allosyndezy.
Innymi, rzadziej stosowanymi podejściami są mutageneza radiacyjna i wykorzystanie mutantów w dalszej hodowli oraz wykorzystanie — w przypadku ich wcześniejszego zidentyfikowania — pojedynczych naturalnych, często heterozygotycznych, mutantów rzepaku.
Uzyskane linie są często poddawane dalszym krzyżowaniom z innymi żółtonasiennymi (gatunkami, liniami) celem ustabilizowania i poprawienia cechy oraz z czranonasiennym rzepakiem o wysokiej wartości cech użytkowych, by takowe przenieść do hodowanych linii. Oprócz przeważającej większości roślin, które tracą w ten sposób korzystne cechy, udaje się uzyskać i takie o pożądanym genotypie (fenotypie). Każdorazowo, czy to na poziomie genomowym, czy genowym, niezmiernie ważne jest zachowanie odpowiedniego balansu genetycznego. W przeciwnym wypadku dochodzi do rozmaitych zaburzeń i w konsekwencji obniżenia wydajności roślin.
Przedstawione wyniki świadczą nie tylko o niejednorodności genetycznych źródeł żółtego koloru nasion, ale także o ilościowym i addytywnym charakterze tej cechy. Poszczególne żółtonasienne linie posiadają różnogenowy (jedno- dwu-, trój- lub więcej) jej determinację. Na ogół istnieje jeden, kilka loci silnie ją determinujących oraz geny o mniejszym znaczeniu. Najlepszym sposobem poznania tych genów i ich alleli wydaje się być znalezienie odpowiednich markerów genetycznych, sprzężonych z fenotypową cechą koloru nasion, dla możliwie jak największej ilości linii. W tym celu tworzy się mapy genetyczne na podstawie tzw. populacji mapujących — roślin potomnych w stosunku do wysoce homozygotycznych linii różniących się kolorem nasion. Trwają również prace mające na celu zmapowanie genów odpowiedzialnych za negatywne cechy związane z żółtonasien-nością. Znajomość takich różnorodnych markerów znacząco skróci procedurę hodowlaną ulep-szonych linii rzepaku żółtonasiennego — poprzez zastosowanie selekcji wspomaganej markerami genetycznymi (MAS — marker assisted selection) — pomoże stworzyć model przewidywania cech tworzonych mieszańców międzygatunkowych oraz pozwoli na wskazanie źródła żółtonasienności. Dlatego rozmaite zespoły badawcze za kolejny krok po uzyskaniu linii żółtych, uznają właśnie ich mapowanie. Od czasu pierwszego podejścia Somersa (1999) — wykorzystując wszelkie dostępne techniki — znaleziono już dość dużo odmiennych markerów molekularnych koloru nasion pomimo to trwają prace nad uzyskaniem następnych. Ze względu na to, że genomy Cruciferace i A. thaliana są dość podobne, bardzo przydatnych narzędzi ku temu dostarcza również genomika porównawcza. Key words: yellowseedness, rapeseed (Brassica napus L.), seed coat, fibre reduction,
phenylpropanoids, resinthesis, allosyndesis, hybrids, breeding selection, canola quality, molecular markers, genetic coupling, quantitative traits loci — QTL, The increasing demand of world industry for oilseed rape and profitable traits of its yellowseed forms — encreased fat and protein content and reduced fibre in seeds — gives grounds for the advancement of research aimed at obtaining new, continually improving lines of yellowseed rape and study physiological and genetic background of this trait.
It is already known that yellowseedness results from disturbances in metabolism of phenylpropanoids which consequently leads to changes in seeds weight: decreased participation of pigments concentrated mainly in seed coat and the elements of construction of cell wall — responsible for the thickness of the coat. The management of phenylpropanoids, different in yellowseeded plants, has important, both positive and negative impact on the whole plant’s metabolism. In addition, it contributes to devaluation of agrotechnical value of seeds, however to a very variable degree, what makes further selectional breeding possible.
Comparative investigations on the transparent testa phenotype of the model plant — Arabidopsis
thaliana provided a lot of information of the genetic background of the trait. The allotetraploidic
genome of rapeseed is, however, more complicated. Moreover, the occurence of natural sources of yellowseeded rape has not been observed. But high homology or even identity of particular genomes allows for resynthesis of yellowseeded rape from the other yellowseeded Brassica species. Simple approaches do not always guarantee the stability and high inheritance of the trait. The presence of yellowseedness genes on both doubled genomes seems to be critical — at least of one homozygotic recessive gene from the enzymatic pathway of pigment synthesis, which switches off the pathway
from each genomes. Hence the idea of complicated crosses of yellowseeded allotetraploidic mustards and diploidic cabbages has appeared.
Because in majority of species, or even varietes, the sources of yellowseedness may differ, there is a danger of incompatibility of sources — the supplementation of genomes in respect to lacking genes of phenol synthesis. This problem may be solved by transfer of yellowseedness genes between high homological A and C genomes, in order to posses the same allelles, through facilitation of adequate conditions for this process.
Other, more rare approaches include radiation mutagenesis and further use of mutants in breeding, and — if identified earlier — the use of single, natural, often heterozygotic mutants of rapeseed.
Obtained lines are often submited to further crossings with other yellowseeded lines or species in order to stabilize and improve the trait . They may be also crossed with blackseeded rape which has high usable value traits to transfer the good traits to yellowseeded lines. Besides the majority of plants which in this way lose the advantageous traits, sometimes it is possible to obtain plants with desirable genotype (phenotype). The most important is to keep balance on each — gene or genomic — stage. If not, various disturbances will take place, cousing decreases in plants efficiency.
The presented results prove not only genetic dishomogeneity of the sources of yellow colour of the seeds, but also about the quantitative and additive character of this trait — heterogenic (mono-, di-, tri-, or more genic) its determination. There is often one or few loci that have strong impact on the trait and more genes with lesser influence. The best way to get to know these genes and their allelles seems to be discovering of suitable genetic markers coupling with phenotypic trait of seeds colour for the largest possible number of lines. To this end genetic maps are created on the basis of mapping populations — the offsprings of plants of high homozygotic lines differenciated by seed colour. At present the studies are conducted to discover genes responsible for negative traits connected with yellowseedness. The knowledge of such markers will significantly shorten breeding procedures of improved lines of yellowseeded rape by means of selection supported by genetic markers (MAS —
marker assisted selection)
It can also help to create a model of prediction of traits for newly obtained hybrids from breeding and can allow to indicate the sources of yellowseedness. For this reasons, many scientific research groups recognize the mapping of the yellowseeded lines as a next step. Since Somers’ first attempt in 1999, many various molecular markers for the colour of seeds have been found, and further works have been continued to discover other markers. Because the genomes of Cruciferace and A. thaliana are quite similar, the comparative genomic can also provide usefull tools for this work
Podłoże cechy żółtonasienności i jej konsekwencje
The base yellowseedness and the consequence of the trait
Rośliny oleiste są po zbożach najważniejszym źródłem energii wykorzysty-wanym w żywieniu zwierząt, a także człowieka. Mają również coraz większe znaczenie przemysłowe, zwłaszcza w produkcji biopaliw. W Polsce oraz w Europie najważniejszą tego typu rośliną jest rzepak (Brassica napus L.), a w szczególności jego odmiany ozime. Nasiona tej rośliny charakteryzują się wysoką zawartością tłuszczu oraz białek zapasowych o korzystnym zestawie aminokwasów. Dlatego też rzepak jest niezwykle atrakcyjnym obiektem dla wielu zespołów badawczych na całym świecie.
W ostatnich 35 latach dokonał się olbrzymi postęp w udoskonalaniu rzepaku, jego przyczyną były: odkrycie nowych źródeł genetycznych, praktyczne
wykorzystanie genetyki oraz metod analizy instrumentalnej (Krzymański 2000). Dotychczasowe zabiegi hodowlane oraz molekularno-biologiczne pozwoliły znacz-nie podwyższyć plenność odmian, obniżyć zawartość w nasionach rzepaku takich substancji antyżywieniowych jak kwas erukowy i glukozynolany (rzepak podwój-nie ulepszony — double low), uzyskać odmiany o zmienionym składzie i proporcji pożądanych kwasów tłuszczowych oraz o zwiększonej zawartości substancji czynnych, np. tokoferoli. Kolejnym ważnym krokiem jest uzyskanie tzw. rzepaku żółtonasiennego (ang. yellow seeded), który w porównaniu z tradycyjnymi odmia-nami charakteryzuje się znacznie lepszą wartością paszową. Prace badawcze i hodow-lane związane z tym problemem zakrojone są na bardzo szeroką skalę.
Na czym polega niezwykłość rzepaku wydającego żółte nasiona? Badania biochemiczne wykazały zwiększoną zawartość białek i tłuszczu oraz zmniejszoną zawartością niestrawnego włókna w nasionach w porównaniu do rzepaku czarno-nasiennego. Jednocześnie jednak odnotowano obniżenie plenności i wielkości nasion oraz dużą niestabilność cechy żółtonasienności.
