Medycyna Wet. 2007, 63 (10) 1220
Praca oryginalna Original paper
Ptaki egzotyczne, a zw³aszcza ró¿ne gatunki papug ciesz¹ siê w naszym kraju coraz wiêksz¹ popularno-ci¹. Dla wielu ludzi s¹ one alternatyw¹ posiadania psa czy kota, szczególnie du¿e papugi (ró¿ne gatunki amazonek, kakadu, ar oraz ¿ako). Coraz czêciej zwie-rzêta te pochodz¹ z krajowych hodowli, jednak w dal-szym ci¹gu wiêkszoæ ich jest importowana z ró¿nych stron wiata. W wielu przypadkach import ten jest nie-legalny, a co za tym idzie, brak jest nadzoru sanitarno--weterynaryjnego oraz przestrzegania zasad kwaran-tanny. Taki stan rzeczy sprzyja pojawianiu siê w na-szym kraju nowych chorób zakanych, specyficznych dla tej grupy ptaków. Przyk³adem jest opisany przez Piaseckiego i wsp. w 2004 r. syndrom rozszerzenia ¿o³¹dka gruczo³owego u papug (13).
Pierwsze przypadki choroby dzioba i piór papug zosta³y stwierdzone i udokumentowane na pocz¹tku lat 70. ubieg³ego wieku u ró¿nych gatunków kakadu w Australii. W latach 80. XX wieku choroba ta zosta-³a uznana za najbardziej znacz¹c¹ infekcjê u papugo-wych i by³a stwierdzana ju¿ w wielu hodowlach na ca³ym wiecie (6, 7, 18). W Polsce dotychczas nie pro-wadzono badañ nad wystêpowaniem u papug zaka¿eñ wywo³anych przez wirus PBFD.
Choroba dzioba i piór papug wywo³ywana jest przez Psittacine Beak and Feather Disease Virus PBFDV nale¿¹cy do rodzaju Circovirus i rodziny Circoviridae. Do rodziny tej nale¿¹ równie¿ inne ptasie cirkowiru-sy, takie jak: cirkowirus go³êbi (Pigeon circovius PiCV), cirkowirus gêsi (Goose circovirus GCV), cirkowirus kanarków (Canary circovirus CaCV)
oraz wirus zakanej anemii kurcz¹t (Chicken Anaemia Virus CAV), z tym ¿e ten ostatni nale¿y do rodzaju Gyrovirus (1, 5, 7, 8, 10, 12, 19).
Genom wirusa PBFD zbudowany jest z pojedynczej, kolistej nici DNA, otoczony kulistym kapsydem o red-nicy 14-21 nm. Zaliczany jest do najmniejszych pato-gennych wirusów. Zawiera on dwie g³ówne, otwarte ramki odczytu ORF 1 i ORF 2, które koduj¹ odpo-wiednio bia³ko zawi¹zane z replikacj¹ (Rep) i bia³ko kapsydu (CP) (1, 2, 6, 10). S¹ to najbardziej konser-watywne regiony w genomie PBFDV stwierdzane we wszystkich izolatach tego wirusa i wykorzystywane w diagnostyce molekularnej (2, 20).
Do zaka¿enia wirusem PBFD dochodzi przez kon-takt bezporedni i poredni z odchodami, wydzielin¹ z wola oraz ze z³uszczonym naskórkiem chorych pta-ków. Najwiêcej cz¹stek wirusa znajduje siê w z³usz-czonym naskórku, który stanowi g³ówny sk³adnik pud-ru piór (15). Niewykluczona jest równie¿ transmisja drog¹ pionow¹ (4, 14). Na zaka¿enie podatne s¹ papu-gowe (Psittaciformes), przy czym najbardziej wra¿li-we s¹ osobniki m³ode, do 3. roku ¿ycia. Wirus wyka-zuje powinowactwo do komórek uk³adu pow³okowe-go oraz uk³adu odpornociowepow³okowe-go. W pierwszej kolej-noci atakowane s¹: torba Fabrycjusza i grasica, w któ-rych powstaj¹ ogniska martwicy, a narz¹dy te ulegaj¹ atrofii. Rozwija siê silna immunosupresja i dochodzi do wtórnych infekcji wirusowych, bakteryjnych i grzy-biczych, które s¹ najczêciej bezporedni¹ przyczyn¹ mierci zaka¿onych papug. Klinicznie choroba obja-wia siê os³abieniem, wychudzeniem, a przede
wszyst-Zaka¿enia wirusem choroby dzioba i piór
papug w Polsce
TOMASZ PIASECKI, ALINA WIELICZKO, MACIEJ KUCZKOWSKI
Katedra Epizootiologii i Administracji Weterynaryjnej z Klinik¹ Wydzia³u Medycyny Weterynaryjnej UP, pl. Grunwaldzki 45, 50-366 Wroc³aw
Piasecki T., Wieliczko A., Kuczkowski M.
