Edyta Podsiadły1 | Urszula Demkow1,2
Badania przesiewowe i diagnostyka zakażeń
MRSA
Diagnostics and screening of MRSA infections
1 Zakład Diagnostyki Laboratoryjnej i Immunologii Klinicznej Wieku Rozwojowego Samodzielnego Publicznego Dziecięcego Szpitala Klinicznego w Warszawie
2 Warszawski Uniwersytet Medyczny
} Edyta Podsiadły, Zakład Diagnostyki Laboratoryjnej i Immunologii Klinicznej Wieku Rozwojowego, Samodzielny Publiczny Dziecięcy Szpital Kliniczny w Warszawie, ul. Marszałkowska 24, 00-576 Warszawa, Tel.: (22) 522 73 33, Fax: (22) 621 41 55,
e-mail: edyta.podsiadly@litewska.edu.pl
Wpłynęło: 29.04.2013 Zaakceptowano: 30.05.2013
Streszczenie: Staphylococcus aureus jest powszechnie
występują-cą bakterią, kolonizująwystępują-cą skórę i błony śluzowe u około 30–40% zdrowych osób. Metycylinooporne szczepy S. aureus (ang. Me-thicillin-resistant Staphylococcus aureus – MRSA) stanowią jeden z najważniejszych czynników odpowiedzialnych za zakażenia szpitalne na całym świecie. Według danych EARS-Net, w Polsce udział MRSA w zakażeniach inwazyjnych wynosi 24,3%. Redukcja infekcji o tej etiologii jest możliwa tylko przy zastosowaniu odpo-wiednich programów zwalczania zakażeń szpitalnych. Jednym z najistotniejszych elementów tej strategii jest wykorzystywanie w badaniach przesiewowych i diagnostyce szybkich badań mi-krobiologicznych, opierających się na metodach molekularnych, takich jak PCR (ang. Polymerase Chain Reaction) i Real-time PCR.
Słowa kluczowe: metycylinooporny S. aureus (MRSA) | PCR | pod-łoża chromogenne
Abstract: Staphylococcus aureus is bacteria that colonises the skin
of about 30–40% of healthy humans. Methicillin-resistant S.
au-reus has been the most important cause of healthcare-associated
infections worldwide and it is still the most commonly identified antimicrobial-resistant pathogen in hospitals all over the world. MRSA percentage in Poland, according to EARS-Net data is esti-mated on about 25%. To reduce the spread of MRSA, strategies targeting healthcare sectors should be applied. Important role in these proceeding should have microbiological screening of MRSA strain with application of molecular methods such as: PCR and re-al-time PCR.
Key words: chromogenic media | methicillin-resistant S. aureus (MRSA) | PCR
Wstęp
Staphylococcus aureus jest powszechnie występującą
bak-terią, kolonizującą skórę i błony śluzowe człowieka. Najwyż-szy odsetek nosicieli S. aureus, sięgający około 70%, stwier-dza się u noworodków. U ludzi dorosłych, nie związanych ze służbą zdrowia, nosicielstwo ocenia się na poziomie 30–40% [1]. Do stanu nosicielstwa może dojść w dowolnym momencie życia osobniczego [1].
S. aureus, jako patogen właściwy, charakteryzuje się
zdol-nością do wywoływania różnorodnych zakażeń, m.in.: zaka-żeń skóry, krwi, kości oraz tkanek miękkich [2].