Według badań przeprowadzonych w Zakładzie Genetyki i Hodowli Roślin Oleistych w Poznaniu na otrzymanych liniach żółtonasiennych i standardowej odmianie czarnonasiennej Lisek, a także według innych ośrodków badawczych zawartość tłuszczu i białka w nasionach może zwiększyć się nawet odpowiednio o 8% (z 45,8 do 54,2%) i 5% (z 17,1 do 22,4%), a średnio zwiększa się o 5,1 i 2,3% masy 1000 nasion (Piotrowska i Krzymański 2003, Potapov i Osipova 2003, Rashid i Rakow 1999). Porównanie składu cukrowego wskazało również na większe walory śruty żółtonasiennej (Ochodzki i Piotrowska 2006). Znamienny jest jednak wyraźny wpływ temperatury na zawartość i profile składu oleju pozyskiwa-nego z żółtych nasion. Szczególnie widoczna jest podwyższona zawartość nienasyco-nych kwasów osiemnasto-węglowych w warunkach wyższej temperatury (Burbulis i Kott 2005).
Efekt żółtych nasion jest wynikiem ich znacznie cieńszej okrywy nasiennej, będącej rezultatem obniżenia zawartości włókien, co z kolei czyni ją transparentną, a żółty zarodek widocznym. Zarówno kolor nasion, jak i zawartość niestrawnego włókna powiązane są z biochemią fenylopropanoidów, które są prekursorami lub komponentami takich związków jak flawonoidy, (poli)stylbeny, kumaryny, taniny oraz oczywiście ważnych składników ścian komórkowych — lignin, suberyny i kutyny. Czarny kolor okrywy nasiennej jest wynikiem obecności polifenoli, głównie polimerów leukocyjanidyn, należących do grupy flawonoidów (Rahman i Joersbo 2001). Łupina nasienna składa się z kilku warstw: epidermalnej — pokrytej nabłonkiem, pod którą znajduje się ściśnięta warstwa podepidermalna, warstwy komórek palisadowych, zbitej warstwy pigmentowej i pojedynczej warstwy aleuro-nowej. Barwniki są zawarte głównie w dwóch warstwach: palisadowej i pigmen-towej, które wraz z przezroczystą, cienką epidermą pochodzą z integumentu zalążka, a więc tkanki matecznej. Znacząca ilość włókna skoncentrowana jest
w warstwie palisadowej, która w przypadku żółtych nasion jest zredukowana od około połowy do dwóch trzecich swej naturalnej grubości, odpowiada to adekwatnemu zmniejszeniu zawartości polifenoli i lignin (Rahman i Joersbo 2001) w całym nasieniu oznaczanym na poziomie od 3,5 do nawet 20% względem masy 1000 nasion (Piotrowska i Krzymański 2005). Obie warstwy są natomiast ubogie pod względem zawartości białek i tłuszczu, więc ich redukcja nie powoduje spadku zawartości tych ostatnich, obserwuje się efekt wręcz odwrotny. Trzecia warstwa to pozostałość bielma — jest tkanką zarodkową, dość bogatą w białko.
Li, Chen, Wang i Duan (2003) donoszą również o zaobserwowanych różni-cach między tradycyjnymi odmianami rzepaku a uzyskanymi przez nich liniami żółtonasiennymi w całkowitej zawartości celulozy (niższej w nasionach żółtych), fenyloalaniny, tyrozyny; barwników: chlorofilu, karotenoidów i melanin. Zmienia się także zawartość wtórnych metabolitów: kumaryny, kofeiny i innych oraz aktywności takich enzymów jak: oksydaza polifenolowa (PPO), liaza amonio-fenyloalaninowa (PAL), tyrozynaza, peroksydaza (POD) oraz kilku dehydrogenaz, hydrolaz i ligaz związanych z syntezą rozmaitych barwników (Li i Chen 2005).
Synteza pigmentów u roślin odbywa się głównie poprzez tzw. szlak szikimo-fenyloalaninowy, w którym kluczową rolę grają właśnie PAL, PPO i POD. Pierwszy przeprowadza deaminację fenyloalaniny do kwasu fenyloakrylowego — prekursora polifenoli. Z tych następnie PPO produkuje hinony (kolor brązowy), które polime-ryzując tworzą melaninę. POD jest odpowiedzialna za oksydację różnych substancji. Aktywność PAL jest znacząco wyższa u czarno- niż u żółtonasiennych form rzepaku, toteż enzym ten uważany jest za kluczowy w procesie syntezy barw-ników, natomiast jego niska aktywność jest skorelowana z większą możliwością syntezy białka (większa dostępność fenyloalaniny). Synteza rożnych barwników przebiega dalej odmiennymi drogami, ale w trakcie procesu rozwoju nasion aktywność PPO i POD w okrywie nasiennej jest wyraźnie wyższa w nasionach, które będą czarne. Inhibitory tych enzymów: polivinylopirolidon PVP i redukujący Vc znoszą efekt obecności melaniny (Liang i Li 2003). Ci sami autorzy stwierdzili również obecność czterech wspólnych izoenzymów PPO i dodatkowych trzech izoenzymów w czarnych nasionach, dwa wspólne i jeden dodatkowy POD oraz znaczące około dziesięciodniowe opóźnienie w szczycie aktywności PAL w pro-cesie rozwoju żółtych nasion.
Badacze rośliny powszechnie uważanej za modelową — rzodkiewnika (Arabidopsis
thaliana) — bliskiego krewnego rzepaku, o znacznie prostszym genomie — opisują
żółtonasienność u niej jako tzw. transparent testa phenotype i zidentyfikowali kolejne geny kodujące enzymy ze szlaku syntezy flawonoidów, których wyłączenie (mutageneza insercyjna) powodowało pojawienie się tego fenotypu. Są to syntaza chalkonowa (CHS, określana mianem genu TT4), izomeraza chalkonowa (CHI/CFI, TT5), dihydroflawonolowa 4-reduktaza (DFR, TT3), 3 i 3’ hydroksylazy
flawa-nonowe (F3H: TT6 i TT7), a oprócz nich geny odpowiedzialne również za rozwój okrywy nasiennej (TT1) czy włośników (TTG). Przeszukiwanie bibliotek BAC i sekwencjonowanie odpowiednich fragmentów pozwoliło stwierdzić zwielo-krotnioną (nawet w stosunku 15 : 1) obecność homologów TT1, TT3, TT4, TT5, TT6, TT7 w genomie Brassica napus (Lotz i Snowdon 2007).
Pewna grupa flawonoidów — protoantocyjanidyny (skondensowane taniny), szeroko obecne w okrywie nasiennej, bardzo negatywnie wpływają na jakość paszy produkowanej z rzepaku. Dlatego obniżenie zawartości włókna w nasionach rzepaku ma duże znaczenie ekonomiczne. Oprócz zwiększenia zawartości substancji odżyw-czych przyczynia się do ich lepszej strawności i efektywniejszej przyswajalności np. przy skarmianiu zwierząt śrutą rzepakową. Jednocześnie te same flawonoidy spełniają ważną rolę w obronie nasion (jak i całych roślin) przed patogenami i szkodnikami oraz uczestniczą w wielu fizjologicznych procesach, takich jak dojrzewanie, spoczynek, żywotność nasion, wigor i ochrona roślin przed promie-niowaniem UV.
W związku z obniżoną grubością okrywy nasiennej żółte nasiona rzepaku charakteryzują się zmniejszoną odpornością mechaniczną, co utrudnia ich przecho-wywanie, zmniejszoną odpornością na patogeny grzybowe i środki agrochemiczne oraz przyspieszonym kiełkowaniem (Neubert i Lühs 2007, Ochodzki i Piotrowska 2007). Powoduje to obniżenie plonowania w porównaniu z czarnonasiennymi odmianami rzepaku do poziomu około 70–80%.
Wydaje się, że odporność na grzyby można poprawić przez zwykłe chemiczne zaprawienie nasion. Natomiast takie cechy jak zawartość białka, tłuszczu, włókna, zawartość glukozynolanów i innych związków antyżywieniowych, plon z hektara oraz masa 1000 nasion wykazują dość dużą zmienność i potencjał hodowlany. Wraz z rozjaśnieniem zabarwienia okrywy nasiennej wzrasta zawartość tłuszczu i białka w nasionach, a maleje włókna (Ochodzki, Piotrowska 2002).
Źródła żółtonasienności w hodowli rzepaku
The sources of yellowseedness in rapeseed breeding
Zmienność genetyczna wśród rzepaku jest bardzo ograniczona, głównie na skutek poczynionych zabiegów hodowlanych (Krzymański 2000). Żółtonasienność nie występuje naturalnie w obrębie gatunku B. napus, co często wymusza wyprowadzanie rzepaku żółtonasiennego z innych gatunków z rodzaju Brassica. Cechę tę obserwo-wano wraz ze wszystkimi pozytywnymi i negatywnymi konsekwencjami u innych uprawianych i dziko rosnących gatunków z rodzaju Brassica. Przykładami mogą tu być żółtonasienny rzepik (Brassica rapa L.) uprawiany w Chinach (Jiang i Niu 2007) oraz żółtonasienne formy allotetraploidalnych Brassica (Rahman 2001). Wiadomo, że w obrębie omawianego rodzaju występują trzy homologiczne
genomy, określane literami A, B i C, o wysokiej kolinearności (Lydiate i Sharpe 1999). Wydaje się jednak, że wszystkie wywodzą się od jednego, prymitywnego, pięcio- lub sześciochromosomowego genomu (Quiros 1999), który poprzez zwięk-szenie swojej ploidalności i różne modyfikacje dał początek nowym obecnie znanym genomom. Rzepak jest natomiast allotetraploidem o genomie AACC, ze skom-plikowaną genezą zakładającą kilka niezależnych hybrydyzacji Brassica rapa (AA) i Brassica oleracea (CC). Oba gatunki posiadają dużą zmienność genetyczną, która może być wykorzystana do tworzenia zróżnicowania genetycznego B. napus (Krzymański 2000).
