BADANIA MIKROBIOLOGICZNE U KOBIET CIĘŻARNYCH
STANDARDY POSTĘPOWANIA
MICROBIOLOGICAL TESTS IN PREGNANT WOMEN STANDARDS OF CONDUCT
ORCID*: 0000-0002-3020-1685 | 0000-0002-6628-1082 | 0000-0003-2602-4249
1 Katedra i Zakład Mikrobiologii Lekarskiej Uniwersytetu Medycznego w Lublinie 2 Oddział Ginekologiczno-Położniczy
i Patologii Ciąży Samodzielnego Publicznego Szpitala Wojewódzkiego im. Papieża Jana Pawła II w Zamościu 3 Katedra i Klinika Położnictwa i Perinatologii
Uniwersytetu Medycznego w Lublinie } AGNIESZKA SIKORA
Katedra i Zakład Mikrobiologii Lekarskiej, Uniwersytet Medyczny w Lublinie, ul. W. Chodźki 1, 20-093 Lublin, Tel.: 81 448 64 05, Fax: 81 448 64 00, e-mail: agnieszkasikora@umlub.pl Wpłynęło: 16.03.2020
Zaakceptowano: 29.03.2020 DOI: dx.doi.org/10.15374/FZ2020005 *według kolejności na liście Autorów
STRESZCZENIE: Przesiewowe badania mikrobiologiczne wykonywane u każdej kobiety cię-żarnej pozwalają na zmniejszenie liczby zakażeń i zarażeń wertykalnych, które są bezpośrednią przyczyną powikłań ciąży oraz zwiększonej zachorowalności i śmiertelności u noworodków. Do obowiązkowych badań przeprowadzanych u kobiet ciężarnych należą badania w kierunku: kiły, HIV, HBV, HCV, toksoplazmozy, różyczki i paciorkowców grupy B. Do 10. tygodnia ciąży lub w chwili pierwszego zgłoszenia się do lekarza ginekologa-położnika wykonuje się test VDRL, badanie przeciwciał anty-HIV i anty-HCV, toksoplazmozy (przeciwciała IgG/IgM, o ile ciężarna nie przedstawi wyniku potwierdzającego występowanie przeciwciał IgG sprzed ciąży) i różycz-ki (IgG/IgM, o ile ciężarna nie chorowała lub nie była szczepiona albo w przypadku braku infor-macji). W 21.–26. tygodniu ciąży – u kobiet z ujemnym wynikiem w I trymestrze – przeprowa-dza się badanie w kierunku toksoplazmozy (IgM), a w 33.–37. tygodniu ciąży: wykrywanie an-tygenu HBs, badanie w kierunku HIV, posiew wymazu z pochwy i odbytu w kierunku pacior-kowców grupy B oraz test VDRL i w kierunku HCV w grupie kobiet ze zwiększonym ryzykiem populacyjnym lub indywidualnym ryzykiem zakażenia.
SŁOWA KLUCZOWE: kobiety ciężarne, powikłania ciąży, rutynowe badania przesiewowe, za-lecenia, zapobieganie zakażeniom
ABSTRACT: Microbiological screening performed on every pregnant woman allows to redu-ce the number of vertical infections, which are a direct cause of pregnancy complications and increased neonatal morbidity and mortality. Obligatory tests for pregnant women include te-sts for syphilis, HIV, HBV, HCV, toxoplasmosis, rubella and group B Streptococcus. Up to the 10th
week of pregnancy or at the time of the first visit to an obstetrician-gynecologist, a VDRL test, anti-HIV, anti-HCV, toxoplasmosis (IgG/IgM antibodies, unless the pregnant woman shows a result confirming pre-pregnancy IgG antibodies) and rubella (IgG/IgM when the pregnant woman was not sick or was not vaccinated or in the absence of information) tests are perfor-med. In 21.–26. week of pregnancy – in women with a negative result in the first trimester – to-xoplasmosis test (IgM), in 33.–37. week of pregnancy – HBs antigen detection, HIV test, vaginal and rectal swab culture for group B Streptococcus, and VDRL and HCV test in a group of women with an increased population risk or individual risk of infection.
KEY WORDS: complications of pregnancy, guidelines, pregnant women, prevention of infec-tions, routine screening tests
WSTĘP
Badania mikrobiologiczne wykonywane u kobiet ciężar-nych pozwalają na zmniejszenie liczby zakażeń i zarażeń wertykalnych (prenatalnych, perinatalnych i postnatalnych),
które są bezpośrednią przyczyną powikłań ciąży oraz zwięk-szonej zachorowalności i śmiertelności u noworodków. Wy-nikiem zakażeń i zarażeń w okresie płodowym, do któ-rych może dochodzić przez łożysko, drogą wstępującą lub rzadziej przez ciągłość czy podczas inwazyjnych zabiegów
medycznych, są poważne powikłania ciąży. Następstwa związane z zakażeniem czy zarażeniem płodu są ściśle zwią-zane z okresem ciąży, jak również zależą od rodzaju czyn-nika etiologicznego. W wczesnym okresie ciąży może do-chodzić do: zaburzeń organogenezy i powstania poważnych wad wrodzonych, obumarcia płodu, poronień i wewnątrz-macicznego ograniczenia wzrastania płodu (ang. intrauteri-ne growth restriction – IUGR). Z kolei w późniejszym okre-sie zwykle obserwuje się ostrą chorobę zakaźną przebytą wewnątrzmacicznie lub po urodzeniu. Następstwa klinicz-ne zakażenia/zarażenia płodu niezależklinicz-ne od okresu ciąży to: długotrwałe zaburzenia rozwojowe w życiu pozapłodowym i późne uszkodzenia, przedwczesne pęknięcie błon płodo-wych, zapalenie błon płodopłodo-wych, poród przedwczesny (ang. preterm birth – PTB) i niska masa urodzeniowa [26, 51, 66]. Zgodnie z obowiązującym w Polsce Rozporządzeniem Mi-nistra Zdrowia z dnia 16 sierpnia 2018 roku w sprawie stan-dardu organizacyjnego opieki okołoporodowej każda kobie-ta ciężarna powinna mieć wykonane przesiewowe badania w kierunku wybranych patogenów stanowiących zagrożenie dla fizjologicznego przebiegu ciąży, jak i dla rozwijającego się płodu. Do obowiązkowych badań mikrobiologicznych wy-konywanych u kobiet ciężarnych należą: badania w kierun-ku zakażenia Treponema pallidum subs. pallidum, HIV (ang. human immunodeficiency virus), HBV (ang. hepatitis B vi-rus, wirus zapalenia wątroby typu B – wzw B), HCV (ang. hepatitis C virus, wirus zapalenia wątroby typu C – wzw C), toksoplazmozy, różyczki i paciorkowców grupy B (ang. gro-up B Streptococcus – GBS) (Tabela 1) [58]. Ponadto, zgodnie z nieobowiązującym już Rozporządzeniem Ministra Zdrowia z dnia 20 września 2012 roku w sprawie standardów postępo-wania medycznego przy udzielaniu świadczeń zdrowotnych z zakresu opieki okołoporodowej sprawowanej nad kobietą w okresie fizjologicznej ciąży, fizjologicznego porodu, połogu
oraz opieki nad noworodkiem, należało wykonać również badanie czystości pochwy (do 10. tygodnia ciąży, w 15.–20. tygodniu ciąży i 33.–37. tygodniu ciąży) [59].
HIV
Ludzki wirus niedoboru odporności (HIV) jest retrowi-rusem, który wykazuje tropizm do komórek posiadających receptor CD4 (limfocyty, monocyty, makrofagi). Do zakaże-nia wertykalnego dochodzi drogą wewnątrzmaciczną (przez łożysko), podczas porodu drogami natury oraz podczas kar-mienia piersią (Tabela 2). Czynniki zwiększające ryzyko wertykalnej transmisji to: wysoka wiremia (>10 000 kopii/ ml, ryzyko transmisji wynosi 41%), liczba limfocytów CD4 <200/mm3, brak lub nieskuteczne leczenie
antyretrowiruso-we, poród naturalny przy wiremii >1000 kopii/ml, przed-wczesne pęknięcie błon płodowych, poród przedwczesny <37. tygodnia ciąży lub poród >40. tygodnia ciąży, zapale-nie błon płodowych (ang. chorioamninitis), ekspozycja na krew i wydzieliny matki, krwisty płyn owodniowy odsysany z dróg oddechowych noworodka, odpłynięcie wód płodo-wych >4 godzin przy wiremii >50 kopii/ml, poród zabiego-wy, nacięcie krocza, karmienie piersią [31, 42, 73].