Wydawało się, że problem zakażeń gronkowcowych zo-stał zlikwidowany w latach 40. XX wieku, kiedy do terapii wprowadzono penicylinę. Jednak w bardzo krótkim czasie pojawiły się szczepy Staphylococcus aureus oporne na ten an-tybiotyk oraz na amino- i ureidopenicyliny. Oporność była wynikiem wytwarzania penicylinaz, enzymów hydrolizują-cych wiązanie amidowe pierścienia β-laktamowego. Kolej-nym etapem w walce z bakteriami było wyprodukowanie metycyliny, a następnie penicylin przeciwgronkowcowych, czyli penicylin izoksazolilowych: oksa-, kloksa-, flukloksa- oraz dikloksacyliny. Antybiotyki te wykazywały aktywność wobec szczepów S. aureus wytwarzających penicylinazy. Stan ten trwał tylko rok od wprowadzenia metycyliny do te-rapii, po tym czasie opisano pierwszy oporny szczep. Szczepy oporne nazwano (ang.) Methicillin Resistant Staphylococcus
aureus – MRSA [3]. Metycylinooporne szczepy S. aureus
mają zdolność wytwarzania białka wiążącego penicylinę PBP2a lub niedawno wykrytego białka PBP2c, które czynią je opornymi na wszystkie antybiotyki β-laktamowe, z wyjąt-kiem ceftaroliny (przedstawiciela nowej generacji cefalospo-ryn). Antybiotyk ten posiada wystarczające powinowactwo do białka PBP2a oraz prawdopodobnie do białka PBP2c
jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.
dzi do wytworzenia mostków pentaglicynowych między łań-cuchami peptydoglikanu w ścianie komórkowej gronkow-ców. Białka te są kodowane odpowiednio przez geny mecA oraz mecC (poprzednio nazywany mecA (LGA251)). Geny
mec występują w obrębie kaset chromosomalnych SCCmec
(ang. staphylococcal chromosomal cassette mec). Kasety SCCmec są przekazywane do szczepów potomnych i wrażli-wych [4]. Dotychczas opisano osiem typów oraz wiele pod-typów SCCmec [5]. Kaseta SCCmec zawiera geny kompleksu
mec związane z różnym stopniem oporności na metycylinę
oraz sekwencje ccrA, ccrB, ccrC kodujące rekombinazy, od-grywające istotną rolę we wbudowywaniu się kasety do chro-mosomu bakteryjnego [5]. Poziom oporności na metycylinę, definiowany jako MIC (ang. Minimal Inhibitory Concentra-tion) szczepu, zależy od ilości wytwarzanego zmienionego białka PBP2a, co jest związane z różnymi czynnikami gene-tycznymi. Poziom oporności szczepów posiadających gen
mec może fenotypowo klasyfikować szczep jako wrażliwy lub
wysoce oporny [6].
Należy zaznaczyć, że dostępny na polskim rynku przed-stawiciel penicylin przeciwgronkowcowych – kloksacy-lina – wykazuje bardzo wysoką aktywność wobec mety-cylinowrażliwych szczepów S. aureus oraz gronkowców koagulazo-ujemnych [7].
Wśród szczepów MRSA wyróżniamy 3 grupy:
t HA-MRSA – szpitalne szczepy MRSA (ang. hospital--acquired MRSA);
t CA-MRSA – pozaszpitalne szczepy MRSA (ang. community-acquired MRSA);
t FA-MRSA – szczepy MRSA izolowane od zwierząt hodowlanych (ang. farm-associated MRSA) [5]. Szczepy HA-MRSA posiadają kasety SCCmec typów I– III, zawierające oprócz genu mecA także geny oporności na inne antybiotyki [5]. Szczepy CA-MRSA mają kasety SCCmec typu IV i V, które najczęściej nie zawierają genów oporności na inne antybiotyki (z wyjątkiem β- laktamo-wych). Szczepy FA-MRSA posiadają również najmniejsze z kaset, tzn. SCCmec typu IV lub V. Są wrażliwe na wiele grup antybiotyków z wyjątkiem tetracykliny, która jest sze-roko wykorzystywana w weterynarii [5, 8].
