także pojedyncze, niepublikowane infor- macje od lekarzy i hodowców o zdarzają- cych się przypadkach nosicielstwa u ogie- rów. Jedna z takich informacji dotyczyła dwóch bardzo młodych koni, nigdy nieuży- wanych do rozrodu. Świadczy to o obec- ności zarazka w populacji koni i potwier- dza konieczność ciągłej kontroli klaczy i ogierów, a także brania pod uwagę zaka- żenia T. equigenitalis w diagnostyce przy- padków endometritis i jałowości u klaczy.
Piśmiennictwo
1. Crowhurst R.C.: Genital infection in mares. Vet. Rec. 1977, 100, 476.
2. Timoney P.J., Ward J., Kelly P.: A contagious genital in- fection of mares. Vet. Rec. 1977, 101,103.
3. Taylor C.E., Rosenthal R.O., Brown D.F., Lapage S.P., Hill L.R., Legros. R. M.: The causative organism of contagio- us equine metritis 1977: Proposed for a new species to be known as Haemophilus equigenitalis. Equine Vet. J. 1978, 10,136–144.
4. Timoney P.J.: Contagious equine metritis: an insidious threat to the horse breeding industry in the United Sta- tes. J. Anim. Sci. 2011, 89, 1553–1560.
5. Luddy S. L.,Kutzler M. A.: Contagious equine metritis within the United States: a review of the 2008 outbreak.
J. Equine Vet. Sci. 2010, 30, 393–400.
6. Zbylut J., Malinowski E.: Sytuacja epizootyczna zakaźne- go zapalenia macicy klaczy w wybranych ośrodkach ho- dowli koni w Polsce. Med. Weter. 2010, 66, 559–561.
7. Malicki K., Binek M.(red.): Zarys klinicznej bakteriologii weterynaryjnej. Wydawnictwo SGGW, Warszawa 2004.
8. Ousey J. C., Palmer I., Cash R. S. C., Grimes K. J., Flet- cher A. P., Barrelet A., Foote A.K., Manning F. P., Ricketts S.W.: An investigation into the suitability of a commercial
real-time PCR assay to screen for Taylorella equigenitalis in routine prebreeding equine genital swabs. Equine Vet.
J. 2009, 41, 878–882.
9. Timoney P. J., Powell D.G.: Contagious equine metritis epi- demiology and control. J. Equine Vet Sci. 1988, 8, 42–46.
10. Matsuda M., Moore J. M.: Recent advances in molecular epidemiology and detection of Taylorella equigenitalis associated with contagious equine metritis (CEM). Vet.
Microbiol. 2003, 97, 111–122.
11. Herbert J., Moumen B., Pons N., Duquesne F., Breull M.F., Coux D., Batto J.M., Renault F., Perry S.: Genomic sequence of Taylorella equigenitalis MCE9, the causati- ve agent of contagious equine metritis. J. Bacteriol. 2011, 193, 1785.
12. Hauser H., Richter D.C., van Tonder A., Clark I., Preston A.: Comparative genomic analyses of the Taylorellae. Vet.
Microbiol. 2012, 159, 195–203.
13. Timoney P. J.: Infectious diseases and the international movement of horses. W: Sellon D.C., Long M. T. (edit.):
Equine Infectious Diseases. Saunders, St. Louis 2007, s.
549–505.
14. Ricketts S.W., Crouhurst J., Newton B.,Gibenns N.: Con- tagious equine metritis organism confirmed in Glouce- stershire. Vet. Rec. 2012, 170, 398.
15. May C.E., Schulman M.I., Gerstenberg C., Grobler A., Mphele A., Guthris A.J.,: Co information of the first out- break of contagious equine metritis in South Africa. W:
Squires E.I., Orsini J.A., Evans J. (edit.). 9th International Conference in Equine Infectious Diseases. Equine Vet.
Sci. 2012, 32, 77.
16. Erdman M.A., Creekmore L.H., Fox P.E., Pelzel A.M., Por- ter-Spalding B.A., Aalsburg A.M., Cox I.K., Morningstar- -Shaw B.B., Crom R.I.: Diagnostic and epidemiologic ana- lysis of the 2008–2010 investigation of a multi-year out- break of contagious equine metritis in the United States.
Prev. Vet. Med. 2011, 101, 219–228.
