Artyku³ przegl¹dowy Review
Zakane zapalenie krtani i tchawicy (Infectious la-ryngotracheitis ILT) jest wysoce zakan¹, ostro prze-biegaj¹c¹ chorob¹ uk³adu oddechowego kur na ca³ym wiecie. Choroba ta (niepowik³ana infekcjami wtór-nymi) mo¿e przejawiaæ siê szerokim spektrum nasile-nia objawów klinicznych, od postaci subklinicznej do postaci ostrej (a nawet nadostrej), przy czym umow-nie uznaje siê, ¿e za wyst¹pieumow-nie danej postaci ILT odpowiada w g³ównej mierze status immunologiczny ptaków oraz czêstotliwoæ wystêpowania zaka¿eñ wi-rusem ILT na danym terenie.
ILT w Polsce opisano po raz pierwszy w 1991 r., przy czym w nastêpnych latach stwierdzono znaczne rozprzestrzenienie zaka¿eñ wirusem ILT (24). Klasycz-ny przebieg ILT obserwowaKlasycz-ny jest najczêciej u kur niosek w wieku produkcyjnym, jednak liczne jej przy-padki stwierdzane by³y równie¿ u ba¿antów i rzadko u pawi oraz indyków. U tych ostatnich czêsto stwier-dza siê obecnoæ przeciwcia³ anty-ILTV w surowicy krwi.
Etiopatogeneza ILT
Zakane zapalenie krtani i tchawicy jest wywo³y-wane przez wirus (ILTV) nale¿¹cy do rodziny
Herpes-viridae, podrodziny Alphaherpesvirinae, aktualnie oznaczony jako Gallid herpesvirus 1. Materia³ gene-tyczny ILTV stanowi dwuniciowe DNA. Antygenowo szczepy ILTV uwa¿a siê za jednorodne, jednak wyka-zuj¹ one du¿e zró¿nicowanie pod wzglêdem zjadli-woci (14, 24). Identyfikacja oraz rozró¿nienie szcze-pów ILTV o ró¿nej zjadliwoci, a tak¿e odró¿nienie szczepów terenowych od szczepionkowych stanowi wa¿ny aspekt praktyczny (23). Identyfikacji takiej mo¿na obecnie dokonywaæ z wykorzystaniem technik biologii molekularnej.
Do zaka¿enia ptaków ILTV dochodzi drog¹ uk³adu oddechowego, a zaka¿enie szerzy siê najszybciej po-przez kontakt bezporedni pomiêdzy osobnikami cho-rymi, siej¹cymi wirusa do rodowiska a ptakami zdro-wymi, wra¿liwymi na zaka¿enie. Mo¿liwe jest rów-nie¿ zaka¿enie drog¹ poredni¹. Sam wirus (jednak z ró¿nym nasileniem dla poszczególnych szczepów ILTV) wykazuje tropizm do poszczególnych odcinków dróg oddechowych (m.in. zatoki podoczodo³owe, krtañ, tchawica, worki powietrzne), ale przede wszyst-kim wywo³uje zmiany w b³onie luzowej pocz¹tko-wego odcinka tchawicy. Wirus ILT izolowany mo¿e byæ z tchawicy najczêciej do 6.-8. dnia po infekcji.
Zakane zapalenie krtani i tchawicy patogeneza
oraz perspektywy immunoprofilaktyki swoistej
MARCIN MIA£EK, BART£OMIEJ TYKA£OWSKI, TOMASZ STENZEL, DARIA PESTKA, ANDRZEJ KONCICKI
Katedra Chorób Ptaków Wydzia³u Medycyny Weterynaryjnej UWM, ul. Oczapowskiego 13, 10-719 Olsztyn
mia³ek M., Tyka³owski B., Stenzel T., Pestka D., Koncicki A.
Infectious laryngotracheitis: pathogenesis and perspectives of immunoprophylaxis
Summary
Infectious laryngotracheitis (ILT) is a highly contagious, acute disease of the respiratory system in chickens worldwide. Clinically the disease may occur in a wide range of severity from subacute to peracute form. Latency of the ILT virus is commonly observed in the course of this disease. In this study special attention was paid to describing the latency of the ILT virus, its mechanisms, and dangerous consequences.
Live attenuated vaccines are commonly used in the immunoprophylaxis against the ILT which, despite their effectiveness, have a number of shortcomings. One of them is the possibility of virulence reversion of the vaccine virus strains, which can directly cause the outbreak of the disease.
Considering the above, it seems necessary to improve the current immunoprophylaxis strategies with the use of new, safer and equally efficient vaccines. This article presents the basic advantages and disadvantages of the future vaccines against the ILT i.a. vector vaccines as well as the DNA vaccines. High hopes are associated with the results of the research on the development of a gene deletion vaccine. This vaccine seems to achieve the requirements for the ideal vaccines (high immunogenicity, manageability, lack of reversion of the virulence).
Poziom replikacji wirusa w b³onie luzowej górnych dróg oddechowych wp³ywa bezporednio na stopieñ jej uszkodzenia (co wynika z w³aciwoci cytolitycz-nych ILTV), jednak nie przek³ada siê na miertelnoæ notowan¹ w przebiegu tej choroby. Podwa¿a to istnie-j¹cy pogl¹d, jako ¿e zakane zapalenie krtani i tcha-wicy jest chorob¹ ograniczaj¹c¹ siê tylko do wy-tworzenia lokalnych zmian w uk³adzie oddechowym (2, 23).