Psittacine beak and feather disease virus infection in Poland
Summary
Psittacine beak and feather disease (PBFD) is the most common viral disease of captive and wild psittacine birds. The aim of the study was to investigate the presence of psittacine beak and feather disease virus (PBFDV) inside the population of captive psittacine birds in Poland. DNA was isolated from the feathers of 225 birds from 33 different species. The presence of PBFDV was analyzed by performing polymerase chain reaction assays. PBFDV was found in 47 (20.9%) birds. The previous high incidence of PBFDV infection in Poland was due to the lack of diagnostics means and insufficient control of imported birds.
Medycyna Wet. 2007, 63 (10) 1221
kim zaburzeniami w rozwoju upierzenia. Pióra wyka-zuj¹ ró¿ny stopieñ uszkodzenia, czêsto wystêpuje hi-perkeratoza pochwy pióra, która prowadzi do jej po-grubienia, zamkniêcia i powstania torbieli. Rosn¹ce pióra s¹ krótkie, czasem skrêcone i czêsto ³ami¹ siê przy skórze. Stosina odrastaj¹cych piór posiada cha-rakterystyczne przewê¿enie (kszta³t klepsydry) tu¿ nad skór¹. Dochodzi do nadmiernej utraty piór, która po-g³êbia siê z ka¿dym pierzeniem. Histologicznie w prze-biegu PBFD obserwuje siê wystêpowanie bazofilnych wewn¹trzj¹drowych i wewn¹trzcytoplazmatycznych cia³ek wtrêtowych w obrêbie nab³onka zaka¿onych piór i makrofagach (7, 14, 18).
W diagnostyce PBFD najczêciej wykorzystywane by³y badania histopatologiczne oraz serologiczne (7, 14, 17), które obecnie coraz czêciej s¹ uzupe³niane b¹d zastêpowane doskonalszymi technikami, w tym reakcj¹ PCR (3, 11, 16, 20).
Celem podjêtych badañ by³o okrelenie czêstotli-woci wystêpowania zaka¿eñ wirusem choroby dzio-ba i piór papug hodowanych w Polsce z zastosowa-niem w diagnostyce metod biologii molekularnej.
Materia³ i metody
Badaniami objêto 225 papug z 33 gatunków pochodz¹-cych od prywatnych hodowców z terenu Polski. Badane ptaki podzielono na grupy, stosuj¹c dwa kryteria podzia³u: stan kliniczny oraz wielkoæ hodowli. Na podstawie stanu klinicznego badanych papug podzielono je na 3 grupy: grupê 1. stanowi³y osobniki klinicznie zdrowe, grupa 2. to ptaki, u których obserwowano zaburzenia w pierzeniu oraz uszko-dzenia piór i grupa 3. to ptaki pad³e dostarczone do bada-nia sekcyjnego. Bior¹c pod uwagê wielkoæ hodowli, z któ-rej pochodzi³y papugi, równie¿ podzielono je na 3 grupy: grupa 1. to ptaki pochodz¹ce z amatorskich hodowli licz¹-cych od 1 do 3 osobników, grupa 2. to hodowle licz¹ce 4-10 osobników i grupa 3. to profesjonalne hodowle licz¹-ce wiêlicz¹-cej ni¿ 10 ptaków.
Do badañ pobierano od papug pióra (6-8 szt.) z okolicy mostka i podbrzusza, z których izolowano DNA. Izolacjê wykonywano przy u¿yciu kolumienek Genomic DNA Prep Plus® (A&A Biotechnology, Gdynia) zgodnie z technolo-gi¹ podan¹ przez producenta. Uzyskane DNA wykorzysta-no jako matrycê w reakcji PCR, do której u¿yto pary star-terów: P2 5-AAC CCT ACA GAC GGC GAG-3 (182--199) oraz P8 5-ACA GGA GGA GTA GCC GTA TT-3 (879-898) zaprojektowanych dla sekwencji ORF 1 wirusa PBFD (20).
