Paralichthys olivaceus and ayou Plecoglossus altivelis. Dis.
Aquat. Organ. 1986, 1, 209–217.
20, Antychowicz J.: 70-lecie Zakładu Chorób Ryb Państwo- wego Instytutu Weterynaryjnego i 100 lat ichtiopatolo- gii polskiej. Życie Wet. 2009, 84, 148–152.
21. Borzym E., Matras M., Maj-Paluch J., Stachnik M., Re- ichert M.: HIRRV, a new candidate for listed diseases. Re- port on the 17-th Annual Meeting of the National Refe- rence Laboratories for Fish Diseases, Denmark, Copen- hagen, 2013, 37–38.
22. Antychowicz J.: Najnowsze badania nad etiologią, pato- genezą, diagnostyką i zwalczaniem zakażenia karpi wi- rusem herpes karpia koi. Życie Wet. 2014, 89, 923–927.
23. Perlberg A., Smirnow M., Hutoran M., Diamant A., Beje- rano Y., Kotler M.: Epidemiological description of a new viral disease afflicting cultured Cyprinus carpio in Israel.
Israel J. Aquacult. – Bamigdeh. 2003, 55, 5–12.
24. Bretzinger A., Fischer T., Oumova M., Hoffman R., Tru- en V.: Mass mortalities in coi carp Cyprinus carpio asso- ciated with gill and skin disease. Bull. Eur. Assoc. Fish Pa- thol. 1999, 19, 182–199.
25. Neukrich M., Kuntz U.: Isolation and preliminary cha- racterisation of several viruses from koi (Cyprinus car- pio) suffering gill necrosis and mortality. Dis. Aquat. Org.
2001, 21, 125–135.
26. Antychowicz J., Reichert M., Matras M.: Występowanie infekcji herpeswirusa karpia koi na świecie – zwalczanie tej choroby. W: Ochrona zdrowia ryb, Wyd. IRS., Olsz- tyn 2004.
27. Bigarre L., Baud M., Cabon J., Antychowicz J., Bergman S.M., Engelsman M., Prozet F., Reichert M., Castric J.: Dif- ferentiation between cyprinid herpesvirus type-3 lineages rousing duplex PCR. J. Virol. Meth. 2009, 158, 51–57.
28. Lewisch E., Gorgoglione B., Way K., El-Matbouli M.: Carp edema virus/Koi sleepy diseases: an emerging disease in Central-East Europe. Transbound. Emerg. Dis. 2015, 62, 6–12.
29. Murakami Y.: Studies on mass mortality of juvenile carp:
about mass mortality showing edema. Bull. Hiroshima Fresh Water Fish Exp. Station 1976, 19–33.
30. Ono S., Nagai A., Sugai N.: A histopathological study on juvenile color carp, Cyprinus carpio, showing edema. Fish.
Pathol. 1986, 21, 167–175.
31. Way K., Stone D.: Emergence of carp edema virus-li- ke (CEV – like) disease in the UK. CEFAS Finfish News, 2013, 15, 32–34.
32. Haenen O., Way K., Stone D., Engelsma M.: First case of koi sleepy disease (KSD) by carp edema virus (CEV) in the Netherlands. Report on the 18-th Annual Meeting of the National Reference Laboratories for Fish Diseases. Co- penhagen, Denmark 2014.
33. Jung-Schroers V., Adamek M., Teige F., Hellman J., Berg- man M.S., Schütze H., Kleingeld D.W., Stone D., Run- ge M., Keller B., Hesami Sch. Waltzek T., Steinhagen D.:
Another potential carp killer?: Carp edema virus disease in Germany. BMC Vet. Res. 2015, 11, 114.
34. Roberts R.J.: Fish Pathology. W. B. Saunders, London 2001.
35. Antychowicz J., Pękala A.: Stres i zależne od stresu bak- teryjne choroby ryb. Życie Wet. 2015, 90, 450–460.
36. Pulkkinen K., Suomalainen L.R., Read A.F., Ebert D., Rin- tamäki P., Valtonen E.T.: Intensive fish farming and the evolution of pathogen virulence, the case of columnaris disease in Finland. Proc. Biol. Sci. 2010, 277, 593–600.
37. Michel C., Faivre B., De Kinkelin P.: A clinical case of en- teric redmouth in minnows (Pimphelas promelas) im- ported in Europe as baitfish. Bull. Eur. Assoc. Fish Pa- thol. 1986, 6, 97–99.
38. Buchmann K., Nielsen T., Sigh J., Bresciani J.: Amoebic gill infection of rainbow trout in freshwater ponds. Bull.
Eur. Assoc. Fish Pathol. 2004, 24, 87–91.
39. Antychowicz J.: Study on rainbow trout nodular gill dise- ase detected in Poland. Bull. Vet. Inst. Pulawy 2007, 51, 547–551.
40. Dykowa I., Kostka M., Wortberg F., Nardy E., Peckova H.: New data on etiology of nodul ar gill disease in rain- bow trout, Oncorhynchus mykiss. Folia Parasitol. 2010, 57, 157–163.
41. Antychowicz J., Pękala A.: Pasożyty i komensale naj- częściej stwierdzane w mikroskopowym badaniu skóry i skrzeli ryb śródlądowych – interpretacja badań para- zytologicznych. Życie Wet. 2015, 90, 18–28.
42. El-Matbouli M., Hoffman R.W., Mandok C.: Light and electron microscopic obserwations on the route of the triactinomyxon-sporoplasm of Myxobolus cerebralis from epidermie into rainbow trout cartilage. J. Fish. Biol. 1995, 46, 919–935.
43. Antychowicz J.: Aktualne poglądy na choroby wywoły- wane przez myksosporidiowce u ryb w Polsce. Życie Wet.
2015, 90, 216–225.
44. Dykova I., Lom J.: Sphaerospora renicola n.sp., a Myxo- sporean from carp kidney, and its Pathogenicity. Z. Pa- rasitenkd. 1982, 68, 259–268.
45. Antychowicz J.: Experience paper on swim-bladder in- flammation of cyprinids. FAO/EIFAC/OIE – Symposium on Major Communicable Fish Diseases in Europe and the- ir Control, Amsterdam (Netherlands) 1972, 46, 1–9.