Klinicznie choroba mo¿e przebiegaæ w trzech po-staciach. Postaæ nadostra i ostra choroby, przebiegaj¹-ce czêsto ze 100% zachorowalnoci¹ ptaków oraz wysok¹ (nawet powy¿ej 50%) miertelnoci¹, czêsto bez zauwa¿alnych wczeniej objawów klinicznych, wystêpuj¹ najczêciej na terenach, gdzie wczeniej nie notowano u drobiu ILT (wysoki potencja³ epizootycz-ny). Klinicznie postacie te przebiegaæ mog¹ z nasilo-nymi objawami ze strony górnych dróg oddechowych. Postaæ ³agodna ILT, przebiegaj¹ca wród nietypowych objawów ze strony uk³adu oddechowego oraz spadku nienoci, najczêciej notowana bywa na terenach en-demicznego wystêpowania ILT (14, 18, 23). W takich przypadkach choroba najczêciej pojawia siê nagle i u wiêkszej liczby ptaków równoczenie, przejawiaj¹c siê zapaleniem spojówek, zatok podoczodo³owych oraz trudnociami w oddychaniu wynikaj¹cymi z rozwija-j¹cego siê delikatnego stanu zapalnego b³ony luzo-wej tchawicy. Bior¹c pod uwagê drogi szerzenia siê wirusa w stadzie, zaka¿enie szybciej rozprzestrzenia siê w systemie chowu pod³ogowego ni¿ w systemie klatkowym (23).
Jednym z bardziej problematycznych zagadnieñ, dotycz¹cych epidemiologii ILTV, jest fakt mo¿liwoci wytwarzania w przebiegu zaka¿enia tym wirusem stanu infekcji latentnej w organizmie gospodarza, co wynika z jego natury jako jednego z przedstawicieli wirusów z rodziny Herpesviridae. Oznacza to, ¿e po przechorowaniu ILT lub po zaka¿eniu bezobjawowym ptaki wykazuj¹ce dobr¹ kondycjê zdrowotn¹ staj¹ siê nosicielami ILTV, który w stanach latencji wykazuje wysokie powinowactwo do komórek zwojów nerwu trójdzielnego (detekcja ILTV w zwojach mo¿liwa jest ju¿ na 4-7 dni po infekcji, jednak nie w 100% przy-padków po zaka¿eniu dotchawicowym) i nie siej¹ go do rodowiska zewnêtrznego. Podobne zjawisko la-tencji wirusa wystêpuje u ptaków po zastosowaniu szczepionek ¿ywych atenuowanych (2, 19, 34).
Mechanizm przejcia zaka¿enia ILTV w stan laten-cji nie jest do koñca poznany, jednak ostatnio postu-luje siê, ¿e du¿¹ rolê w tym zjawisku pe³ni¹ krótkie odcinki RNA, tzw. mikroRNA kodowane w materiale genetycznym wirusa. MikroRNA s¹ bardzo krótkimi (oko³o 22 par zasad) odcinkami kwasu rybonukleino-wego, zaanga¿owanymi w regulacjê posttranskrypcyj-n¹ (25). MikroRNA s¹ komplementarne do odcinków mRNA, co wynika z ich lokalizacji na niciach anty-sens funkcjonalnych genów. Mog¹ one zatem hamo-waæ ekspresjê tych genów poprzez ³¹czenie siê z
frag-mentami mRNA na zasadzie komplementarnoci par zasad kwasów nukleinowych (32).
Genomy herpeswirusów ptasich, m.in. MDV1, MDV2 (Marek disease virus wirus choroby Mare-ka) czy ILTV (podobnie jak herpeswirusów wystêpu-j¹cych u innych gatunków zwierz¹t), posiadaj¹ unika-towe regiony d³ugie oraz krótkie, które poprzedzie-lane s¹ przez koñcowe oraz wewnêtrzne sekwencje powtarzalne. Podczas gdy unikatowe regiony koduj¹ konserwatywne sekwencje bia³ek, sekwencje powta-rzalne koduj¹ geny specyficzne dla danego wirusa. Geny koduj¹ce mikroRNA herpeswirusów ptasich s¹ naj-prawdopodobniej ulokowane we wspomnianych od-cinkach powtarzalnych. Wykazano dodatkowo, ¿e do-minuj¹ce mikroRNA ILTV (I5 i I6) zlokalizowane s¹ na nici antysens genu ICP4 (4). Produkty ekspresji genu ICP4 s¹ g³ównymi regulatorami transkrypcji ILTV, które s¹ niezbêdne do jego namna¿ania w komórkach gospodarza. Ekspresja tego genu podlega silnemu za-hamowaniu w trakcie latencji ILTV, za które to zjawi-sko najprawdopodobniej odpowiedzialne s¹ I5 i I6 ILTV (4, 32).