Hospitalizowani chorzy z nosicielstwem MRSA stano-wią rezerwuar niebezpiecznych szczepów na oddziale szpi-talnym i mogą być źródłem zakażenia innych pacjentów. Na przełomie lat 70. i 80. XX wieku zaczęto obserwować szpitalne epidemie wywoływane przez szczepy MRSA [1]. Bakterie te są wykrywane u chorych i personelu; stano-wią jeden z najistotniejszych czynników zakażeń szpital-nych [4]. Rozsiewowi S. aureus sprzyja zdolność drobno-ustroju do przeżycia w powietrzu i kurzu [7]. Bakterie te mogą być przenoszone bezpośrednio na rękach personelu lub pośrednio podczas wykonywania zabiegów diagno-stycznych, leczniczych i pielęgnacyjnych: przez
zanie-inkubatory [7]. W wielu krajach na świecie rozważa się wprowadzenie lub już wprowadzono badania przesiewowe na obecność MRSA u każdego hospitalizowanego pacjen-ta; niekiedy badanie wykonywane jest jeszcze przed przy-jęciem do szpitala [2]. W niektórych instytucjach badania przesiewowe ograniczają się do chorych, u których wystę-puje ryzyko kolonizacji MRSA, m.in.: hospitalizowanych w okresie ostatnich 6 miesięcy, mających w wywiadzie kolonizację lub zakażenie MRSA, podróżujących w prze-szłości do krajów o wysokiej prewalencji MRSA [9]. Naj-nowszy raport dotyczący 2011 roku, opublikowany przez sieć EARS-Net, która z ramienia ECDC (ang. European Centre for Disease Prevention and Control) zajmuje się zbieraniem i przetwarzaniem danych dotyczących opor-ności na antybiotyki bakterii izolowanych z zakażeń inwa-zyjnych, zgłaszanych przez 29 państw Unii Europejskiej/ Europejskiego Obszaru Gospodarczego, pokazuje, że czę-stość wyhodowań szczepów MRSA wykazuje tendencję spadkową lub przynajmniej ulega stabilizacji w większości krajów europejskich [6]. Jednak, jak zaznaczają autorzy, sytuacja w Europie jest daleka od idealnej, ponieważ w 8 na 28 krajów, odsetek metycylinoopornych szczepów jest wyższy niż 25%. W grupie krajów o najwyższym odset-ku MRSA znajdują się: Włochy (38,2%), Grecja (39,2%), Cypr (41,6%), Malta (49,2%), Rumunia (50,5%) i Portuga-lia (54,6%). W Europie zaobserwowano charakterystycz-ną tendencję dotyczącą częstości występowania opornych szczepów bakterii: niższy odsetek MRSA odnotowuje się na północy, a wyższy – na południu kontynentu. To spo-strzeżenie potwierdza również analiza danych z raportu za 2011 rok, według której w Norwegii i Szwecji częstość izolacji MRSA wynosiła poniżej 1%. Zależność geograficz-na może wynikać z różnic w kontroli zakażeń szpitalnych i przyjętych procedur stosowania antybiotyków. W Polsce odsetek szczepów metycylinoopornych S. aureus, izo-lowanych w 2011 roku z zakażeń inwazyjnych, wyniósł 24,3% [6].
Do 2010 roku zbieraniem danych dotyczących oporności szczepów zajmowała się sieć EARSS (ang. European Anti-microbial Resistance Surveillance System). Według raportu opublikowanego za 2007 rok, udział MRSA w zakażeniach krwi w Europie wynosił średnio 22%. Podobnie jak w przy-padku raportu EARS-Net, najniższe odsetki MRSA (wyno-szące <1%) odnotowano w krajach skandynawskich. Po dru-giej stronie skali uplasowały się takie kraje jak: Malta (52%), Grecja (48%), Portugalia (48%) oraz Wielka Brytania (36%). W Polsce (według EARSS) tę etiologię miało 20% zakażeń krwi [5]. W oparciu o obydwa raporty można stwierdzić, że z grona krajów o najwyższym odsetku MRSA została wy-łączona Wielka Brytania (w 2011 roku – 13,6%). Tendencję spadkową stwierdzono jeszcze w pięciu krajach europej-skich: Belgii, Francji, Niemczech, Irlandii i Hiszpanii [6].
zakażeni i niezidentyfikowani nosiciele. Dlatego tak ważne jest stosowanie w laboratorium wiarygodnych i szybkich ba-dań przesiewowych oraz diagnostycznych do wykrywania MRSA. Wykrycie w środowisku szpitalnym opornych szcze-pów jest tylko wstępnym etapem, dalszym postępowaniem jest wdrożenie odpowiednich procedur, uniemożliwiających rozprzestrzenianie się szczepu.