46. Pojmańska T., Własow T., Gomułka P.: Sphaerospora re- nicola and S. molnari in Poland and spring sphaerospo- rosis of carp. Acta Ichthyol. Piscicat. 1998, 27, 25–32.
47. Molnar K., El-mansy A., Szekely C., Baska F.: Experimen- tal identification of the actinosporean stage of Sphaero- spora renicola Dykova&Lom 1982 (Myxosporea: Sphaero- sporidae) in oligochaete alternate hosts. J. Fish Dis. 1999, 22, 143–153.
48. Molnar K.: Site preferencje of myxosporean spp. on the fins of some Hungarian fish species. Dis. Aquat. Organ.
2002, 52, 123–128.
49. Antychowicz J.: Carp (Cyprinus carpio) diseases in Po- land caused by parasites belonging to the Myxosporea (Butschli 1881) class. Med. Weter. 2003, 59, 762–766.
50. Antychowicz J.: The most important infectious and pa- rasitic carp (Cyprinus carpio) diseases in Poland in the last 50 years – significance of the environmental factors and importation of infected fish. Annual Meeting of the
National References Laboratories for Fish Diseases CE- FAS, Weimouth, United Kingdom, 2003.
51. Oros M., Hanzelova V., Scholz T.: Tapeworm Khawia si- nensis: Review of the introduction and subsequent dec- line of a pathogen of carp, Cyprinus carpio. Vet. Parasit.
2009, 167, 217–222.
52. Pańczyk J., Żelazny J.: Kawioza i botriocefaloza karpi – nowe choroby pasożytnicze stwierdzone w Polsce. Gosp.
Ryb. 1974, 26, 10–13.
53. Anthony J.D.: Atractolytocestus huronensis n. gen., n. sp.
(Cestoda: Lytocecestidae) with notes on its morphology.
Trans. Am. Microscop. Soc. 1958, 77, 383–390.
54. Molnar K., Majoros G., Csaba G., Szekely C.: Pathology of Atractolytocestus huronensis Anthony, 1958 (Cestoda, Caryophyllaeidae) in Hungarian pond-farmed common carp. Acta Parasitol. 2003, 48, 222–228.
55. Hofman G.L.: Asian tapeworm Bothriocephalus ache- ilognathi, Yamaguti 1934, in North America. Fish und Umwelt. 1980, 8, 69–75.
56. Żelazny J.: Influence of some physical and chemical com- pounds on hatchability and vitality of coracidia of Both- riocephalus gowkongensis Yeh 1955, Bull. Vet. Inst.Puła- wy 1979, 23, 20–24.
57. Kennedy C.R., Fitch D.: Colonisation, larval survival and epidemiology of the nematode Anguillicola Krassus pa- rasite in the eel Anguilla Anguilla in Britain. J. Fish Biol.
1990,36, 117–131.
58. Hartman S.: Worms in the swimbladder of the eel. Fischer Und Teichwirt. 1987, 1, 2–3.
59. Własow T.: Asiatic nematode Anquillicola spp. in air blad- der of the European eel Anguilla Anguilla. Kom. Ryb. 1991, 3, 21–22.
60. Szekely C., Lang M., Csaba G.: First occurrence of An- guillicola crassus in Hungary. Bull. Eur. Ass. Fish. Pathol.
1991, 11, 162–163.
61. Moravec F., Cervinka S.: Female morphology and syste- matic status of Philometroides cyprini (Nematoda: Phi- lometridae), a parasite of carp. Dis. Aquat. Organ. 2005, 67, 105–109.
62. Vasilkov G.V.: Philometrosis in carp. Veterinariya. 1967, 1, 62–64.
63. Ivasik V.M., Svierepo B.S., Skovronskij R.V., Vrona N.J.:
New nematode species in carp breeding farms in western areas of the Ukraina. Helminthologia 1969, 10,181–183.
64. Avdeeva E.V., Evdokimova E.B.: Results of ecological-pa- rasitological study of fishes of some reservoirs in Kalinin- grad District: an overview. W: Nigmatullin Ch.M. (edit.):
Modern problems of parasitology, zoology and ecology.
KGTU Press, Kaliningrad 2004, 188–200.
Prof. dr hab. Jerzy Antychowicz, e-mail: jerzy.antychowicz@gmail.com
N
iedobory odporności i związane z nimi choroby ludzi oraz zwierząt są znane od dawna. Ale dopiero pojawienie się epidemii zespołu nabytego niedoboru odporności (acquired immune deficiency syndrome – AIDS) u ludzi zintensyfikowa- ło badania nad przyczynami i mechanizma- mi niedoborów immunologicznych (tab. 1).Wykazano, że pierwotne (wrodzone) nie- dobory odporności są efektem defektów ge- netycznych, podczas gdy niedobory wtórne (nabyte) są skutkiem działania czynników zewnętrznych (głód, zatrucia) lub współ- istnienia innych chorób. We wrodzonych niedoborach odporności defekty dotyczą limfocytów B, limfocytów T, fagocytów,
składników dopełniacza, względnie kil- ku rodzajów komórek odpornościowych.
Wśród niedoborów immunologicz- nych nabytych jedną z najczęściej spoty- kanych przyczyn zmniejszenia odporno- ści, oprócz niedożywienia i intoksykacji, są zakażenia wirusowe. W niedoborach kalorycznych najbardziej upośledzone są funkcje fagocytarne, produkcja cyto- kin i SIgA oraz dopełniacza. Czynność układu immunologicznego również ule- ga osłabieniu w chorobach nowotworo- wych, gruźlicy, przewlekłych chorobach nerek, w efekcie działania czynników ja- trogennych (terapia lekami immunosu- presyjnymi) i w zatruciach.
Bardzo ważną przyczyną niedoborów immunologicznych nabytych są czynniki
Zespół nabytego niedoboru odporności bydła
Zdzisław Gliński, Krzysztof Kostro
z Wydziału Medycyny Weterynaryjnej w Lublinie
zakaźne, u człowieka zakażenie wirusami HIV-1 (human immune deficency virus), HIV-2 oraz w odrze, gruźlicy i malarii.