Nastêpstwem zaka¿enia latentnego jest mo¿liwoæ reaktywacji stanu upienia ILTV, który ponownie jest siany w du¿ej iloci do rodowiska razem z wydzieli-nami z górnych dróg oddechowych gospodarza. Czyn-nikami wp³ywaj¹cymi na tê reaktywacjê s¹ sytuacje stresogenne, takie jak: pocz¹tek nienoci, szczyt nie-noci, przewo¿enie ptaków do innych obiektów (np. odchów na ció³ce kur niosek przenoszonych przed nienoci¹ do sytemu klatek bateryjnych) (17), nad-mierne stê¿enie amoniaku w obiektach inwentarskich czy zbyt gêsta obsada kurnika. Opisane zjawiska pre-dysponuj¹ do wystêpowania klinicznej postaci ILT, w szczególnoci u kur niosek. Choroba notowana jest najczêciej u kur w wieku 15-19 tygodni oraz w okre-sie produkcji nienej (26 tygodni i wiêcej), chocia¿ zdarzaj¹ siê przypadki wyst¹pienia ILT w stadach broj-lerów kurzych (14, 24). W Polsce opisano równie¿ przypadek ILT w stadzie kurek ozdobnych, manifes-tuj¹cy siê wystêpowaniem charakterystycznych dla tej choroby zmian pomiertnych (krwotoczne zapalenie b³ony luzowej) w okolicach szpary podniebiennej, ma³¿owin nosowych, krtani oraz tchawicy (22).
Stwierdzone przypadki wyst¹pienia ILT u indyków, w 14.-15. tygodniu ich ¿ycia, przebiega³y wród ³a-godnych objawów (wyp³yw z jamy nosowej, trudno-ci w oddychaniu) oraz zapalenia b³ony luzowej tcha-wicy (28).
Immunoprofilaktyka swoista dzisiaj
W immunoprofilaktyce zakanego zapalenia krtani i tchawicy ptaków od d³u¿szego czasu znajduj¹ zasto-sowanie szczepionki oparte na wirusach ¿ywych atenu-owanych. W zale¿noci od zastosowanych pod³o¿y, s³u¿¹cych namno¿eniu i atenuacji (poprzez kolejne, liczne pasa¿e wirusa) wirusa szczepionkowego, mo-¿emy wyró¿niæ szczepionki, w których wirus
namno-¿ony jest w zarodkach kurzych (chicken embryo ori-gin CEO) (29) oraz w hodowlach tkankowych (tis-sue culture origin TOC) (12). Program profilaktyki swoistej w stadach kur niosek w okresie odchowu prze-widuje najczêciej dwukrotne szczepienie z u¿yciem wymienionych szczepionek (szczepionki TCO oraz CEO) poprzez zakropienie do worka spojówkowego lub w formie aerozolu czy z wod¹ do picia (szcze-pionki CEO), przy czym pierwsze szczepienie wyko-nywane jest najczêciej nie wczeniej ni¿ w 6.-10. tygodniu ¿ycia. Dwukrotne szczepienie niosek stad kurzych daje lepszy rezultat uodpornienia ptaków nie-zale¿nie od drogi podania szczepionki, jednak najbar-dziej wyrównan¹ odpornoæ poszczepienn¹ uzyskaæ mo¿na poprzez podanie szczepionki do worka spojów-kowego metod¹ zakrapiania (11). Wieliczko i wsp. (33) wykazali, ¿e wyrównan¹ odpornoæ poszczepienn¹ mo¿na uzyskaæ równie¿ poprzez podanie dwukrotnie wy¿szej od zalecanej przez producenta dawki szcze-pionki ¿ywej z wod¹ do picia (dwa razy w odstêpie szeciu tygodni). Szczepione przeciwko ILT mog¹ byæ równie¿ brojlery kurze, nale¿y jednak zaznaczyæ, ¿e szczepienia przeciwko ILT s¹ wykonywane w przy-padkach potwierdzonego wyst¹pienia klinicznej po-staci zakanego zapalenia krtani i tchawicy u ptaków w poprzednich cyklach produkcyjnych.
Opisane powy¿ej szczepionki, pomimo swojej sku-tecznoci profilaktycznej, charakteryzuj¹ siê jednak pewnymi wadami. Jedn¹ z nich jest niew¹tpliwie mo¿-liwoæ wytworzenia siê stanu latencji, który podlega tym samym zjawiskom reaktywacji zaka¿enia upio-nego co terenowe szczepy wirusa ILT. Dodatkowo Guy i wsp. (15) udowodnili, ¿e wirusy szczepionkowe (zw³aszcza ze szczepionek CEO) charakteryzuj¹ siê bardzo nisk¹ stabilnoci¹ pod wzglêdem stopnia ate-nuacji. Po inokulacji kur pasa¿owanym (20-krotnie) wirusem szczepionkowym CEO wymienieni autorzy wykazali zwiêkszon¹ miertelnoæ oraz typowe dla ILT ciê¿kie objawy ze strony uk³adu oddechowego. Wyni-ki te wskazuj¹ na mo¿liwoæ bardzo szybWyni-kiej rewersji wirusów ¿ywych atenuowanych stosowanych w im-munoprofilaktyce ILT do form w pe³ni zjadliwych.
Powy¿sze sprawia, ¿e szczepienie ptaków przeciw-ko ILT z wyprzeciw-korzystaniem szczepionek ¿ywych atenu-owanych mo¿e bezporednio przyczyniæ siê do wy-st¹pienia tej choroby. Wykazano bowiem, ¿e najczêst-sz¹ przyczyn¹ wyst¹pienia ILT na danym terenie jest wczeniejsze stosowanie szczepionek CEO. Badania Neffa i wsp. (26) wskazuj¹, ¿e sporód 104 wyizolo-wanych z przypadków klinicznych zakanego zapale-nia krtani i tchawicy wirusów ILT, jakie mia³y miejsce w ostatnich 35 latach w omiu krajach Europy Zachod-niej (m.in. w Niemczech, Austrii, W³oszech czy Wiel-kiej Brytanii), 98 by³o genetycznie spokrewnionych ze szczepami szczepionkowymi. Wyniki te korespondu-j¹ z wynikami podobnych badañ przeprowadzonych miêdzy innymi na izolatach ILTV z Pó³nocnej Irlandii (13), Tajwanu (5) oraz Stanów Zjednoczonych (27),
co wskazuje, ¿e szczepy szczepionkowe wypieraj¹ obecnie szczepy terenowe wirusa ILT i przyczyniaj¹ siê do wystêpowania klinicznych postaci choroby.