To wszystko czyni atrakcyjną możliwość resyntezy żółtonasiennego rzepaku z innych żółtonasiennych roślin z rodzaju Brasica, jednak jednocześnie opisana wyżej wielka plejotropowość cechy, w połączeniu ze skomplikowaną poliploidalną konstrukcją genomów Brassica, wielopoziomową kontrolą ekspresji genów, dużym wpływem efektu matecznego (Neubert i Lühs 2003) i istotnym jakościowo stopniem interakcji genotyp — środowisko (Adamska i Szała 2001), stopniuje ilościowo tę cechę, co powoduje niestabilność jej ekspresji i odziedziczalności.
Powszechnie stosowane są następujące podejścia:
1) hodowla mieszańców z krzyżowania B. rapa × B. oleracea, 2) B. napus × B. juncea,
3) B. napus × B. rapa,
4) B. napus × B. carinata,
5) B. rapa × B. oleracea var. aceaphala,
6) krzyżowanie międzyodmianowe w obrębie B. napus, 7) mutageneza radiacyjna B. napus.
Metody te charakteryzują się różną skutecznością, a uzyskiwane kolejne generacje roślin nie zawsze utrzymują zdolność do wydawania żółtych nasion; ekspresja żółtonasienności jest modyfikowana przez czynniki środowiska — głównie temperaturę (Rahman 2001). Jednak tymi metodami do roku 2003 udało się wypro-wadzić ponad sto żółtonasiennych linii. Niektóre interesujące osiągnięcia zostały opisane poniżej.
Krzyżowanie, wydawałoby się najprostsze i najbardziej bezpośrednie — pomię-dzy żółtonasiennymi B. rapa (AA) i B. oleracea (CC) ukazało badaczom (Stringam 1980, Bechyne 1989, Chen i Heneen 1992, Brismar 2001, Rahman 2001 i in.) jak trudno jest uzyskać stabilne linie żółtonasiennego rzepaku. Jing wen i Tu (2007) skrzyżowali 3 odmiany B. rapa ssp. oleifera i 5 różnych odmian B. oleracea var.
acephala, i hodowali uzyskane rośliny z zastosowaniem kultur makrospor,
zarodków i kolchicyny. Konkluzja autorów mówiła o możliwości istnienia dwóch odrębnych dróg syntezy pigmentu — jednej kodowanej w genomie A, drugiej w C, w połączeniu z dużą polimorficznością obu genomów u różnych odmian krzyżowanych roślin oraz częściowym efektem matecznym (Jing Wen i Tu 2007). Inni badacze zapatrują się na tę kwestię w inny sposób.
Także w Polsce w celu uzyskania żółtonasiennego rzepaku skrzyżowano żółto-nasienne gatunki B. juncea Coss. (AABB, 2n = 36) i B. carinata Braun (BBCC, 2n = 34) otrzymane ze Szwecji — Svalöv (obecnie Svalöv-Weibull). Spośród otrzymanych roślin F1 wytypowano 4 rośliny o mieszańcowości potwierdzonej
cytogenetycznie (ABBC, 2n = 35), do dalszej hodowli. Według statystyki (nie uwzględniającej różnic w możliwościach parowania się chromosomów z poszcze-gólnych genomów) autorzy (Jönsson i Bengtsson 1970) w pokoleniu F2 oczekiwali
następującej segregacji: 4AABB : 4 ABBB : 4AABC : 10ABBC : 4ABCC : 1AACC : 1BBBB : 4BBBC, a więc jednej rośliny żółtonasiennego rzepaku na 31 innych (Barcikowska i Maćkowiak 1997).
Otrzymana zmienność przewyższyła prostą segregację mendlowską. Rośliny wydawały nasiona w ponad 40 różnych rodzajach zabarwienia, czy kombinacjach zabarwienia i nacieków bądź nakrapiania. Te o morfologii najbardziej przypomi-nającej rzepak poddano badaniom cytologicznym mitotycznych płytek metafazo-wych. Liczba chromosomów określana na tej podstawie mieściła się w granicach 2n = 32 i 2n = 35; nie zidentyfikowano pośród nich form właściwych B. napus (2n = 38). Obserwacje mejozy (pyłek) ujawniły natomiast liczne aberracje: multi- i uniwalenty, chromosomy opóźniające lub pozostające poza biegunami. Powstałe mieszańce cechowały zbyt znaczne zaburzenia równowagi genomowej, nie było też mowy o stabilności koloru nasion (Barcikowska Maćkowiak 1997).
Ciekawą koncepcję, na początku lat dziewięćdziesiątych ubiegłego stulecia, zaproponowali Kanadyjczycy krzyżując żółtonasienne formy dwóch gatunków gorczyc: B. juncea odmiana ZYR-6 i B. carinata PGRC/E 21164 z B. napus odm. Westar jako rodzicem żeńskim, w celu przeniesienia genów odpowiedzialnych za cechę żółtonasienności z genomu A B. juncea i genomu C B. carinata do genomów A i C rzepaku. Następnie powstałe mieszańce F1 (A
y
BAC) i (BCyAC) były znowu krzyżowane z B. napus, aby wyeliminować genom B i poprawić ich niską płodność. Tak powstałe potomstwo F1, było selekcjonowane pod względem morfologii
B. napus — (A(y)CAC) i (C(y)AAC, gdzie ‘(y)’ oznacza 50% szansy obecności genomu z genami żółtonasienności), a następnie samozapylane. Dla populacji wywodzących się od B. juncea w tym pokoleniu F2 można było spodziewać się
następujących genotypów: AACC, AAyCC i AyAyCC, a dla B. carinata: AACC, AACyC i AACyCy.
Autorzy (Rashid i Rakow 1994) od początku zakładali, że dla otrzymania pożądanego fenotypu B. napus konieczna jest obecność obu żółtonasiennych genomów: Ay i Cy w postaci homozygotycznej (AyAyCyCy), kolejnym więc etapem było krzyżowanie między sobą prowadzonych dotąd osobno linii pochodzących od
B. carinata i B. juncea (oba gatunki roślin użyto zarówno jako formę rodzicielską
męską, jak i żeńską), by w tym pokoleniu uzyskać rośliny, z których przynajmniej część będzie posiadała genotyp AAyCCy, a następnie poprzez chów wsobny podwójne recesywne homozygoty (AyAyCyCy).
Rośliny uzyskane z pierwszego międzygatunkowego krzyżowania i samoza-pylania wydawały tylko czarne nasiona i charakteryzowały się (szczególnie te pierwsze) obniżoną płodnością. Rośliny mieszańcowe pomiędzy liniami wyprowa-dzonymi od B. carinata i B. juncea odznaczały się dużą płodnością i dobrą jakością nasion oraz morfologią typową dla B. napus. Finalnie z 20 rodzin (tworzonych przez 4858 rośliny) na ostatnim etapie, osiem zawierało tylko rośliny wydające czarne nasiona, sześć czarne i żółtobrązowe oraz sześć czarne, żółtobrązowe i żółte (każda pojedyncza roślina wydaje jednakowe nasiona). Ogółem udało się autorom uzyskać 91 roślin czysto żółtonasiennych i 1025 roślin wydających nasiona żółtobrązowe (Rashid i Rakow 1994), co czyni ten schemat dość efektyw-nym. Autorzy postulują obecność co najmniej jednego recesywnego genu żółto-nasienności w każdym z genomów. Mogą to być komplementarne zmutowane allele genu, którego produkt stanowi któryś z kluczowych enzymów szlaku syntezy pigmentu. Żółtobrązowe nasiona najprawdopodobniej pochodzą od roślin, które zawierają jeden genom C z kodominującym nie zmutowanym allelem (AyAyCyC). Czarne nasiona powstawały zawsze, gdy jeden lub żaden z rodziców z linii pocho-dzących od B. carinata lub B. juncea, w istocie nie posiadał już zestawu chromoso-mów z genem(ami) żółtonasienności, a tylko chromosomy pochodzące od B. napus odm. Westar.
Naukowcy duńscy z kolei przestudiowali możliwość wyprowadzenia żółtona-siennego rzepaku w wyniku trzech różnych podejść, które zakładały krzyżowania między czterema gatunkami: żółtonasiennym B. rapa var. yellow sarson, dzikim
B. oleracea, żółtonasiennym B. carinata i czarnonasiennym B. napus.
Pierwsze podejście zakładało najpierw uzyskanie mieszańców międzygatun-kowych o genomie AyBCz (B. carinata × B. rapa; z — obecność genów żółto-nasienności z B. carinata — różnych od y z B. rapa), które następnie skrzyżowano z B. napus. Potomne rośliny były samozapylane przez kolejnych siedem generacji. W ostatniej pojawiły się takie, które wydawały żółtobrązowe nasiona (autorzy chcieli doprowadzić do rekombinacyjnego przepływu genów żółtonasienności po-między genomami A i C w procesie allosyndezy) o przypuszczalnym genomie AACy*Cy* (* — rekombinacja). Linię tę nazwano No. 06 i skrzyżowano z linią No. 01 pochodzącą od mieszańca B. oleracea × B. rapa, po podwojeniu jego chro-mosomów kolchicyną (AyAyCC). W ten sposób otrzymane rośliny F1 (AA
y
CCy*) i ich potomstwo, poddawane kolejnym samozapyleniom i selekcji nasion dały początek czysto żółtonasiennej linii AyAyCy*Cy* (Rahman 2001), krzyżowanej dalej z konwencjonalnym B. napus w celu wyprowadzenia odmian żółtonasiennych podwójnie ulepszonych.
