Celem prezentowanej rozprawy doktorskiej było poznanie roli dwóch ligaz mitochondrialnych MUL1 oraz PARKIN w rozwoju choroby Parkinsona z wykorzystaniem modelu D. melanogaster. Scharakteryzowano powiązanie PD z zaburzeniami zegara okołodobowego, który odpowiada za kontrolę rytmiki snu i czuwania oraz opisano możliwy mechanizm tego zaburzenia. Przedmiotem badań było także ustalenie czy zwiększenie ekspresji badanych ligaz mitochondrialnych wpłynie protekcyjnie na neurony wystawiane na działanie rotenonu. Przy zastosowaniu technik mikroskopowych oraz technik biologii molekularnej badano strukturalne nieprawidłowości synaps na modelach genetycznych i sporadycznych choroby Parkinsona u D. melanogaster.
24
Dyskusja
W rozprawie doktorskiej pt. „Rola wybranych białek mitochondrialnych w chorobie Parkinsona - badania na modelu Drosophila melanogaster” wykazano, że zaburzenia zegara okołodobowego odgrywają ważną rolę w patogenezie choroby Parkinsona. W badaniach wykorzystano modele genetyczne – mutacje genów mul1 oraz park, w celu scharakteryzowania możliwego mechanizmu tego zaburzenia. Dodatkowo, w osobnym cyklu prowadzonych badań, wykazano rolę ligaz MUL1 i PARK w neuroprotekcji w PD, z wykorzystaniem sporadycznego modelu choroby poprzez ekspozycję D. melanogaster na rotenon. Scharakteryzowano także molekularne i strukturalne (poprzez wykorzystanie elektronowej mikroskopii transmisyjnej) uszkodzenie synaps wywołane wpływem rotenonu oraz mutacji pink1. Zestawienie wyników otrzymanych z przeprowadzonych eksperymentów pozwala na bardziej dokładne poznanie patogenezy choroby Parkinsona oraz tłumaczy, że zaburzenie zegara biologicznego oraz mitofagii są najprawdopodobniej przyczyną problemów ze snem oraz obumierania neuronów występujących w trakcie trwania choroby.
W ramach przygotowania niniejszej rozprawy doktorskiej opublikowano trzy oryginalne publikacje naukowe o zasięgu międzynarodowym. W pierwszej z nich „Effects of MUL1 and PARKIN on the circadian clock, brain and behaviour in Drosophila Parkinson’s disease models” zbadano rolę zaburzenia zegara okołodobowego w rozwoju choroby Parkinsona. Głównym założeniem pracy było sprawdzenie czy zaburzenia snu, które występują u chorych, mogą wynikać z nieprawidłowo funkcjonującego zegara okołodobowego. W pracy jako model wykorzystano szczepy D. melanogaster z mutacją genu mul1 oraz park, wykazujące typowe objawy PD. Mutacje tych genów prowadzą do zmniejszenia ilości mitochondriów oraz zwiększenia ich wymiarów (Park i wsp., 2006a; Yun i wsp., 2014). Udowodniono, że u mutantów mul1 i park występuje wyższy poziom wolnych rodników, co jest wynikiem występowania uszkodzonych mitochondriów w komórkach, jak również zmniejszony poziom endogennego antyoksydantu – SOD 1, który odpowiada za ich rozkład (Bunton-Stasyshyn i wsp., 2015). U mutantów wykryto również mniejszy poziom białka ATG5 (z ang. Autophagy-related 5), odpowiedzialnego za prawidłowy przebieg procesu autofagii. Zahamowanie procesu autofagii zwiększa liczbę uszkodzonych organelli i białek komórkowych, co w rezultacie wzmaga proces degeneracji komórki (Henchcliffe i Beal, 2008). Z drugiej strony, wyniki innych autorów wykazały, że wzmożony stres oksydacyjny stymuluje proces autofagii w celu usunięcia uszkodzonych białek,
25 które mogą być źródłem stresu oksydacyjnego (Li i wsp., 2017a; Matus i wsp., 2008).
Natomiast przewlekły stres oksydacyjny powoduje defekt autofagii, co również potwierdzają prezentowane wyniki (Cai i Liu, 2012).