U zwierząt upośledzenie czynności ukła- du immunologicznego jest efektem zaka- żenia wirusami z grupy VI (ssRNA-RT) z rodziny Retroviridae, rodzaju Lentivi- rus (1), które są przyczyną niedokrwisto- ści zakaźnej koni (NZK), niedoboru im- munologicznego małp (simian immune deficiency virus-SIV), niedoboru immu- nologicznego kotów (feline immune de- fiency virus – FIV). Należą tu też lenti- wirusy małych przeżuwaczy (small ru- minant lentiviruses – SRLV), wśród nich wirus choroby maedi-visna oraz wirus zapalenia stawów i mózgu kóz (caprine arthritis-encephalitis virus – CAEV; 2), lentiwirus pum, wirus nabytego niedo- boru odporności bydła (bovine immune deficiency virus – BIV) oraz wirus cho- roby Jembrana (Jembrana disease virus – JDV; 3, 4).
Epidemiologia
Przypadki zachorowań krów wśród obja- wów limfocytozy i ogólnego wyniszczenia zwróciły uwagę pod koniec lat 90. XX w.
na podobieństwo tych objawów chorobo- wych do występujących w zakażeniach u innych gatunków zwierząt i u człowie- ka na tle zakażenia wirusami wywołujący- mi wtórne niedobory odporności. Wirus wyizolowany w 1969 r. z komórek jednoją- drzastych krwi obwodowej i tkanki limfa- tycznej chorych krów w Luizjanie (5) i dwa wirusy na Florydzie początkowo oznaczono jako wirus bydła podobny do wirusa visna
(bovine visna – like virus), a w końcu uzna- no, na podstawie podobieństwa genetycz- nego i immunologicznego do wirusa HIV oraz SIV, za odrębny wirus bydła o właści- wościach podobnych do wirusa nabytego niedoboru odporności (BIV-like; 6). Osta- tecznie określono go jako wirus nabytego niedoboru odporności bydła (bovine im- munodeficiency virus – BIV). Wykazuje on wspólne cechy morfologiczne, antygenowe i strukturę genomu z wirusem HIV-1 oraz innymi lentiwirusami. W hodowli komórek płodów bydlęcych indukuje tworzenie du- żych syncytiów, zakażenia jawne oraz za- każenia latentne (7). W oparciu o technikę PCR, Southern blot, hybrydyzację, wystę- powanie prowirusowego DNA oraz cha- rakterystykę białek antygenowych wirusa wykazano, że BIV replikuje się w limfocy- tach T i B oraz w granulocytach i mono- cytach. Komórki te pełnią też rolę rezer- wuarów wirusa BIV.
Na zakażenie BIV jest wrażliwe wy- łącznie bydło, natomiast udało się zaka- żenie doświadczalne u królików, owiec, kóz, myszy, szczurów i świnek morskich.
W jednym przypadku stwierdzono u owcy przebywającej w pomieszczeniu z chorymi krowami obecność przeciwciał przeciwko BIV. Chociaż istnieje możliwość zakażenia hodowli komórek człowieka przez BIV, do- tychczas wyklucza się charakter zoono- tyczny tego wirusa. Brak charakteru zoo- notycznego BIV wyjaśniają Petroski i wsp.
(8) oraz Zhang i wsp. (9). Genom lentiwi- rusów, z wyjątkiem wirusa niedokrwisto- ści zakaźnej koni, indukuje syntezę kom- pleksu białek vif, który jest konieczny do zakażenia ssaków i replikacji wirusa (8).
Bovine acquired immunodeficiency syndrome
Gliński Z., Kostro K., Faculty of Veterinary Medicine, University of Life Sciences in Lublin
The purpose of this paper was to present secondary immunological disorder of an infectious origin in cattle. The bovine immunodeficiency virus (BIV), is a lentivirus of the Retroviridae family, which is known to infect cattle worldwide. BIV shares morphological, genetic, antigenic, and biologic properties with human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1) and other lentiviruses including equine infectious anemia virus (EIAV), simian immunodeficiency viruses (SIV), feline immunodeficiency virus (FIV), caprine arthritis encephalitis virus (CAEV), maedi-visna virus and especially with Jembrana disease virus (JDV), the cause of an acute disease in Bali cattle (Bos javanicus). Very little is known about BIV impact on animal health status, about pathogenesis of disease and mode of virus transmission. BIV is considered as non-pathogenic in target species.
In cattle and buffalos BIV infection is associated with persistent lymphocytosis, lymphoid hyperplasia, neurological disorders, weight loss, diminished milk production and frequent opportunistic bacterial infections.
Although the association of BIV with clinical disease is still controversial it may be suggested that it participates, as a major etiological agent, in bovine acquired immunodeficiency syndrome (BAIS).
Keywords: bovine immunodeficiency virus, lentivirus, molecular biology, animal health.
Zespół nabytego niedoboru odporności u ludzi Zespół nabytego niedoboru odporności u bydła
Etiologia lentiwirus HIV-1, HIV-2 lentiwirus BIV
Komórki docelowe wirusa limfocyty CD4+, głównie Th, monocyty, makrofagi, komórki dendrytyczne
limfocyty CD3+, CD4+, CD8+, monocyty, komórki dendrytyczne
CD4/CD8 z reguły spadek poniżej 1 spadek
Patogenność człowiek bydło
Transmisja krew, kontakty seksualne, transplantacje siara i mleka, krew, nasienie, kontakty bezpośrednie, droga aerozolowa, owady krwiopijne
Okres utajenia 0,5–3 lata lub więcej kilka lat
Objawy uszkodzenia układu immunologicznego + +
Objawy kliniczne powiększenie węzłów chłonnych, objawy
grypopodobne, wyniszczenie
powiększenie węzłów chłonnych, limfocytoza, zaburzenia czynności ośrodkowego układu nerwowego, wyniszczenie, spadek mleczności, zespół porażenia poporodowego
Zakażenia oportunistyczne bakteryjne, grzybicze bakteryjne, grzybicze, wirusowe
Choroby wskaźnikowe zapalenie płuc, grzybica przewodu pokarmowego, nowotwory, mięsak Kaposiego
grzybica skóry, zakażenia bakteryjne racic, błon śluzowych i gruczołu mlekowego, neuropatie, ronienia
Śmiertelność 100% osób nieleczonych brak danych
Tabela 1. Porównanie zespołu nabytego niedoboru odporności u ludzi i bydła
Vif wirusa BIV niszczy wyłącznie białka A3 komórek bydła restrykcyjne dla BIV, a nie działa na białka A3 człowieka i przypusz- cza się, że dlatego nie jest patogenny dla człowieka (9). BIV nie ma także właściwo- ści onkogennych.