Klasyczne metody hodowlane stosowane
w rutynowej mikrobiologicznej
diagnostyce MRSA
Oporność na metycylinę może być wykrywana feno-typowo z wykorzystaniem metody dyfuzyjno-krążkowej lub przez wyznaczenie MIC. Innym sposobem jest wyko-rzystanie testów serologicznych wykrywających zmienio-ne białko PBP, głównie opartych na metodzie aglutynacji lateksowej lub genotypowo przy wykorzystaniu metody PCR, wykrywającej geny mecA i mecC [10].
Metodą przesiewową wykrywania oporności na mety-cylinę w przypadku wszystkich bakterii należących do ro-dzaju Staphylococcus jest test z krążkiem z cefoksytyną. Cefoksytyna jest czułym i swoistym markerem oporności na metycylinę, związanej z wytwarzaniem przez szczep białka PBP2a i PBP2c. W przypadku szczepów o hetero-gennym typie oporności, cefoksytyna jest stabilniejsza niż wcześniej używana oksacylina.
Szczepy S. aureus, dla których wartość graniczna strefy zahamowania wzrostu cefoksytyny wynosi ≥22 mm, uważa się za metycylinowrażliwe. Oznacza to wrażliwość izolatu na: penicyliny izoksazolilowe, penicyliny z inhibitorami β-laktamaz, karbapenemy, monobaktamy oraz cefalo-sporyny z wyjątkiem ceftazydymu, cefiksymu i ceftibute-nu, które nie powinny być stosowane w leczeniu zakażeń gronkowcowych. Uzyskanie strefy zahamowania wzrostu <22 dla gatunku S. aureus wskazuje na możliwość wystę-powania w badanym szczepie genów oporności na anty-biotyki β-laktamowe.
Inną rekomendowaną metodą wykrywania MRSA jest wykonywanie mikrorozcieńczeń cefoksytyny w bulionie. Za metycylinooporne uważa się izolaty S. aureus, dla któ-rych MIC cefoksytyny wynosi >4 mg/L.
Metycylinooporność szczepów stwierdzona w badaniu przesiewowym powinna zostać potwierdzona inną me-todą, m.in. testem lateksowym lub badaniem genetycz-nym. U niektórych izolatów obserwuje się występowanie niskiego poziomu oporności na metycylinę, podczas gdy nie posiadają one genu mecA i nie wytwarzają zmienione-go białka PBP. Do tej grupy należą szczepy BORSA (ang. borderline oxacillin-resistant S. aureus). Mechanizm
opor-dopodobniej z nadprodukcji β-laktamaz lub zmian w biał-kach PBP (ang. penicylin binding proteins) [10].
Należy wziąć pod uwagę, że obecnie wykorzystywa-ne komercyjwykorzystywa-ne testy lateksowe wykrywają jedynie białko PBP2a. Podobnie sytuacja kształtuje się, jeżeli chodzi o do-stępność handlowych metod molekularnych do wykrywa-nia genu mecC [10].
Materiały kliniczne wykorzystywane
w badaniach przesiewowych
S. aureus może kolonizować nos, nosogardło, układ
po-karmowy, pachy, pachwiny, okolicę krocza oraz skórę [2]. W ustaleniu stanu nosicielstwa gronkowca złocistego naj-ważniejsze znaczenie ma adaptacja gospodarza i szczepu. Wykazano bowiem, że podanie donosowo nosicielowi za-wiesiny szczepów S. aureus wyhodowanych od innych osób nie wpływało na kolonizację własnym szczepem, gdyż za-wsze po pewnym odstępie czasowym u badanych osób ob-serwowano powtórną kolonizację własnym szczepem [2]. Wyniki prac, których celem było znalezienie głównego miejsca zasiedlanego przez gronkowce złociste w organi-zmie człowieka, wskazały na przedsionek nosa. Wykazano, że bakterie te namnażają się na śluzówkach przedsionka nosa, a następnie przejściowo kolonizują powierzchnię skóry [1]. Potwierdzeniem tej tezy jest analiza wyni-ków badań wpływu donosowego podawania mupirocyny na kolonizację innych regionów ciała. Po 5 dniach leczenia maścią donosową z mupirocyną stwierdzano, że posiewy z pach, nadgarstków oraz pachwin były ujemne [11]. Wie-lu badaczy sugeruje, że gardło jest równie istotnym rezer-wuarem gronkowca złocistego, zwłaszcza u dzieci powyżej 2. roku życia [12].