W kolejnym etapie badań wykazano, że długość życia badanych mutantów jest krótsza, a czas snu zredukowany. Skrócenie długości życia u mutantów jest najprawdopodobniej konsekwencją zahamowania autofagii. Wyniki innych autorów sugerują, że redukcja poziomu innego białka zaangażowanego w autofagię - ATG9 również skraca długość życia (Wen i wsp., 2017). Oprócz skróconego czasu życia, u mutantów zaobserwowano także zwiększoną aktywność lokomotoryczną i zaburzenia snu.
Ponadto mutacja park zwiększa poziom aktywności muszki owocowej w ciągu dnia (Julienne i wsp., 2017), co również potwierdziły prezentowane wyniki (dla mutantów park oraz dodatkowo mutantów mul1). Jak wspomniano wcześniej, sen jest regulowany przez zegar okołodobowy (Cavanaugh i wsp., 2016; Zhou i wsp., 2014), a u muszki owocowej kontrolowany za pośrednictwem PDF-pozytywnych neuronów lLNvs (Parisky i wsp., 2008).
Pokazuje to, że zaburzenia snu mogą prawdopodobnie wynikać z zahamowania autofagii w tej grupie neuronów, co prezentowane wyniki. W kolejnym etapie badań scharakteryzowano molekularne zmiany w zegarze biologicznym u mutantów park i mul1.
Po pierwsze, stwierdzono, że w przypadku mutacji park następuje parogodzinne przesunięcie w fazie rytmu i szczytu poziomu mRNA genów per i tim oraz zmiany w dobowej ekspresji clk. Z kolei u mutantów mul1 zaobserwowano zmiany w poziomie ekspresji genów zegara, podczas gdy ich rytm został zachowany. Pomimo faktu, że u obu mutantów rytmika ekspresji badanych genów była wyraźna, rytm zmian poziomu białka PER jest całkowicie zniesiony.
Różnice pomiędzy transkrypcją, a translacją PER mogą wynikać z nieprawidłowo działających czynników translacyjnych, co może powodować wysoki poziom ROS. Badania innych autorów potwierdziły, że zwiększona aktywność czynnika translacyjnego eIF2α (z ang. Eukaryotic Initiation Factor 2) wzmaga ekspresję PER (Lee i wsp., 2018).
Wysoki poziom stresu oksydacyjnego może także degradować białko SLIMB, odpowiedzialnego za degradację PER w proteasomach (Grima i wsp., 2002).
Niska aktywność SLIMB może zahamować degradację PER, zwiększając w ten sposób jego poziom i zmieniając profil jego ekspresji. Wolne rodniki mogą także bezpośrednio
„resetować” zegar okołodobowy poprzez modyfikację aktywności kinazy kazeinowej CK2 (z ang. Casein Kinase 2) (Tamaru i wsp., 2013). CK2 fosforyluje PER i TIM oraz reguluje ich poziom w czasie potranslacyjnej modyfikacji PER (Lin i wsp., 2002). Wolne rodniki mogą również wpływać na ekspresję genów zegara. U ssaków wysoki poziom ROS powoduje silną
26 indukcję ekspresji genów zegara (Tahara i Shibata, 2018). Wolne rodniki mogą także degradować czynniki transkrypcyjne, regulujące ekspresję genów zegara i białek stabilizujących mRNA, takich jak kinaza NEMO, VRILLE czy PDP1 (Akten i wsp., 2003;
Cyran i wsp., 2003; Kloss i wsp., 1998). Zaburzenie zegara może być także spowodowana wcześniej wspominanym wpływem stresu oksydacyjnego i zahamowaniem autofagii w komórkach zegara. Wspólna lokalizacja białek ATG5 i PDF w ciele komórkowym neuronów lLNvs zaobserwowana w obecnych badaniach, wskazuje, że białka zegara mogę także być degradowane na drodze autofagii. W tej grupie neuronów wszystkie badane geny ulegają ekspresji, podobnie jak zmiany poziomu białka PER (Myers i wsp., 1996b; Siwicki i wsp., 1988b; Zerr i wsp., 1990a). Ponadto zaobserwowano, że poziom ATG5 w tych neuronach jest mniejszy u obu mutantów niż u