Zakażenie ludzkim wirusem upośledzenia odporności przebiega w trzech etapach:
t QJFSXPUOF [BLB˃FOJF )*7 BOH QSJNBSZ )*7 JOGFD-tion – PHI), ostra choroba retrowirusowa;
t GB[B[BLB˃FOJBVUBKPOFHP GB[BCF[PCKBXPXB QS[FXMF-kła) – okres trwający lata, w którym mechanizmy od-pornościowe, mimo stopniowej systematycznej degra-dacji, skutecznie kontrolują stężenie wiremii HIV; t GB[B [BLB˃FOJB PCKBXPXFHP"*%4 BOH BDRJVSFE
-immunodeficiency syndrome) – okres, w którym
Zakażenie wirusowe/ bakteryjne
Droga transmisji Przesiewowe badania labo-ratoryjne u ko-biet ciężarnych Immunizacja przed plano-waną ciążą Prenatalna* Perinatalna** Postnatalna***
HIV ± ++ + Przeciwciała anty-HIV Brak HBV ± ++ ± Antygen HBs Tak HCV ± ++ ± Przeciwciała anty-HCV Brak Rubella virus ++ – + Przeciwciała
anty-rubella Tak Treponema pallidum ++ – – VDRL (ang. ve-nereal diseases research labo-ratory) Brak GBS ± ++ ± Posiew wyma-zu z pochwy i odbytu Brak T. gondii ++ – – Przeciwciała anty-T. gondii Brak
Tabela 1. Profilaktyka zakażeń i zarażeń werty-kalnych. Opracowano na podstawie [26, 47].
++ – główna droga transmisji; + – rzadziej spotykana; ± – niezbyt częsta. – brak możliwości transmisji. * – transmisja wewnątrzmaciczna; ** – transmisja okołoporodowa; *** – transmisja podczas karmienia piersią.
dochodzi do przełamania sił obronnych organizmu i pojawiania się objawów zakażenia HIV, do których w okresie zaawansowanym należą zakażenia opor-tunistyczne i inne wykładniki AIDS (tzw. choroby wskaźnikowe) [37].
Ostra choroba retrowirusowa obejmuje czas od ekspozy-cji do pojawienia się swoistych przeciwciał anty-HIV, któ-re wykrywane są po 6–12 tygodniach od zakażenia. Podczas tego etapu zakażenia występuje wysoka replikacja wirusa. Objawy kliniczne pojawiają się po trwającym 2–4 tygodni okresie inkubacji i są niecharakterystyczne, np.: gorączka, bóle głowy, zapalenie gardła, nocne poty, utrata masy ciała, zmęczenie, bóle mięśni i stawów, limfadenopatia, biegunka, nudności i wymioty. Po około 3 tygodniach objawy ustępują samoistnie, co nie jest równoznaczne w wyeliminowaniem wirusa z organizmu. W okresie ostrego zakażenia HIV ob-serwuje się wysokie stężenie antygenu p24 w surowicy krwi i duże miano HIV RNA [29].
Faza zakażenia utajonego jest wynikiem działania me-chanizmów odpornościowych na szybkość replikacji HIV. Dochodzi do stopniowej degradacji układu odpornościowe-go. Częstym objawem tego etapu zakażenia jest przetrwa-ła, uogólniona limfadenopatia (ang. persistent generalized lymphadenopathy – PGL), czyli symetryczne, obustronne powiększenie węzłów chłonnych głównie szyjnych, pacho-wych i pachwinopacho-wych. Pod koniec fazy zakażenia utajone-go mogą pojawiać się objawy wskazujące na kolejny okres zakażenia, tj. wczesnej fazy objawowej choroby, np.: zapa-lenie mieszków włosowych, pleśniawki, łojotokowe zapale-nie skóry [73]. Wystąpiezapale-nie jednego albo równocześzapale-nie kil-ku lub też pojawiających się stopniowo zakażeń oportuni-stycznych, objawów neurologicznych i chorób nowotworo-wych świadczy o ostatnim etapie zakażenia HIV – pełno-objawowym AIDS [73].
U noworodka istnieje duże ryzyko szybkiej progresji za-każenia HIV i rozwoju pełnoobjawowego AIDS w przypad-ku transmisji wewnątrzmacicznej. Ponadto wysoka wiremia i niska liczba limfocytów CD4 u matki są związane z więk-szą śmiertelnością noworodków [46].
Kluczową rolę w zapobieganiu wertykalnej transmisji HIV pełnią badania przesiewowe wykonywane w Polsce do 10. tygodnia ciąży lub w chwili pierwszego zgłoszenia się do lekarza ginekologia-położnika (I trymestr) oraz w 33.–37. tygodniu ciąży (w III trymestrze) w grupie kobiet ze zwięk-szonym ryzykiem populacyjnym lub indywidualnym ryzy-kiem zakażenia [58].
Rutynowo diagnostykę w kierunku zakażenia HIV roz-poczyna się od wykonania testu serologicznego ELISA (ang. enzyme-linked immunosorbent assay) z potwierdzeniem metodą Western-blot wyników dodatnich lub wątpliwych uzyskanych w pierwszym etapie diagnostycznym. W przy-padku braku zgody kobiety na wykonanie badania, powin-no być opowin-no propopowin-nowane przez lekarza prowadzącego ciążę
przy każdej kolejnej wizycie. Ciężarna, która nie wykona badania w czasie opieki okołoporodowej, w okresie porodu powinna mieć wykonany test w trybie pilnym w celu ogra-niczenia ryzyka transmisji HIV poprzez zastosowanie od-powiednich procedur [42, 73].
W rekomendacjach Zespołu Ekspertów Polskiego Towa-rzystwa Ginekologów i Położników w zakresie zapobiegania perinatalnej transmisji HIV zawarte są szczegółowe zasady postępowania z ciężarną zakażoną HIV [42]. W przypad-ku rozpoznania zakażenia u kobiety w ciąży należy wdro-żyć odpowiednie leczenie antyretrowirusowe (terapia pro-wadzona przez lekarza specjalistę chorób zakaźnych), prze-prowadzić efektywne cięcie cesarskie w 38. tygodniu ciąży (w przypadku wiremii >50 kopii RNA HIV), unikać inwa-zyjnych procedur położniczych, zastosować właściwą pro-filaktykę lekową u noworodka oraz karmić sztucznie (kar-mienie piersią jest przeciwwskazane) [42, 73]. Właściwa profilaktyka transmisji wertykalnej zmniejsza średnie ryzy-ko zakażenia z 25–30% do <1% [73].
WIRUSOWE ZAPALENIE WĄTROBY TYPU B
Zakażenie wirusem zapalenia wątroby typu B może mieć przebieg ostry lub przewlekły. Przewlekłe zakażenie HBV może prowadzić do rozwoju marskości wątroby i raka wą-trobowokomórkowego [14]. Dotychczas nie wykazano te-ratogennego działania wirusa zapalenia wątroby typu B na płód oraz nie zaobserwowano zwiększonej umieralności dzieci urodzonych przez zakażone matki [24]. Do zgłasza-nych następstw zakażenia należy niska masa urodzeniowa noworodków oraz porody przedwczesne [14, 24].
Ryzyko transmisji wertykalnej HBV jest najwyższe w przypadku ostrego zakażenia u ciężarnej, szczególnie w okresie okołoporodowym, lub u kobiet z przewlekłym za-każeniem z wysoką wiremią HBV (HBV-DNA), wysokim stężeniem antygenu HBs oraz obecnością antygenu HBe. Częstość transmisji przezłożyskowej u matek z zakażeniem przewlekłym HBV wynosi 5–15% [24]. Ryzyko zakażenia HBV w okresie okołoporodowym jest zależne od sposobu porodu. U około 70–90% dzieci zakażonych HBV rozwinie się przewlekłe zakażenia, około 25% z nich umrze przed-wcześnie z powodu niewydolności wątroby i raka wątrobo-wokomórkowego [15, 21, 34].