W drugim podejściu z mieszańca AyBCz uzyskano trójgenomowy diploid (wydawał nasiona brązowe). Aby pozbyć się genomów BB przeprowadzono krzyżowanie No. 01 × trójgenomowy diploid. Potomstwo o genomie AyAyBCCz poddawane było samozapyleniom. Niestety efektem tych zabiegów były rośliny
o przewidywanym genomie AyAyCzCz, lecz wydające co najwyżej nasiona brązowe (Rahman 2001).
Celem trzeciej metody było stworzenie żółtonasiennego genomu CzCz
B. oleracea poprzez skrzyżowanie dzikiej formy tej ostatniej z żółtonasiennym B. carinata. Rośliny F1 (BCCz) były samozapylane lub poddane krzyżowaniu
wstecznemu wstecznej z B. oleracea. Udało się uzyskać żółtonasienny B. oleracea, ale próba resyntezy żółtonasiennego B. napus poprzez krzyżowanie go z B. rapa var. yellow sarson zawiodła (Rahman 2001).
Wszystkie opisane krzyżowania były przeprowadzane wzajemnie. Co ciekawe, lepszy efekt — wyższą płodność uzyskiwano, gdy w pierwszej metodzie B. rapa był użyty jako rodzic żeński (Rahman 2001). Niepowodzenia w podejściach nr 2 i 3 jednoznacznie wskazują na niekompatybilność źródeł żółtonasienności na genomach A i C, które poprzez kompensację genów znoszą wzajemnie swój efekt. W uwieńczonej sukcesem metodzie pierwszej rzepak posiadał na genomach AA i CC te same geny żółtonasienności, pochodzące od B. rapa var. yellow sarson.
Badania nad amfihaploidami Brassica: AB, AC, BC i dwugenomowymi triploidami: AAC ACC, BBC, BCC, AAB i ABB wykazały, że w mejozie koniugują z reguły chromosomy z homologicznych genomów, jednak w genomach A i C dochodzi często do allosyndezy homologicznych chromosomów, a w 50% przypadków mikrosporogenezy dwugenomowych triploidów AAC i ACC tworzą się triwalenty (Rahman 2001). Dzięki temu ponadto dochodzi do eliminacji genomu B u mieszańców (choć nie zawsze). Autor uważa, że żółtonasienność użytej odmiany B. rapa zależy od recesywnych dwóch niezależnych genów w stanie homozygotycznym. Natomiast u B. carinata żółty kolor nasion występuje tylko przy obecności dominującego genu represora syntezy barwnika. Para recesywnych genów z B. rapa zachowuje się epistatycznie wobec czynnego genu represora
B. carinata, jednak hipostatycznie do barwy brązowej nasion. Wyjaśnia to brązowy
kolor nasion trójgenomowego diploida i niemożność otrzymania żółtonasiennego potomstwa w przeprowadzonych kombinacjach (tamże).
Na Akademii Rolniczej w Poznaniu przeprowadzono natomiast krzyżowanie między męskosterylnym (MS) lub płodnym B. napus (var. oleifera, komponent mateczny) z czterema różnymi żółto- i brązowonasiennymi gatunkami Brassica. Były to:
1. B. rapa ssp. żółtonasienny trilocularis, 2. B. rapa ssp. brązowonasienny pekinensis, 3. B. hirta (gorczyca biała 2n = SS = 24), 4. B. carinata (gorczyca etiopska).
Kompletnie nieudana okazała się trzecia kombinacja. W pozostałych przy-padkach uzyskano, w zależności od użytego rodzaju B. napus, mieszańce męsko-sterylne lub męskopłodne. Autorzy odkryli jednak, że podczas mikrosporogenezy właściwy podział chromosomów był często zaburzony. Niemniej jednak uzyskanie
płodnych międzygatunkowych mieszańców dało nadzieję na przeprowadzenie badań w kierunku introgresji rozmaitych cech pomiędzy tymi gatunkami (Wojciechowski i Springer 2007).
Żółtonasienne linie rzepaku ozimego otrzymano w Zakładzie Genetyki i Hodowli Roślin Oleistych IHAR w Poznaniu. Powstały one w wyniku skrzyżowania natu-ralnego mutanta, znalezionego w materiałach hodowlanych rzepaku ozimego pod-wójnie ulepszonego, o jaśniejszej okrywie nasiennej, z linią jarą pochodzącą z krzyżowania B. napus × B. rapa, otrzymaną z Kanady, a pochodzącą ze Szwecji — z badań przeprowadzonych przez Olssona. W wyniku chowu wsobnego, selekcji oraz krzyżowania z najlepszymi rodami ciemnonasienego rzepaku ozimego wyprowadzono linie żółtonasienne o różnej zdolności kombinacyjnej (Piotrowska, Krótka 2000). Uzyskane formy charakteryzowały się zmniejszoną plennością i zimo-trwałością oraz przejawiały skłonność do porastania nasion w łuszczynach, ale równocześnie wysoką zawartością kwasów tłuszczowych i białek, a niską gluko-zynolanów oraz nie gorszą niż odmiany czarnonasienne podatnością na szkodniki (Piotrowska i Krzymański 2003). By przerwać sprzężenia niekorzystnych cech i ustabilizować żółty kolor nasion prowadzona jest dalsza hodowla. Krzyżowanie uzyskanych linii DH żółtonasiennych i DH czarnonasiennych dało podstawę (segregacja koloru nasion) do wyciągnięcia wniosków, iż o kolorze nasion decyduje genotyp rośliny matecznej, a odpowiedzialne za nią są dwie pary alleli ze zjawiskiem epistazy (Piotrowska i Krótka 2004).
Liu Z. i in. (2007) postanowili wyprowadzić żółtonasienny rzepak krzyżując wyodrębnioną żółtonasienną rasę B. juncea — Sichuan Yellow, charakteryzującą się jednak wysoką zawartością substancji antyżywieniowych, czarnonasienny chiński
B. napus 1047 o specyficznym połysku i kanadyjską jarą linię B. napus odm.
Stellar o nakrapianych nasionach.
Najpierw rośliny Sichuan Yellow zapylono pyłkiem pochodzącym od odmiany Stellar. Uzyskane potomstwo było w znacznej mierze sterylne, jednak po zapyleniu go pyłkiem linii 1047 udało się uzyskać nasiona, z których wyselekcjonowano 46 połyskujących roślin (BC1F1). Te następnie po samozapyleniu wydały 178
po-łyskujących i 172 woskowate rośliny (BC1F2), w każdej z tych grup była obecna
jedna roślina wydająca żółte nasiona. Jednak tylko linia wyprowadzona z rośliny woskowatej okazała się w miarę stabilna pod względem tej cechy w następnym pokoleniu BC1F3. Z nasion o najjaśniejszej barwie i najkorzystniejszych cechach
żywieniowych poprzez samozapylanie roślin wyprowadzono następne pokolenia. Jednak zaledwie jedna linia zawierała rośliny żółtonasienne (Liu i Guan 2007)
Wcześniejsze badania wykazały, iż żółty kolor nasion B. juncea jest kontro-lowany przez dwa niezależne geny, będące w stanie recesywnym w obydwóch genomach B. juncea (A i B). Dlatego w F1 powstały mieszańce o składzie
genomów: AyByAmCm (gdzie m — mottled — ang. cętkowany). Dalsza hodowla pozwoliła wyeliminować genom B oraz uzyskać rozmaite kombinacje genomów:
Ay, Am, A, Cm i C. Z uwagi na duże możliwości allosyndezy (tworzenia allosynaps) pomiędzy odpowiadającymi sobie chromosomami z tych genomów, oczywista wydaje się duża różnorodność odcieni i zmienność barwy nasion w kolejnych pokoleniach, a zarazem możliwe jest uzyskanie linii czysto żółtonasiennej. Uzys-kana w wyniku tych badań linia wg autorów odznaczała się pożądaną jakością nasion, lecz wymagała poprawy cech agronomicznych.
Bechyne (1999) uzyskał żółtonasienny rzepak poprzez skrzyżowanie B. rapa (o żółtych nasionach, dodatkowo charakteryzującą się zwiększoną ilością pąków na pędzie — czteroklapowe łuszczyny) z żółtonasienym B. napus uzyskanym z wcześ-niejszego krzyżowania B. oleracea (CC) o ciemnożółtych nasionach z B. rapa yellow sarson (AA). Celem drugiego krzyżowania było ewentualne przeniesienie genów żółtonasienności i wielopąkowości z genomów A B. rapa do genomów A i C B. napus. Wszystkie rośliny z pokolenia F1 posiadały morfologię B. napus
i wydawały ciemne nasiona. Spośród 1772 roślin F2 (samozapylanie) 6 odznaczało
się pożądanym charakterem, co oznacza, że taki transfer choć jest skomplikowany, to jednak możliwy.