W celu stwierdzenia nosicielstwa gronkowca złociste-go najczęściej wykorzystywany jest wymaz z przedsion-ka nosa [1]. Wyniki niektórych badań wsprzedsion-kazują jednak, że uzupełnienie wymazów z nosa o badania wymazów z gardła zwiększa czułość badań przesiewowych o 25,7%. Pojawiają się sugestie, że badania na nosicielstwo MRSA powinny obejmować równolegle pobrane wymazy z nosa i gardła [2]. Inni badacze sugerują wykonywanie badań przesiewowych w kierunku MRSA jednocześnie z nosa, gardła i pachwin, co ich zdaniem istotnie wpływa na czu-łość oznaczenia i minimalizuje ryzyko niewykrycia nosi-cielstwa MRSA [2, 9]. Uważa się, że takie postępowanie ma szczególne uzasadnienie w środowiskach o wysokim odsetku występowania metycylinoopornych szczepów
S. aureus [9]. W celu ograniczenia kosztów proponuje się
pulowanie próbek pobranych z różnych okolic i traktowa-nie ich jak jednej próbki badanej [2, 3].
Badania przesiewowe z wykorzystaniem podłoży
chromogennych
Obecnie w diagnostyce MRSA powszechnie wykorzysty-wane są podłoża chromogenne. Zastosowanie tej metody znacznie przyspiesza wykrycie szczepów opornych, wstępna identyfikacja jest uzyskiwana po 18–24 godzinach od wy-konania posiewu próbki klinicznej. Podłoża są dedykowane do materiału pobranego z nosa, gardła, krocza, ran oraz pa-chwin. Selektywność podłoży chromogennych jest uzyski-wana przez dodanie antybiotyku, najczęściej cefoksytyny, niekiedy oksacyliny lub pochodnych cefamycyn. Dodatko-wo w podłożu są obecne składniki dające charakterystyczne zabarwienie kolonii MRSA w zależności od produkowanych przez bakterie enzymów. Dzięki swej wybiórczości i selek-tywności podłoża umożliwiają stosunkowo szybką iden-tyfikację pacjentów skolonizowanych MRSA. Na polskim rynku są dostępne co najmniej 4 rodzaje podłoży chromo-gennych do wykrywania MRSA: ChromID® (bioMérieux), MRSASelect™ (Bio-Rad), CHROMagar® MRSA (BD), OR-SAB (Oxoid). Czułość tych podłoży opisywana jest w zakre-sie 57–80%, a specyficzność – 83–100% [2].
Badania przesiewowe i diagnostyczne
z wykorzystaniem metod molekularnych
Zastosowanie biologii molekularnej w badaniach prze-siewowych MRSA pozwala uzyskać wyniki szybciej, niż w przypadku metod posiewowych. Po raz pierwszy reakcję PCR do bezpośredniego wykrywania MRSA w próbkach klinicznych opracowali i zastosowali Huletsky i wsp. [13]. Metodyka zaproponowana przez badaczy została wy-korzystana w dwóch dostępnych komercyjnie testach: GeneOhm™ MRSA Assay (BD) i Xpert® MRSA Assay (Cepheid) [9].