17. Wood J. I.N., Kelly I., Cardwell J. M., Park A.W.: Quantita- tive assessment of the risk of reducing the routine swab- bing requirements for the detection of Taylorella equige- nitalis. Vet. Rec. 2005, 157, 41–46.
18. Klein C., Donahue J.M., Sells S. F., Squires E. I., Timoney P.J., Troedsson M.H.T.: Effect of antimicrobial containing
semen extender on risk of dissemination of contagio- us equine metritis. J. Am. Vet. Med. Assoc. 2012, 241, 910–921.
19. Jang S.S., Donajue J.M., Arata A.B., Goris J., Hansen L.M., Earley D.L., Vandamme P.A., Timoney P.J., Hirsh D.C.:
Taylorella asinigenitalis, sp. nov., a bacterium isolated from the genital tract of male donkeys (Equus asinus).
Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001, 51, 971–976.
20. Baverud V., Nystrom C., Johansson K.E.: Isolation and identification of Taylorella asinigenitalis from the geni- tal tract of a stallion, first case of a natural infection. Vet.
Microbiol. 2006, 116, 294–300.
21. Franco A, Donati V, Troiano P.: Detection of Taylorella asinigenitalis in donkey jacks in Italy. Vet. Rec. 2009, 165, 540–541.
22. Meade B.J., Timoney P.J., Donahue J.M., Branscum A.J., Ford R., Rowe R.: Initial occurrence of Taylorella asini- genitalis and its detection in nurse mares, a stallion and donkeys in Kentucky. Prev. Vet. Med. 2010, 95, 292–296.
23. Duquesne F., Pronost S., Laugier C., Petry S.: Identifica- tion of Taylorella equigenitalis responsible for contagio- us equine metritis in equine genital swabs by direct po- lymerase chain reaction. Res. Vet. Sci. 2007, 82, 47–49.
24. Anzal T., Kamada M., Niwa H., Eguchi M., Nishi H.: Con- tagious equine metritis eradicated from Japan. J. Vet. Med.
Sci. 2011, 74, 519–522.
25. Timoney P. J.: Contagious equine metritis. Comp. Immu- nol. Microbiol. Infect. Dis. 1996, 19, 194–204.
26. Schulman M. L. May C.E., Keys B., Guthrie A.J.: Conta- gious equine metritis: Artificial reproduction changes the epidemiological paradigm. Vet. Microbiol. 2013, 167, 2–8.
27. Schulman M.L., May C.E., Joone C., Monyai M., Gersten- berg C., Naidon R., Plenaar J., Guthrie A. J.: A PCR - ba- sed screening program to assess the prevalence of Tay- lorella equigenitalis in breeding stallions in South Africa.
W: Squires, E.I., Orsini, J.A., Evans J. (edit.): 9th Interna- tional Conference on Equine Infectious Disease. Equine Vet Sci. 2012, 72,32.
Prof. Jerzy Kita, e-mail: jerzy_kita@sggw.pl
Z
nieczulenie ogólne koni wiąże się z du- żym ryzykiem i jest znacznie trudniej- sze do przeprowadzenia niż u małych zwie- rząt. Jednym z powodów jest duża masa ciała zwierzęcia, która powoduje wielekomplikacji w anestezji, m.in. zaburzenia perfuzji tkanek przy długim utrzymywaniu konia w pozycji leżącej, obniżoną wydol- ność oddechową, złamania kończyn oraz inne urazy, do których może dojść w cza- sie wybudzania (1). W przypadku koni ist- nieje również zwiększone ryzyko poznie- czuleniowego zapalenia mięśni.