Dotychczas zakażenia wirusem BIV nie łączono z konkretną jednostką chorobo- wą lub z zespołem chorobowym, podob- nie jak u człowieka łączy się zakażenie wi- rusem HIV z AIDS. Zakażeniu wirusem BIV u bydła objawia się uogólnionym po- większeniem węzłów chłonnych, limfocy- tozą, zaburzeniami czynności ośrodkowe- go układu nerwowego (10), postępującym wyniszczeniem, spadkiem mleczności, zespołem porażenia poporodowego (11) i obniżonej blastogenezy limfocytów (12).
W każdym przypadku następstwem zaka- żenia u krów przez BIV jest długo trwa- jąca limfocytoza, spadek masy ciała oraz obecność wtórnych zakażeń spowodo- wanych przez bakterie oportunistyczne oraz wirusy (13, 14). Króliki zakażone do- świadczalnie BIV chorują wśród ciężkich i kończących się śmiercią zaburzeń czyn- ności układu immunologicznego. Zabu- rzenia o podobnym charakterze wystę- pują u ludzi zakażonych wirusem HIV, małp zakażonych wirusem niedoboru im- munologicznego małp lub kotów zakażo- nych wirusem niedoboru immunologicz- nego kotów.
Zakażenie wywołane przez BIV usposa- bia bydło nie tylko do zakażeń bakteriami oportunistycznymi, ale też do zakażeń in- nymi wirusami, np. wirusem białaczki by- dła, wirusem choroby błon śluzowych i wi- rusem zakaźnego zapalenia nosa i tchawi- cy. Świadczą o tym często spotykane u tych samych osobników zakażenia wywoła- ne przez BIV i inne wirusy bydła, a także wtórne zakażenia bakteryjne.
Zakażenia bydła przez BIV występują w wielu krajach, dotyczą one w niektórych państwach nawet 90% stad, ale przy nie- wielkim lub umiarkowanym odsetku sero- reagentów w stadach (15). Wyniki badań ogłoszone w 1994 r. dotyczące częstotli- wości bydła reagującego na BIV w Kana- dzie dotyczące 928 surowic krów z 265 stad w prowincji Ontario wykazały, że w każ- dym stadzie liczba seroreagentów waha- ła się od 1 do 13. Przeciwciała przeciwko BIV występowały u 5,5% krów, w 18,1%
stad była przynajmniej jedna sztuka re- agująca dodatnio (16). Serokonwersja ma zwykle miejsce po 2–4 tygodniach po za- każeniu, przy czym dominuje odpowiedź immunologiczna przeciwko białku kapsy- du p26 BIV. W późniejszej fazie choroby najczęściej występuje zakażenie latentne, które charakteryzuje się stałą obecnością prowirusowego DNA w zakażonej ko- mórce oraz brakiem możliwości wyizolo- wania wirusa.
W Europie zakażenia dotyczą 2,5–10%
stad bydła. W Belgii testem immunoflu- orescencji stwierdzono 4% seroreagen- tów, przy czym reakcja była słabo dodat- nia, w Niemczech 6,6% bydła reagowało w teście ELISA, we Francji 5% w teście We- stern blot, a w Holandii 1,4% bydła reago- wało pozytywnie w teście immunofluore- scencji i Western blot. Natomiast w Polsce przeciwciała przeciwko BIV stwierdzono u 5–15% bydła mlecznego, chociaż w nie- których stadach liczba seroreagentów obej- mowała 30–40% zwierząt w stadzie (17).
W oparciu o badania genomiczne i sero- logiczne stwierdzono zakażenia wirusem BIV u bydła w USA, Australii, we Wło- szech, w Japonii, Korei, Pakistanie i Bra- zylii (18, 19, 20).
Zakażenie BIV może szerzyć się kilko- ma drogami: za pośrednictwem siary i mle- ka, krwi, kontaktów bezpośrednich drogą aerozolową i za pośrednictwem owadów krwiopijnych oraz nasienia (21). Wystę- powanie BIV w komórkach krwi umoż- liwia transmisję wirusa drogą jatrogen- ną i za pośrednictwem owadów krwio- pijnych jako mechanicznych wektorów.
Leukocyty nasienia buhajów są ważnym rezerwuarem BIV i dlatego sztuczna in- seminacja zanieczyszczonym przez wirus nasieniem jest ważną drogą szerzenia się zakażenia w stadach. Nadal wyklucza się możliwość przeniesienia zakażenia za po- średnictwem transferu zarodków. Możli- wy jest natomiast pionowy transfer zaka- żenia drogą transplacentarną.
Charakterystyka wirusa BIV
Wirus niedoboru odporności bydła (BIV), który można uznać za przyczynę zespo- łu nabytego braku odporności bydła (bo- vine acquired immunodeficiency syndro- me – BAIDS), nazwanego tak przez ana- logię do AIDS wywołanego przez wirus HIV, należy do rodziny Retroviridae ro- dzaju Lentivirus. Linearny genom BIV składa się z dwóch identycznych kopii RNA (ss-RNA) o dodatniej polarności, masie 8960 bp i zawiera trzy geny kodu- jące białka strukturalne wspólne dla re- trowirusów (Gag, Pol, Env) oraz geny re- gulatorowe kodujące białka regulacyjne (vif – czynnik zakaźności, tat – czynnik aktywujący transkrypcje, re v – regula- tor ekspresji wirusa, vpy i tmx; 22, 23).
Tat reguluje ekspresję wirusa na pozio- mie transkrypcji, a rev na poziomie po- transkrypcyjnym. Białka strukturalne Gag stanowią główny składnik kapsydu wiru- sa i występują w ilości 2000–4000 kopii/
winion. Białka Pol odpowiadają za synte- zę prowirusowego DNA i jego integrację z DNA komórki gospodarza, podczas gdy składnik SU białka Env umożliwia przy- łączenie wirusa do komórki docelowej.