Wszystkie stosowane obecnie testy molekularne są wa-lidowane do wykrywania MRSA w wymazach z przedsion-ka nosa, niektórzy producenci wystandaryzowali metodę również do wymazów z gardła, odbytu, pach oraz pachwin. Na polskim rynku najczęściej są stosowane następujące te-sty molekularne: GeneOhm™ MRSA (BD), Xpert® MRSA (Cepheid) oraz NucliSENS EasyQ® MRSA (bioMérieux). Testy te opierają się na wykrywaniu sekwencji charakte-rystycznych dla miejsca wbudowywania się kaset SCCmec do genomu gronkowca złocistego. W niektórych testach dodatkowo jest wykrywany gen mecA, co zapobiega wyni-kom fałszywie dodatnim, wykrywającym wrażliwe na me-tycylinę szczepy S. aureus, posiadające kasety SCCmec pozbawione genu mec [2, 5]. Zaletą testów Xpert® MRSA oraz NucliSENS EasyQ® MRSA jest możliwość badania
po-w teście GeneOhm™ MRSA jest badanie 6 próbek równo-cześnie, co zdecydowanie obniża wartość badania [9]. Do-datkowo procedura w teście GeneOhm™ zakłada manualne wykonanie izolacji, co również wydłuża czas oczekiwania. Szacowany czas pełnej procedury Xpert® MRSA wynosi 2 godziny 20 minut, natomiast GeneOhm™ – 5 godzin 40 mi-nut [8]. Czułość, swoistość, PPV (ang. positive predictive value) oraz NNV (ang. negative predictive value) wszyst-kich dostępnych na rynku testów jest porównywalna [8].
Test NucliSENS EasyQ® MRSA jest testem przesiewo-wym opartym na reakcji real-time PCR, przeznaczonym do wykrywania MRSA w zautomatyzowanym systemie NucliSENS. System pozwala na oznaczanie dowolnej liczby próbek w zakresie od 1 do 46 w jednym cyklu. Test wyko-rzystuje do detekcji MRSA dwa fragmenty DNA: sekwen-cje charakterystyczne dla miejsca wbudowywania się kaset SCCmec dla genu mecA. Test wykrywa siedem typów kaset SCCmec MRSA – typy 1, 2, 3, 4, 5, 7 oraz 12 [5].
Testy Xpert® MRSA i Xpert® MRSA/SA są najczęściej sto-sowanymi i opisywanymi szybkimi testami przesiewowymi do wykrywania MRSA w wymazach z nosa. W metodzie tej wykorzystano reakcję real-time PCR ze starterami umożli-wiającymi wykrycie sześciu typów kaset SCCmec MRSA – I, II, III, IVa, V, VI. Oznaczenie jest wykonywane na aparacie GeneXpert® Dx (Cepheid). System ten pozwala na pełną automatyzację procesu izolacji, amplifikacji i wykrywania produktu. Pojedyncza próbka jest badana w osobnej kasecie (ang. cartridge), zawierającej wszystkie odczynniki wyko-rzystywane w kolejnych etapach badania.
Test GeneOhm™ MRSA opiera się na jakościowym bada-niu PCR, pozwalającym na stwierdzenie obecności MRSA w wymazach z nosa. Oznaczenie jest zwalidowane na ter-mocykler SmartCycler® (Cepheid). Swoistość reakcji jest zwiększona przez wykrywanie właściwego produktu w re-akcji hybrydyzacji z wyznakowaną fluorescencyjnie sondą. Amplifikacja, detekcja oraz interpretacja wyników reakcji są wykonywane automatycznie przez program komputero-wy SmartCycler® software (Cepheid).
Na rynku obecne są również warianty testów molekular-nych do wykrywania MRSA w próbkach kliniczmolekular-nych pobra-nych z miejsca zakażenia, m.in. Xpert® MRSA/SA BC (Ce-phid) dla dodatnich posiewów krwi oraz Xpert® MRSA/SA SSTI (Cephid) do wykrywania bakterii w wymazach z ran i tkanek miękkich. Testy te są bardziej specyficzne, niż testy na nosicielstwo MRSA, ponieważ dodatkowo zawierają star-tery dla genu mecA oraz białka A (białka powierzchniowego występującego u S. aureus), co pozwala na identyfikację ga-tunkową amplikonu [14].