Bior¹c pod uwagê powy¿sze nale¿y pamiêtaæ, ¿e du¿e znaczenie w zapobieganiu wystêpowaniu choro-by maj¹ zabiegi profilaktyk nieswoistej, przy czym w szczególnoci nale¿y bezwzglêdnie unikaæ miesza-nia kur ozdrowieñców lub szczepionych przeciwko ILT z ptakami w pe³ni wra¿liwymi na zaka¿enie (ze wzglê-du na mo¿liwoæ reaktywacji stanu latencji wirusa i wyst¹pienia choroby), jak równie¿ stosowanie odpo-wiednio d³ugich przerw miêdzy produkcyjnych oraz czêste odka¿anie (wirus ILT jest wra¿liwy na po-wszechnie stosowane rodki dezynfekcyjne) (24).
Zakane zapalenie krtani i tchawicy najczêciej jest rozpoznawane na podstawie objawów klinicznych oraz stwierdzenia charakterystycznych zmian anatomopa-tologicznych (krwotoczne zapalenie b³ony luzowej krtani przedniej oraz górnego odcinka tchawicy). Bio-r¹c jednak pod uwagê podobny obraz kliniczny i ana-tomopatologiczny w przebiegu innych chorób (miê-dzy innymi rzekomy pomór drobiu (ND Newcastle disease) czy zakane zapalenie oskrzeli (IB Infec-tious bronchitis)), czêsto w diagnozowaniu ILT wyko-rzystywane s¹ badania laboratoryjne. Jedn¹ z podsta-wowych metod laboratoryjnych w rozpoznawaniu ILT jest badanie histopatologiczne wycinków zmienionych chorobowo tkanek i stwierdzenie obecnoci wewn¹trz-j¹drowych cia³ek wtrêtowych w komórkach nab³on-kowych górnych odcinków uk³adu oddechowego. Metoda ta, mimo licznych modyfikacji, które umo¿li-wi³y skrócenie procedury badawczej do oko³o 3 go-dzin (30), cechuje siê ni¿sz¹ czu³oci¹ w wykrywaniu zaka¿eñ ILTV w porównaniu z technikami izolacji wirusa (42% wykrywalnoæ w porównaniu ze 100% przy izolacji wirusa) czy badaniami immunofluore-scencyjnymi (90% z u¿yciem przeciwcia³ monoklo-nalnych) (16). Bior¹c jednak pod uwagê, ¿e najlep-sza z wy¿ej wymienionych metoda wykrywania ILTV (izolacja wirusa) jest bardzo praco- i kosztoch³onna, coraz czêciej w rutynowej diagnostyce wykorzysty-wane s¹ techniki biologii molekularnej. Wykazano dodatkowo, ¿e reakcja ³añcuchowej polimerazy (PCR polymerase chain reaction) jest zdecydowanie czul-sz¹ metod¹ w wykrywaniu ILTV, niezale¿nie od czasu trwania infekcji, zw³aszcza w okresie powrotu ptaków do zdrowia, w porównaniu z metodami izolacji wiru-sa i mikroskopi¹ elektronow¹ (1, 35). Dodatkow¹ zalet¹ techniki PCR jest fakt, ¿e wykorzystuje ona specyficzne startery, komplementarne do odcinków genów identyfikowanego czynnika etiologicznego. Za-leta ta umo¿liwia uzyskanie wiêkszej czu³oci metody do wykrywania np. ILTV w próbkach terenowych, czêsto zanieczyszczonych innymi patogenami. Wad¹ techniki PCR, jako metody u¿ywanej w diagnostyce ILT, jest brak mo¿liwoci ró¿nicowania szczepów te-renowych i szczepionkowych wirusa. Rozró¿nienie takie jest mo¿liwe w przypadku równoczesnego
wy-korzystania techniki PCR z analiz¹ d³ugoci fragmen-tów restrykcyjnych (RFLP restriction fragment length polymorphism) produktów reakcji amplifikacji (poje-dynczych lub kilku genów ILTV) (5, 27).
Perspektywy immunoprofilaktyki swoistej przeciwko ILT
Problemy zwi¹zane ze stosowaniem konwencjonal-nych szczepionek przeciwko ILT wynikaj¹ miêdzy innymi z wystêpowania odczynów poszczepiennych (w szczególnoci przy bezobjawowych zaka¿eniach uk³adu oddechowego innymi patogenami), mo¿liwo-ci rewersji zjadliwomo¿liwo-ci i wystêpowania latencji szcze-pów szczepionkowych oraz pónego terminu pierw-szego szczepienia (6.-10. tydzieñ), co sprawia ¿e do tego czasu ptaki s¹ w pe³ni podatne na zaka¿enie ILTV. W zwi¹zku z powy¿szym, jak i z problemami zwi¹-zanymi z diagnostyk¹ laboratoryjn¹ ILT, a zw³aszcza trudnociami w odró¿nianiu szczepów szczepionko-wych od terenoszczepionko-wych, coraz wiêkszy nacisk k³adzie siê na wprowadzanie nowych rozwi¹zañ w zapobieganiu zaka¿eniom tym wirusem.