Reakcje PCR prowadzono w termocyklerze Biometra Uno-Thermoblock w objêtoci 50 µl. Mieszanina reakcyj-na zawiera³a: 1 µl matrycowego DNA (z piór), 5 µl buforu do PCR (10 × buffer for DyNAzyme DNA Polimerase, Polygen), 1 µl 10 mM mieszaniny nukleotydów dNTP (dATP, dCTP, dGTP i dTTP Polygen), po 1 µl ka¿dego ze starterów, 40 µl wody bidestylowanej oraz 2 U polimerazy Taq (Polygen). Amplifikacjê prowadzono w nastêpuj¹cych warunkach: denaturacja wstêpna 96°C przez 5 min., na-stêpnie 32 cykle (96°C 30 s., 60°C 30 s., 72°C 90 s.), elon-gacja koñcowa w 72°C przez 5 min. Produkty amplifikacji
Tab. 1. Wystêpowanie zaka¿eñ PBFDV u papug w Polsce z uwzglêdnieniem badanych gatunków (polskie nazwy pta-ków wg Mielczarek P., Cichocki W. (9)) k e n u t a G Liczbabadanych Liczbazaka¿onych . p s s i n r o p a g A i k z c ¹ ³z o r e i N 5 4 s ir a l u p a c s s u r e t s il A a k s w e l ó r k a k t a ³r a k z S 2 2 a v it s e a a n o z a m A a n l e z c o k s e i b e i n a k n o z a m A 311 2 a c i n o z a m a a n o z a m A a w e r b o r d o m a k n o z a m A 8 0 a s o n ir a f a n o z a m A a n m o r k s a k n o z a m A 3 0 a v it s e f a n o z a m A a n l e z c o n o w r e z c a k n o z a m A 5 0 a l a h p e c o c u e l a n o z a m A a k s ñ a b u k a k n o z a m A 3 0 a l a h p e c o r h c o a n o z a m A a w o ³ g o t³ ó ¿ a k n o z a m A 2 1 s u r e t p o r h t y r e s u t c i m s o r p A a ³ d y z r k s o n o w r e z c a k r ó i p o n s a r K 4 4 a n u a r a r a a r A a n u a r a r a a r A 201 1 s u r e t p o r o l h c a r A a ³ d y z r k s o n o l e iz a r A 6 0 a b l a a u t a c a C a ³ a i b u d a k a K 2 0 i n if f o g a u t a c a C a k o o ³ a i b u d a k a K 1 0 s i s n e c c u l o m a u t a c a C a k c u l o m u d a k a K 1 0 s u t a r o r s u t c e l c E a c i n w r a B 5 0 s u t a l u d n u s u c a tt i s p o l e M a t s il a f a k ¿ u p a P 5 1 i s h c u l a tt i s p o i y M a k s r ó g a h c i n M 1 0 s u c i d n a ll o h s u c i h p m y N a f m i N 2 0 a t a li n a m a c a tt i s p o h tr O a c il o t³ ó ¿ a r A 2 0 a l a h p e c o n a l e m s e ti n o i P a w o ³ g o n r a z c a k n i w r a B 2 0 s n a g e l e s u c r e c y t a l P a k s w e l ó r k a ll e z o R 2 2 s u i m i x e s u c r e c y t a l P a c il o ³ a i b a ll e z o R 3 1 s u t s u b o r s u l a h p e c i o P a n t y z r o n o l e iz a k n a k y rf A 3 1 s u l a g e n e s s u l a h p e c i o P a h c u z r b o t s i n g o a k n a k y rf A 6 0 s u m ir r e t a r e g i c s o b o r P a w o m l a p a c i n b o ³ a ¯ 1 1 . p s s u t o h p e s P i k t o g r e i w 1 1 ir d n a x e l a a l u c a tt i s P a n a ¿ ó r a tt e r d n a s k e l A 2 2 a l a h p e c o n a y c a l u c a tt i s P a w o ³ g o w il a tt e r d n a s k e l A 2 2 a n ir b e d a l u c a tt i s P a k s ñ i h c a tt e r d n a s k e l A 1 0 a ir t a p u e a l u c a tt i s P a z s k ê i w a tt e r d n a s k e l A 1 0 ir e m a r k a l u c a tt i s P a n ¿ o r b o a tt e r d n a s k e l A 151 8 s u c a h ti r e s u c a tt i s P o k a ¯ 711 121 s u d o t a m e a h s u s s o l g o h c ir T a k s r ó g a s y r o L 7 1 m e ³ ó g O 225 47
Medycyna Wet. 2007, 63 (10) 1222
rozdzielone zosta³y metod¹ elektroforezy w 2% ¿elu aga-rozowym. ¯el barwiono roztworem bromku etydyny. Do okrelenia wielkoci produktu amplifikacji u¿yto dwóch markerów firmy Sigma (Step Ladder 50 bp, PCR 100 bp Low Ladder Buffered aqueous solution). Kontrolê pozy-tywn¹ stanowi³o DNA cirkowirusa papug (PBFDV) otrzy-mane od profesora G. M. Dorresteina z Uniwersytetu w Utrechcie, Holandia.