Powszechnie prowadzone badania przesiewowe w kie-runku HBV u kobiet ciężarnych mają istotny wpływ na zmniejszenie ryzyka zakażenia u noworodka. Zgodnie
Rodzaj zakażenia Ryzyko transmisji HIV
Wewnątrzmaciczne 5–10% Okołoporodowe 65–75% Podczas karmienia piersią 10–20%
z zaleceniami wykonuje się badanie na oznaczenie antyge-nu HBs w I trymestrze ciąży (do 10. tygodnia ciąży lub pod-czas pierwszej wizyty u lekarza ginekologia-położnika) [4, 23, 58]. W przypadku wyniku ujemnego badanie powinno być powtórzone w III trymestrze ciąży (33.–37. tydzień cią-ży). Jeżeli wynik badania antygenu HBs jest dodatni, należy oznaczyć HBV-DNA [24]. Interpretację wyników badań se-rologicznych przedstawiono w Tabeli 3.
U noworodków urodzonych przez matki HBsAg-dodat-nie prowadzona jest do 12–24 godzin po porodzie profilak-tyka czynno-bierna zakażenia HBV. Polega ona na podaniu pierwszej dawki szczepionki oraz swoistej immunoglobuli-ny [4, 24]. Skuteczność profilaktyki ocenia się na 85–95%. Wykazano również, że leczenie przeciwwirusowe w III try-mestrze ciąży dodatkowo zmniejsza ryzyko okołoporodo-wej transmisja HBV w przypadku kobiet z wysoką wiremią i dodatnich pod względem HBeAg [15, 18].
Pomimo wykrycia obecności HBV w mleku kobiecym nie udowodniono zakażenia dziecka drogą karmienia natu-ralnego, w związku z tym zakażenie HBV nie stanowi prze-ciwwskazania do karmienia piersią [24].
WIRUSOWE ZAPALENIE WĄTROBY TYPU C
Wirus zapalenia wątroby typu C powoduje w 50–85% przypadków przewlekły stan zapalny wątroby i jest jedną z głównych przyczyn niewydolności wątroby, marskości wą-troby (27% przypadków) i raka wątrobowokomórkowego (25% przypadków) [1, 18, 48]. Zakażenie wirusem zapale-nia wątroby typu C nie stanowi przeciwwskazazapale-nia do zaj-ścia w ciążę. U kobiet ciężarnych zakażonych HCV może dochodzić do przejściowego wzrostu aktywności enzymów wątrobowych, tj. aminotransferazy asparaginowej i alanino-wej [70]. Na całym świecie do 8% kobiet ciężarnych jest za-każonych wzw typu C [30]. Przeciwciała anty-HCV u kobiet ciężarnych w Europie są wykrywane z częstością 0,1–1,7%,
a ryzyko wertykalnej transmisji szacuje się na 3–10% [3]. Do zakażenia wertykalnego HCV może dochodzić we-wnątrzmacicznie, podczas porodu oraz karmienia pier-sią [25]. Ryzyko zakażenia wertykalnego wirusem zapale-nia wątroby typu C wynosi około 5% i zależne jest zarówno od zaawansowania choroby u matki (obciążenie wirusowe), jak i od genotypu wirusa. Wyższe ryzyko występuje u kobiet z wysokim poziomem wiremii (ryzyko może sięgać 36%), zakażonych jednocześnie HCV i HIV (transmisja sięgająca do 36%) [18, 53, 70, 49]. Ponadto ryzyko zakażenia zwięk-sza się w przypadku stosowania inwazyjnych procedur oko-łoporodowych, np.: pobranie próbki krwi płodu z owłosio-nej skóry głowy, elektrokardiotokografia płodowa czy nacię-cie krocza [18].
HCV może być przyczyną niekorzystnych wyników ciąży, np.: niskiej masy urodzeniowej, porodu przedwczesnego, po-ronień, stanu przedrzucawkowego czy wewnątrzmacicznego zahamowania wzrastania płodu [30, 61]. Jednak niektóre ba-dania wskazują, że zakażenie nie ma wpływu na przebieg cią-ży i występowanie powikłań [53]. HCV nie powoduje wad wrodzonych [20]. U dzieci zakażonych drogą wertykalną do-chodzi do przewlekłego zapalenia wątroby, a konsekwencje przewlekłego zakażenia, tj. marskość czy nowotwór wątroby, mogą wystąpić po około 10–20 latach [16, 20].
Badanie w kierunku HCV należy do obowiązkowych ba-dań diagnostycznych u kobiet ciężarnych w Polsce. Wykony-wane jest w I trymestrze ciąży oraz w grupie kobiet ze zwięk-szonym ryzykiem populacyjnym lub indywidualnym ryzy-kiem zakażenia również w III trymestrze [58]. Opiera się na poszukiwaniu swoistych przeciwciał anty-HCV w surowicy krwi. Wynik dodatni należy potwierdzić badaniem wykry-wającym materiał genetyczny HCV – HCV-RNA [18].
RÓŻYCZKA
Różyczka należy do wirusowych chorób wysypkowych wieku dziecięcego. Do zakażenia dochodzi drogą kropel-kową lub poprzez bezpośredni kontakt z wydzielinami gór-nych dróg oddechowych (jamy nosowo-gardłowej) osoby zakażonej [4]. Wirus różyczki stanowi poważne zagroże-nie dla kobiet ciężarnych i rozwijającego się płodu. Ryzyko rozwoju wad wrodzonych zależy od okresu ciąży, w którym dojdzie do zakażenia. Transmisja patogenu jest najwyższa – do 80% – i najbardziej niebezpieczna podczas I trymestru ciąży i spada do co najmniej 25% pod koniec II trymestru. We wczesnym okresie ciąży może dochodzić do poronienia lub uszkodzenia płodu. Typowe objawy różyczki wrodzonej stanowią tzw. triadę Gregga, tj.: wady narządu wzroku (ma-łoocze, jaskra, zaćma, zapalenie naczyniówki i siatkówki), wady słuchu, wady serca i dużych naczyń (przetrwały prze-wód tętniczy, ubytki przegród serca, zwężenie tętnicy płuc-nej, zapalenie mięśnia sercowego). Do późnych następstw
Marker Wyniki Interpretacja
HBsAg anty-HBc anty-HBs Ujemny Ujemny Ujemny Wrażliwość na zaka-żenie HBsAg anty-HBc anty-HBs Ujemny Dodatni Dodatni Odporność w wyniku przebytego zakażenia HBsAg anty-HBc anty-HBs Ujemny Ujemny Dodatni Odporność poszcze-pienna HBsAg anty-HBc anty-HBs Dodatni Dodatni Ujemny Zakażenie przewlekłe HBsAg, HBeAg anty-HBc anty-HBs Dodatni Dodatni Ujemny Zakażenie ostre
Tabela 3. Interpretacja badań serologicznych w kierunku HBV. Opracowa-no na podstawie [21, 43].
różyczki wrodzonej należą m.in. opóźnienie rozwoju psy-choruchowego, zaburzenia mowy, cukrzyca, niedobór hor-monu wzrostu, hipogonadyzm, zaburzenie czynności tar-czycy (hipotyreoza), porażenia spastyczne czy postępujące podostre zapalenie mózgu [9, 22].
W ramach profilaktyki zakażeń wertykalnych przepro-wadzane są u kobiet ciężarnych badania na obecność prze-ciwciał przeciw różyczce w klasie IgG i IgM – o ile ciężar-na nie chorowała, nie była szczepiociężar-na lub w przypadku bra-ku informacji. Interpretację wyników badań przesiewowych przedstawiono na Ryc. 1. Celem badań w kierunku różyczki jest identyfikacja pacjentek, u których w czasie ciąży istnieje ryzyko zakażenia. Takie kobiety są monitorowane przez całą ciążę, a w przypadku narażenia na różyczkę (kontakt z oso-bą zakażoną) podawana jest swoista immunoglobulina (pro-filaktyka bierna) [67].