Z proponowanych rozwi¹zañ coraz wiêkszym zain-teresowaniem ciesz¹ siê szczepionki rekombinowane (wektorowe), które w du¿ym uproszczeniu mo¿na scharakteryzowaæ jako szczepionki, w których do materia³u genetycznego wektorów wbudowano geny koduj¹ce glikoproteiny (g) ILTV wykazuj¹ce wysok¹ immunogennoæ. Szczepionki takie obecnie s¹ po-wszechnie stosowane miêdzy innymi w Stanach Zjed-noczonych. W szczepionkach rekombinowanych jako wektor wykorzystywany jest herpeswirus choroby Mareka indyków (HVT turkey herpesvirus), w któ-rego materia³ genetyczny wbudowane zosta³y geny koduj¹ce gD oraz gI ILTV. Aplikowanie takiej szcze-pionki odbywa siê w sposób zautomatyzowany tech-nik¹ in ovo w 18. dobie inkubacji zarodków kurzych lub metod¹ iniekcji podskórnej w pierwszej dobie ¿y-cia ptaków (21). Na rynku USA dostêpna jest tak¿e podobna szczepionka wektorowa wzbogacona o sero-typ drugi (SB1) wirusa choroby Mareka. Zalet¹ stoso-wania tego typu rozwi¹zania jest równoczesne uod-pornianie ptaków przeciwko obu wirusom, jak rów-nie¿ ³atwoæ podania szczepionki, w porównaniu chocia¿by z zakrapianiem do worka spojówkowego szczepionek przeciwko ILT. Jednokrotne podanie szczepionki uodpornia ptaki do 60. tygodnia ¿ycia, co dodatkowo wp³ywa na ograniczenie kosztów szcze-pienia poprzez brak koniecznoci rewakcynacji. War-to dodaæ, ¿e sama konstrukcja szczepionki wyklucza obecnoæ kompletnego wirusa ILT, co wp³ywa zdecy-dowanie na bezpieczeñstwo jej stosowania w kontek-cie mo¿liwoci rewersji zjadliwoci i latencji szcze-pionkowego ILTV. Podobnie dobre efekty uodpornie-nia ptaków, bez ryzyka rewersji do form zjadliwych ILTV, uzyskano po szczepieniu rekombinowan¹ szcze-pionk¹, gdzie wektorem dla gB ILTV by³ wirus ospy ptaków (FPV fowlpox virus) (31). Nale¿y zaznaczyæ
jednak, ¿e obecnie szczepionki rekombinowane opar-te na wirusach choroby Mareka nie s¹ zarejestrowane w naszym kraju. Dodatkowo szczepionki przeciwko MD z wykorzystaniem szczepu SB1 nie zosta³y w Pol-sce dopuszczone do obrotu.
Niew¹tpliw¹ zalet¹ opisywanych szczepionek wek-torowych jest ³atwoæ odró¿niania ptaków szczepio-nych od nosicieli ILTV, dziêki zastosowaniu techniki PCR z wykorzystaniem odpowiednio zaprogramowa-nych starterów w reakcji amplifikacji genów, których szczepionka rekombinowana nie posiada, lub odpo-wiednio skonstruowanych testów ELISA do detekcji przeciwcia³ swoistych w stosunku do antygenów (gli-koprotein) wirusa, które nie bêd¹ wytwarzane po tego typu szczepieniu (a bêd¹ wytwarzane w konsekwencji zaka¿enia). Powy¿sze fakty oraz jednorodnoæ anty-genowa i brak transmisji pionowej ILTV, jak równie¿ to, ¿e ptaki dziko ¿yj¹ce nie stanowi¹ rezerwuaru wi-rusa (3), zakane zapalenie krtani i tchawicy mo¿e byæ rozpatrywane jako choroba mo¿liwa do ca³kowitej eradykacji.
Z drugiej jednak strony, szczepionki rekombinowa-ne (wektorowe) s¹ w stanie jedynie ³agodziæ objawy chorobowe (nawet w 70% przy zaka¿eniu eksperymen-talnym letaln¹ dawk¹ ILTV) oraz miertelnoæ w prze-biegu ILT (w 100%), jednak nie s¹ w stanie w pe³ni zabezpieczyæ ptaków przed zaka¿eniem wirusami te-renowymi. Szczepionki te ograniczaj¹ stopieñ namna-¿ania wirusów terenowych w uk³adzie oddechowym, jednak nie eliminuj¹ go zupe³nie (ILTV izolowano do 4. dnia po zaka¿eniu eksperymentalnym w porówna-niu z grup¹ nieszczepion¹ do 6. dnia). Po zastoso-waniu z kolei konwencjonalnych szczepionek opar-tych na wirusach ¿ywych, atenuowanych i nastêpnie zaka¿eniu eksperymentalnym, wirus zjadliwy nie jest izolowany z tchawicy i nie mo¿na go wykryæ metoda-mi biologii molekularnej (20, 31). Wyniki te wskazu-j¹, ¿e obecnie dostêpne szczepionki rekombinowane nie zabezpieczaj¹ przed zaka¿eniem oraz mo¿liwoci¹ latencji terenowych ILTV w takim stopniu, jak ma to miejsce przy zastosowaniu szczepionek ¿ywych ate-nuowanych.