Ryzyko zdecydowanie zmniejsza się, je- śli zabieg przeprowadzany jest warunkach szpitalnych. Im więcej dostępnej aparatu- ry do monitoringu, tym lepiej, ponieważ pozwala to na szybszą reakcję anestezjo- loga na zmianę parametrów życiowych zwierzęcia, a dzięki temu zabieg staje się zdecydowanie bardziej bezpieczny dla pa- cjenta. Warto tutaj wspomnieć, że ryzyko
śmierci pacjenta, jakim jest koń podczas znieczulenia ogólnego, wynosi 1%, na- tomiast w przypadku zwierząt towarzy- szących (pies, kot) wskaźnik ten wynosi 0,1%, jest on więc aż 10-krotnie mniejszy (2). Niestety, w Polsce dostępność specja- listycznych klinik dla koni jest ciągle ogra- niczona i tylko w niektórych ośrodkach le- karze mają do dyspozycji całkowity zestaw monitorujący, czyli kardiomonitor z kap- nografem, inwazyjny pomiar ciśnienia oraz pomiar gazów anestetycznych w wydycha- nym powietrzu oraz gazometrię. Dodatko- wo zawsze należy liczyć się z ryzykiem awa- rii sprzętu podczas operacji lub chociaż- by przerwą w dostawie prądu. Prawdziwe jest jednak stwierdzenie, że żaden, nawet
Monitoring koni podczas znieczulenia ogólnego przy ograniczonych warunkach aparaturowych
Olga Drewnowska, Mateusz Hecold. Bernard Turek
z Katedry Chorób Dużych Zwierząt z Kliniką Wydziału Medycyny Weterynaryjnej w Warszawie
Horses monitoring during general anesthesia under limited equipment conditions
Drewnowska O., Hecold. M., Turek B., Department of the Large Animal Diseases with the Clinic, Faculty of Veterinary Medicine, Warsaw University of Life Sciences – SGGW
This article aims at the presentation of important problem of horses monitoring during general anes- thesia especially when the essential equipment is lim- ited. General anesthesia in horses, contrary to small animals, is considered to be a dangerous procedure.
Horse should be monitored carefully, so the appropri- ate equipment is required to check regularly heart rate, breathing, capillary refill time, invasive artery pressure, saturation and eye balls position. The more param- eters are monitored the higher is safety level during surgery and better prognosis for the patient recovery.
Keywords: horse, anaesthesia, monitoring.
Prace poglądowe
766 Życie Weterynaryjne • 2014 • 89(9)
najlepszy sprzęt nie zastąpi uważnego i do- świadczonego anestezjologa.
W tym artykule przedstawiono moż- liwości monitoringu parametrów życio- wych koni podczas znieczulenia ogólne- go przy ograniczonych warunkach apara- turowych oraz sposoby obserwacji i oceny głębokości znieczulenia bez użycia spe- cjalistycznego sprzętu. Przed anestezjolo- giem stoi bowiem zadanie nie tylko zbie- rania danych z aparatury, ale także ich dogłębna analiza i powiązanie ze sobą na- wzajem, potwierdzenie przez obserwację widocznych zewnętrznie objawów głębo- kości znieczulenia oraz reakcję na wyżej wymienione w zależności od potrzeby.
Największa potrzeba monitoringu koni istnieje podczas zabiegów chirurgicznych.
Mogą być one przeprowadzane w tere- nie, jak i w warunkach lecznicy, szpitala lub kliniki. Znieczulenie ogólne może być przeprowadzone według trzech procedur:
1) znieczulenia infuzyjnego (total intra- venous anaesthesia – TIVA);
2) znieczulenia inhalacyjnego;
3) znieczulenia częściowo infuzyjne- go (partial intravenous anaesthesia – PIVA).
Przy znieczuleniu infuzyjnym wymaga- na jest znacznie mniejsza ilość aparatury, w przeciwieństwie do znieczulenia inhala- cyjnego, do którego przeprowadzenia jest konieczna maszyna anestetyczna. Znie- czulenie wziewne wymaga też dokładne- go monitoringu, co zazwyczaj jest moż- liwe, ponieważ może zostać przeprowa- dzone jedynie w warunkach klinicznych.
Z tych powodów konie w warunkach po- zaszpitalnych są znieczulane tylko infu- zyjnie (tab. 1).
Każdą procedurę wprowadzenia konia w znieczulenie ogólne musi poprzedzić dokładne badanie kliniczne z wywiadem.
Badanie podstawowych parametrów życio- wych jest ważne nie tylko, aby ocenić stan ogólny pacjenta, ale również by móc od- nieść parametry mierzone podczas znie- czulenia do parametrów zwierzęcia przy- tomnego. W wywiadzie z kolei istotna jest wcześniejsza historia znieczuleń, w tym re- akcje anafilaktyczne, osobnicze reakcje na konkretne leki oraz szybkość i jakość wy- budzania po wcześniej przeprowadzonych zabiegach chirurgicznych.