Zapobieganie wrodzonemu zakażeniu polega na utrzy-maniu wysokiego poziomu odporności na różyczkę w po-pulacji ogólnej poprzez stosowanie szczepień ochronnych. Dzięki obowiązkowym szczepieniom częstość występowa-nia zespołu różyczki wrodzonej znacznie spadła, a w nie-których krajach problem został wyeliminowany, np. w Fin-landii czy Stanach Zjednoczonych [45]. Po sukcesie progra-mów szczepień ochronnych odsetek kobiet w wieku rozrod-czym podatnych na zakażenie wirusem różyczki zmniejszył się do 2–3% [47]. Szczepionka przeciw różyczce dostępna w Polsce zawiera żywy, atenuowany szczep wirusa Wistar
RA 27/3, jest to szczepionka skojarzona, chroniąca rów-nież przed odrą i świnką (ang. measles, mumps, and rubel-la – MMR). Każda seronegatywna kobieta w okresie repro-dukcyjnym powinna zaszczepić się przeciw różyczce co naj-mniej cztery tygodnie przed planowaną ciążą [39].
KIŁA
Kiła (syphilis) to choroba przenoszona drogą kontaktów seksualnych, wywoływana przez T. pallidum subsp. palli-dum (krętek blady). Wyróżnia się: kiłę nabytą wczesną i póź-ną oraz kiłę wrodzoi póź-ną. Klasyfikacja choroby uwzględnia po-stęp zakażenia krętkami oraz ma ścisły związek z wypo-stępo- z występo-waniem określonych objawów klinicznych [57]. Do zakaże-nia wertykalnego (matka-dziecko) może dochodzić przez ło-żysko (kiła wrodzona) lub podczas porodu drogami natu-ry (w wyniku bezpośredniego kontaktu z tzw. zmianą pier-wotną). Zakażenie płodu może mieć miejsce na każdym eta-pie zakażenia matki. W kile wczesnej ryzyko zakażenia pło-du jest największe [4, 13, 68]. Ryzyko transmisji wertykalnej wynosi 70% w przypadku kiły wczesnej, 40% w przypadku kiły późnej i 10% w kile późnej, utajonej (trzeciorzędowej) [4]. Według danych Narodowego Instytutu Zdrowia Publicz-nego – Państwowego Zakładu Higieny (NIZP-PZH) latach 2019–2013 w Polsce zarejestrowano 5336 przypadków kiły wczesnej, 675 – kiły późnej oraz 109 – kiły wrodzonej [35].
IgG-dodatnie IgM*-dodatnie IgG-dodatnie IgM-ujemne IgG-ujemne IgM-dodatnie IgG-ujemne IgM-ujemne Wrażliwość na zakażenie Badanie awidności przeciwciał IgG Kobieta ciężarna wrażliwa na zakażenia, istnieje zagrożenie zakażenia dla płodu
^serokonwersja (IgG-dodatnie) Brak serokonwersji Niska awidność IgG Wysoka awidność IgG Aktualne zakażenie Przebyte zakażenie Wyniki fałszywie dodatnie IgM, wrażliwość na zakażenie Aktualne zakażenie Monitorowanie zagrożenia
zakażeniem w czasie ciąży, w przypadku ekspozycji na wirusa różyczki – zastosować
profilaktykę bierną (podać immuglobinę)
Brak zagrożenia dla płodu Możliwe niedawne zakażenie
Powtórzyć badanie
Zakażenie przebyte lub przeciwciała poszczepienne
Ryc. 1. Badania przesiewowe w kierunku różyczki – interpretacja wyników. Opracowano na podstawie [9].
* – przeciwciała klasy IgM mogą mieć przetrwały charakter i utrzymywać się przez wiele miesięcy;
Konsekwencją zakażenia wewnątrzmacicznego jest: ob-umarcie płodu (21%), śmierć noworodka (9%), poród przedwczesny i niska masa urodzeniowa (6%) oraz urodze-nie dziecka z kiłą wrodzoną (16%) [40].
Kiłę wrodzoną dzieli się na kiłę wrodzoną wczesną (obja-wy kliniczne (obja-występują do 2. roku życia) i późną (gdy symp-tomy pojawiają się po 2. roku życia dziecka). U noworod-ków rzadko występują objawy zakażenia zaraz po urodze-niu, jednak w ciężkich przypadkach kiły wrodzonej wcze-snej można stwierdzić: powiększenie węzłów chłonnych, hepatosplenomegalię, nasiloną żółtaczkę, zmiany skórne w postaci wysypki plamisto-grudkowej w okolicach ust, dło-ni, stóp i odbytu, zmiany kostne i stawowe, niedokrwistość hemolityczną oraz trombocytopenię. Do symptomów prze-bytego zakażenia należy siodełkowaty nos (zniszczenie kost-nej i chrzęstkost-nej części nosa), tzw. sapka kiłowa (jako wynik ograniczenia drożności nosa w wyniku gromadzenia się wy-dzieliny śluzowo-ropnej), poszerzenie nasad kości długich i blizny Parrota [13, 57, 68].
W kile wrodzonej późnej stwierdza się tzw. triadę Hut-chinsona, czyli: głuchotę (związaną z uszkodzeniem nerwu słuchowego), zmiany w uzębieniu (szeroko rozstawione, za-głębione górne siekacze i trzonowce przypominające owoc morwy) oraz zapalenie rogówki. Ponadto w wyniku zajęcia ośrodkowego układu nerwowego dochodzi do zaburzenia rozwoju psychoruchowego, napadów drgawek i porażeń [57].
Według obowiązujących w Polsce rekomendacji zale-ca się wykonanie serologicznych badań przesiewowych we wczesnym okresie ciąży, tj. do 10. tygodnia ciąży lub w chwi-li pierwszego zgłoszenia się do lekarza ginekologa-położni-ka u ginekologa-położni-każdej kobiety oraz powtórzenie badania w 33.–37. ty-godniu ciąży w grupie pacjentek ze zwiększonym ryzykiem populacyjnym lub indywidualnym ryzykiem zakażenia krętkiem bladym [58]. U kobiet, u których częściej obser-wuje się ryzykowne zachowania, rekomenduje się wykona-nie badań w kierunku kiły rówwykona-nież po porodzie.
Laboratoryjne metody diagnostyki przesiewowej kiły u kobiet ciężarnych przeprowadza się za pomocą testów se-rologicznych nieswoistych, tzw. niekrętkowych: VDRL (ang. veneral disease research laboratory test), szybki test reagino-wy (ang. rapid plasma reagin test – RPR) oraz swoistych tzw. krętkowych: test immunofluoroscencji krętków w modyfika-cji absorpcyjnej (ang. fluorescent treponemal antibody ab-sorption test – FTA-ABS), test immunoenzymatyczny (ang. enzyme immunoassay – EIA), test hemaglutynacji (ang. Tre-ponema pallidum hemagglutination assay – TPHA) [4]. Tra-dycyjnie do badań przesiewowych w kierunku kiły stosuje się testy niekrętkowe, jednak w ostatnich latach w niektórych krajach testy nieswoiste zostały zastąpione wysoce czułymi i swoistymi testami immunoenzymatycznymi [4, 8].
W Polsce w diagnostyce kiły u ciężarnych wykonuje się przesiewowy test serologiczny VDRL. Dodatni wynik wy-maga potwierdzenia odczynem krętkowym w tej samej
próbce surowicy. Kobiety ciężarne z kiłą potwierdzoną ba-daniami laboratoryjnymi (na każdym etapie zakażenia) po-winny być leczone penicyliną benzatynową [57].