Bochkaryova i Gorlov wykorzystali naturalne mutanty VIR k-4984 o nasio-nach z żółtym plamkami. Selekcja roślin poddawanych samozapylaniu nie dawała znaczących efektów. Pojawiły się one po naświetleniu nasion promieniami X. Po otrzymaniu silnych dawek nasiona nie kiełkowały. W pozostałych przypadkach morfologia roślin nie ulegała zmianom, natomiast w wariancie 100-kradowym udało się uzyskać rośliny wydające nasiona o różnym odcieniu żółtości: ok. 32% roślin żółtonasiennych i ponad 10% roślin oliwkowonasiennych (Bochkaryova i Gorlov 1999). Kolejne lata hodowli pozwoliły na pozyskanie linii, w których brązowe nasiona stanowiły domieszkę rzędu 6% plonów.
Ci sami badacze użyli żółtonasienną bezerukową B. juncea Zem-1 jako rodzica żeńskiego, by skrzyżować ją z linią, która została otrzymana poprzez napromieniowanie nasion k-4984 dawką 50 kradów (nasiona ciemnożółte). Rośliny F1 charakteryzowały się słabym wzrostem i wydawały brązowe nasiona z żółtym
nakrapianiem. Były jednak płodne. W następnych pokoleniach, uzyskanych w wyniku samozapylania, wyselekcjonowano linie wydające żółte nasiona z 20% domieszką brązowych (Bochkaryova i Gorlov 1999).
Na przestrzeni lat 1995–2002 w Rosji starano się również wyprowadzić żółto-nasienny rzepak poprzez rozmaite wzajemne kombinacje czarnonosiennego, B. napus form ozimych var. Andor, Regent, SibNIIK 198 z żółtymi B. rapa (cv. Vostochnaya, Candle, Tobin), B. juncea (linia 13H-11, linia 21), Sinapsis alba (linie 13H-162, 24) i różnymi jarymi odmianami rzepaku (Agat, Regent Salut). Udało się wyselekcjonować 6 perspektywicznych linii rzepaku żółtonasiennego (Potapov i Osipova 2003).
W 2004 r. grupa litewskich naukowców opublikowała pracę, w której poinfor-mowali o nowym źródle żółtonasiennego rzepaku otrzymanym w wyniku krzyżo-wania między dwiema czarnonasiennymi, podwójnie ulepszonymi jarymi odmia-nami Star i Bolero. Wynikiem tego krzyżowania już w pierwszym pokoleniu było sześć żółtonasiennych linii DH i co najważniejsze — w typie Canola. Linie te i ich potomstwo (samozapylanie) charakteryzowały się większą intensywnością żółtej barwy nasion w wyższych temperaturach, a w niższych nawet barwą brązową (Burbulis i Kott 2004). Można przypuszczać, że autorzy skrzyżowali dwie hetero-zygoty, recesywne pod względem tego samego genu (dwóch, maksymalnie trzech), którego produkt ekspresji uczestniczy w szlaku syntezy fenoli. Możliwe jest, że mutacja czyni go lub jego promotor wrażliwym na temperaturę. Dotyczyć to może zarówno genów szlaku syntezy fenoli, jak i ich elementów regulatorowych. Podobnym osiągnięciem w 1999 r. mogli się pochwalić Wu i Shi — otrzymali oni żółtonasiennego mutanta (933044) w pokoleniu F8 z krzyżowania
czarnonasien-nych, niskoerukowych linii Huayou i 3Marnoo (Wu i Shi 1999).
Także Zaman (1988) wyhodował brązowo-żółtawonasienny rzepak z krzyżo-wania (B. carinata × B. rapa) × B. napus oraz B. napus × B. rapa. A Tang i in. (1997) uzyskali częściowo żółtonasienny rzepak krzyżując: (B. rapa × B. oleracea) ×
B. napus, B. napus × B. juncea, B. napus × B. rapa oraz poprzez
napromienio-wanie nasion i krzyżowania międzyodmianowe w obrębie gatunku B. napus (Rahman 2001).
Najbardziej efektywnymi, pod względem wyniku, witalności i produktywności roślin, schematami introgresji żółtonasienności są te, które zachowują balans genetyczny i genetyczną integralność cechy. Ważna jest obecność genów odpo-wiedzialnych za tę cechę na wszystkich genomach. Źródła odmienne mogą się jednak wzajemnie kompensować, czego wynikiem jest regresja do czarnonasien-ności u roślin potomnych. Natomiast zaburzenia w ogólnym balansie genetycznym w zresyntetyzowanych liniach B. napus powodują słaby wzrost, plonowanie, zre-dukowaną płodność i wagę nasion, a w konsekwencji mniejszą zdolność do produkcji oleju (Rashid i Rakow 1999).
Trwają także intensywne prace nad ulepszaniem już uzyskanych linii rzepaku żółtonasiennego, a także resyntezy nowych linii z już istniejących żółtonasiennych. Hodowla polega przeważnie na wprowadzeniu cechy jakościowej do wybranych genotypów rzepaku o określonej wartości gospodarczej. Jeśli materiał wyjściowy posiada wiele cech niekorzystnych, konieczne jest krzyżowanie wielokrotne w celu ich usunięcia (Krzymański 2000). Według doniesień z Chin udało się tam skutecznie poprawić cechę żółtonasienności u B. napus 3-63-4-5-1 o nasionach żółto-brązowych, w wyniku skrzyżowania 3-63-4-5-1 × B. carinata (Dodolla) — odmiany czysto żółtonasiennej. Wyprowadzono żółtonasienną linię B. napus I1045,
z pewnymi cechami odmiany Dodolla — takimi jak zawartość tłuszczu, zdolność do rozgałęziania się i ułożenie pąków (Qi i Fu 1999).
Meng i Shi by przenieść geny odpowiedzialne za żółty kolor nasion z obu genomów — A i C do odpowiednich genomów rzepaku, również — tak jak Rashid — stworzyli heksaploidalny Brassica (AABBCC) poprzez wzajemne krzyżowanie odpowiednich B. rapa (9 odmian) i B. carinata (3 odmiany). Otrzymano 27 chro-mosomowych mieszańców, które następnie zapylono pyłkiem częściowo żółtych lub brązowych, niestabilnych odmian B. napus. Mieszańce na tym etapie (AABCC) z cytoplazmą B. carinata lub z B. rapa — były zdolne do samozapylenia i wyda-wały nasiona brązowego koloru. Eliminacja genomu B w kolejnych pokoleniach (samozapylanie) sprawiła, że morfologia otrzymanych roślin była taka jak u B. napus. Badania cytologiczne i testy izoenzymatyczne pokazały wyraźnie, iż ich tło genetyczne pochodzi od B. rapa, B. carinata i B. napus. (Meng i Shi 1998). Autorzy przychylają się do zdania Rashida i innych badaczy, o dwóch homolo-gicznych zestawach genów, po jednym na genomach A i C u B. napus, które dla otrzymania żółtych nasion koniecznie muszą być homozygotyczne i recesywne, w jednym bądź dwóch kluczowych genach na ścieżce syntezy barwników.
Także by poprawić kolor swej najlepszej linii rzepaku żółtonasiennego: YN 90-1016, wywodzącej się z żółtonasiennych B. carinata i B. rapa yellow sarson, Raney i Rakow skrzyżowali ją z brązowożółtonasiennym B. oleracea (linia 89-5402) i żółtonasiennym B. rapa (odmiana Parkland w typie canola). Uzyskane z prze-prowadzonych krzyżowań potomstwo było krzyżowane ze sobą lub wstecznie z YN 90-1016. Po kilku generacjach i selekcji w kierunku poprawy żółtonasien-ności i niskiego poziomu glukozynolanów alkenowych udało się uzyskać satysfak-cjonujące linie — Rsyn (Raney i Rakow 1999). Były one potem krzyżowane z wysoko odporną odmianą Shiralee i wysoko oleistymi liniami N89-17 and N89-53.
Inna linia żółtonasiennego rzepaku (YN 97-262) została skrzyżowana jako rodzic męski z czterema różnymi czarnonasiennymi odmianami rzepaku typu canola (Magnum, Dunkeld, Range i Ebony). Uzyskane rośliny potomne były krzyżowane między sobą, by stworzyć wysoce heterozygotyczną populację. W pokoleniu F6
udało się uzyskać rośliny wydające zdecydowanie żółte nasiona, wysoko plonu-jące, o dużej zawartości oleju i białka oraz o podwyższonej odporności na niektóre choroby (Relf-Eckstein i Rakow 1999). Dość niską frekwencję roślin żółtonasien-nych w kolejżółtonasien-nych pokoleniach autorzy tłumaczą recesywnością trzech genów odpowiedzialnych za tę cechę u YN 97-262 (Relf-Eckstein i Rakow 1999).
Ci sami badacze zastosowali również inne podejście. Otóż w wyniku wielu krzyżowań odmian czarnonasiennych wyselekcjonowali ozimą linię summer annual, z której rośliny wydawały nasiona o barwie czarnej, bardzo wysokiej jakości, pożądanych cechach agronomicznych (liczba rozgałęzień, czas kwitnienia itp.) i wysokiej odporności na rozmaite czynniki biotyczne i abiotyczne. Rzepak z tej linii użyto jako rodzica żeńskiego do krzyżowania z otrzymaną wcześniej
popu-lacją żółtonasienną Rsyn2. Uzyskane rośliny o charakterze żółtonasiennego
B. napus krzyżowano następnie z brązowożółtonasiennym B. oleracea oraz wstecznie
z rodzicem B. napus. W ten sposób uzyskano Rsyn2 w typie canola (badania opublikowane w 1999).