Wyniki i omówienie
Przeprowadzone badania wykaza³y obecnoæ DNA wirusa PBFD u 47 sporód 225 badanych papug, co stanowi 20,9% (tab. 1, ryc. 1). U ptaków klinicznie zdrowych odsetek ten wynosi³ 21,9%, podobnie u osobników z uszkodzonymi piórami i zaburzeniami w pierzeniu 20,8%, natomiast u papug pad³ych dostar-czanych do badania sekcyjnego by³ znacznie ni¿szy i wynosi³ 8,7% (tab. 2). Analizuj¹c wystêpowanie za-ka¿eñ PBFDV u papug w zale¿noci od wielkoci ho-dowli, z jakiej pochodzi³y, uzyskano nastêpuj¹ce wy-niki. W hodowlach amatorskich odsetek zaka¿onych papug wynosi³ 13,2% i by³ znacznie ni¿szy w stosun-ku do hodowli rednich i du¿ych, gdzie zaka¿onych osobników by³o odpowiednio 20,7% i 24,2%. W od-niesieniu do samych hodowli stwierdzono 13,2% za-ka¿onych ma³ych hodowli, 40,0% rednich i 71,0% du¿ych (tab. 3).
Przeanalizowano równie¿ czêstotliwoæ wystêpowania zaka¿eñ PBFDV w zale¿-noci od geograficznego pochodzenia papug. U papug Nowego wiata (Ameryka Pó³noc-na, rodkowa i Po³udniowa) odsetek zaka-¿onych ptaków wynosi³ 4,8%, a u gatunków wywodz¹cych siê ze Starego wiata (Afry-ka, Azja, Europa) wynosi³ 27,4%. Najwiê-cej, bo a¿ 38,9%, by³o zaka¿onych papug australijskich (tab. 4). Obserwacja ta po-twierdza wczeniejsze publikacje ró¿nych autorów wskazuj¹ce na zdecydowanie mniej-sz¹ podatnoæ papug Nowego wiata na za-ka¿enie wirusem PBFD (3, 14).
Pomimo ¿e choroba dzioba i piór papug znana jest ju¿ od ponad 35 lat, to w krajach europejskich nie pro-wadzono badañ dotycz¹cych czêstotliwoci jej wystê-powania u hodowanych papug. Pierwsze takie bada-nia zosta³y wykonane dopiero w latach 2000-2004 we W³oszech i Niemczech (3, 16). Badania prowadzone w Niemczech przez Rahaus i Wolffa (16) na 146 kli-niczne zdrowych papugach wykaza³y obecnoæ cirko-wirusa u 39,2%. Jest to blisko dwukrotnie wy¿szy od-setek ptaków zaka¿onych w porównaniu do wyników w³asnych. We W³oszech odsetek zaka¿onych papug okaza³ siê zdecydowanie ni¿szy i wyniós³ tylko 8,05% przy przebadanej liczbie 1516 papug (3). Rozbie¿noæ przedstawionych wyników zwi¹zana jest najprawdo-podobniej z wykorzystaniem ró¿nego materia³u pobie-ranego do badañ. Badacze niemieccy, podobnie jak w niniejszych badaniach, od papug pobierali pióra,
z których izolowali DNA do dalszych analiz. Nato-miast materia³em, z którego izolowano DNA we W³o-szech, by³a krew papug. W zwi¹zku z ró¿nicami w metodyce badañ wyniki te nie s¹ porównywalne. Z kolei w badaniach amerykañskich, wykonanych w latach dziewiêædziesi¹tych XX wieku, do których u¿ywano DNA izolowanego z krwi papug,
czêstotli-Ryc. 1. Wyniki amplifikacji próbek DNA izolowanego z piór papug
Objanienia: M marker PCR 100bp Low Ladder Buffered aqueose solution; K() kontrola ujemna; K(+) kontrola do-datnia; 1, 2, 3... badane próbki
g u p a p y n z c i n il k n a t S Licbzabdaapntyackhów Liczzbaaka(%¿o)npyctahków e w o r d z e n z c i n il K 178 39(21,9) ,r ó i p a i n e z d o k z s U u i n e z r e i p w a i n e z r u b a z 124 15(20,8) e w tr a m i k i n b o s O 123 2(8,7) m e ³ ó g O 225 47(20,9)