szczepów kontrolnych, co potwierdza związek molekularnego mechanizmu zegara z autofagią. Mutanty mul1 prezentowały także zmniejszony poziom badanego białka względem mutantów park, co najprawdopodobniej spowodowane jest różnymi funkcjami tych białek. Pomimo, że są to ligazy mitochondrialne zaangażowane w mitofagię, MUL1 uczestniczy także w SUMOilacji, za pośrednictwem którego różne białka są stabilizowane np. transporter glukozy czy α-synukleina (Dorval i Fraser, 2006; Giorgino i wsp., 2000). SUMOilacja zabezpiecza również białka przed wpływem wolnych rodników (Marcelli i wsp., 2018), więc jej zahamowanie tłumaczy zwiększoną wrażliwość białek na stres oksydacyjny. Podsumowując, w tym artykule wykazano, że mutacje genów mul1 i park, biorące udział w patogenezie choroby Parkinsona, zakłócają pewne procesy fizjologiczne, w tym molekularny mechanizm zegara okołodobowego, co z kolei wpływa na sen. Prawdopodobnie efekt ten wynika ze zwiększonego poziomu wolnych rodników i zahamowania autofagii, co jest kluczowe w generowaniu rytmów okołodobowych.
W kolejnym artykule zatytułowanym „Overexpression of Mitochondrial Ligases Reverses Rotenone-Induced Effects in a Drosophila Model of Parkinson’s Disease” opisano potencjalną metodę neuroprotekcji w chorobie Parkinsona. Głównym założeniem było zweryfikowanie czy zwiększenie poziomu mitofagii przez nadekspresję ligaz MUL1 i PARK będzie wpływało protekcyjnie na synapsy i neurony w PD. Do wywołania objawów choroby wykorzystano w tym przypadku wcześniej opisywaną neurotoksynę – rotenon. W badaniach udowodniono, że mechanizm działania rotenonu jest podobny do mechanizmu wywołanego mutacjami genów mul1 oraz park, który opisano w poprzednim artykule. Ekspozycja na 500 µM rotenon (Coulom i Birman, 2004) zmniejszyła poziom białek ATG5 oraz SOD1.
27 Udowodniono także, że rotenon wpływa na apoptozę zwiększając poziom białka Dcp-1 (z ang. Death caspase-1) (Xu i wsp., 2009). W badaniach innych autorów zaobserwowano także, że neurotoksyna indukuje zmiany w poziomie kliku innych białek apoptotycznych, takich jak Bcl2, Bax, kaspaza-8 i cytochrom C (Dhanalakshmi i wsp., 2016) oraz, że autofagia zapobiega apoptozie zależnej od stresu oksydacyjnego (Li i wsp., 2017b).
W dalszych badaniach wykazano, że rotenon obniża zdolność muszek owocowych do wspinania się i ich aktywność lokomotoryczną w ciągu dnia. Jest to najprawdopodobniej spowodowane zwiększonym poziomem wolnych rodników i apoptozą (Rosińczuk i wsp., 2018), a także degeneracją neuronów. We wcześniej pracach pokazano również, że stres oksydacyjny wpływa na zachowanie (Camargo i wsp., 2018). W prezentowanych badaniach udowodniono, że nadekspresja ligaz MUL1 i PARK w neuronach przywraca prawidłowy poziom autofagii, apoptozy i endogennego antyoksydantu, co w rezultacie przekłada się na kolejny wynik – poprawę wspinaczki oraz aktywności lokomotorycznej. Zaburzenia motoryczne mogą także wynikać z uszkodzonych synaps w układzie nerwowym i połączeń nerwowomięśniowych po ekspozycji na rotenon. Zaobserwowano, że rotenon zmniejsza poziom kilku białek związanych z transmisją synaptyczną: Dlg1 (z ang. Discs Large 1), synapsyny oraz synaptotagminy. Dlg1 odpowiedzialne jest za grupowanie receptorów neurotransmiterów i kanałów jonowych w błonie postsynaptycznej i pośredniczenie w adhezji komórkowej (Kim i wsp., 2014). Synapsyna jest ważnym białkiem grupującym pęcherzyki synaptyczne w miejscu