Wirion o kształcie zbliżonym do kuli o średnicy 120–130 nm pokrywa dwu- warstwowa otoczka lipidowa wypo- sażona w glikoproteinowe wypustki (gp45 i gp100). Białko kapsydu p25 jest głównym białkiem antygenowym BIV. Dwa znane dotychczas izolaty wirusa niedobo- ru immunologicznego bydła, R29 i FL112, należą do jednego serotypu. Geny retro- wirusów mają charakter nieciągły, dzięki czemu BIV charakteryzuje się dużym stop- niem zmienności, przy czym nawet u tego samego zwierzęcia mogą występować róż- ne formy wirusa. Liczne punktowe muta- cje i delecje występują najczęściej w otwar- tej ramce kodującej pol i env. Na zmien- ność genomu wpływa też presja selekcyjna w trakcie replikacji wirusa (24). Zmienność antygenowa umożliwia lentiwirusom uni- kać kontroli immunologicznej i szybką ich replikację. Białko powierzchniowe otoczki SU ulega częściej zmianom, co ma wpływ na tropizm wirusa (25).
Transkrypcja genów zintegrowanego prowirusa jest regulowana przez LTR (po- wtarzalną sekwencję końcową), która znaj- duje się na obydwu końcach prowiruso- wego DNA wbudowanego w genom ko- mórki. LTR zawiera promotory, induktory i terminatory transkrypcji. Internalizacja BIV-Tat w zakażonych komórkach wpły- wa na komórki sąsiednie i umożliwia re- plikacje wirusa (26).
Wirus jest wrażliwy na działanie tempe- ratury. Temperatura 470°C działająca przez 30 min oraz pasteuryzacja niska i wysoka inaktywują wirus (27).
Patogeneza
BIV, podobnie jak HIV, zakaża in vivo głów- nie monocyty, makrofagi i limfocyty (28).
BIV wykorzystuje limfocyty CD3+, CD4+, CD8+ i komórki γδ-T oraz B (29). Testem PCR, hybrydyzacją, testem Southern blot i badaniami nad transkryptazą stwierdzono prowirusowy DNA w limfocytach B i mo- nocytach w ostrym stadium zakażenia (30).
W rozpoznaniu uczestniczy fragment gli- koproteiny otoczkowej gp100 obejmują- cy wysoce konserwatywne regiony łańcu- cha karboksylowego. W cytoplazmie zaka- żonej komórki ma miejsce przepisywanie materiału genetycznego wirusa z RNA na kopie komplementarnego DNA. Na ma- trycy jednej nici RNA odwrotna trans- kryptaza (RT) syntetyzuje komplementar- ną nić DNA, używając tRNA. Do latencji dochodzi, gdy zakażony limfocyt po po- dziale staje się komórką pamięci i prze- chodzi w stan spoczynku. Zakażenie la- tentne może utrzymywać się latami w or- ganizmie bydła oraz bawołów i uaktywnić się pod wpływem stresu.
Ponieważ komórkami aktywnie wytwa- rzającymi BIV są limfocyty T pomocnicze
(Th), dochodzi do ich niszczenia zarówno bezpośrednio przez wirus, jak i przez lim- focyty cytotoksyczne (Tc; 23).
Nadal nie jest jasne, czy zakażenie na- turalne wywołane u bydła przez BIV wpły- wa na stan zdrowia zwierząt. Jednak wy- niki zakażeń doświadczalnych świadczą o zmniejszeniu sprawności układu immu- nologicznego i predyspozycji do rozwo- ju wtórnych zakażeń. Wieloletnie bada- nia stad bydła mlecznego o dużej liczbie seroreagentów wykazało występowanie wtórnych zakażeń wpływających nieko- rzystnie na wydajność mleczną, co po- twierdza negatywny wpływ zakażenia BIV na zdrowie (31). Przejściowa limfo- cytoza i obrzęk węzłów chłonnych wy- stępuje u cieląt zakażonych szczepem R-29 BIV (10). W oparciu o testy blasto- genezy, badanie aktywności neutrofilów i charakter zmian histopatologicznych u zakażonych sztuk wysnuto wniosek, że BIV działa tylko w niewielkim stopniu immunosupresyjnie, a w pewnych sytu- acjach całkiem nie wywiera tego działa- nia (32). Obniżenie stosunku CD4/CD8 oraz nasilenie proliferacji limfocytów u cieląt w okresie 2–6 tygodni po zaka- żeniu BIV (33) przemawia jednak za im- munosupresyjnym wpływem zakażenia.
Zmniejsza się przy tym nasilenie odpo- wiedzi immunologicznej na szczepienie wirusem błon śluzowych bydła oraz wi- rusem wirusowej biegunki bydła. Obni- żenie stosunku CD4/CD8 potwierdzają obserwacje Brujeni i wsp. (34) przepro- wadzone na krowach rasy holsztyńskiej.
U zakażonych krów stosunek ten wyno- sił 1,43, a u zdrowych 2,45 (34).
U doświadczalnie zakażonych cieląt prowirusowy DNA względnie wirusowy RNA występuje w limfocytach krwi, śle- dziony i węzłów chłonnych, w komórkach płuc, neuronach i hepatocytach. Spektrum zakaźne BIV jest szerokie, wirus z łatwo- ścią replikuje się w fibroblastach płuc i śle- dziony płodów bydła, pierwotnych komór- kach wywodzących się z mózgu, splotu naczyniówkowego, jąder, grasicy, nerek, błon maziowych stawów płodów bydlę- cych, tworząc syncytja oraz niszcząc ko- mórki. Długo trwającą replikację wirusa można uzyskać na linii komórkowej gra- sicy psa (Cf2Th).
Limfadenopatia która, rozwija się w pro- cesie zakażenia, jest następstwem inten- sywnej produkcji przeciwciał i odkłada- nia kompleksów antygenowych w komór- kach, zaś limfocytoza jest spowodowana wzrostem stężenia IL-6 pobudzającej poli- klonalną ekspansję limfocytów B. Efektem jest nabyty niedobór odporności, który ce- chuje się limfopenią, zaburzeniem czyn- ności makrofagów i komórek dendrytycz- nych. W organizmie o obniżonej sprawno- ści immunologicznej z łatwością rozwijają
się wtórne zakażenia bakteryjne, a także zakażenia wirusowe.