Tab. 2. Wystêpowanie zaka¿eñ PBFDV u papug w zale¿noci od stanu klinicznego, w jakim znajdowa³y siê ptaki podczas pobierania próbek do badania
Tab. 3. Wystêpowanie zaka¿eñ PBFDV u papug w zale¿noci od wielkoci hodowli, z której badane ptaki pochodzi³y
il w o d o h æ o k l e i W hLoidczobwail h c y n a d a b ) % ( a b z c i L il w o d o h h c y n o ¿ a k a z a b z c i L w ó k a t p h c y n a d a b ) % ( a b z c i L w ó k a t p h c y n o ¿ a k a z e i k s r o t a m a e l w o d o H )i k i n b o s o 3 -1 ( 68 9(13,2) 168 19(13,2) e ³ a m e l w o d o H ) w ó k i n b o s o 0 1 -4 ( 10 4(40,0) 129 16(20,7) e n l a n o j s e f o r p e l w o d o H ) w ó k i n b o s o 0 1 j e ¿ y w o p ( 17 5(71,0) 128 31(24,2) m e ³ ó g O 85 18(21,2)1 225 47(20,9)
Tab. 4. Wystêpowanie zaka¿eñ PBFDV u papug w zale¿noci od ich geograficznego pochodzenia
e i n e z d o h c o P gaLtiucnzbkóaw pLtiackzóbwa h c y n a d a b ) % ( a b z c i L w ó k a t p h c y n o ¿ a k a z a t a i w o g e w o N i g u p a P 11 83 4(4,8) a t a i w o g e r a t S i g u p a P 19 1061 29(27,4) ii n a e c O i ii l a rt s u A i g u p a P 13 36 14(38,9) m e ³ ó g O 33 225 47(20,9)
Medycyna Wet. 2007, 63 (10) 1223
woæ zaka¿eñ wirusem PBFD wynosi³a 5% i zosta³a uznana za bardzo wysok¹. To sk³oni³o autorów do pro-wadzenia monitoringu zaka¿eñ PBFDV, który wyka-za³ w kolejnych latach spadek liczby zaka¿onych pa-pug. Po 5 latach od pierwszych badañ odsetek papug zaka¿onych cirkowirusem wynosi³ 3,5% (4).
W ostatnich latach choroba dzioba i piór papug sta-nowi coraz wiêkszy problem w Afryce. Jak podaje Heath i wsp. (6), w hodowlach papug w Po³udniowej Afryce ka¿dego roku z powodu PBFD ginie 10-20% piskl¹t. Choroba ta w tej czêci Afryki wystêpuje endemiczne i spotykana jest coraz czêciej u wolno ¿yj¹cych gatunków papug, zw³aszcza u Poicephalus robustus i Agapornis nigrigenis. Papugi z tych hodowli, jak równie¿ od³awiane ze rodowiska naturalnego, w du¿ej czêci trafiaj¹ na rynek europejski i mog¹ sta-nowiæ istotne ogniwo w ³añcuchu epizootycznym tej jednostki chorobowej.
Reasumuj¹c, zastosowana technika PCR pozwoli³a na wykrycie obecnoci DNA cirkowirusa w krajowej populacji papug. Na tak wysoki odsetek zaka¿onych wirusem PBFD papug w naszym kraju sk³ada siê wie-le czynników. Za najwa¿niejszy nawie-le¿y uznaæ brak dotychczasowych mo¿liwoci diagnostycznych, co uniemo¿liwia³o wykonywanie badañ profilaktycznych, a tym samym eliminowanie ptaków zaka¿onych z ho-dowli. Kolejnym czynnikiem odgrywaj¹cym istotn¹ rolê w rozprzestrzenianiu siê chorób zakanych pa-pug jest s³aba kontrola lub jej brak podczas importu tych ptaków.
Pimiennictwo
1.Bassami M. R., Berryman D., Wilcox G. E., Raidal S. R.: Psittacine beak and feather disease virus nucleotide sequence analysis and its relationship to porcine circovirus, plant circoviruses and chicken anaemia virus. Virology 1998, 249, 453-459.
2.Bassami M. R., Ypelaar I., Berryman D., Wilcox G. E., Raidal S. R.: Genetic diversity of beak and feather disease virus detected in psittacine species in Australia. Virology 2001, 279, 392-400.