Potomstwo F1 — mieszańcowe względem ulepszonego czarnonasiennego
rze-paku summer annual z Rsyn2 było poddane samozapyleniu, a uzyskane rośliny F2
krzyżowane między sobą w jedenastu różnych krzyżowaniach. Hodowla selek-cyjna była jednak prowadzona aż do szóstego pokolenia, licząc od wspomnianych jedenastu podejść (Relf-Eckstein i Rakow 2007). Zdaniem autorów żółty kolor nasion z Rsyn2 został z powodzeniem wprowadzony do ulepszonej linii summer
annual ozimego rzepaku. Udało się uzyskać nową linię żółtonasiennego rzepaku,
o bardzo dobrych właściwościach, do kolejnych etapów udoskonalania tej rośliny. Inną metodą ulepszania otrzymanych już linii żółtonasiennych jest transformacja za pomocą Agrobacterium tumefaciens.
Baetzel i Friedt (1999) skrzyżowali natomiast swoją podwójnie ulepszoną żółto-nasienną linię T-25629’ z liniami wysokoerukowymi (HEAR) w celu uzyskania rzepaku wydającego nasiona o dobrej jakości i z dużą zawartością kwasu eruko-wego (wartość przemysłowa). Cel osiągnęli za pomocą metody linii podwójnie haploidalnych (DH).
Badania biochemiczne wykazały, że żółtonasienne linie rzepaku wyhodowane przez Rahmana do 2001 r. także charakteryzowały się dość dużą zawartością substancji antyżywieniowych. Dlatego autor postanowił je skrzyżować z dwoma jarymi czarnonasiennymi odmianami rzepaku — Polo lub Dakini. Z pokolenia F1
metodą kultur mikrospor wyprodukowano linie DH, z których najlepsze pod względem koloru nasion oraz zawartości GLS i kwasu erukowego były powtórnie skrzyżowane z Polo lub Dakini, a ich potomstwo poddano selekcji (Rahman i Joersbo 2001). Segregacja roślin potwierdziła przypuszczenia, że w liniach uzyskanych przez Rahmana za żółty kolor nasion odpowiadają trzy lub cztery recesywne geny.
Markery i mapy uwarunkowania genetycznego
Markers and mapping of genetic backgrounds
Aby lepiej poznać kombinacje genetycznych i środowiskowych czynników, mających wpływ na kolor nasion rzepaku, Lühs, Baetzel i Friedt (2000) skrzyżo-wali różne czarnonasienne, wysokoerukowe linie rzepaku z podwójnie ulepszoną żółtonasienną linią DH. Odnosząc się do większości przypadków linii potomnych, autorzy zaproponowali następujący model determinacji genetycznej: kolor czarny lub brązowy są wynikiem epistatycznego oddziaływania dominujących alleli trech genów, żółty — obecności trzech form recesywnych, brązowy — obecnością mniej niż trzech alleli dominujących. W tych badaniach wyprowadzone linie DH (z
wspom-nianych mieszańców) segregowały wobec schematu czarne : brązowe : żółte jak 1 : 6 : 1. Kolor nasion był więc wyraźnie dziedziczony jako cecha addytywna.
W związku z introgresją cechy żółtonasienności do rzepaku, zwiększyła się również różnorodność cech żywieniowych nasion. Szczególnie istotna jest szcze-gółowa znajomość zawartości i składu glukozynolanów mierzona spektroskopowo (Michalski 2003). Na obecnym etapie badań uzyskane linie stara się poddać dalszej hodowli w kierunku zmniejszenia zawartości substancji antyżywieniowych oraz przełamania negatywnej korelacji pomiędzy ilością białek i tłuszczów oraz poprawienia rozmaitych cech agrotechnicznych. Dlatego opracowanie markerów molekularnych, pozwalających na identyfikację alleli odpowiedzialnych za żółty kolor nasion, wydaje się być bardzo ważne dla uproszczenia hodowli (np. kierowane zapylenie), tym bardziej, jeśli weźmiemy pod uwagę wpływ czynników środowiska na ostateczny fenotyp hodowanych linii rzepaku.
Najlepszym narzędziem umożliwiającym identyfikację i charakterystykę poli-genów jest mapowanie genetyczne z wykorzystaniem właśnie markerów mole-kularnych. Mapa pozwala ustalić kolejność i rozmieszczenie markerów na chromosomach oraz stopień ich sprzężenia. Markerami stosowanymi najczęściej są RFLP, RAPD, SSR i AFLP. Na ogół oznacza się w ten sposób jeden lub kilka loci silnie determinujących daną cechę oraz geny o niewielkim znaczeniu, rozrzucone na różnych chromosomach. Identyfikacja głównych genów stwarza możliwości polepszania wartości użytkowej odmiany przez wzbogacenie jej puli genowej nowymi korzystnymi allelami i wyselekcjonowania rekombinantów wykazujących korzystne transgresje. Wszelkie doskonalenie roślin użytkowych z wykorzystaniem markerów molekularnych zalicza się do hodowli molekularnej.
Od kiedy Somers i in. (1999) opisali kilka markerów RAPD identyfikujących jeden z głównych genów odpowiedzialnych za kolor nasion rzepaku (fragment o długości 600 bp dla żółtego koloru nasion), chwilowo zarzucono temat innych markerów (Burbulis i Kott 2004). Wykorzystali oni linie DH otrzymane metodą kultur mikrosporowych z krzyżowania odmian rzepaku Apollo × YN 90-1016 (żółtonasienna), które segregowały pod względem koloru wydawanych nasion. Analiza zbiorczych prób segregantów (BSA) z wykorzystaniem dziesięciu najlep-szych linii żółtych i dziesięciu czarnych pozwoliła uzyskać kilka markerów RAPD — które identyfikowały allele jednego bimodalnego genu — określających roślinę albo jako żółto-, albo czarnonasienną. Gen nazwano Pigment 1. W podejściu drugim autorzy wykorzystali dziesięć najlepszych żółtonasiennych linii i dziesięć linii o nasionach żółtobrązowych, co z kolei spowodowało identyfikację następ-nych dwóch QTL o częściowym wpływie na kolor nasion (Somers i Rakow 1999). By uzyskać pełny żółty kolor nasion konieczna jest homozygotyczna obecność wszystkich trzech alleli genów w formie recesywnej. Jednak w kolejnych bada-niach nad nowo wyprowadzanymi liniami żółtonasiennymi markery Somersa nie
zawsze okazywały się przydatne. Zasugerowało to, że żółtonasienność materiału z różnych źródeł ma dość różnorodne podłoże genetyczne i różne loci mogą kontrolować kolor nasion. Większość naukowców uważa, że w liniach badanych przez nich występują trzy recesywne geny znajdujące się na różnych loci (Tang, Shirazdegan), inni jednak otrzymują wyniki odmienne.
Wyjaśnienie mechanizmów genetycznej kontroli żółtego koloru nasion rzepaku jest jednym z głównych celów niemieckiego programu GARS (Genome analysis in
rapeseed). By zidentyfikować loci dla odpowiednich genów Badani i Snowdon
(2003) stworzyli dwie populacje mapujące dla dwóch odmiennych źródeł żółto-nasienności. Pierwsza pochodziła od żółtonasiennego B. napus 25629-3 skrzyżo-wanego z czarnonasienną linią DH K26-96; z tego krzyżowania uzyskano następnie 110 roślin DH. Drugą populację tworzyło 179 roślin F2 uzyskanych poprzez
skrzyżowanie czarnonasiennego Express 617 z żółtonasienną linią 1012/98. W obu przypadkach do stworzenia map genomowych i identyfikacji QTL dla koloru nasion użyte zostały markery AFLP (28 kombinacji) i SSR (spośród powszechnie dostępnych). Proporcje segregacji koloru zawsze wskazywały na trzy recesywne, homozygotyczne allele warunkujące żółty kolor nasion, jednakże nie równocenne. Wykryto jeden QTL o dużym efekcie i dwa o mniejszym.
Dzięki markerom AFLP zidentyfikowano 211 polimorficznych loci w popu-lacji linii DH i 245 z drugiej popupopu-lacji, w większości kodominujących. Markery SSR pozwoliły zwiększyć gęstość uzyskanych w ten sposób map, dodając odpowiednio 35 i 51 polimorficznych loci. Udało się oznaczyć siedem grup sprzężeń chromosomów, za pomocą niewielkiej, jak się okazało, liczby wspólnych dla obu grup markerów, pozostałe 12 za pomocą markerów referencyjnych. Cztery wspólne markery pozwoliły umiejscowić drugi co do wpływu na kolor nasion QTL na tym samym chromosomie w obu źródłach żółtonasienności, natomiast QTL o największym efekcie został wykryty za pomocą markerów referencyjnych — na innych chromosomach obu źródeł (Badani i Snowdon 2003).