Podobne wyniki, jak w przypadku szczepionek re-kombinowanych, uzyskano po zastosowaniu szczepio-nek DNA. Chen i wsp. (6) dowiedli, ¿e tego typu szcze-pionka, bazuj¹ca na plazmidach jako wektorach dla genów glikoproteiny B ILTV lub równoczenie gB oraz kurzej interleukiny 18 (IL-18), podana ptakom SPF (w formie iniekcji domiêniowej) ogranicza w znacz-nym stopniu nasilenie objawów klinicznych oraz miertelnoæ po zaka¿eniu eksperymentalnym (lepsze rezultaty uzyskano podaj¹c szczepionkê koduj¹c¹ gB oraz IL-18). Szczepionki te jednak, podobnie jak szczepionki wektorowe, nie zabezpieczaj¹ w pe³ni ptaków przed mo¿liwoci¹ namna¿ania siê szczepów terenowych wirusa w komórkach nab³onkowych tcha-wicy (6) oraz przed mo¿liwoci¹ zaka¿enia latentne-go terenowym ILTV.
Szczepionk¹, która zdaje siê najlepiej spe³niaæ wy-mogi dla szczepionki idealnej (wysoka immunogen-noæ, ³atwoæ stosowania, brak rewersji zjadliwoci) oraz budz¹c¹ du¿e nadzieje w mo¿liwoci uodpornia-nia ptaków przeciwko ILT jest szczepionka delecyjna, z trwale usuniêtym genem koduj¹cym glikoproteinê G z genomu ILTV (ÄgG glycoprotein G defficient). gG jest jedn¹ z glikoprotein powierzchniowych ILTV, która zosta³a niedawno zaklasyfikowana do szer-szej grupy protein okrelanych mianem wirusowych protein wi¹¿¹cych chemokiny (vCKBP viral Che-mokine-Binding Proteins). Wspóln¹ cech¹ vCKBP jest zapewnianie wirusom zdolnoci hamowania i/lub uni-kania odpornoci gospodarza. Jak dot¹d ich obecnoæ zosta³a potwierdzona u alphaherpeswirusów (HV) ssa-ków (m.in. koñskich EHV-1, EHV-3 oraz bydlêcych BHV-1 i BHV-5) oraz wirusów z rodziny Poxviridae. Badania nad funkcj¹ gG ILTV wykaza³y, ¿e ma ona zdolnoæ hamowania rozwoju lokalnej odpornoci komórkowej na terenie górnych dróg oddechowych poprzez wi¹zanie chemokin odpowiedzialnych za che-motaksjê leukocytów (10). Bior¹c pod uwagê powy¿-sze oraz fakt, ¿e podanie ptakom szczepionki ÄgG nie wp³ywa negatywnie na mo¿liwoci replikacyjne wirusa szczepionkowego przy braku objawów klinicz-nych, mo¿na za³o¿yæ, i¿ szczepionkê tê mo¿na zakla-syfikowaæ jako szczepionkê atenuowan¹ (8). Dodat-kowo trwa³e usuniêcie genu koduj¹cego gG umo¿li-wia ³atwe rozró¿nienie szczepów szczepionkowych od terenowych ILTV dziêki wykorzystaniu technik bio-logii molekularnej czy odpowiednio skonstruowanych testów ELISA.
Szczepionki ÄgG s¹ na etapie badañ laboratoryjnych, jednak aktualne wyniki wskazuj¹ na ich dobr¹ sku-tecznoæ, co w po³¹czeniu z ³atwoci¹ stosowania (me-toda aerozolowa) oraz brakiem rewersji zjadliwoci wirusa szczepionkowego (potwierdzone jak dot¹d jednokrotnym pasa¿em in vivo) przybli¿a je do za³o-¿eñ i wymogów stawianych szczepionkom idealnym. Dodatkowo ciekawym zjawiskiem obserwowanym przy uodpornianiu kur szczepionk¹ ÄgG jest fakt wytwarzania u tych ptaków ni¿szego miana prze-ciwcia³ poszczepiennych anty-ILTV w surowicy krwi w porównaniu z ptakami szczepionymi szczepionka-mi konwencjonalnyszczepionka-mi (9, 10). Brak zale¿noci poszczepionka-miê- pomiê-dzy wysokoci¹ mian przeciwcia³ w surowicy krwi a odpornoci¹ na zaka¿enie wirusami wykazuj¹cymi powinowactwo do b³ony luzowej uk³adu oddechowe-go dowodzi, ¿e to odpornoæ komórkowa jest wyk³ad-nikiem lokalnej odpornoci poszczepiennej (10).
Zalet¹ szczepionki ÄgG jest niew¹tpliwie równie¿ fakt, i¿ jej zastosowanie wp³ywa na mo¿liwoci repli-kacyjne wirusów zjadliwych po zaka¿eniu ekspery-mentalnym w sposób porównywalny do konwencjo-nalnych szczepionek opartych na wirusach ¿ywych atenuowanych (7), co prawdopodobnie mog³oby ogra-niczyæ mo¿liwoæ wyst¹pienia zaka¿eñ latentnych wywo³anych przez zjadliwe terenowe szczepy ILTV.