Stan ogólny zwierzęcia wpływa na in- tensywność i dokładność monitoringu – im cięższy stan pacjenta, tym intensywniej po- winien być monitorowany, ponieważ para- metry mogą zmieniać się z minuty na mi- nutę, a szybkość reakcji w takim wypad- ku może zaważyć na przeżyciu konia (3).
Podobna sytuacja jest w przypadku źrebiąt – im młodsze źrebię, tym bardziej niesta- bilne podczas znieczulenia, co wiąże się z odmiennościami fizjologicznymi i far- makokinetycznymi w okresie neonatalnym
(4).W każdym przypadku, a szczególnie gdy pacjentem jest osobnik młodociany, należy dokonywać pomiarów temperatury ciała.
Oczywiste jest, że bez pomiaru tempera- tury ciała nie można mówić o poprawnie przeprowadzonym badaniu klinicznym, jednak z tym parametrem należy liczyć się zarówno w okresie okołooperacyjnym, jak i podczas znieczulenia ogólnego. Zarów- no hipotermia u źrebiąt, jak i hipertermia u osobników dorosłych może stanowić stan zagrażający życiu zwierzęcia.
Badanie tętna i pracy serca
Tętno jest podstawowym parametrem ba- danym podczas znieczulenia ogólnego.
W tym miejscu istotne jest, aby rozróżnić badanie jakości tętna od pomiaru liczby uderzeń serca, ponieważ te parametry nie są równoznaczne. Dla najlepszego pomiaru zawsze należy uwzględnić zarówno wyniki badania tętna, jak i pomiaru liczby uderzeń serca, wykonując czynności te równocze- śnie, gdyż tylko korelacja tych dwóch po- zwala wstępnie określić występowanie za- burzeń w krążeniu, arytmii lub też innych niemiarowości (tab. 2).
Najpopularniejszym miejscem badania tętna jest tętnica twarzowa we wcięciu na- czyniowym na gałęzi żuchwy. Tętnica jest w tym miejscu łatwo wyczuwalna, a tętno wyraźne. Gdy jednak badanie w tym miej- scu nie jest możliwe (np. podczas zabiegów na głowie), należy poszukać innej dostęp- nej tętnicy lub gdy nie ma innej możliwości
– mierzyć uderzenia serca poprzez osłu- chiwanie stetoskopem. Podczas palpacyj- nego badania tętna należy ocenić nie tylko liczbę, ale też jakość – miarowość, wypeł- nianie się tętnicy, siłę uderzenia fali, gdyż te parametry mogą świadczyć o kondycji układu krążenia (5).
Do elektronicznego pomiaru tętna może być wykorzystywany pulsoksymetr, który wykorzystuje właściwość pochłania- nia przez tkanki dwóch rodzajów fal o róż- nych długościach – czerwonego i pod- czerwonego. Jego głównym zastosowa- niem jest określenie stopnia nasycenia krwi tlenem (saturację), ale wykonuje on również pomiar fali tętna. Pulsoksymetr taki zakłada się u konia na języku, uchu lub wardze.
Drugim sprzętem, jednak dość zaawan- sowanym, określającym kondycję układu sercowo-naczyniowego jest kardiomoni- tor, który w wersji podstawowej składa się z elektrokardiografii, 3- lub 5-odprowadze- niowego, podłączanego do ciała pacjen- ta. Uwidocznia on zapis elektrokardioga- ficzny, jak również miarowość pracy ser- ca, zliczając jego uderzenia. Jest to jednak sprzęt nie zawsze dostępny przy znieczu- leniu ogólnym ze względu na cenę oraz po- ręczność. W warunkach terenowych przy- datny może być niewielki pulsoksymetr, który wyświetli najważniejsze parametry – tętno oraz saturację krwi. Do oceny ser- ca pozostaje wtedy osłuchiwanie za pomo- cą stetoskopu, co pozwala na wykrycie za- burzeń jego pracy i szmerów.
