5. ENZYMATYCZNA ENANCJOSELEKTYWNA REDUKCJA

Metoda ta polega na wykorzystaniu zdolności dehydrogenaz do enancjoselek-tywnej redukcji (zwanej też asymetryczną redukcją) ketonów do alkoholi. Asyme-tryczna redukcja nie jest ograniczona 50% procentowym limitem wydajności, co ma miejsce w przypadku kR. z tego względu, tą metodą można uzyskać enancjome-rycznie czysty produkt z wysoką wydajnością.

Enancjoselektywna redukcja może być przeprowadzona za pomocą całych komórek mikroorganizmów lub izolowanych enzymów.

Mikroorganizmami zdolnymi do katalizowania asymetrycznej redukcji keto-nów aryloallilowych są bakterie Rhodococcus ruber [35–37] oraz drożdże Geotri-chum candidum [38] (Schemat 14).

R O

R OH

Bakterie lub drożdże

18 ^(S)-19

(S)-19a: R=CF₃, ee=94%, biokatalizator: Geotrichum candidum (S)-19b: R=CH₃, ee >99%, biokatalizator: Rhodococcus ruber

Schemat 14. Schemat asymetrycznej redukcji z udziałem mikroorganizmów.

Scheme 14. Schematic representation of microbiologically mediated asymmetric reduction.

W wyniku reakcji z tymi drobnoustrojami, powstają produkty o bardzo wyso-kim nadmiarze enancjomerycznym.

W przypadku, gdy reakcja enancjoselektywnej redukcji jest katalizowana przez izolowane enzymy- dehydrogenazy, niezbędny jest dodatek katalitycznej ilości kofak-tora-NAD(P)+, umożliwiającego prawidłowe działanie biokatalizatora. Ponadto, ze względu na dezaktywację dehydrogenaz w rozpuszczalnikach organicznych, reakcję należy prowadzić w wodnym lub wodno-organicznym środowisku.

Najpowszechniej stosowaną procedurą jest sprzężenie enzymatycznej asyme-trycznej redukcji ketonu aryloallilowego z utlenianiem 2-propanolu do ace tonu (Schemat 15). Umożliwia to regenerację kofaktora, a dodatkowo 2-propanol ułatwia rozpuszczenie hydrofobowych ketonów. Stosowanymi biokatalizatorami są enzymy bakteryjne wyizolowane z gatunków Rhodoccocus, Thermoanaerobacter, katali-zujące redukcję (S)-enancjoselektywną oraz Lactobacillius katalizujący redukcję (R)-enancjoselektywną. R O O OH NAD(P)H NAD(P)+ R OH

*

Schemat 15. Schemat enzymatycznej asymetrycznej redukcji.

Scheme 15. Schematic representation of enzymatic asymmetric reduction.

W Tabeli 6 zestawiono wyniki uzyskane dla szeregu alkoholi aryloallilowych, otrzymanych tą metodą.

Tabela 6. Table 6. 19 R ^{Wydajność (%) ee (%)} Literatura R S R S b Ph ⁸⁵ -52 a 80 64 a 58 a >99 ->99 >99 >99 >99 [39] [40] [41] c o-MeO-Ph ⁷⁷_{- 48}⁷⁰ _a ^>99_- ^>99_>99 ^[41]_[42] d p-Cl-Ph 84 79 >99 >99 [39] e 4-Me-3-NO₂-Ph 80 77 >99 >99 [39] f m-Me-Ph 67 66 >99 >99 [39] g m-CF₃-Ph 74 70 >99 >99 [39] h p-(CH₃CO)-Ph 21 9 >99 >99 [39] i p-(EtOOC)-Ph 60 80 >99 >99 [39] j p-(CH₃COHN)-Ph 74 70 >99 >99 [39] k p-NO₂-Ph 82a 90a >99 >99 [41] l p-Me-Ph 63 a 60 a >95 >99 [41] a – podana wartość to konwersja

Enancjoselektywna redukcja umożliwia otrzymanie enancjomerycznie czy-stych alkoholi aryloallilowych, głównie monopodstwionych w pozycjach 2, 3 lub 4 pierścienia aromatycznego, podstawnikami elektronodonorowymi lub elektrono-akceptorowymi. Najniższą wydajność otrzymano w przypadku alkoholu (R)-19h, co było spowodowane powstawaniem produktów ubocznych spowodowanych redukcją drugiej grupy karbonylowej. bardzo dużą zaletą tej metody jest fakt, że położenie oraz charakter elektronowy podstawników nie ma negatywnego wpływu na wydajność oraz enancjoselektywność reakcji. W każdym przypadku, otrzymano enancjomerycznie czysty produkt z dobrą wydajnością.