presynaptycznym i regulującym plastyczność synaptyczną (Vasin i wsp., 2014). Z kolei synaptotagmina działa jak czujnik Ca2+ i odpowiada za egzocytozę neuroprzekaźnika (Geppert i wsp., 1994). Niski poziom synapsyny bądź synaptotagminy prowadzi do słabej transmisji synaptycznej i zaburzeń motorycznych (Lai i wsp., 2015; Sampedro-Piquero i wsp., 2014). Co więcej, niski poziom białek synaptycznych jest także skorelowany z wysokim poziomem wolnych rodników, które jak opisano powyżej, nasilają apoptozę i zmniejszają autofagię. Niski poziom białek synaptycznych wynika także ze słabej aktywności czynników translacyjnych, biorących udział w translacji tych białek, za co również odpowiedzialny jest stres oksydacyjny (Lee i wsp., 2018). Jak pokazują prezentowane wyniki, rotenon zmniejsza poziom białek ATG5, SOD1, podczas gdy ekspresja ich genów pozostaje prawidłowa. Aby podkreślić, że rotenon uszkadza synapsy, ich strukturę zanalizowano w transmisyjnym mikroskopie elektronowym. Zbadano morfologię elementów presynaptycznych w synapsach tetradycznych, w pierwszym neuropilu płata wzrokowego D. melanogaster. Synapsy te przekazują informacje wzrokowe z fotoreceptorów oka do interneuronów płata wzrokowego
28 mózgu. Stwierdzono, że rotenon wpływa na morfologię pęcherzyków synaptycznych oraz stref aktywnych, odpowiedzialnych za egzocytozę neuroprzekaźnika do szczeliny synaptycznej. Strefa aktywna w presynaptycznem elemencie synapsy jest miejscem, w którym dochodzi do fuzji pęcherzyka synaptycznego z błoną presynaptyczną pod wpływem wzrostu stężenia jonów wapnia (Wichmann i Sigrist, 2010). Prawidłowy rozwój synaps jest także zależny od autofagii (Shen i Ganetzky, 2009), która jest obniżona przez działanie rotenonu, a także od wpływu wolnych rodników (Kamat i wsp., 2016; Milton i Sweeney, 2012). Zmian w synapsach spowodowanych rotenonem nie odnotowano u szczepów z nadekspresją ligaz MUL1 i PARK. Strefy aktywne wyglądały prawidłowo w obu przypadkach, a pęcherzyki synaptyczne były okrągłe, elektronowo gęste, co jest typowe dla prawidłowych synaps. W kolejnym eksperymencie zbadana została liczba neuronów dopaminergicznych u szczepów z nadekspresją w/w ligaz po ekspozycji na rotenon.
Wcześniej opublikowane wyniki innych naukowców wykazały, że rotenon w stężeniu 500 µM wywołuje degenerację neuronów dopaminergicznych u muszki owocowej (Coulom i Birman, 2004). Spadek liczby neuronów jest skorelowany ze spadkiem poziomu dopaminy, co prawdopodobnie prowadzi do problemów motorycznych (Santiago i wsp., 2014; Smith i wsp., 2013). Zaobserwowano zmniejszoną liczbę neuronów dopaminowych po ekspozycji na rotenon, podczas gdy nadekspresja ligaz mitochondrialnych w neuronach szczepów karmionych rotenonem chroniła przed jego toksycznością i zapobiegała procesom neurodegeneracyjnym. Podsumowując, w niniejszym artykule wykazano że rotenon w stężeniu 500 µM zmniejsza poziom autofagii, a zwiększa apoptozę i ilość wolnych rodników. Prowadzi to do zaburzenia funkcji i morfologii synaps, aktywności lokomotorycznej oraz zmniejsza liczbę neuronów dopaminergicznych w mózgu D. melanogaster. Udowodniono także, że nadekspresja dwóch głównych ligaz mitochondrialnych we wszystkich neuronach działa protekcyjnie, ponieważ hamuje działanie rotenonu. Neurodegeneracja wydaje się zależeć nie tylko od braku ATP z powodu uszkodzonych mitochondriów, ale także z powodu ich niszczącego działania w komórce.