Humoralna i komórkowa odpowiedź immunologiczna
Niewiele badań poświęcono odpowiedzi immunologicznej w zakażeniach wywo- łanych przez BIV. Odpowiedź serologicz- na na zakażenie doświadczalne u cieląt szczepem BIV R-29 pojawia się po 2 tygo- dniach. Dominują przeciwciała dla białka wirusowego p26, które pojawiają się jako pierwsze i utrzymują się przez 1,5–2 lat.
Ze względu na ich specyficzność badanie w kierunku obecności tych przeciwciał wykorzystuje się w testach serologicznych (Western blot, ELISA, immunofluorescen- cja) do wykrywania zakażenia BIV (35).
Nastepnie są produkowane przeciwciała przeciwko glikoproteinom otoczki wiru- sa gp110, p55, gp 42 (transmembranowe- go fragmentu otoczki wirusa), p18 i p13 (nukleokapsydowej części gag). Przeciw- ciała przeciwko gp42 utrzymują się przez 3,5–4 lata (36). Zakażenie BIV indukuje istotny wzrost swoistej proliferacji limfo- cytów na antygeny BIV w okresie 2–6 ty- godni po zakażeniu oraz spadek stosun- ku CD4/CD8 w okresie 2–7 tygodni po zakażeniu (33).
Objawy kliniczne
Latentne zakażenie BIV może utrzymy- wać sie przez wiele lat, nie wywołując żad- nych objawów. Stres indukuje przejście zakażenia latentnego w zakażenie jawne.
Brak jest jednak objawów patognomo- nicznych u zakażonego bydła i bawołów.
W każdym przypadku dominuje immu- nosupresja o różnym nasileniu. Świadczą o niej liczne oporne na leczenie zakaże- nia bakteryjne i grzybicze skóry, zapale- nia racic, tkanki łącznej i błon śluzowych, w których dominuje Streptococcus bovis, zakażenia gruczołu mlekowego wywołane przez S. agalactiae, S. uberis i Corynebac- terium. Ponadto występują neuropatie, ro- nienia, częste zakażenia poporodowe i spa- dek mleczności (10, 11, 32), zaleganie po- porodowe (37), a także limfadenopatia, limfocytoza, opóźnienie odpowiedzi im- munologicznej na obce antygeny, obniże- nie zdolności fagocytarnej, osłabienie ak- tywności neutrofilów zaangażowanych w cytotoksyczność komórkową zależną od przeciwciał.
Pogląd o braku patogenności BIV trud- no więc utrzymać, ponieważ izoluje się go z przypadków chorobowych i istnieją liczne dane wskazujące na działanie im- munosupresyjne tego wirusa. Być może, że BIV jest odmianą o małej patogenności lub w niektórych sytuacjach niepatogenną odmianą wirusa choroby Jembrana (JDV),
który powoduje ostrą chorobę u Bos ja- vanicus na wyspie Bali. Chorobę cechuje limfocytoza, limfadenopatia, wybroczyno- wość w narzadąch wewnętrznych i wyso- ka śmiertelność, bo dochodząca do około 15% (38). Obydwa wirusy przy zastoso- waniu obecnie dostępnych metod serolo- gicznych są trudne do odróżnienia (39).
Istnieją co najmniej trzy różne antygeno- wo determianty białka kapsydu wspólne dla BIV i JDV, ale jak stwierdzono ostat- nio, przynajmniej jeden epitop przeciw- ciała monoklonalnego dla białka kapsy- du jest specyficzny dla BIV (40, 41). Sto- sując monoklonalne przeciwciało (MAb 10H1) przeciwki białku Gag BIV, zidenty- fikowano ten specyficzny epitop nieobec- ny u JDV w N-terminalnym o 6,4 kDa za- kończeniu białka kapsydu Gag o masie 29 kDa (42).
Zmiany anatomopatologiczne
Węzły chłonne chorych zwierząt są po- większone, przekrwione i pokryte wy- broczynami. Ma miejsce rozrost grudek chłonnych w węzłach chłonnych, śle- dzionie, migdałkach i tkance limfatycz- nej przewodu pokarmowego. W mózgu stwierdza się nacieki okołonaczyniowe komórek jednojądrzastych. Czasami ob- serwuje się rozrost limfocytów w grasicy, węzłach chłonnych i mózgu (43). Wystę- pują okołonaczyniowe nacieki limfocy- tarne, rzadziej komórek plazmatycznych i makrofagów w oponach mózgu, mó- zgu, móżdżku i rdzeniu kręgowym. Spa- da liczba limfocytów T w obszarach gra- siczozależnych węzłów chłonnych i śle- dziony (14).
Rozpoznanie
W rozpoznaniu zakażenia BIV wykorzy- stuje się izolację wirusa, testy serologicz- ne, metody biologii molekularnej. Izolacja wirusa, która w przypadku wielu chorób wirusowych jest standardem diagnostycz- nym, w przypadku BIV jest mało przy- datna. Do celów izolacji wykorzystuje się hodowlę komórek śledziony płodów cie- ląt, płuc płodów cieląt oraz komórki za- rodków królika (44). W rutynowych ba- daniach diagnostycznych jest wykorzy- stywany test ELISA oraz Western blot.
Większość testów serologicznych wyko- rzystuje rekombinowane białka wirusa, głównie p26 kapsydu, lub transmembra- nowe białka zrekombinowanego bakulo- wirusa z genem gag BIV (45) bądź z an- tygenem przygotowanym z syntetycz- nych peptydów.
Metoda PCR umożliwia wykrycie ko- pii prowirusowego DNA BIV w komór- kach jednojądrzastych już 5 dnia po zaka- żeniu (46, 47). Najlepsze efekty uzyskuje się
Ontario dairy cattle and association between test re- sults, production records and mangament practice.
Can. J. Vet. Res. 1994, 58, 36–41.
17. Kostro K., Gliński Z. (red.): Ochrona zdrowia i terapia chorób zakaźnych zwierząt gospodarskich. I. Choro- by zakaźne bydła. Wydawnictwo UP w Lublinie. 2013, 325–329.