BADANIA W KIERUNKU NOSICIELSTWA
PACIORKOWCA GRUPY B
Nosicielstwo paciorkowca grupy B (ang. group B Strep-tococcus – GBS) – StrepStrep-tococcus agalactiae stwierdzane jest u 10–30% kobiet ciężarnych [2, 50]. Stwarza to ryzyko wy-stąpienia powikłań ciąży, takich jak: przedwczesne pęknię-cie błon płodowych (ang. premature rupture of membra-nes), poród przedwczesny (ang. preterm birth), zapalenie błon płodowych czy wewnątrzmaciczne obumarcie płodu. GBS jest częstą przyczyną bezobjawowej bakteriurii u ko-biet ciężarnych, która może prowadzić do ostrego cewko-wo-śródmiąższowego zapalenia nerek [63]. Do zakaże-nia noworodka w większości przypadków dochodzi pod-czas porodu drogami natury (zakażenia okołoporodowe) lub rzadziej drogą wstępującą (zakażenia wewnątrzma-ciczne). U noworodków GBS może powodować dwa ze-społy chorobowe: o wczesnym początku (ang. early onset disease – EOD) i późnym początku (ang. late onset dise-ase – LOD). Zakażenia o wczesnym początku rozpoznawa-ne są do 7. dnia życia noworodka i charakteryzują się ostrą niewydolnością oddechową, zapaleniem płuc, przebiegają z sepsą. Natomiast zakażenia o późnym początku stwier-dzane są pomiędzy 7. dniem a 3. miesiącem życia niemow-lęcia (obserwuje się zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych oraz sepsę) [32, 65].
Wytyczne dotyczące badania nosicielstwa paciorkowca grupy B u kobiet ciężarnych zostały po raz pierwszy zde-finiowane i opublikowane w 1996 roku przez Centrum ds. Zapobiegania i Kontroli Zakażeń (ang. Centers for Disease Control and Prevention – CDC) we współpracy między in-nymi z Amerykańskim Kolegium Położników i Ginekolo-gów (ang. American College of Obstetricians and Gynecolo-gists – ACOG) oraz Amerykańską Akademią Pediatryczną (ang. American Academy of Pediatrics – AAP) [10]. W 2002 roku zalecenia te zostały zaktualizowane, następnie w 2008 roku zostały przyjęte i wdrożone przez Polskie Towarzystwo Ginekologów i Położników (PTGiP, dawniej Polskie Towa-rzystwo Ginekologiczne – PTG). Zgodnie z nimi każda ko-bieta ciężarna pomiędzy 35. a 37. tygodniem ciąży powin-na mieć wykopowin-nane przesiewowe badania mikrobiologiczne w kierunku wykrywania nosicielstwa paciorkowca grupy B [11, 33, 58]. Do badań powinny być pobranie dwa wyma-zy – jeden z przedsionka pochwy, a drugi z odbytnicy (po pokonaniu oporu zwieracza odbytu). Następnie wymazów-ki z pobranym materiałem klinicznym umieszcza się osob-no w podłożu transportowym, które zapewnia utrzymanie żywotności bakterii do 48 godzin [12, 33].
W przypadku stwierdzenia nosicielstwa GBS u kobiety cię-żarnej lekarz ginekolog-położnik prowadzący ciążę wpisuję tę informację do karty ciąży wraz w wynikiem oceny lekowraż-liwości wyizolowanego szczepu – zgodnie z zaleceniami Eu-ropejskiego Komitetu ds. Oznaczania Lekowrażliwości (ang. European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing – EUCAST) na erytromycynę i klindamycynę (wraz z identyfi-kacją fenotypu MLSB) oraz penicylinę lub ampicylinę [33, 65]. U kobiet z dodatnim wynikiem posiewu (pacjentki GBS- -dodatnie) należy zastosować okołoporodową profilakty-kę antybiotykową (ang. intrapartum antibiotic prophyla-xis – IAP) zgodną z algorytmem zaproponowanym przez PTGiP, w celu zapobiegania zakażeniom u noworodków [33, 65]. Ponadto profilaktykę antybiotykową stosuje się u: pacjentek z nieznanym wynikiem w kierunku nosicielstwa GBS (szczególnie z temperaturą ciała >38°C w czasie poro-du); kobiet z ujemnym wynikiem w kierunku GBS, zgłasza-jących wystąpienie zakażenia okołoporodowego o tej etiolo-gii u któregoś z poprzednich dzieci; kobiet z ujemnym wy-nikiem nosicielstwa, ale u których wcześniej w obecnej ciąży stwierdzono obecność GBS w moczu; rodzących przed 35. tygodniem ciąży oraz u pacjentek z nieznanym wynikiem nosicielstwa, zgłaszających się do szpitala po 18 godzinach od pęknięcia błon płodowych [33, 65]. W przypadku nieza-stosowania profilaktyki okołoporodowej około 50% nowo-rodków zostanie skolonizowanych przez GBS, a u 1–2% roz-winie się zakażenie o wczesnym początku [38, 60, 64].
ROZPOZNANIE BEZOBJAWOWEJ
BAKTERIURII
Zakażenia układu moczowego (ang. urinary tract infections – UTI) u kobiet ciężarnych mogą dotyczyć dolnego (np. ostre zapalenie pęcherza moczowego) lub górnego odcinka ukła-du moczowego (np. ostre cewkowo-śródmiąższowe zapalenie nerek, dawniej określane jako odmiedniczkowe zapalenie ne-rek). Infekcje mogą mieć przebieg objawowy lub bezobjawowy. Każde zakażenie układu moczowego u ciężarnej uważane jest jako powikłane i wymaga antybiotykoterapii [52, 72]. Najczęst-szymi czynnikami etiologicznymi UTI u kobiet ciężarnych są: Escherichia coli (70–80%), S. agalactiae (10%), Klebsiella spp., Enterobacter spp., Proteus spp., Citrobacter spp., Pseudomonas spp., Mycoplasma hominis, Ureaplasma parvum, Chlamydia trachomatis, Ureaplasma parvum i Gardnerella vaginalis [27].
Zmiany anatomiczne i fizjologiczne zachodzące podczas cią-ży zwiększają ryzyko zakażeń układu moczowego. Należą do nich m.in.: wzrost współczynnika filtracji kłębuszkowej o oko-ło 30–50%, zmniejszenie napięcia mięśniówki pęcherza moczo-wego i moczowodów, zmniejszenie perystaltyki moczowodów, ucisk powiększonej macicy na moczowody (prowadzące do za-stoju moczu i wstecznego odpływ moczu do moczowodów) czy upośledzone zagęszczanie moczu [6, 52, 69, 72].
U kobiet ciężarnych UTI mają często przebieg bezobja-wowy, dlatego też zgodnie z zaleceniami Amerykańskiego Towarzystwa Chorób Zakaźnych (ang. Infectious Diseases Society of America – IDSA), Amerykańskiego Kolegium Położników i Ginekologów (ang. American College of Ob-stetricians and Gynecologists – ACOG), Światowej Orga-nizacji Zdrowia (ang. World Health Organization – WHO) oraz Europejskiej Rady i Kolegium Położnictwa i Gineko-logii (ang. European Board and College of Obstetrics and Gynaecology – EBCOG) należy rutynowo u każdej ciężar-nej wykonywać posiew moczu przynajmniej raz we wcze-snym okresie ciąży (przy pierwszej wizycie do 12.–16. ty-godnia ciąży) w celu rozpoznania bezobjawowej bakteriurii [19, 27, 28, 36, 41, 44, 52, 71].
Rozpoznanie bezobjawowej bakteriurii powinno opierać się na hodowli próbki moczu pobranej w sposób minima-lizujący jej zanieczyszczenie, zalecana jest metoda środko-wego strumienia, ale należy poinstruować kobiety o zasa-dach pobierania moczu z wykorzystaniem tej metody. Dia-gnostyczne cewnikowanie nie jest uzasadnione ze względu na ryzyko wprowadzenia mikroorganizmów do układu mo-czowego drogą wstępującą [41].
Bezobjawowa bakteriuria rozpoznawana jest na podstawie dodatnich posiewów prawidłowo pobranej próbki moczu (ze środkowego strumienia), stwierdzając ten sam drobnoustrój ≥105 CFU (ang. colony forming units)/ml w dwóch kolejnych
próbkach moczu lub 107 CFU/ml w jednej próbce [41, 52].