W ostatnim artykule, stanowiącym część prezentowanej rozprawy doktorskiej, pt. „Effects of PINK1 mutation on synapses and behavior in the brain of Drosophila melanogaster” zbadano zmiany morfologiczne synaps w genetycznym modelu choroby Parkinsona. Założeniem tej pracy było zweryfikowanie czy genetyczne modele choroby wykazują podobne uszkodzenie synaps jak modele sporadyczne (ekspozycja na rotenon).
29 W tym przypadku jako model genetyczny wykorzystano szczepy D. melanogaster z mutacją genu kodującego białko PINK1. Mutacja pink1 u muszki owocowej powoduje zmiany morfologii mitochondriów (Clark i wsp., 2006; Park i wsp., 2006c), prowadzące do zmniejszonej ilości dostępnej energii w postaci ATP (Liu i wsp., 2011), co przekładać się może na zaburzenia behawioralne i niemotoryczne. Ponadto u mutantów pink1 zaobserwowano defekt morfologiczny mięśni odpowiadających za lot (Park i wsp., 2006c) oraz apoptozę tych komórek (Clark i wsp., 2006). Park i wsp. (2006c) stwierdzili, że mutacja ta nie tylko powoduje zaburzenia ruchowe i obniża aktywność lokomotoryczną, ale także wpływa na synapsy i aktywność synaptyczną w mózgu. Wykazano, że mutanty mają też nieprawidłowy profil snu, a ich całkowita aktywność mierzona w trakcie 24 godzin jest obniżona. Wyniki te sugerują rolę PINK1 w utrzymaniu cyklu snu i czuwania.
Co ciekawe, zmiany aktywności zaobserwowano tylko w ciągu dnia, kiedy liczba mitochondriów jest największa. Na podstawie tych wyników możemy wnioskować, że cykl snu/aktywność D. melanogaster w ciągu dnia jest najprawdopodobniej skorelowana z obniżeniem aktywności mitochondriów w komórkach mózgu w ciągu dnia. W kolejnych badaniach stwierdzono, że mutacja pink1 wpływa na synapsy poprzez zmniejszenie ilości presynaptycznego białka BRP (z ang. Bruchpilot), budującego strefę aktywną oraz odpowiedzialnego za egzocytozę neuroprzekaźnika (Wagh i wsp., 2006), a także innych białek zaangażowanych w transmisję synaptyczną. Wykazano, że mutacja pink1 zmniejsza ilość białka BRP zarówno w mózgu, jak również w poprzednio opisywanych synapsach tetradycznych układu wzrokowego. W synapsach tetradycznych białko BRP ulega dobowym zmianom, które skorelowane są ze zmianami liczby elementów presynaptycznych (Górska-Andrzejak i wsp., 2013) Jednak dobowy rytm zmian BRP utrzymywany jest u szczepów z badaną mutacją. Fakt, że dobowa ekspresja białka BRP w synapsach tetradycznych nie ulega zmianie jest zaskakująca, ponieważ zaangażowanie mitochondriów w neuroplastyczność i plastyczność synaptyczną jest dobrze udokumentowane.
Ponieważ taki sam wynik zmian BRP stwierdzono również w homogenacie otrzymanym z całego mózgu, upośledzenie synaps występuje prawdopodobnie także w synapsach nerwowo-mięśniowych, w których białko BRP również występuje (Wagh i wsp., 2006).
Uszkodzenie synaps potwierdzają dodatkowo mikrofotografie z mikroskopu elektronowego, pokazujące pęknięte pęcherzyki synaptyczne i mniejsze strefy aktywne u mutantów pink1.