18. Burkala E.J., Ellis T.M., Voigt V., Wilcox G.E.: Serolo- gical evidence of an Australian bovine lentivirus. Vet.
Microbiol. 1999, 68, 171–177.
19. Meas S., Seto J., Sugimoto C., Bahksh M., Riaz M., Sato T., Naeem K., Ohashi K., Onuma M.: Infection of bo- vine immunodeficiency virus and bovine leukemia vi- rus in water buffalow and cattle populations in Paki- stan. J. Vet. Med. Sci. 2000, 62, 329–331.
20. Meas S., Ryas J., Faria N.A., Usui T., Teraoka Y., Mu- lenga A., Chang K.S., Masuda A., Madryga C.R., Ohash K., Omma M., Ruas Faias J.: Seroprevalence and mole- cular evidence for the presence of bovine immunode- ficiency virus in Brazilian cattle. Jpn J. Vet. Res. 2002, 50, 145–152.
21. Ellis T., Robinson W., Wilcox G.: Effect of colostrum deprivation of goat kids on the natural transmission of caprine retrowirus infection. Aust. Vet. J. 1983, 60, 326–329.
22. Garvey K.J., Obsrste M.S., Esler J.E., Braun M.J., Gonda M.A.: Nucleotide sequence and genome organization of biologically active proviruses of the bovine immu- nodeficiency-like virus. Virology 1990, 175, 391–409.
23. Gonda M.A., Luther D.G., Fong S.E., Tobin G.J.: Bo- vine immunodeficiency virus molecular biology and virus-host interactions. Virus Res. 1994, 32, 155–181.
24. Mansky L.M.: Retrovirus mutation rates and their role in genetic variation. J. Gen. Virol. 1998, 79, 1337–1345.
25. Coffin J.M.: Genetic diversity and evolution of retro- viruses. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 1992, 176, 143–164.
26. Deng G., Su Y., Mu J., Sha R., Geng Y., Qiao W., Chen Q.: Molecular basis of the internalization of bovine im- munodeficiency virus Tat protein. Virus Genes. 2008, 36, 85–94.
27. Moore E.C., Keil D., Cyr Koats K.St.: Thermal inacti- vation of bovine immunodeficiency virus. Appl. Envir.
Microbiol. 1996, 62, 4280–4283.
28. Gonda M.A., Braun M.J., Carter S.G., Kost T.A., Bess J.W. Jr., Arthur L.O., van der Maaten M.J.: Characteri- zation and molecular cloning of a bovine lentivirus re- lated to human immunodeficiency virus. Nature 1987, 330, 388–391.
29. Whetstone C.A., Suarez D.L., Miller J.M., Pesch B.A., Harp J.A.: Bovine lentivirus induces early transient B-cell proliferation in experimentally inoculated cat- tle and appears to be pantropic. J. Virol. 1997, 71, 640–644.
30. Heaton P.R., Johnstone P., Brownlie J.: Investigation of the cellular tropism of bovine immunodeficiency-like virus. Res. Vet. Sci. 1998, 65, 33–40.
31. Snider T.G., Hoyt P.G., Jenny B.F., Coats K.S., Luther D.G., Storts R.W., Battles J.K., Gonda M.A.: Natural and experimental bovine immunodeficiency virus in- fection in cattle. Vet. Clin. North. Amer. Food. Anim.
Pract. 1997, 13, 151–176.
32. Flamming K., van der Maaten M., Whetstone C., Car- penter S., Frank D., Roth J.: Effect of bovine immuno- deficiency-like virus infection on immune function in experimentally infected cattle. Vet. Immunol. Immu- nopathol. 1993, 36, 91–105.
33. Zhang S., Wood C., Xue W., Krunkenberg S.M., Mi- nocha H.C.: Immune suppression in calves with bovi- ne immunodeficiency virus. Clin. Diagn. Lab. Immu- nol. 1997, 4, 232–235.
34. Brujeni G.N., Poorbazargani T.T., Nadin-Davis S., To- looie M., Barjesteh N.: Bovine immunodeficiency vi- rus and bovine leukemia virus and their infection in Iranian Holstein cattle. J. Infect. Dev. Ctries 2–10, 4, 576–579.
35. Whetstone C.A., van der Maaten M.J., Black J.W.: Hu- moral immune response to the bovine immunodefi- ciency-like virus in experimentally and naturally in- fected cattle. J. Virol. 1990, 64, 3557–3561.
36. Abed Y., Archambault D. A.: Viral transmembrane re- combinant protein-based enzyme-linked immunosor- bent assay for the detection of bovine immunodeficien- cy virus infection. J. Virol. Methods. 2000, 85, 109–116.
37. Walder R., Kalvatchev Z., Tobin G.J., Barrios M.N., Ga- rzaro D.J., Gonda M.A.: Possible role of bovine immu- nodeficiency-like virus in bovine paraplegic syndrome:
evidence from immunochemical, virological and sero- prevalence studies. Res. Virol. 1995, 146, 313–323.
38. Desport M., Lewis J.: Jembrana disease virus: host re- sponses, viral dynamics and disease control. Curr. HIV Res. 2010, 8, 53–65.
39. Kertayadnya G., Wilcox G.E., Soeharsono S., Hartaning- sih N., Coelen R.J., Cook R.D., Collins M.E., Brown- lie J.: Characteristics of a retrovirus associated with Jembrana disease in Bali cattle. J. Gen. Virol. 1993, 74, 1765–1778.
40. Zheng L., Zhang S., Wood C., Kapil S., Wilcox G.E., Loughim T.A., Minocha H.C.: Differentiation of two bovine lentiviruses by a monoclonal antibody on the basis of epitope specificity. Clin. Diagn. Lab. Immu- nol. 2001, 2, 283–287.
41. Bhatia S., Patil S.S., Sood R.: Bovine immunodeficien- cy virus: a lentiviral infection. Indian J. Virol. 2013, 24, 332–341.
42. Lu M., Zheng L., Mitchell K., Kapil S., Wood C., Mi- nocha H.: Unique epitope of bovine immunodeficien- cy virus gag protein spans the cleavage site between p16 (MA) and p2L. Clin. Diagn. Lab. Immunol. 2002, 9, 1277–1281.