Odziedziczalność koloru nasion rzepaku była badana także przez Rahmana i in. (2007), w uzyskanych pokoleniach F1, F2, F3 roślin otrzymanych przez
skrzyżowanie pięciu czarnonasiennych odmian (Sentry, MilleniUM03, Holly-276, Allons i DH-126) z trzema liniami żółtymi (SRYS-1, -2 i -3). Wsobnie skrzyżowano także rośliny z F1 rodzicami żółtonasiennymi. Nasiona roślin potomnych posiadały
szerokie spektrum odcieni, ich segregacja zarówno w F2 (wszystkie pozostałe
nasiona do żółtych jak 63 : 1), jak i BC1S1 — potomstwo wsobne (7 : 1) wskazywała
na trójgenowy sposób kontroli z dominującymi allelami czarnonasienności.
Zidentyfikowane zostały dwa z nich. Do mapowania genów sprzężonych z kolorem nasion została użyta metoda SRAP (polimorfizm amplifikowanych pokrew-nych sekwencji) — czterysta par primerów. Jeden marker SRAP (SA12BG18388B) z chromosomu 19 i genomu C wykazał ścisłe sprzężenie z czarnym zabarwieniem
nasion i generował odcinek o długości 368 bp. Techniką walking PCR marker ten został przekształcony w SCAR. Inny marker SNP znajdujący się na genomie A, został stworzony po stwierdzeniu zależności między występowaniem markera SRAP (SA7BG29245B) o długości 214 bp a ciemnym kolorem nasion — wygenerowano sekwencję przyległą do markera (wydłużanie PCR) (Rahman i McVetty 2007). Przy-dzielenie markerów do konkretnych genomów A lub C odbyło się na zasadzie testowania ich na genomie B. rapa i B. oleracea.
SRAP opiera się tak, jak RFLP, RAPD, AFLP i SSR na PCR, lecz w porów-naniu z tamtymi posiada pewne dodatkowe zalety. Po pierwsze 17–18 nukleoty-dowe primery są projektowane zgodnie ze strukturą ORF-ów (ang. open reading
frame — otwarta ramka odczytu), tak by amplifilowały tylko z nimi. Odmienne
markery są tworzone przez kombinacje starterów forward i reverse, co redukuje koszty i zwiększa użyteczność primerów. Prostym sposobem wizualizacji prążków jest barwienie srebrem bez potrzeby używania żelu denaturującego i wysokich napięć. Poza tym SRAP łączy w sobie najlepsze zalety pozostałych metod: wytwarzanie głównie markerów kodominujących, wysoką powtarzalność i prostotę wykonania. Nie wymaga także dużych ilości materiału do badań.
Fu i Li połączyli metody SRAP (dla sekwencji kodujących) i SSR (amplifi-kacja prostych sekwencji powtarzalnych), by stworzyć genomowe mapy rekombi-nowanych linii rzepaku otrzymanych z brązowonasiennej linii Zhongyou 821 użytej jako rodzic męski i żółtonasiennej linii GH06 — rodzic żeński. Ustabili-zowano linie rekombinacyjne — hodowlane (RIL), użyte potem jako populacja mapująca. Dla uwidocznienia polimorfizmu między liniami rodzicielskimi zostało użytych 441 par starterów SSR (uzyskanych ze źródeł publicznych — bazy danych rzepaku) i 4096 kombinacji (64 × 64) starterów SRAP, z czego użycie 92 (21%) i 260 (17%) par pozwoliło uwidocznić odpowiednio 106 i 480 jednoznacznych polimorficznych produktów aplifikacji (w postaci prążków). 432 (74 i 349) loci zostały umieszczone na 23 grupach sprzężeń, zawierających 3–82 markerów, odda-lonych od siebie średnio o 4,18 cM (Fu i Li 2007). Autorzy ci za pomocą znanych markerów dla innych populacji uszeregowali próbnie swoje 23 grupy sprzężeń w 19 chromosomach B. napus, zaznaczywszy występujące polimorfizmy między liniami rodzicielskimi (o różnym kolorze nasion).
By znaleźć allele genów odpowiedzialnych za cechę żółtonasienności u linii GH06, Liu i Meng (2007) skrzyżowali rośliny z tej linii jako osobniki żeńskie z czarnonasienną linią Youyan 2’. Bazując na pokoleniu F2 liczącym 132 rośliny
oraz 125 markerach AFLP, 37 SSR, 1 RAPD (od Somersa 2001) i 1 SCAR (sekwencyjnie charakteryzowany amplifikowany region — przetworzony AFLP marker żółtonasiennośi u B. juncea Negi 2000), skonstruowali mapę genetyczną z podziałem na 19 grup sprzężeń — chromosomów — długości 2549,8 cM. Autorzy ci znaleźli dwa loci, jedno na piątej, drugie na dziewiętnastej grupie, ściśle
powiązane z kolorem nasion (wartość LOD 2,7) i wyjaśniające odpowiednio 46 i 30% jego fenotypowej zmienności (Liu i Meng 2007).
Około jednej czwartej roślin z pokolenia F1 odznaczało się czarnym kolorem
nasion, trzy czwarte segregowało od brązowonasienności do żółtonasienności. Z pokolenia F1 wybrano jedną roślinę, która po samozapyleniu wydała żółte
nasiona. Kolejne pokolenia uzyskane z tych nasion w wyniku samozapylenia, również wykazały podobną segregację. Przy arbitralnie ustalonej wartości koloru nasion, podział na jasnonasienne i ciemnonasienne był jak 92 : 29, co wskazywało na proporcję mendlowską 3 : 1 oraz na obecność jednego dominującego locus dla żółtonasienności. Pomimo znacznej polimorficzności markerów AFLP, ani one, ani markery SSR, w przeciwieństwie do RAPD i SCAR, nie wygenerowały sprzężeń z cechą koloru nasion (Liu i Meng 2007). Zdaniem autorów gęstość pokrycia mapy (średnia odległość między markerami 15,55 cM) mogła być za mała.
Już wcześniej Li i Chen (2003) użyli 16 żółtonasiennych linii rzepaku pocho-dzących z rozmaitych źródeł: B. napus × YS B. juncea, B. napus × YS B. rapa,
B. napus × YS B. carinata, (YS B.campestris × YS B. oleracea; gdzie YS oznacza
formę żółtonasienną) × B. napus, popromienny mutant i 30 czarnonasiennych linii, do kompleksowych badań dotyczących reguł genetycznych i różnorodności źródeł pigmentacji typu testa oraz jej powiązania z zawartością tłuszczy, białek i marke-rami RAPD. Dzięki wzajemnym krzyżowaniom, autorom udało się uzyskać kilka nowych stabilnych linii żółtonasiennych o korzystnych cechach żywieniowych i wykazać istnienie odmiennych genów odpowiedzialnych za żółty kolor nasion u różnych linii rzepaku — dominujących, częściowo dominujących i recesywnych. Pokolenie F1 jednej z lepszych żółtonasiennych linii — GH01 (B. napus × B. juncea)
skrzyżowane z czarnonasiennymi liniami A220, T25, T44 i P54, wydało całkowicie żółte nasiona (okrywa nasienna jest tkanką mateczną), takie jak rodzic GH01. Rośliny F2 wydawały nasiona segregując w przybliżeniu jak 3 : 1 (żółte : czarne),
pokazując model jednego genu o kompletnej dominacji. Jednakże ciągła zmienność wśród nasion żółtych pozwoliła przypuścić o istnieniu kilku genów modyfiku-jących cechę (Li i Chen 2003). Analiza zmian aktywności enzymów związanych z syntezą barwników oraz zawartości niektórych substancji w okrywie nasiennej, wykonana przez autorów została opisana już wyżej. Użycie 97 markerów RAPD i 21 innych rozmaitych starterów, pozwoliło podzielić linie żółtonasienne na dwie klasy różniące się genomowo. Oprócz tego dzięki zastosowaniu technik screeningu mRNA częścią z tych primerów udało się wyizolować (i wydłużyć) jeden fragment cDNA, o długości 661 bp i nieznanej funkcji, którego obecność jest skorelowana z żółtonasiennością (Li i Chen 2003). Jednak Wei i Li (2007) wykazali, że homolog genu AtTT2 — BnTT2-2 (specyficzny czynnik transkrypcyjny dla genów ze szlaku syntezy flawonoidów) może posłużyć do transgenicznego stworzenia nowych źródeł żółtonasienności rzepaku (wyłączenie tego genu).
Równolegle przeprowadza się także projekty mapowania innych żółtonasien-nych Brassica, co w oczywisty sposób przyczynia się do postępu w badaniach nad rzepakiem. Chińsko-kanadyjski zespół badaczy wytworzył — krzyżując dwie linie DH B. rapa — linię DH, której rośliny segregowały ze względu na kolor nasion. Proporcje nasion pozwoliły stwierdzić, iż tylko jeden locus jest odpowiedzialny za tę cechę w badanej populacji. Spośród 1100 przetestowanych kombinacji primerów, 14 SRAP (polimorfizm amplifikowanych sekwencji spokrewnionych) okazało się sprzężonych z cechą koloru nasion. Dwa z nich były blisko powiązane z zsekwen-cjonowanymi genami A. thaliana. Mapa stworzona z oryginalnych markerów SRAP oraz SNP i SCAR wykonanych na podstawie znanego genomu Arabidopsis pokazały kolinearność porządku genów w rejonie zawierającym gen żółtonasien-ności na chromosomie 5 Arabidopsis. (Zhang i Yuan 2007). Marker SNP24650 był oddalony o ok. 0,2 cM od genu żółtonasienności.