Wyniki te wskazują na fakt, że mutacja pink1 wpływa na transmisję synaptyczną, najprawdopodobniej przez zwiększoną produkcję wolnych rodników (Chien i wsp., 2013), które bezpośrednie powodują uszkodzenie układu nerwowego. Wagh i wsp. wykazali,
30 że szczepy ze zredukowaną ilością białka BRP mają podobne problemy motoryczne do tych obserwowanych w prezentowanych badaniach (Wagh i wsp., 2006). W badaniach opisanych w niniejszym artykule wykazano, że białko PINK1 jest niezbędne do utrzymania prawidłowego profilu snu w ciągu dnia i nocy, a także do odpowiedniej aktywności i morfologii synaps. Brak tego białka powoduje zmniejszenie ilości białek synaptycznych oraz zmiany ich morfologii, co w rezultacie najprawdopodobniej prowadzi do wcześniej opisanych zaburzeń motorycznych.
31
Wnioski
Wyniki uzyskane w prezentowanej rozprawie doktorskiej pozwalają na sformułowanie następujących wniosków :
1) Białka MUL1 i PARK zaangażowane są w prawidłowe funkcjonowanie zegara okołodobowego u D. melanogaster. Mutacje ich genów powodują parogodzinne przesunięcie w rytmicznej ekspresji głównych genów zegara, a także znoszą rytm zmian poziomu białka PER, co łącznie skutkuje wydłużonym okresem rytmu aktywności lokomotorycznej.
2) Białka MUL1 i PARK odpowiadają za utrzymanie prawidłowego procesu autofagii oraz eliminacji uszkodzonych mitochondriów, które są źródłem wolnych rodników.
3) Nieprawidłowe funkcjonowanie zegara okołodobowego w chorobie Parkinsona najprawdopodobniej jest przyczyną obserwowanych problemów ze snem.
4) Białka zegara najprawdopodobniej są również degradowane na drodze autofagii.
Tłumaczy to obecności białka ATG5 w neuronach lLNvs oraz fakt, że w genetycznych modelach PD poziom białka ATG5 w tych neuronach jest zmniejszony, a molekularny zegar uszkodzony.
5) Nadekspresja genów kodujących MUL1 i PARK wpływa protekcyjnie na neurony i synapsy w sporadycznym modelu choroby Parkinsona wywołanym rotenonem.
Degeneracja neuronów dopaminergicznych w mózgu jest zahamowana, jak również zmiany w morfologii i funkcjonowaniu synaps nie są obserwowane pomimo ekspozycji na neurotoksynę.
6) Nadekspresja ligaz mitochondrialnych MUL1 i PARK przywraca prawidłową autofagię, apoptozę oraz ilość SOD1 podczas stosowania rotenonu.
7) Białko PINK1 jest niezbędne do prawidłowego funkcjonowania synaps oraz utrzymaniu ich prawidłowej morfologii, jak również jest niezbędne do utrzymania prawidłowego profilu rytmu snu i aktywności lokomotorycznej.
32
Piśmiennictwo
Ahsan Ejaz, A., Sekhon, I. S., i Munjal, S. (2006). Characteristic findings on 24-h ambulatory blood pressure monitoring in a series of patients with Parkinson’s disease. Eur. J. Intern.
Med. 17, 417–420. doi:10.1016/j.ejim.2006.02.020.
Akten, B., Jauch, E., Genova, G. K., Kim, E. Y., Edery, I., Raabe, T., i wsp. (2003). A role for CK2 in the Drosophila circadian oscillator. Nat. Neurosci. 6, 251–257.
doi:10.1038/nn1007.
Allada, R., White, N. E., So, W. V, Hall, J. C., i Rosbash, M. (1998). A mutant Drosophila homolog of mammalian Clock disrupts circadian rhythms and transcription of period and timeless. Cell 93, 791–804. Available at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/9630223 [Accessed December 10, 2018].
Benna, C., Bonaccorsi, S., Wülbeck, C., Helfrich-Förster, C., Gatti, M., Kyriacou, C. P., i wsp. (2010). Drosophila timeless2 Is Required for Chromosome Stability and Circadian Photoreception. Curr. Biol. 20, 346–352. doi:10.1016/j.cub.2009.12.048.
Betarbet, R., Sherer, T. B., MacKenzie, G., Garcia-Osuna, M., Panov, A. V., i Greenamyre, J.
T. (2000). Chronic systemic pesticide exposure reproduces features of Parkinson’s disease. Nat. Neurosci. 3, 1301–1306. doi:10.1038/81834.