Enancjoselektywną redukcję można również przeprowadzić według innej pro-cedury, w której stosuje się dwa sprzężone enzymy: reduktazę karbonylową z Can-dida parapsilosis (CPCR) i dehydrogenazę mrówczanową z CanCan-dida boidinii (FDH) [42]. CPCR redukuje nienasycony keton aryloallilowy (18b) oraz aceton (21),

nato-miast FDH utlenia mrówczan sodu (22) do dwutlenku węgla (23), wspomagając regenerację kofaktora. O OH OH ^O CO₂ HCOONa NAD(P)H NAD(P)+ CPCR FDH 18b (S)-19b 20 ²¹ 22 Wydajność: 77% ee: >99% Czas: <14 dni 23

Schemat 16. Schemat enzymatycznej redukcji z zastosowaniem sprzężonych enzymów. Scheme 16. Schematic representation of asymmetric reduction with coupled enzymes.

W rezultacie otrzymano alkohol (S)-19b z bardzo dobrym nadmiarem enan-cjomerycznym oraz dobrą wydajnością. Niestety, czas reakcji wynosi około dwóch tygodni, co poważnie ogranicza zastosowanie tej metody. Ponadto osiągnięte wyniki są gorsze od uzyskanych z zastosowaniem wyłącznie jednego enzymu, w którym związek (S)-19b został otrzymany z 80% wydajnością w dużo krótszym czasie [39].

PODSUMOWANIE

W pracy przedstawiono zestawienie biokatalitycznych metod syntezy nierace-micznych alkoholi aryloallilowych.

Najczęściej stosowany, enzymatyczny rozdział kinetyczny alkoholi aryloal-lilowych jest dobrze poznaną i zoptymalizowaną dla tej grupy związków metodą. W większości przypadków, alkohole otrzymane za pomocą tej metody są enancjo-merycznie czyste i uzyskiwane z wydajnością około 50%, czyli bliską maksymalnej. Metody enzymatycznego dynamicznego rozdziału kinetycznego, enancjoselek-tywnej redukcji oraz mikrobiologicznej deracemizacji stosowane celem otrzymania tej grupy związków są porównywalne pod względem wydajności i nadmiaru enan-cjomerycznego otrzymanych alkoholi. Niestety są one zoptymalizowane wyłącz-nie dla alkohol acyklicznych, w których wiązawyłącz-nie podwójne znajduje się w środku cząsteczki.

Enancjoselektywne hydroksylowanie aromatycznych alkenów ma marginalne znaczenie, ponieważ w pracach na ten temat badano wyłącznie reaktywność jed-nego substratu. Wydaje się, że metoda ta będzie dalej intensywnie rozwijana.

Przedstawione w pracy metody są konkurencyjne dla klasycznych metod che-micznych. Ponieważ spełniają zalecenia „zielonej chemii”, w tym nie obciążają śro-dowiska naturalnego, to z całą pewnością ich rozwój oraz optymalizacja warunków reakcji będą kontynuowane.

PIŚMIENNICTWO CYTOWANE

[1] E. brenna, C. Fuganti, P. grasseli, S. Serra, Eur. j. Org. Chem., 2001, 7, 1349.

[2] E. brenna, N. Carracia, C. Fuganti, D. Fuganti, P. grasseli, Tetrahedron: Assymetry, 1997, 8, 3801.

[3] L. zhu, j.P. kedenburg, M. Xian, P.g. Wang, Tetrahedron Letters, 2005, 46, 811. [4] Y. Chen, F. Lie, z. Li, Adv. Synth. Catal., 2009, 351, 2107.

[5] W. Adam, z. Lukacs, C. kahle, C.R. Saha-Möller C, P. Schreier, journal of Molecular Catalysis b: Enzymatic, 2001, 11, 377.

[6] A. Uzura, T. katsuragi, Y. Tani, j. biosci. bioeng., 2001, 92, 381. [7] A. Uzura, T. katsuragi, Y. Tani, 2001, 92, 288.

[8] A. Uzura, T. katsuragi, Y. Tani, j. biosci. bioeng., 2001, 91, 217.

[9] b. zwanenburg, M. Mikołajczyk, P. kiełbasiński, kluwer Academic: Dordrecht, The Netherlands, 2000, 12.

[10] g. Allan, A.j. Carnell, j. Org. Chem., 2001, 66, 6495. [11] D. Titu, A. Chadha, Tetrahedron: Asym., 2008, 19, 1698.

[12] T. Itoh, Y. Matsushita, Y. Abe, S. Han, S. Wada, S. Hayase, M. kawatsura, S. Takai, M. Morimoto, Y. Hirose, Chem. Eur. j., 2006, 12, 9228 .