Poziomy monitoringu Uzyskane informacje
POZIOM 1 (PODSTAWOWY) Odruch powiekowy, pozycja oka głębokość znieczulenia Liczba oddechów na minutę prawidłowość wentylacji
Ocena błon śluzowych perfuzja tkanek, saturacja
Tętno-rytm i siła, czas wypełniania kapilar ocena układu krążenia POZIOM 2 (RUTYNOWY)
Ciśnienie tętnicze głębokość znieczulenia
Pomiar stężenia glukozy we krwi poziom glukozy we krwi – szczególnie u pacjentów pediatrycznych
Elektrokardiografia rytm serca, rozpoznanie bloków – w każdym znieczuleniu wziewnym
Pulsoksymetria saturacja hemoglobiny tlenem, puls – przy znieczuleniu wziewnym
Kapnografia stężenie dwutlenku węgla w wydychanym powietrzu,
ocena jakości wentylacji – przy znieczuleniu wziewnym
Monitoring układu sercowo-naczyniowego Monitoring układu oddechowego palpacyjne badanie tętna
czas wypełniania się naczyń krwionośnych (CRT) elektrokardiografia
ciśnienie tętnicze
obserwacja rytmu i liczby oddechów saturacja tlenem
kapnografia gazometria
Tabela 1. Podstawowe i rutynowe parametry monitoringu oraz uzyskiwane informacje
Tabela 2. Szczegółowy monitoring układu sercowo-naczyniowego i oddechowego
Prace poglądowe
767
Życie Weterynaryjne • 2014 • 89(9)
Badanie ciśnienia krwi
Ciśnienie tętnicze jest jednym z najważ- niejszych parametrów badanych u koni, szczególnie podczas stosowania znieczu- lenia wziewnego. Pomiar ciśnienia jest klu- czowym elementem pozwalającym prze- prowadzić bezpieczną anestezję u pa- cjenta, odzwierciadlającym aktualny stan funkcjonowania układu sercowo-naczy- niowego (6). U tego gatunku dochodzi do dużych wahań ciśnienia ze względu na masę zwierzęcia, wiek, długość ope- racji oraz kondycję (szczególnie przy za- biegach nagłych, np. kolki), stąd monito- ring jest konieczny, aby prawidłowo oce- nić stan pacjenta (tab. 3).
Najdokładniejszy u koni jest inwazyj- ny pomiar ciśnienia, w którym kaniula jest wprowadzana do tętnicy, a jej pulsacja mie- rzona przez ciśnieniomierz. Najpopular- niejszym dojściem jest tętnica twarzowa lub jej odgałęzienie, poniżej przyśrodko- wego kąta oka. Do takiego pomiaru wy- starczy prosty ciśnieniomierz zegarkowy, podłączony do kaniuli (ryc. 1).
Dokonując pomiaru ciśnienia tą me- todą, trzeba jednak przestrzegać kilku zasad. Dobrze jest wypełnić przewód łą- czący ciśnieniomierz z kaniulą roztwo- rem soli fizjologicznej z heparyną, ponie- waż (szczególnie gdy kaniula i przewody są niewielkiej średnicy) często dochodzi do tworzenia się skrzepów i braku prawi- dłowego pomiaru. Ponadto ciśnieniomierz musi pozostać na poziomie serca zwierzę- cia – pomiar, gdy urządzenie jest umiesz- czone powyżej lub poniżej tego poziomu zafałszuje wyniki.
Badanie czasu kapilarnego
Parametr ten daje informacje na temat sta- nu układu krwionośnego i oddechowego.
Do badania perfuzji tkanek służy pomiar czasu wypełniania się włosowatych na- czyń krwionośnych (capillary refill time – CRT). Jest to procedura łatwa i szybka do przeprowadzenia, która może dać wstęp- ne informacje, gdy np. nie ma możliwo- ści podłączenia ciśnieniomierza. U koni najlepiej zbadać go na błonach śluzowych
przedsionka jamy ustnej, przyciskając pa- lec na dziąsłach (ryc. 2).
Przy okazji tego pomiaru warto doko- nać oceny błon śluzowych. Znaczące od- chylenia od normalnego koloru (jasno- różowe), czyli ciemnoczerwone lub sine, wskazują na zaburzenia w perfuzji krwi oraz zaburzenia całego układu krążenia i wymagają natychmiastowej reakcji. Po- nadto suche, matowe błony śluzowe mogą dostarczyć informacji o niedostatecznym nawodnieniu pacjenta.