Braschi, E., Zunino, R., i McBride, H. M. (2009). MAPL is a new mitochondrial SUMO E3 ligase that regulates mitochondrial fission. EMBO Rep. 10, 748–754.
doi:10.1038/embor.2009.86.
Bunton-Stasyshyn, R. K. A., Saccon, R. A., Fratta, P., i Fisher, E. M. C. (2015). SOD1 Function and Its Implications for Amyotrophic Lateral Sclerosis Pathology. Neurosci.
21, 519–529. doi:10.1177/1073858414561795.
Cai, D., i Liu, T. (2012). Inflammatory cause of metabolic syndrome via brain stress and NF-κB. Aging (Albany. NY). 4, 98–115. doi:10.18632/aging.100431.
Calabresi, P., Picconi, B., Tozzi, A., i Di Filippo, M. (2007). Dopamine-mediated regulation of corticostriatal synaptic plasticity. Trends Neurosci. 30, 211–219.
doi:10.1016/j.tins.2007.03.001.
Camargo, A., Dalmagro, A. P., Rikel, L., da Silva, E. B., Simão da Silva, K. A. B., i Zeni, A.
L. B. (2018). Cholecalciferol counteracts depressive-like behavior and oxidative stress induced by repeated corticosterone treatment in mice. Eur. J. Pharmacol. 833, 451–461.
doi:10.1016/j.ejphar.2018.07.002.
33 Cavanaugh, D. J., Vigderman, A. S., Dean, T., Garbe, D. S., i Sehgal, A. (2016). The Drosophila Circadian Clock Gates Sleep through Time-of-Day Dependent Modulation of Sleep-Promoting Neurons. Sleep 39, 345–356. doi:10.5665/sleep.5442.
Chen, Y., i Dorn, G. W. (2013). PINK1-phosphorylated mitofusin 2 is a Parkin receptor for culling damaged mitochondria. Science 340, 471–5. doi:10.1126/science.1231031.
Chien, W. L., Lee, T. R., Hung, S. Y., Kang, K. H., Wu, R. M., Lee, M. J., i wsp. (2013).
Increase of oxidative stress by a novel PINK1 mutation, P209A. Free Radic. Biol. Med.
58, 160–169. doi:10.1016/j.freeradbiomed.2012.12.008.
Ciechanover, A. (2005). Proteolysis: from the lysosome to ubiquitin and the proteasome. Nat.
Rev. Mol. Cell Biol. 6, 79–87. doi:10.1038/nrm1552.
Clark, I. E., Dodson, M. W., Jiang, C., Cao, J. H., Huh, J. R., Seol, J. H., i wsp. (2006).
Drosophila pink1 is required for mitochondrial function and interacts genetically with parkin. Nature 441, 1162–1166. doi:10.1038/nature04779.
Coulom, H., i Birman, S. (2004). Chronic Exposure to Rotenone Models Sporadic Parkinson’s Disease in Drosophila melanogaster. J. Neurosci. 24, 10993–10998.
doi:10.1523/JNEUROSCI.2993-04.2004.
Cyran, S. A., Buchsbaum, A. M., Reddy, K. L., Lin, M.-C., Glossop, N. R. J., Hardin, P. E., i wsp. (2003). vrille, Pdp1, and dClock form a second feedback loop in the Drosophila
circadian clock. Cell 112, 329–41. Available at:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/12581523 [Accessed May 15, 2018].
Darlington, T. K., Wager-Smith, K., Ceriani, M. F., Staknis, D., Gekakis, N., Steeves, T. D., i wsp. (1998). Closing the circadian loop: CLOCK-induced transcription of its own inhibitors per and tim. Science 280, 1599–603. Available at:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/9616122 [Accessed December 10, 2018].
Day, M., Wang, Z., Ding, J., An, X., Ingham, C. A., Shering, A. F., i wsp. (2006). Selective elimination of glutamatergic synapses on striatopallidal neurons in Parkinson disease models. Nat. Neurosci. 9, 251–259. doi:10.1038/nn1632.
Deas, E., Plun-Favreau, H., Gandhi, S., Desmond, H., Kjaer, S., Loh, S. H. Y., i wsp. (2011).