[13] L. borén, b. Martín-Matute, Y. Xu, A. Córdova, j-E. bäckvall, Chem. Eur. j., 2006, 12, 225. [14] Y. zhang, j. Li, D. Han, H. zhang, P. Liu, C. Li, biochemical and biophysical Research

Communi-cations, 2008, 365, 609.

[15] A. kamal, M. Sandbohr, A.A. Shaik, Tetrahedron: Assymetry, 2003, 14, 2839. [16] A. Córdova, k.D. janda, j. Org. Chem., 2001, 66, 1906.

[17] Y. Tsukada, k. Iwamoto, H. Furutani, Y. Matsushita, Y. Abe, k. Matsumoto, k. Monda, S. Hayase, M. kawatsura, T. Itoh, Tetrahedron Lett., 2006, 47, 1801.

[18] Y. Takagi, j. Teramoto, H. kihara, T. Itoh, H. Tsukube, Tetrahedron Lett., 1996, 37, 4991. [19] k. burgess, L.D. jennings, j. Am. Chem. Soc., 1990, 112, 7434.

[20] k. burgess, L.D. jennings, j. Am. Chem. Soc., 1991, 113, 6129. [21] j. Ŝtambaskỳ, A. V. Malkov, P. kočovskỳ, j. Org. Chem., 2008, 73, 9148.

[22] E. Lindner, A. ghanem, I. Warad, k. Eichele, H.A. Mayer, V. Schurig, Tetrahedron: Asym., 2003,

14, 1045.

[23] b. Morgan, A.C. Oehlschlager, T.M. Stokes, j. Org. Chem., 1992, 57, 3231.

[24] L. borén, b. Martín-Matute, Y. Xu, A. Córdova, j-E. bäckvall, Chem. Eur. j., 2006, 12, 225. [25] H. Shi-Hui, T. Hirakawa, T. Fukuba, S. Hayse, M. kawatsura, T. Itoh, Tetrahedron: Asym., 2007,

18, 2484.

[26] C. Raminelli, j.V. Comasseto, L. Andrade, A. Porto, Tetrahedron: Asym., 2004, 15, 3117. [27] E.N. kadnikova, V.A. Thakor, Tetrahedron: Asym., 2008, 19, 1053.

[28] M.M. Musa, k.I. ziegelmann-Fjeld, C. Vieille, j.g. zeikus, R.S. Phillips, j. Org. Chem. 2007, 72, 30.

[29] k. Faber, Biotransfomations in organic chemistry, Springer-Verlag New York, 1998, 4th edition, str. 57.

[30] j. Williams, j.V. Allen, Tetrahedron Lett.,1996, 37, 1859.

[31] Y. Choi, j. Suh, D. Lee, I. Lim, j. jung, M. kim, j. Org. Chem., 1999, 64, 8423. [32] j. Choi, Y. Choi, Y. kim, E. Park, E. kim, j. Park, j. Org. Chem., 2004, 69, 1972.

[33] b. Martín-Matute, M. Edin, k. bogár, F.b. kaynak, j-E. bäckvall, j. Am. Chem. Soc. 2005, 127, 8817.

[34] R. karvembu, R. Prabhakaran, M. Muthu Tamizh, k. Natarajan, C.R. Chimie, 2009, 12, 951. [35] W. Stampfer, b. kosjek, k. Faber, W. kroutil, j. Org. Chem., 2003, 68, 402.

[36] R. van Deursen, W. Stampfer, k. Edegger, k. Faber, W. kroutil, j. Mol. Catal.b: Enz., 2004, 31, 159.

[37] b. kosjek, W. Stampfer, M. Pogorevc, W. goessler, k. Faber, W. kroutil, biotechnol. bioeng., 2004,

86, 55.

[38] A. Arnone, R. berrnardi, F. blasco, R. Cardillo, g. Resnati, Tetrahedron, 1998, 54, 2809. [39] S. Sgalla, g. Fabrizi, R. Cirilli, A. Macone, A. bonamore, A. boffi, S. Cacchi, Tetrahedron: Asym.,

2007, 18, 2791.

[40] M.M. Musa, k.I. ziegelmann-Fjeld, C. Vieille, j.g. zeikus, R.S. Phillips, j. Org. Chem. 2007, 72, 30.

[41] M. kraußer, W. Hummel, H. gröger, Eur. j. Org. Chem., 2007, 5175.

[42] T. zelinski, A. Liese, C. Wandrey, M.-R. kula, Tetrahedron: Asym., 1999, 10, 1681. Praca wpłynęła do Redakcji 5 grudnia 2011

KWASY NUKLEINOWE JAKO KATALIZATORY