Badanie oddechów
Pomiar liczby i jakości oddechów jest istotnym wskaźnikiem, który daje infor- mację o pracy układu oddechowego. Jest to ściśle powiązane zarówno z pracą serca, jak i odpowiednią saturacją krwi, niezbęd- nymi do prawidłowego funkcjonowania organizmu pacjenta podczas znieczule- nia. Niedostateczna liczba oddechów po- woduje również kwasicę organizmu, któ- rą należy wyrównać, np. podając dożylnie roztwór Ringera z mleczanami.
W zależności od rodzaju znieczulenia i posiadanej aparatury, przy niedostatecz- nej liczbie oddechów można podłączyć zwierzę do respiratora, który będzie do- kładnie kontrolował częstość, głębokość i objętość oddechów. W przypadku od- dechów spontanicznych ważne nie tylko jest określanie liczby oddechów, ale tak- że ocena ich głębokości, typu i regularno- ści. Czasem, szczególnie gdy są wykony- wane zabiegi na jamie brzusznej, odde- chy mogą być trudne do zaobserwowania w tym rejonie ciała – najłatwiej jest zli- czać je przez obserwację worka oddecho- wego, elementu aparatury do znieczule- nia wziewnego (tab. 2).
Monitoring oddechów jest szczególnie ważny podczas znieczulenia wziewnego, ponieważ anestetyki wziewne wpływa- ją depresyjnie na układ oddechowy (7).
Przy znieczuleniu infuzyjnym problem zbyt małej liczby oddechów nie występu- je aż tak często, choć jest to oczywiście zależne od podawanych leków.
Badanie poziomu gazów i anestetyków we krwi
Przy ograniczonych warunkach aparatu- rowych trudno dokładnie określić stęże- nie tlenu we krwi. Służy do tego między innymi pulsoksymetr, jednak jego pomiary są niezbyt wiarygodne, ponieważ zawar- tość gazów we krwi w naczyniach obwo- dowych często nie odzwierciedla tego stę- żenia w całym organizmie (8).
Jeżeli istnieje potrzeba dokładnego oznaczenia stężenia gazów, jedynym ba- daniem referencyjnym jest gazometria (9), wykonywana z próbek krwi pobranych Mierzony parametr Prawidłowe wartości podczas znieczulenia
Tętno na minutę 30–45
(takie jak u konia przytomnego)
Oddechy na minutę 6–20
Błony śluzowe;
czas wypełniania się włosowatych naczyń krwionośnych
różowe, wilgotne;
<2 s
Ciśnienie tętnicze (mmHg) 40–60
(średnie ciśnienie powinno być nie niższe niż 70)
Saturacja krwi tlenem (%) 90–100
Tabela 3. Prawidłowe wartości parametrów mierzonych podczas znieczulenia ogólnego
Ryc. 1. Inwazyjny pomiar ciśnienia tętniczego na tętnicy twarzowej za pomocą ciśnieniomierza zegarkowego i wenflonu
Prace poglądowe
768 Życie Weterynaryjne • 2014 • 89(9)
z tętnicy i badanych w specjalistycznej aparaturze, która jest jednak dostępna tylko w dużych klinikach. Innym sprzę- tem bardzo przydatnym do oceny pozio- mu znieczulenia jest kapnometr, ozna- czający poziom dwutlenku węgla we krwi lub powietrzu wydychanym. Jego waha- nia, szczególnie wzrost stężenia, wskazu- ją na zmianę poziomu znieczulenia i po- zwalają na wczesną korekcję dawek leków.
Posiadając taki sprzęt, można też zbadać rzeczywiste stężenie anestetyków (w tym wziewnych) we krwi.
Obserwacja zmiany położenia gałek ocznych
Obserwacja oczu to element dający najwię- cej informacji dla doświadczonego aneste- zjologa, szczególnie gdy nie ma on apara- tury elektronicznej (ryc. 3). Na podstawie ruchu gałki ocznej oraz obecności i inten- sywności odruchów powiekowego i rogów- kowego można określić głębokość znie- czulenia zwierzęcia. Warto pamiętać, że odruch powiekowy bada się przez dotknię- cie powieki w przyśrodkowym kącie oka, natomiast odruch rogówkowy, dotykając rogówki sterylnym gazikiem lub kierując strumień świeżego płynu fizjologicznego.
Badanie tego odruchu palcem lub innymi niesterylnymi narzędziami może spowo- dować uraz lub zakażenie rogówki.