Ze względu na takie właściwości, jak tolerancja na wysoką temperaturę i suszę oraz odporność na wiele chorób, w Indiach bardzo ważnym gatunkiem wśród roślin oleistych jest B. juncea. Choundhary i Solanki (2007), krzyżując trzy linie żółtonasienne (MVS 100, 120, 237) i trzy o nasionach brązowych (MVS 7, 8 i 24), doszli do wniosku, że cecha koloru nasion jest kontrolowana u B. juncea przez podwojoną parę genów. Barwa brązowa jest warunkowana allelami dominującymi. Pokolenia F1 (7×100, 8×120 i 24×237) produkowały nasiona brązowe. W
poko-leniu F2 segregacja roślin wydających nasiona brązowe do żółtonasiennych miała
się jak 15 : 1. Pokolenia powstałe z krzyżowań wstecznych F1 × rodzic
żółto-nasienny segregowały kolorem wydawanych nasion 3 : 1, a F1 × rodzic
brązowo-nasienny wydawały tylko nasiona brązowe.
Również Yan i Liu mapując genomy B. juncea (mieszaniec odmian Sichuan Yellow i Ziejie) doszli do wniosku, że żółtonasienność u tego gatunku jest warunkowana przez dwa niezależne, recesywne loci. U form brązowonasiennych (ciemnych) — obecność przynajmniej jednego dominującego locus — znaleźli dwa markery powiązane z ciemnym kolorem nasion: SCM57 i SCM1078, oba znajdowały się na tym samym chromosomie w niewielkiej odległości — 2,41 i 7,51 cM — od tego locusu, po jednej jego stronie (Yan i Liu 2007). Zostały one przekształcone w markery SCAR. Marker SCAR 1078 okazał się być dominujący, natomiast SCAR 57 kodominujący, co pozwala odróżnić za pomocą tego markera nie tylko przyszłe fenotypy, ale także homozygoty od heterozygot.
Trwają również prace mające na celu zmapowanie genów odpowiedzialnych za negatywne cechy związane z żółtonasiennością. U A. thaliana występuje gen
AtPrin1 (uczestniczy w wewnątrzkomórkowym przekazywaniu sygnałów
hormo-nalnych), którego mutacja jest odpowiedzialna za zredukowaną zdolność kieł-kowania, hamowanie wzrostu i zmniejszenie żywotności sadzonek. Jego sekwencja jest bliska jakościowo sekwencji genu u B. napus (rodzina — cupin), co do którego
stwierdzono silną nadekspresję u form żółtonasiennych (Nguyen i Friedt 2007). Zmutowany allel tego ostatniego musi być silnie sprzężony z głównym genem odpowiedzialnym za żółty kolor nasion u rzepaku. Zadanie, które stoi teraz przed badaczami polega na znalezieniu wszystkich homologów tego genu i przestu-diowaniu ich ekspresji w liniach żółtonasiennych przez porównanie QTL odpowie-dzialnych za zdolność kiełkowania i żywotność sadzonek oraz syntezę i recepcję hormonów, a następnie za pomocą selekcji wspomaganej markerami genetycznymi należy stworzyć żółtonasienną linię wolną od niekorzystnych alleli tych genów.
Do mapowania badacze wykorzystali żółtonasienną populację 166 linii DH uzyskanych linii YE2 otrzymanej z krzyżowania czarnonasiennej odmiany Express 617 (00) z żółtonasienną linią 1012/98 (00). Zdegenerowane sekwencje kodujące specyficzną domenę cupin i sekwencje flankujące ten region z Arabidopsis (oraz komplementarne do nich) zostały użyte jako primery PCR do amplifikacji ortologicznych rejonów w genomie B. napus, jak i do wyboru gotowej biblioteki BAC (Nguyen i Friedt 2007). Dotychczasowe wyniki wydają się potwierdzać hipotezę autorów.
Doskonałym przykładem wykorzystania markerów żółtonasienności w hodowli z procedurą MAS są badania Liu i in. (2007) nad możliwością transferu częściowo dominującego genu odpowiedzialnego za żółtonasienność ze stabilnej linii DH rzepaku No. 2127-17, posiadającej pewne niekorzystne cechy agronomiczne, do podwójnie ulepszonej linii restorera HUI5148-2 dla CMS Polima. Żółtonasienna linia DH pochodziła z linii B. napus — mieszańca pochodzącego od B. alboglabra
Baily i B. rapa L. By identyfikować potomstwo z krzyżowania pomiędzy tymi
liniami ze względu na pożądane cechy autorzy użyli uzyskany wcześniej dominujący marker SCAR: SCS1130 i kodominujący marker CAPS: SCA1, których primery według ich wcześniejszych badań flankują allel żółtonasienności (Liu i Fu 2006) oraz 88 primerów RAPD i 60 par primerów AFLP jako markery sprzężone z tłem genetycznym linii Hui5148-2 (Liu i in. 2007).
Schemat krzyżowań przedstawiał się następująco. Linię Hui 5148-2 skrzy-żowano z 1141A Polima cms restorer (efekt heterozji) oraz z No. 2127-17. Bezpośrednio uzyskane potomstwo z pierwszego krzyżowania — F1 —
skrzyżo-wano następnie z DH (YY) wybranymi po selekcji optycznej nasion i RAPD z drugiego krzyżowania. Potomstwo oznaczone jako Tri-F1 (Yy) krzyżowano
wsobnie z Hui 5148-2, a uzyskane w ten sposób pokolenie BC1F1 (Yy)
selekcjo-nowano za pomocą markerów SCS1130 i SCA1 oraz RAPD, wybrane rośliny powtórnie skrzyżowano z Hui 5148-2, a potomstwo BC2F1 (Yy) poddano selekcji
markerami SCS1130 i SCA1 oraz AFLP. Wybrane rośliny zostały samozapylone. Pokolenie BC2F2 (Y-yy) ponownie selekcjonowano za pomocą markerów SCA1
(by rozróżnić homozygoty), RAPD i AFLP, w celu otrzymania roślin BC2F2 (YY)
o jak najmniejszym dystansie genetycznym do Hui 5148-2, który był obliczany na podstawie liczby prążków polimorficznych na elektroforogramie (Liu i in. 2007).
Para użytych markerów żółtonasienności flankowała odpowiedzialny za nią gen. Błąd selekcji koloru nasion, wspomaganej tymi dwoma markerami, łącznie był nieznaczny, wynosił zaledwie 0,57% (Liu i Fu 2006), a uzyskane linie charaktery-zowały się brązowożółtym kolorem nasion, wysoką jakością i zawartością oleju oraz takimi samymi cechami agronomicznymi jak wyjściowe linie restorerów.
Już wcześniej natomiast Tang i Liu (2005) przebadali za pomocą 283 SSR, 64 AFLP i 81 SRAP par starterów, genetyczny dystans względem cech: wysokości plonu, masy 1000 nasion oraz zawartości oleju i białka w nasionach, pomiędzy dziewięcioma liniami żółtonasiennymi i dziesięcioma liniami czarnonasiennymi rzepaku oraz ich potomstwem (gdzie linie żółte były zawsze rodzicem żeńskim). 910 uzyskanych polimorficznych prążków pozwoliło autorom wyliczyć generalny dystans genetyczny (GGDs) pomiędzy badanymi liniami i odnieść go do jakości występowania badanych cech. Ponadto powiązano z nimi 81 i 178 loci (różnymi metodami) z tamtych 910. Bazując na współczynnikach korelacji i uwzględniając obserwacje dotyczące efektu addytywności i dominacji poszczególnych loci, badacze chcieli stworzyć model przewidywania cech tworzonych mieszańców międzygatunkowych (Tang i Liu 2007). Jak sami przyznali otrzymane wyniki były dość obiecujące jeśli chodzi o zawartość tłuszczu i białka w nasionach. Plonowanie i masa 1000 nasion okazały się jednak zbyt mało stabilne, aby były przewidywalne w stworzonym przez nich modelu.
Prace nad uzyskaniem wartościowych odmian rzepaku żółtonasiennego trwają. Możliwość szybkiego otrzymywania roślin DH z zarodków mikro-sporowych, przyczynia się do wydajnej produkcji homozygotycznych linii rzepaku (Cegielska-Taras i Szała 1998). Poznane już zostało w zasadzie podłoże genetyczne i biochemiczne tej cechy. Uzyskuje się wiele żółtonasiennych linii rzepaku, o ulepszonych cechach. Obecnie opisywaną hodowlę wspomaga także zaawansowana genetyka. Dlatego kwestią czasu pozostaje chyba rozpoczęcie kon-kurencji pomiędzy tradycyjnymi odmianami o nasionach czarnych z odmianami żółtonasiennymi.
Literatura
Adamska E., Szała L., Kołodziej K., Cegielska-Taras T. 2001. Ocena linii DH rzepaku ozimego pod względem wybranych cech na podstawie doświadczeń polowych przeprowadzonych w dwóch środowiskach. Rośliny Oleiste – Oilseed Crops, XXII (1): 13-26.
Badani A., Snowdon R., Baetzel R., Lühs W., Horn R., Friedt W. 2003. QTL mapping for yellow seed colour in oliseed rape. Proceedings of the 11th International Rapeseed Congress, 6-10 lipca, Kopenhaga, Dania, 1: 85-87.
Baetzel R., Friedt W., Voss A., Lühs W. 1999. Development of yellow-seeded, high erucic acid rapeseed (Brassica napus L.). Proceedings of the 10th International Rapeseed Congress, 26-29 września, Canberra, Australia (CD).