43. Sider T.G., Coats K.S., Storts R.W., Grave K.F., Cooper C.R., Hoyt P.G., Luther D.G., Jenny B.F.: Natural bovi- ne lentivirus type 1 infection in Holstein dairy cattle.
Lumphoid tissue lesions. Comp. Immunol. Microbiol.
Infect. Dis. 2003, 26, 1–15.
44. Hidalgo G., Flores M., Bonilla J.A.: Detection and iso- lation of bovine immunodeficiency-like virus (BIV) in dairy herds of Costa Rica. Zentrlbl. VetMed. B. 1995, 42, 155–161.
45. Rasmussan L., Battles J.K., Ennis W.H., Nagashima K., Gonda M.A.: Characterization of virus-like particles produced by a recombinant baculovirus containing the gag gene of the bovine immunodeficiency virus. Viro- logy 1990, 178, 435–451.
46. Suarez D.L., van der Maaten M.., Whetstone C.A.: Im- proved early and long-term detection of bovine len- tivirus by a nested polymerase chain reaction test in experimentally infected calves. Amer. J. Vet. Res. 1995, 56, 579–586.
47. Zhang S., Troyer D.L., Kapil S., Zheng L., Kennedy G., Weiss M., Xue W., Wood C., Minocha H.C.: De- tection of proviral DNA of bovine immunodeficiency virus in bovine tissues by polymerase chain reaction (PCR) and PCR in situ hybridization. Virology 1997, 236, 249–257.
48. Patil S.S., Pattanaik B., Mishra N., Banumathi N., Du- bey R., Pradhan H.K.: Detection of proviral genomic sequence of bovine immunodeficiency virus in Indian cattle. Curr. Sci. 2003, 84, 563–566.
Prof. zw. dr hab. mgr Z. Gliński, e-mail zglinski@o2.pl z nested PCR, ale jest potrzeba równocze-
snej amplifikacji regionów pol i en celem eliminacji wyników fałszywie ujemnych spowodowanych zróżnicowaniem gene- tycznym szczepów BIV. W Indiach celem wykrycia BIV w mleku i we krwi wykorzy- stano specyficzne startery dla regionu gag genomu BIV w semi-nested PCR i w ana- lizie restrykcyjnej (48).
Postępowanie
Dotychczas zakażenie BIV nie jest trakto- wane jako odrębna jednostka chorobowa, stąd postępowanie ogranicza się do po- wszechnie stosowanych zaleceń w choro- bach zakaźnych.
Piśmiennictwo
1. Baltimore D.: Expression of animal virus genomes.
Bacteriol. Rev. 1971, 35, 235–241.
2. Iwan E., Szczotka M., Kuźmak J.: Retrowirusy i ich znaczenie w zakażeniach zwierząt. Życie Wet. 2015, 90, 86–89.
3. Van de Woude S., Hageman C.L., Hoover E.A.: Do- mestic cats infected with lion or puma lentivirus de- veloped anti-feline immunodeficiency virus immune responses. J. Acquir. Immun. Defict. Syndr. 2003, 34, 20–31.
4. Sandeep Bhatia, Patil S.S., Sood R.: Bovine immuno- deficiency virus: a lentiviral infection. Indian J. Virol.
2013, 24, 332–341.
5. Van der Maaten M.J., Boothe A.D., Seger C.L.: Isola- tion of a virus from cattle with persisten lymphocy- tosis. J. Natl. Cancer Inst. 1972, 49, 1649–1657.
6. Suarez D.L., van der Maaten M.J., Wood C., Whetsto- ne C.C.A.: Isolation and characterization of new wild- -type isolates of a bovine lentivirus. J. Virol. 1993, 67, 5051–5055.
7. Ekberink H., Horzinek M.C.: Animal immunodeficien- cy viruses. Vet. Microbiol. 1992, 33, 311–331.
8. Petroski M.D., Deshaies R.J.: Function and regulation of cullin-RING ubiquitin ligases. Nat. Rev. Mol. Cell.
Biol. 2005, 6, 9–20.
9. Zhang W., Wang H., Li S., Liu X., Liu G., Harris R.S., Yu X-F.: Cellular requirements for bovine immuno- deficiency virus Vif-mediated inactivation bovine APOBEC3 proteins. J. Virol. 2014, 88, 12528–12540.
10. Carpenter S., Miller L.D., Alexandersen S., Whetsto- ne C.A., van der Maaten M.J., Viuff B., Wannemueh- ler Y., Miller J.M., Roth J.A.: Characterization of early pathogenic effects after experimental infection of ca- lves with bovine immunodeficiency-like virus. J. Virol.
1992, 66, 1074–1083.
11. Martin S.J., Neill P.O., Billello J.A, Lymphocyte trans- formation abnormalities in bovine immunodeficien- cy-like virus infected calves. Immunol. Lett. 1991, 27, 81–84.
12. Walder R., Kalvatchev Z., Tobin G.J., Barrios M.N., Ga- rzaro D.J., Gonda M.A.: Possible role of bovine immu- nodeficiency-like virus in bovine paraplegic syndrome:
evidence from immunochemical, virological and sero- prevalence studies. Res. Virol. 1995, 146, 313–323.
13. Bouillant A.M., Archambault D.: Bovine immunodefi- ciency virus: a short review. Ann. Rech. Vet. 1990, 21, 239–250,
14. Snider T.G., Luther D.G., Jenny B.F., Hoyt P.G., Battles J.K., Ennis W.H., Balady J., Blas-Machado U., Lemar- chand T.X., Gonda M.A,: Encephalitis, lymphoid tis- sue depletion and secondary diseases associated with bovine immunodeficiency virus in a dairy herd. Comp.
Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 1996, 19, 117–131.
15. Horzinek M., Keldermans L., Stuurman T., Black J., Herrewegh A., Sillekens P., Koolen M.: Bovine im- munodeficiency virus: immunochemical characteri- zation and serological survey. J. Gen. Virol. 1991, 72, 2923–2928.
16. McNab W.B., Jacobs R.M., Smith H.E.: A serologi- cal survey for bovine immunodeficiency-like virus in