PINK1 cleavage at position A103 by the mitochondrial protease PARL. Hum. Mol.
Genet. 20, 867–879. doi:10.1093/hmg/ddq526.
Degli Esposti, M. (1998). Inhibitors of NADH–ubiquinone reductase: an overview. Biochim.
Biophys. Acta - Bioenerg. 1364, 222–235. doi:10.1016/S0005-2728(98)00029-2.
Del Tredici, K., i Braak, H. (2012). Lewy pathology and neurodegeneration in premotor Parkinson’s disease. Mov. Disord. 27, 597–607. doi:10.1002/mds.24921.
34 DeMaagd, G., i Philip, A. (2015). Parkinson’s Disease and Its Management: Part 1: Disease Entity, Risk Factors, Pathophysiology, Clinical Presentation, and Diagnosis. P T 40, 504–32. Available at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/26236139 [Accessed December 4, 2018].
Dhanalakshmi, C., Janakiraman, U., Manivasagam, T., Justin Thenmozhi, A., Essa, M. M., Kalandar, A., i wsp. (2016). Vanillin Attenuated Behavioural Impairments, Neurochemical Deficts, Oxidative Stress and Apoptosis Against Rotenone Induced Rat Model of Parkinson’s Disease. Neurochem. Res. 41, 1899–1910. doi:10.1007/s11064-016-1901-5.
Dorval, V., i Fraser, P. E. (2006). Small Ubiquitin-like Modifier (SUMO) Modification of Natively Unfolded Proteins Tau and α-Synuclein. J. Biol. Chem. 281, 9919–9924.
doi:10.1074/jbc.M510127200.
Driver, J. A., Logroscino, G., Gaziano, J. M., i Kurth, T. (2009). Incidence and remaining lifetime risk of Parkinson disease in advanced age. Neurology 72, 432–438.
doi:10.1212/01.wnl.0000341769.50075.bb.
Edery, I., Rutila, J. E., i Rosbash, M. (1994). Phase shifting of the circadian clock by induction of the Drosophila period protein. Science 263, 237–40. Available at:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8284676 [Accessed December 10, 2018].
Eggers, C., Fink, G. R., i Nowak, D. A. (2010). Theta burst stimulation over the primary motor cortex does not induce cortical plasticity in Parkinson’s disease. J. Neurol. 257, 1669–1674. doi:10.1007/s00415-010-5597-1.
Eiyama, A., i Okamoto, K. (2015). PINK1/Parkin-mediated mitophagy in mammalian cells.
Curr. Opin. Cell Biol. 33, 95–101. doi:10.1016/j.ceb.2015.01.002.
Feany, M. B., i Bender, W. W. (2000). A Drosophila model of Parkinson ’ s disease. 404.
Geiss-Friedlander, R., i Melchior, F. (2007). Concepts in sumoylation: a decade on. Nat. Rev.
Mol. Cell Biol. 8, 947–956. doi:10.1038/nrm2293.
Gekakis, N., Saez, L., Delahaye-Brown, A. M., Myers, M. P., Sehgal, A., Young, M. W., i wsp. (1995). Isolation of timeless by PER protein interaction: defective interaction between timeless protein and long-period mutant PERL. Science 270, 811–5. Available at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/7481773 [Accessed December 10, 2018].
Geppert, M., Goda, Y., Hammer, R. E., Li, C., Rosahl, T. W., Stevens, C. F., i wsp. (1994).
Synaptotagmin I: a major Ca2+ sensor for transmitter release at a central synapse. Cell 79, 717–27. Available at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/7954835 [Accessed September 12, 2018].
35 Giorgino, F., de Robertis, O., Laviola, L., Montrone, C., Perrini, S., McCowen, K. C., i wsp.
(2000). The sentrin-conjugating enzyme mUbc9 interacts with GLUT4 and GLUT1 glucose transporters and regulates transporter levels in skeletal muscle cells. Proc. Natl.
(2000). The sentrin-conjugating enzyme mUbc9 interacts with GLUT4 and GLUT1 glucose transporters and regulates transporter levels in skeletal muscle cells. Proc. Natl.