Reasumuj¹c, nie mo¿na jednoznacznie stwierdziæ, która z wymienionych grup szczepionek jest lub mo-g³aby byæ skuteczniejsza w uodpornianiu ptaków prze-ciwko ILT. Dodatkowo uzyskane wyniki badañ s¹ ró¿ne w odniesieniu do ptaków SPF i z chowu komercyjne-go (31). Wady, jakie wykazuj¹ obecnie stosowane szczepionki, to przede wszystkim mo¿liwoæ rewersji zjadliwoci szczepów szczepionkowych (po stosowa-niu szczepionek ¿ywych, atenuowanych) oraz ryzyko bezobjawowego zaka¿enia latentnego szczepami te-renowymi ILTV (po stosowaniu szczepionek rekom-binowanych). Szczepionki nowej generacji s¹ ³atwiej-sze w stosowaniu i wydaj¹ siê bezpieczniej³atwiej-sze od szczepionek tradycyjnych, mimo wad, jakie wykazu-j¹. Obecnie najlepiej rokuj¹c¹ szczepionk¹ przeciwko ILTV, w opinii autorów, jest szczepionka ÄgG, jednak nale¿y spodziewaæ siê dalszych badañ nad szczepion-kami nowej generacji.
Pimiennictwo
1.Alexander H. S., Nagy E.: Polymerase chain reaction to detect infectious laryngotracheitis virus in conjunctival swabs from experimentally infected chickens. Avian Dis. 1997, 41, 646-653.
2.Bagust T. J., Calnek B. W., Fahey K. J.: Gallid-1 herpesvirus infection in the chicken. 3. Reinvestigation of the pathogenesis of infectious laryngotrache-itis in acute and early post-acute respiratory disease. Avian Dis. 1986, 30, 179-190.
3.Bagust T. J., Johnson M. A.: Avian infectious laryngotracheitis: virus-host interactions in relation to prospects for eradication. Avian Pathol. 1995, 24, 373-391.
4.Burnside J., Morgan R.: Emerging roles of chicken and viral microRNAs in avian disease. BMC Proc. 2011, 5, Suppl 4:S2.
5.Chang P. C., Lee Y. L., Shien J. H., Shieh H. K.: Rapid differentiation of vaccine strains and field isolates of infectious laryngotracheitis virus by restriction fragment length polymorphism of PCR products. J. Virol. Methods 1997, 66, 179-186.
6.Chen H. Y., Zhao L., Wei Z. Y., Cui B. A., Wang Z. Y., Li X. S., Xia P. A., Liu J. P.: Enhancement of the immunogenicity of an infectious laryngotracheitis virus DNA vaccine by a bicistronic plasmid encoding glycoprotein B and interleukin-18. Antiviral Res. 2010, 87, 235-241.
7.Coppo M. J., Noormohammadi A. H., Hartley C. A., Gilkerson J. R., Browning G. F., Devlin J. M.: Comparative in vivo safety and efficacy of a glycoprotein G-deficient candidate vaccine strain of infectious laryngo-tracheitis virus delivered via eye drop. Avian Pathol. 2011, 40, 411-417. 8.Devlin J. M., Browning G. F., Hartley C. A., Kirkpatrick N. C.,
Mahmo-udian A., Noormohammadi A. H., Gilkerson J. R.: Glycoprotein G is a viru-lence factor in infectious laryngotracheitis virus. J. Gen. Virol. 2006, 87, 2839-2847.
9.Devlin J. M., Hartley C. A., Gilkerson J. R., Coppo M. J., Vaz P., Noor-mohammadi A. H., Wells B., Rubite A., Dhand N. K., Browning G. F.: Hori-zontal transmission dynamics of a glycoprotein G deficient candidate vacci-ne strain of infectious laryngotracheitis virus and the effect of vaccination on transmission of virulent virus. Vaccine 2011, 29, 5699-5704.
10.Devlin J. M., Viejo-Borbolla A., Browning G. F., Noormohammadi A. H., Gilkerson J. R., Alcami A., Hartley C. A.: Evaluation of immunological responses to a glycoprotein G deficient candidate vaccine strain of infectious laryngotracheitis virus. Vaccine. 2010, 28, 1325-1332.
11.Fulton R. M., Schrader D. L., Will M.: Effect of route of vaccination on the prevention of infectious laryngotracheitis in commercial egg-laying chickens. Avian Dis. 2000, 44, 8-16.
12.Gelenczei E. F., Marty E. W.: Strain stability and immunologic characteri-stics of a tissue-culture-modified infectious laryngotrachitis virus. Avian Dis. 1965, 14, 44-56.
13.Graham D. A., McLaren I. E., Calvert V., Torrens D., Meehan B. M.: RFLP analysis of recent Northern Ireland isolates of infectious laryngotracheitis virus: comparison with vaccine virus and field isolates from England, Scot-land and the Republic of IreScot-land. Avian Pathol. 2000, 29, 57-62.
14.Guy J. S., Bagust T. J.: Laringotracheitis, [w:] Saif Y. M., Barnes H. J., Glis-son J. R., Fadly A. M., McDougald L. R., Swayne D. E. (wyd.): Diseases of Poultry, Iowa State Press, Iowa, USA 2003, 121-134.
15.Guy J. S., Barnes H. J., Smith L.: Increased virulence of modified-live infec-tious laryngotracheitis vaccine virus following bird-to-bird passage. Avian Dis. 1991, 35, 348-355.