O płytkiej anestezji świadczy brak ro- tacji gałki ocznej lub jej przemieszczanie w kierunku przyśrodkowego kąta oka. Od- ruch powiekowy może być nadal obecny, a odruch rogówkowy aktywny. Przy wybu- dzaniu się zwierzęcia z poziomu pozwala- jącego na wykonanie zabiegu, można rów- nież zaobserwować oczopląs.
Podczas wchodzenia na głębszy poziom anestezji odruch powiekowy zanika, nato- miast odruch rogówkowy powinien być sta- le obecny, jednak nie tak aktywny, jak przy płytszych poziomach znieczulenia. Gałka oczna wraca do pozycji centralnej, a źre- nica może być rozszerzona (10).
Podsumowanie
Warto pamiętać o tym, aby każdego pa- cjenta traktować indywidualnie, ze wzglę- du na jego stan, choroby, wiek itd. Oznacza to, że w niektórych przypadkach głębokość znieczulenia może się różnie objawiać, nie zawsze według podanego schematu, na przykład rotacja oka może pozostać, mimo pogłębiającego się znieczulenia.
Dlatego zawsze należy interpretować stan pacjenta, zbierając wszystkie możliwe ob- serwacje i dane.
W ocenie stanu pacjenta niezwykle ważna jest współpraca anestezjologa i chi- rurga. Przede wszystkim konieczne jest, aby znieczuleniem zajmowała się jedna
osoba, która będzie mogła poświęcić swo- ją uwagę i zbierać dane dotyczące prze- biegu znieczulenia u pacjenta. Natomiast chirurg wykonujący zabieg może przeka- zać informacje np. o niepożądanych ru- chach zwierzęcia lub zwiększonym na- pięciu mięśni, co wskazuje na płytki po- ziom anestezji, czasami niewidoczny dla anestezjologa. Taka współpraca pozwala na szybką i skuteczną reakcję oraz dosto- sowanie poziomu znieczulenia u pacjenta.
Piśmiennictwo
1. Vettorato E, Chase-Topping M.O., Clutton R.E.: A com- parison of four systems for scoring recovery quality after general anaesthesia in horses. Equine Vet. J. 2010, 42, 400–406.
2. Johnston GM, Eastment JK, Taylor PM,Wood JLN. The confidential enquiry of perioperative equine fatalities (CE- PEF-1): mortality results of phases 1 and 2. Vet. Anaesth Analg 2002, 29, 159–170.
3. Magdesian KG.: Monitoring the critically ill equine pa- tient. Vet Clin North Am Eqiune Pract 2004, 20, 11–39.
Ryc. 2. Badanie czasu wypełniania naczyń krwionośnych na dziąśle
Ryc. 3. Badanie odruchu powiekowego w przyśrodkowym kącie oka. Gałka oczna jest zrotowana w jego stronę, co daje informację o odpowiednio głębokim poziomie znieczulenia
4. Yves P.S., Moens Y.P.S.: Anaesthesia of the foal. Europe- an Veterinary Conference, Amsterdam 2007.
5. Muir W., Hubbel J..: The cardiovascular system. W: Equ- ine Anaesthesia Monitoring and Emergency Therapy. 2nd ed., Saunders Elsevier, St. Louis 2009, s. 8–10.
6. Rowland S.: Blood pressure management in equine ana- esthesia. Veterinary Technician 2013, 34, no 7.
7. Edner A, Nyman G, Essen-Gustavsson E.: The effects of spontaneous and mechanical ventilation on central car- diovascular function and peripheral perfusion during iso- flurane anaesthesia in horses. Vet. Anaesth. Analg. 2005, 32, 136–146
8. Shih A.: Cardiac output monitoring in horses. Vet Clin.
Equine 2013, 29, 155–167.
9. Cornick-Seahorn J.: Anasthesia of the intensiva care pa- tient. Clin. Techn. Equine Pract. 2003, 2, 199–211.
10. Lerche Ph.: Total intravenous anesthesia in horses. Vet.
Clin. Equine 2013, 29, 123–129.
Lek. wet. Olga Drewnowska, e-mail: vet.olgadrewnowska@gamail.com
Prace poglądowe
769
Życie Weterynaryjne • 2014 • 89(9)