3.Bert E., Tomassone L., Peccati C., Navarrete M. G., Sola S. C.: Detection of beak and feather disease virus (BFDV) and avian polyomavirus (APV) DNA in psittacine birds in Italy. J. Vet. Med. B 2005, 52, 64-68.
4.Dahlhausen M. S., Radabaugh M. S.: Update on Psittacine beak and feather disease and avian polyomavirus epidemiology and diagnostics. Proc. MASAAV Conference 1997, s. 51-57.
5.Hattermann K., Soike D., Grund C., Mankertz A.: A method to diagnose Pigeon circovirus infection in vivo. J. Virol. Meth. 2002, 104, 55-58. 6.Heath L., Martin D. P., Warburton L., Perrin M., Horsfield W., Kingsley Ch.,
Rybicki E. P., Williamson A. L.: Evidence of unique genotypes of beak and feather disease virus in South Africa. J. Virol. 2004, 78, 9277-9284. 7.Kiatipattanasakul-Banlunara W., Tantileartcharoen R., Katayama K.,
Suzuki K., Lekdumrogsak T., Nakayama H., Doi K.: Psittacine beak and feather disease in three captive sulphur-crested cockatoos (Cocatua galerita) in Thailand. J. Vet. Med. Sci. 2002, 64, 527-529.
8.Mankertz A., Hattermann K., Ehlers B., Soike D.: Cloning and sequencing of columbid circovirus (CoCV), a new circovirus from pigeons. Arch. Virol. 2000, 145, 2469-2479.
9.Mielczarek P., Cichocki W.: Polskie nazewnictwo ptaków wiata. Not. Orn., zeszyt specjalny 1999, 40.
10.Niagro F. D., Forsthoefel A. N., Lawther R. P., Kamalanathan L., Ritchie B. W., Latimer K. S., Lukert P. D.: Beak and feather disease virus and porcine virus genomes: intermediates between the geminiviruses and plant circo-viruses. Arch. Virol. 1998, 143, 1723-1744.
11.Ogawa H., Yamaguchi T., Fukushi H.: Duplex shuttle PCR for differential diagnosis of budgerigar fledgling disease and psittacine beak and feather disease. Microbiol. Immunol. 2005, 49, 227-237.
12.Phenix K. V., Weston J. H., Ypelaar I., Lavazza A., Smyth J. A., Todd D., Wilcox G. E., Raidal S. R.: Nucleotide sequence analysis of a novel circo-virus of canaries and relationship to other members of the genus Circocirco-virus of the family Circoviridae. J. Gen. Virol. 2001, 82, 2805-2809.
13.Piasecki T., Dzimira S., Wieliczko A.: Syndrom rozszerzenia ¿o³¹dka gruczo-³owego u papug. Medycyna Wet. 2004, 60, 622-625.
14.Ritchie B. W., Carter K.: Avian viruses: function and control. Wingers Publi-shing, Inc., Lake Worth, Florida 1995, 223-252.
15.Ritchie P. A., Anderson I. L., Lambert D. M.: Evidence of specificity of psittacine beak and feather disease viruses among avian hosts. Virology 2003, 306, 109-115.
16.Rahaus M., Wolff M.: Psittacine beak and feather disease: a first survey of the distribution of beak and feather disease virus inside the population of capti-ve psittacine birds in Germany. J. Vet. Med. B 2003, 50, 368-371. 17.Sanada N., Sanada Y.: The sensitivities of various erythrocytes in a
haemag-glutination assay for the detection of psittacine beak and feather disease virus. J. Vet. Med. B 2000, 47, 441-443.
18.Sanada Y., Sanada N., Kubo M.: Electron microskopical observations of psittacine beak and feather disease in an umbrella cockatoo (Cocatua alba). J. Vet. Med. Sci. 1999, 61, 1063-1065.
19.Shivaprasad H. L., Hill D., Todd D., Smyth J. A.: Circovirus infection in a Gouldian finch (Chloebia gouldiae), Avian Pathol. 2004, 33, 525-529. 20.Ypelaar I., Bassami M. R., Wilcox G. E., Raidal S. R.: A universal
poly-merase chain reaction for the detection of psittacine beak and feather disease virus. Vet. Microbiol. 1999, 68, 141-148.
Adres autora: dr Tomasz Piasecki, pl. Grunwaldzki 45, 50-366 Wroc³aw; e-mail: piatom@op.pl