Według niektórych autorów badaniu molekularnemu powinna towarzyszyć hodowla na klasycznych podłożach mikrobiologicznych [5]. Metody hodowlane pozwalają na oznaczenie lekowrażliwości szczepu oraz innych cech
prowadzenie typowania szczepów, określenia pokrewień-stwa i w rezultacie – kontroli rozprzestrzeniania się [6].
Za wykonywaniem hodowli jako badania towarzyszące-go badaniu metodą PCR przemawia również porównawcza analiza wyników uzyskanych z hodowli bakteriologicznej i w teście Xpert® MRSA [15]. W badaniu przeprowadzo-nym przez Blanc i wsp., u 37 (11%) z 335 badanych nosicieli MRSA stwierdzono obecność gronkowca złocistego w ho-dowli, przy jednocześnie uzyskanym negatywnym wyni-ku badania metodą PCR [15]. Jest kilka powodów wyższej wykrywalności MRSA w hodowli w porównaniu z testem Xpert® MRSA: hodowla jest bardziej uniwersalna i możliwa dla wszystkich szczepów MRSA, natomiast badanie PCR jest ukierunkowane na wybrane typy kaset oraz nie wykry-wa nowo poznanego genu mecC.
W przypadku wielu patogenów, czułość hodowli jest niższa niż czułość wykrywania metodami molekularnymi. Odwrotna sytuacja jest raportowana w przypadku szczepów MRSA. Według badań Rossney’a i wsp. czułość hodowli jest 15 razy wyższa niż Xpert® MRSA PCR, odpowiednio: 40 CFU/mL do 610 CFU/mL [16].
Kolejnym problemem metody Xpert® MRSA są wyniki fałszywie dodatnie, które dotyczą szczepów S. aureus wrażli-wych na metycylinę, nie posiadających genu mecA w obrębie kasety SCCmec, włączonej w genom w tym samym miejscu inercyjnym, jak u szczepów MRSA. Fałszywie dodatnie wy-niki PCR mogą być również związane z obecnością w mate-riale klinicznym martwych komórek MRSA [15].
Czułość badania metodą PCR mieści się w zakre-sie od 84,8 do 87%, natomiast PPV – od 76,5 do 80% [9]. Blanc i wsp. zbadali, że czułość testu Xpert® MRSA można znacząco zwiększyć przez pulowanie próbek pobranych z nosa, gardła oraz pachwin. Negatywną wartość predyk-cyjną (NPV) tak wykonanego badania autorzy określili na 99% [15]. Wadą tej metodyki jest konieczność wykonania dodatkowego badania w celu dokładnego określenia miejsc do przeprowadzenia procedury dekolonizacyjnej. Szybka metoda przesiewowa z wysoką wartością NPV jest polecana w szpitalach o niskim odsetku MRSA, ponieważ znacznie ogranicza koszty wyprzedzającej izolacji. W takich przypad-kach szybko uzyskany ujemny wynik badania na obecność MRSA kończy izolację [9].
Podsumowanie
Wyniki prac wskazują, że zastosowanie w szpitalu badań przesiewowych w kierunku MRSA, opartych na technikach PCR, może w znacznym stopniu zmniejszyć ryzyko roz-przestrzeniania się tych szczepów. Znaczne skrócenie czasu oczekiwania na wynik potwierdzający lub wykluczający
no-narzędziami kontroli zakażeń, m.in. szybsze wprowadzanie izolacji oraz przeprowadzanie zabiegów higienicznych [1].
Konflikt interesów: nie zgłoszono.
Piśmiennictwo
1. Bulanda M. Zapobieganie zakażeniom wywołanym przez metycylino-oporne gronkowce złociste (MRSA). Zakażenia 2010;6:94–97.
2. Kozińska A, Bojarska K, Hryniewicz W. Nosicielstwo S. aureus czy prawdzi-we zagrożenie? Nowa Klin 2008;15(5–6):553–558.