Częstość występowania bakteriurii u kobiet w ciąży jest w przybliżeniu taka sama jak u kobiet niebędących w cią-ży, jednak nawracająca bakteriuria występuje częściej u cię-żarnych. U pacjentek, u których stwierdzono bezobjawo-wy bakteriomocz w I trymestrze ciąży, istnieje ponad 50% prawdopodobieństwo rozwoju ostrego cewkowo-śródmiąż-szowego zapalenia nerek w III trymestrze ciąży [52]. Nie-rozpoznanie bezobjawowej bakteriurii wiąże się z poważny-mi powikłaniaz poważny-mi zarówno u matki, jak i płodu. Należą do nich: poród przedwczesny, niska masa urodzeniowa, stan przedrzucawkowy, zapalenie owodni, nadciśnienie, niedo-krwistość, bakteriemia i sepsa [6, 54, 64, 69]. Leczenie prze-ciwdrobnoustrojowe zmniejsza ryzyko wystąpienia powi-kłań i jest związane z poprawą wyników ciąży [69]. W przy-padku niezastosowania antybiotykoterapii u około 20–30% kobiet ciężarnych z bezobjawową bakteriurią rozwinie się ostre cewkowo-śródmiąższowe zapalenie nerek [27, 69].
TOKSOPLAZMOZA
Toksoplazmoza wywoływana jest przez pierwotniaka To-xoplasma gondii. U kobiet ciężarnych przebiega głównie w sposób bezobjawowy (około 90% przypadków) lub skąpo-objawowy o symptomach grypopodobnych, takich jak: go-rączka, limfadenopatia, zmęczenie czy osłabienie. Rzadziej
zdarzają się przypadki o przebiegu ostrym [55, 62]. Do zara-żenia T. gondii może dochodzić drogą pokarmową: w wyniku spożycia surowego lub niedogotowanego mięsa z oocystami (80% wszystkich odnotowanych przypadków toksoplazmozy u ludzi) oraz owoców, warzyw i wody zanieczyszczonych od-chodami kota zawierającymi oocyty [7, 56]. W przypadku za-rażenia T. gondii w czasie ciąży istnieje ryzyko transmisji wer-tykalnej – zarażenia przez łożysko, co prowadzi do toksopla-zmy wrodzonej. Kobiety ciężarne najczęściej zarażają się po-przez spożycie surowego mięsa (30–63%), skażonej wody albo podczas ekspozycji na oocysty znajdujące się w kociej kuwe-cie lub glebie (na przykład podczas prac w ogrodzie) [56].
Ciężkość toksoplazmozy wrodzonej zależy od trymestru ciąży, w którym doszło do zarażenia. Przy zarażeniu w I try-mestrze ciąży stwierdza się rzadsze przechodzenie pierwot-niaka przez łożysko (<6%), ale cięższe uszkodzenie płodu; natomiast przy zarażeniu w III trymestrze ciąży – częstsze przejście pierwotniaka przez łożysko (60–80%), ale łagod-niejsze zmiany u płodu i noworodka [17, 62]. Według da-nych epidemiologiczda-nych NIZP-PZH w Polsce w latach 2010–2019 odnotowano 156 przypadków toksoplazmo-zy wrodzonej [35]. W toksoplazmozie wrodzonej obser-wuje się szerokie spektrum objawów, takich jak m.in.: wo-dogłowie lub małogłowie, napady padaczkowe, upośledze-nie umysłowe, poważne wady neurologiczne, zapaleupośledze-nie siat-kówki i naczyniówki oka, utrata wzroku i słuchu, hepato-splenomegalię, żółtaczkę i wybroczyny [55, 62]. Do klasycz-nych objawów wrodzonej toksoplazmozy (tzw. triada Sabi-na-Pinkertona) należą: zapalenie naczyniówki i siatkówki, wodogłowie lub małogłowie, zapalenie mózgu z następo-wym zwapnieniem śródczaszkonastępo-wym [56].
Wczesne rozpoznanie toksoplazmozy i wdrożenie odpo-wiedniego leczenia u kobiet ciężarnych zapobiega zarażeniu płodu oraz minimalizuje prawdopodobieństwo poważnych powikłań u płodu i noworodka. Diagnostyka laboratoryjna toksoplazmozy polega na oznaczeniu swoistych przeciwciał w klasie IgM i IgG (najczęściej za pomocą testu immunoen-zymatycznego). W wielu krajach prowadzi się badania prze-siewowe w kierunku zarażenia T. gondii u kobiet ciężarnych w I trymestrze ciąży, a u kobiet seronegatywnych zleca się badania w kolejnych trymestrach. Celem tych badań jest wy-chwycenie serokonwersji, czyli zmiany wyników ujemnych na dodatnie [5]. Przeciwciała przeciw T. gondii obserwuje się u 5–90% osób, a ich występowanie jest zależne od na-wyków żywieniowych, warunków klimatycznych i sanitar-no-epidemiologicznych [7]. W Polsce – zgodnie z zalecenia-mi – badania w kierunku toksoplazmozy u kobiety ciężar-nej wykonuje się do 10. tygodnia ciąży lub podczas pierw-szej wizyty u lekarza ginekologa-położnika (wykrywanie przeciwciał klasy IgM i IgG w surowicy krwi) – o ile ciężar-na nie przedstawi wyniku potwierdzającego występowanie przeciwciał w klasie IgG sprzed ciąży oraz w 21.–26. tygo-dniu ciąży – u kobiet z ujemnym wynikiem w I trymestrze
(przeciwciała klasy IgM) [58]. Przeciwciała w klasie IgM po-jawiają się zwykle od pięciu dni do kilku tygodni od zaraże-nia T. gondii, osiągając najwyższe miano po 4–8 tygodzaraże-niach, następnie ich poziom stopniowo się obniża. Po około dwóch tygodniach od zarażenia wytwarzane są przeciwciała w kla-sie IgG, których najwyższe miano stwierdza się około 12. ty-godnia, a nawet po pół roku od zarażenia [56]. Uzyskanie wyników ujemnych przeciwciał w klasie IgM i IgG przeciw T. gondii może oznaczać brak zarażenia albo bardzo wcze-sną fazę zarażenia (tzw. okno serologiczne), dlatego też ba-danie należy powtórzyć za około 2–3 tygodnie. Czterokrot-ny wzrost miana w klasie IgG, tzw. serokonwersja (w dru-giej próbce surowicy, pobranej po około 4 tygodniach od za-rażenia), potwierdza ostre zarażenie (przy dodatnich wyni-kach badań przeciwciał w klasie IgM – w próbce surowicy pobranej we wczesnej fazie). Obecność przeciwciał w klasie IgG przy braku IgM wskazuje na przebycie zarażenia i brak zagrożenia dla rozwijającego się płodu. Jednoczesne wystę-powanie przeciwciał w klasie IgG i IgM sugeruje niedawno przebyte zarażenie albo wyniki fałszywie dodatnie, w tym celu – aby poprawnie ocenić status immunologiczny pa-cjentki oraz dokonać właściwej interpretacji wyników ba-dań – należy oznaczyć awidność przeciwciał w klasie IgG. Związane jest to z utrzymywaniem niskiego poziomu prze-ciwciał IgM nawet od kilku miesięcy do kilku lat od zaraże-nia. Przeciwciała w klasie IgG są zwykle wykrywalne przez całe życie. Do około 16 tygodni od zarażenia powinowac-two przeciwciał charakteryzuje słaba siła wiązania antyge-nów, jednak w miarę upływu czasu, wraz z dojrzewaniem odpowiedzi typu humoralnego, wzrasta awidność przeciw-ciał IgG. Wysoka awidność wyklucza zarażenie (>12–16 ty-godni od czasu badania), a niska awidność potwierdza zara-żenie (<12–16 tygodni od czasu badania) [17, 55, 56]. Roz-poznanie toksoplazmozy u kobiety ciężarnej można więc postawić na podstawie:
t CSBLVXZLSZXBMOZDIQS[FDJXDJB*H(QS[FDJXT. gon-dii w surowicy, ale wykryciu swoistych przeciwciał w klasie IgM;
t XZLSZXBOJBQS[FDJXDJBXڀLMBTJF*H(QS[FDJXT. gon-dii o niskiej awidności lub serokonwersji, tj. od statusu IgG ujemnego do IgG dodatniego, w połączeniu z wy-kryciem przeciwciał IgM (w przypadkach sekwencyj-nego testowania podczas ciąży) [55].