16.Guy J. S., Barnes H. J., Smith L. G.: Rapid diagnosis of infectious laryngo-tracheitis using a monoclonal antibody-based immunoperoxidase procedure. Avian Pathol. 1992, 21, 77-86.
17.Hughes C. S., Gaskell R. M., Jones R. C., Bradbury J. M., Jordan F. T.: Effects of certain stress factors on the re-excretion of infectious laryngo-tracheitis virus from latently infected carrier birds. Res. Vet. Sci. 1989, 46, 274-276.
18.Hughes C. S., Jones R. C., Gaskell R. M., Jordan F. T., Bradbury J. M.: Demonstration in live chickens of the carrier state in infectious laryngo-tracheitis. Res. Vet. Sci. 1987, 42, 407-410.
19.Hughes C. S., Williams R. A., Gaskell R. M., Jordan F. T., Bradbury J. M., Bennett M., Jones R. C.: Latency and reactivation of infectious laryngo-tracheitis vaccine virus. Arch. Virol. 1991, 121, 213-218.
20.Johnson D. I., Vagnozzi A., Dorea F., Riblet S. M., Mundt A., Zavala G., García M.: Protection against infectious laryngotracheitis by in ovo vaccina-tion with commercially available viral vector recombinant vaccines. Avian Dis. 2010, 54, 1251-1259.
21.Jones R. C.: Viral respiratory diseases (ILT, aMPV infections, IB): are they ever under control? Br. Poult. Sci. 2010, 51, 1-11.
22.Karpiñska E., ¯bikowski A., Szeleszczuk P., Kosowska G., Malicka E.: Przy-padek zakanego zapalenia krtani i tchawicy w stadzie kurek ozdobnych. Med. Weter. 2009, 65, 789-791.
23.Kirkpatrick N. C., Mahmoudian A., Colson C. A., Devlin J. M., Noor-mohammadi A. H.: Relationship between mortality, clinical signs and tracheal pathology in infectious laryngotracheitis. Avian Pathol. 2006, 35, 449-453.
24.Koncicki A., Minta Z.: Zakane zpalenie krtani i tchawicy, [w:] Mazurkie-wicz M. (wyd.): Choroby drobiu. Wydawnictwo Akademii Rolniczej we Wro-c³awiu, Wroc³aw 2005, 357-362.
25.Lagos-Quintana M., Rauhut R., Lendeckel W., Tuschl T.: Identification of novel genes coding for small expressed RNAs. Science 2001, 294, 853-858. 26.Neff C., Sudler C., Hoop R. K.: Characterization of western European field isolates and vaccine strains of avian infectious laryngotracheitis virus by
restriction fragment length polymorphism and sequence analysis. Avian Dis. 2008, 52, 278-283.
27.Oldoni I., García M.: Characterization of infectious laryngotracheitis virus isolates from the US by polymerase chain reaction and restriction fragment length polymorphism of multiple genome regions. Avian Pathol. 2007, 36, 167-176.
28.Portz C., Beltrão N., Furian T. Q., Júnior A. B., Macagnan M., Griebeler J., Lima Rosa C. A., Colodel E. M., Driemeier D., Back A., Barth Schatzmayr O. M., Canal C. W.: Natural infection of turkeys by infectious laryngotrache-itis virus. Vet. Microbiol. 2008, 131, 57-64.
29.Samberg Y., Cuperstein E., Bendheim U., Aronovici I.: The development of a vaccine against avian infectious laryngotracheitis. IV. Immunization of chic-kens with a modified laryngotracheitis vaccine in the drinking water. Avian Dis. 1971, 15, 413-417.
30.Sevoian M.: A Quick Method for the Diagnosis of avian pox and infectious laryngotracheitis. Avian Dis. 1960, 4, 474-477.
31.Tong G. Z., Zhang S. J., Wang L., Qiu H. J., Wang Y. F., Wang M.: Protection of chickens from infectious laryngotracheitis with a recombinant fowlpox virus expressing glycoprotein B of infectious laryngotracheitis virus. Avian Pathol. 2001, 30, 143-148.
32.Waidner L. A., Burnside J., Anderson A. S., Bernberg E. L., German M. A., Meyers B. C., Green P. J., Morgan R. W.: A microRNA of infectious laryngo-tracheitis virus can downregulate and direct cleavage of ICP4 mRNA. Viro-logy 2011, 411, 25-31.
33.Wieliczko A., Mazurkiewicz M., Piasecki T., Kuszczyñski T.: The clinical course of the Infectious Laryngotracheitis (ILT) field case in hens and esti-mation of immunoprophylaxis efficiency. Pol. J. Vet. Sci. 2004, 7, 143-147. 34.Williams R. A., Bennett M., Bradbury J. M., Gaskell R. M., Jones R. C., Jordan F. T.: Demonstration of sites of latency of infectious laryngotracheitis virus using the polymerase chain reaction. J. Gen. Virol. 1992, 73, 2415--2420.
35.Williams R. A., Savage C. E., Jones R. C.: A comparison of direct electron microscopy, virus isolation and a DNA amplification method for the de-tection of avian infectious laryngotracheitis virus in field material. Avian Pathol. 1994, 23, 709-720.
Adres autora: lek. wet. Marcin mia³ek, ul. Oczapowskiego 13/13, 10-719 Olsztyn; e-mail: aka.martino@wp.pl