PODSUMOWANIE
Celem przesiewowych badań mikrobiologicznych w kie-runku patogenów mających wpływ na przebieg ciąży jest wykrycie zakażeń i zarażeń we wczesnym ich stadium. Wy-konane w określonym czasie – zgodnie z obowiązującym w Polsce Rozporządzeniem Ministra Zdrowia oraz rekomen-dacjami Polskiego Towarzystwa Ginekologów i Położników
– pozwoli na uniknięcie poważnych powikłań zarówno u matki, jak i u rozwijającego się płodu. Początek I trymestru ciąży to ostateczny termin wykonania wszystkich testów wy-kluczających bądź stwierdzających odpowiedni status wobec przebytych zakażeń o etiologii bakteryjnej, wirusowej, jaki i zarażenia T. gondii. Wyniki badań wskazujące na zakażenie bądź zarażenie u ciężarnej są wskazaniem do wdrożenia od-powiedniego postępowania (np. zastosowania leczenia), któ-re zmniejsza ryzyko transmisji wertykalnej patogenu, tym samym zakażenia/zarażenia płodu i noworodka.
KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono.
PIŚMIENNICTWO
1. Alter MJ. Epidemiology of hepatitis C virus infection. World J Gastroenterol 2007;13(17):2436–2441.
2. American College of Obstetricians and Gynecologists. Committee opinion no. 782: prevention of group B streptococcal early-onset disease in newborns. Obstet Gynecol 2019;134(1):e19–e40.
3. Aniszewska M, Pokorska-Śpiewak M, Kowalik-Mikołajewska B, Pluta M, Mar-czyńska M. Hepatitis C infection among pregnant women in central Poland: si-gnificance of epidemiological anamnesis and impact of screening tests to de-tect infection. Adv Clin Exp Med 2019;28(3):313–318.
4. Antenatal screening for HIV, hepatitis B, syphilis and rubella susceptibility in the EU/EEA. European Centre for Disease Prevention and Control (online) 2016; https://www.ecdc.europa.eu/sites/portal/files/media/en/publications/ Publications/antenatal-screening-HIV-hepatitis-B-syphilis-rubella-EU.pdf 5. Avelino MM, Amaral WN, Rodrigues IM et al. Congenital toxoplasmosis and
prenatal care state programs. BMC Infect Dis 2014;14:33.
6. Azami M, Jaafari Z, Masoumi M et al. The etiology and prevalence of urina-ry tract infection and asymptomatic bacteriuria in pregnant women in Iran: a systemic review and meta-analysis. BMC Urol 2019;19(1):43.
7. Baryła M, Warzycha J, Janta A, Halkiewicz M. O toksoplazmozie wrodzonej raz jeszcze. Zakażenia XXI wieku 2019;2(5):231–235.
8. Blencowe H, Cousens S, Kamb M, Berman S, Lawn JE. Lives saved tool supple-ment detection and treatsupple-ment of syphilis in pregnancy to reduce syphilis rela-ted stillbirths and neonatal mortality. BMC Public Health 2011;11(Suppl. 3):S9. 9. Bouthry E, Picone O, Hamdi G, Grangeot-Keros L, Ayoubi JM, Vauloup-Fello-us C. Rubella and pregnancy: diagnosis, management and outcomes. Prenat Diagn 2014;34(13):1246–1253.
10. Centers for Disease Control and Prevention. Prevention of perinatal group B streptococcal disease: a public health perspective. MMWR 1996;45(RR-7):1–24. 11. Centers for Disease Control and Prevention. Prevention of perinatal group B
strep-tococcal disease: revised guidelines from CDC. MMWR 2002;51(RR-11):1–22. 12. Centers for Disease Control and Prevention. Prevention of perinatal
gro-up B streptococcal disease: revised guidelines from CDC. Prevention of per-inatal group B streptococcal disease revised guidelines from CDC. MMWR 2010;59(RR-10):1–36.
13. Chakraborty R, Luck S. Syphilis is on the increase: the implications for child he-alth. Arch Dis Child 2008;93:105–109.
14. Chamroonkul N, Piratvisuth T. Hepatitis B during pregnancy in endemic are-as: screening, treatment, and prevention of mother-to-child transmission. Pa-ediatr Drugs 2017;19(3):173–181.
15. Chao SD, Cheung CM, Chang ET, Pei A, So SKS. Management of hepatitis B infected pregnant women: a cross-sectional study of obstetricians. BMC Pre-gnancy Childbirth 2019;19(1):275.
16. Chappell CA, Hillier SL, Crowe D. Hepatitis C virus screening among children exposed during pregnancy. Pediatrics 2018;141(6):e20173273.
17. Chaudhry SA, Gad N, Koren G. Toxoplasmosis and pregnancy. Can Fam Physi-can 2014;60(4):334–336.
18. Clinical practice guidelines pregnancy care. 2019 edition. Australian Govern-ment DepartGovern-ment of Health (online) 2019; https://www.health.gov.au/sites/ default/files/pregnancy-care-guidelines_0.pdf
19. Delzell JE, Lefevre ML. Urinary tract infections during pregnancy. Am Fam Phy-sican 2000;61(3):713–721.
2018;6(2):31.
21. Dionne-Odom J, Tita AT, Silverman NS; Society for Maternal-Fetal Medicine (SMFM). #38: Hepatitis B in pregnancy screening, treatment, and prevention of vertical transmission. Am J Obstet Gynecol 2016;214(1):6–14.
22. Dontigny L, Arsenault MY, Martel MJ. Rubella in pregnancy. J Obstet Gynaecol Can 2008;30(2):152–158.
23. Effectiveness and cost effectiveness of antenatal screening for HIV, hepatitis B, syphilis and rubella susceptibility. European Centre for Disease Prevention and Control (online) 2017; https://www.ecdc.europa.eu/sites/default/files/me- dia/en/publications/Publications/antenatal-screening-for-HIV-hepB-syph-rubella-tech-report-lit-review-2017.pdf
24. Flisiak R, Halota W, Jaroszewicz J et al. Zalecenia Polskiej Grupy Ekspertów HBV dotyczące leczenia przewlekłego wirusowego zapalenia wątroby typu B w 2018 roku. Hepatologia 2018;18:10–21.
25. Floreani A. Hepatitis C and pregnancy. World J Gastroenterol 2013;19(40):6714–6720. 26. Gilbert GL. 1: Infections in pregnant women. Med J Aust 2002;176(5):229–236. 27. Glaser AP, Schaeffer AJ. Urinary tract infection and bacteriuria in pregnancy.
Urol Clin North Am 2015;42(4):547–560.
28. Henderson JT, Webber EM, Bean SI. Screening for asymptomatic bacteriuria in adults: updated evidence report and systematic review for the US Preventive Services Task Force. JAMA 2019;322(12):1195–1295.
29. Henn A, Flateau C, Gallien S. Primary HIV infection: clinical presentation, te-sting, and treatment. Curr Infect Dis Rep 2017;19(10):37.
30. Hughes BL, Page CM, Kuller JA; Society for Maternal-Fetal Medicine. Hepatitis C in pregnancy: screening, treatment, and management. Am J Obstet Gyne-col 2017;217(5):B2–B12.
31. Jankowska M, Lemańska M. Profilaktyka transmisji wertykalnej HIV u ciężar-nej. In: Horban A, Podlasin R, Wiercińska-Drapało A, Cholewińska G, Bąkowska E (eds). Zasady Opieki nad Osobami Zakażonymi HIV. Zalecenia PTN AIDS. Pol-skie Towarzystwo Naukowe AIDS, Wrocław, 2018, pp. 54–60.
32. Johansen NR, Kjærbye-Thygesen A, Jønsson S, Westh H, Nilas L, Rørbye C. Pre-valence and treatment of group B Streptococcus colonization based on risk factors versus intrapartum culture screening. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol 2019;240:178–181.
33. Kotarski J, Heczko PB, Lauterbach R, Niemiec T, Leszczyńska-Gorzelak B. Reko-mendacje Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego dotyczące wykrywania nosicielstwa paciorkowców grupy B (GBS) u kobiet w ciąży i zapobiegania za-każeniom u noworodków. Ginekol Pol 2008;79:221–223.
34. Łapiński TW, Szulżyk T, Flisiak R. Zakażenie wirusem zapalenia wątroby typu B a ciąża. Przegl Epidemiol 2010;64:503–507.
35. Meldunki o zachorowaniach na choroby zakaźne, zakażeniach i zatruciach w Polsce. Narodowy Instytut Zdrowia Publicznego – Państwowy Zakład Higie-ny (online); http://wwwold.pzh.gov.pl/oldpage/epimeld/index_p.html 36. Moore A, Doull M, Grad R et al. Recommendations on screening for
asympto-matic bacteriuria in pregnancy. CMAJ 2018;190(27):823–830.
37. NaiF HM. Pathogenesis of HIV infection. Infect Dis Rep 2013;5(Suppl. 1):e6. 38. Nanduri SA, Petit S, Smelser C et al. Epidemiology of invasive early-onset
and late-onset group B streptococcal disease in the United States, 2006 to 2015: multistate laboratory and population-based surveillance. JAMA Pediatr 2019;173(3):224–233.
39. Narodowy Instytut Zdrowia Publicznego – Państwowy Zakład Higieny. Szcze-pienia. NIZP-PZH (online); https://szczeSzcze-pienia.pzh.gov.pl
40. Newman L, Kamb M, Hawkes S et al. Global estimates of syphilis in pregnancy and associated adverse outcomes: analysis of multinational antenatal surveil-lance data. PLoS Med 2013;10(2):e1001396.
41. Nicolle LE, Gupta K, Bradley SF et al. Clinical practice guideline for the mana-gement of asymptomatic bacteriuria: 2019 update by the infectious diseases society of America. Clin Infect Dis 2019;68(10):e83–e110.
42. Niemiec T, Kotarski J, Radowicki S, Horban A, Marczyńska M, Dębski R. Re-komendacje Zespołu Ekspertów Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego w zakresie zapobiegania perinatalnej transmisji HIV z dnia 24.10.2008 roku. Gi-nekol Pol 2009;80(1):81–84.
43. Omole OB. Infectious disease in pregnancy: a case study and evidence-based review. Infect Dis 2016;5(4):11–13.
44. Owens DK, Davidson KW, Krist AH et al. Screening for asymptomatic bacte-riuria in adults: US preventive services task force recommendation statement. JAMA 2019;322(12):1188–1194.
45. Paradowska-Stankiewicz I, Czarkowski MP, Derrough T, Stefanoff P. Ongoing outbreak of rubella among young male adults in Poland: increased risk of con-genital rubella infections. Euro Surveill 2013;18(21):20485.
46. Parczewski M. Zakażenie HIV. In: Kordek A, Torbe A (eds). Zakażenia w Ciąży i Okołoporodowe. Postępowanie z Matką i Noworodkiem. 1st edn. Medical
terial for health personel. Scientific Publication Latin American Center for Per-inatology/Women and Reproductive Health – CLAP/SMR Pan American He-alth Organization/World HeHe-alth Organization. PAHO/WHO, 2008..
48. Plunkett BA, Grobman WA. Routine hepatitis C virus screening in pregnan-cy: a cost-effectiveness analysis. Am J Obstet Gynecol 2005;192(4):1153–1161. 49. Prasad MR, Honegger JR. Hepatitis C virus in pregnancy. Am J Perinatol
2013;30(2):149–159.
50. Puopolo KM, Lynfield R, Cummings JJ; American Academy of Pediatrics Com-mittee on Fetus and Newborn and ComCom-mittee on Infectious Diseases. Ma-nagement of infants at risk for group B streptococcal disease. Pediatrics 2019;144(2):e20192350.
51. Racicot K, Mor G. Risks associated with viral infections during pregnancy. J Clin Invest 2017;127(5):1591–1599.
52. Rekomendacje diagnostyki, terapii i profilaktyki zakażeń układu moczowego u do-rosłych. Narodowy Program Ochrony Antybiotyków, Warszawa, 2015; http://an-tybiotyki.edu.pl/wp-content/uploads/Rekomendacje/uklmoczowyinternet.pdf 53. Resti M, Bortolotti F, Vajro P, Maggiore G. Guidelines for the screening
and follow-up of infants born to anti-HCV positive mothers. Dig Liver Dis 2003;35(7):453–457.
54. Rezavand N, Veisi F, Zangane M, Amini R, Almasi A. Association between asymp-tomatic bacteriuria and pre-eclampsia. Glob J Health Sci 2016;8(7):235–239. 55. Rostami A, Riahi SM, Contopoulos-Ioannidis DG et al. Acute Toxoplasma
in-fection in pregnant women worldwide: a systemic review and meta-analysis. PLoS Negl Trop Dis 2019;13(10):e0007807.
56. Roszkowska A, Świerszcz Ł, Kwolczak J et al. Zarażenie Toxoplasma gondii u ko-biet ciężarnych. Forum Zakażeń 2019;10(2):105–110.
57. Roszkowska A, Świerszcz Ł, Kwolczak J, Sikora A. Zakażenia bakteryjne mające wpływ na przebieg ciąży. Forum Zakażeń 2017;8(5):351–361.
58. Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 16 sierpnia 2018 roku w sprawie stan-dardu organizacyjnego opieki okołoporodowej. Dz.U. z 2018 r., poz. 1756. 59. Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 20 września 2012 roku w sprawie
standardów postępowania medycznego przy udzielaniu świadczeń zdrowot-nych z zakresu opieki okołoporodowej sprawowanej nad kobietą w okresie fi-zjologicznej ciąży, fizjologicznego porodu, połogu oraz opieki nad noworod-kiem. Dz.U. 2012, poz. 1100.
streptococcal disease with maternal colonization worldwide: systematic re-view and meta-analyses. Clin Infect Dis 2017;65(Suppl. 2):S152–S159. 61. Saab S, Kullar R, Amini C, Gounder P. The next frontier: universal HCV screening
in pregnant women. Am J Obstet Gynecol 2020 [Epub ahead of print]. 62. Sadiqui S, Shah SRH, Almugadam BS, Shakeela Q, Ahmad S. Distribution of
To-xoplasma gondii IgM and IgG antibody seropositivity among age groups and
gestational periods in pregnant women. F1000Res 2018;7:1823.
63. Schafer R, Phillippi JC. Group B streptococcal bacteriuria in pregnancy: an eviden-ce-based, patient-centered approach to care. J Midwifery Womens Health 2020. 64. Schnarr J, Smaill F. Asymptomatic bacteriuria and symptomatic urinary tract
infections in pregnancy. Eur J Clin Invest 2008;38(Suppl. 2):S50–S57. 65. Sikora A, Rogulska B, Sikora A, Wójtowicz-Bobin M. Zakażenia Streptococcus
aga-lactiae u kobiet ciężarnych i noworodków. Forum Zakażeń 2017;8(4):261–267.
66. Silasi M, Cardenas I, Kwon JY, Racicot K, Aldo P, Mor G. Viral infections during pregnancy. Am J Reprod Immunol 2015;73(3):199–213.
67. Singh AE, Romanowski B. Syphilis: review with emphasis on clinical, epide-miologic, and some biologic features. Clin Microbiol Rev 1999;12(2):187–209. 68. Singh C. Rubella in pregnancy. J Fetal Med 2020.
69. Smaill FM, Vazguez JC. Antibiotics for asymptomatic bakteriuria in pregnancy. Cochrane Database Syst Rev 2019,25(11):CD000490.
70. Wawrzynowicz-Syczewska M. Okołoporodowe zakażenia wirusami hepato-tropowymi. In: Kordek A, Torbe A (eds). Zakażenia w Ciąży i Okołoporodowe. Postępowanie z Matką i Noworodkiem. 1st edn. Medical Tribune Polska,
War-szawa, 2017, pp. 242–250.
71. WHO Reproductive Health Library. WHO recommendation on the method for diagnosing asymptomatic bacteriuria in pregnancy (December 2016). World Health Organization (online); https://extranet.who.int/rhl/topics/ preconception-pregnancy-childbirth-and-postpartum-care/antenatal-care/wh-o-recommendation-method-diagnosing-asymptomatic-bacteriuria-pregnancy 72. Wingert A, Pillay J, Sebastianski M et al. Asymptomatic bacteriuria in
pregnan-cy: systematic reviews of screening and treatment effectiveness and patient preferences. BMJ Open 2019;9(3):e021347.
73. Zasady opieki nad osobami zakażonymi wirusem HIV. Zalecenia Polskiego To-warzystwa Naukowego AIDS (online) 2019; http://www.ptnaids.pl/