3. Łuczak-Kadłubowska A, Hryniewicz W. Oporność na metycylinę pozasz-pitalnych szczepów Staphylococcus aureus – nowe zagrożenia. Nowa Klin 2006;13(7–8):726–730.
4. Młynarczyk A, Młynarczyk G, Łuczak M. Mechanizmy oporności na anty-biotyki szczepów MRSA (metycylinooporne Staphylococcus aureus). Zaka-żenia 2004;6:26–31.
5. Żabicka D. Epidemiologia i diagnostyka zakażeń wywoływanych przez MRSA. Aktualności bioMérieux 2010;52(1):3–5.
6. Staphylococcus aureus. In: Antimicrobial resistance surveillance in Europe 2011. Annual report of the European Antimicrobial Resistance Surveil-lance Network (EARS-Net). European Centre for Disease Prevention and Control (online) 2011; http://www.ecdc.europa.eu/en/publications/pu-blications/antimicrobial-resistance-surveillance-europe-2011.pdf 7. Bartoszewicz M. Ognisko epidemiczne metycylinowrażliwego gronkowca
złocistego (MSSA) na oddziale noworodkowym – opracowanie zasad po-stępowania. Zakażenia 2009;1:101–104.
8. Łuczak-Kadłubowska A, Hryniewicz W. Zakażenia pozaszpitalne wywoły-wane przez Staphylococcus aureus oporne na metycylinę (CA-MRSA) – rola leukocydyny Panton-Valentine. In: Hryniewicz W (ed.). Świat Człowieka Światem Drobnoustrojów. Polskie Towarzystwo Mikrobiologów, Warsza-wa, 2007, pp. 69–74.
9. Hombach M, Pfyffer GE, Roos M, Lucke K. Detection of methicillin-resi-stant Staphylococcus aureus (MRSA) in specimens from various body sites: performance characteristics of the BD GeneOhm™ MRSA assay, the Xpert® MRSA assay, and broth-enriched culture in an area with a low prevalence of MRSA infections. J Clin Microbiol 2010;48(11):3882–3887.
10. Methicillin resistant Staphylococcus aureus (MRSA). In: EUCAST guidelines for detection of resistance mechanisms and specific resistance of clinical and/or epidemiological importance. European Committee on Antimicro-bial Susceptibility Testing (EUCAST) (online) 2012; http://www.eucast. org/fileadmin/src/media/PDFs/EUCAST_files/Consultation/EUCAST_gu-idelines_detection_of_resistance_mechanisms_121222.pdf
11. Casewell MW, Hill RL. Elimination of nasal carriage of Staphylococcus au-reus with mupirocin („pseudomonic acid”) – a controlled trial. J Antimi-crob Chemother 1986;17(3):365–372.
12. Nilsson P, Ripa T. Staphylococcus aureus throat colonization is more frequent than colonization in the anterior nares. J Clin Microbiol 2006;44(9):3334–3339.
13. Huletsky A, Giroux R, Rossbach V et al. New real-time PCR assay for ra-pid detection of methicillin-resistant Staphylococcus aureus directly from specimens containing a mixture of staphylococci. J Clin Microbiol 2004;42(5):1875–1884.
14. Wolk DM, Struelens MJ, Pancholi P et al. Rapid detection of Staphylococcus aureus and methicillin-resistant S. aureus (MRSA) in wound specimens and blood cultures: multicenter preclinical evaluation of the Cepheid Xpert® MR SA/SA skin and soft tissue and blood culture assays. J Clin Microbiol 2009;47(3):823–826.
15. Blanc DS, Nahimana I, Zanetti G, Greub G. MRSA screening by the Xpert® MRSA PCR assay: pooling samples of the nose, throat, and groin increases the sensitivity of detection without increasing the laboratory costs. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2013;32(4):565–568.
16. Rossney AS, Herra CM, Brennan GI, Morgan PM, O’Connell B. Evaluation of the Xpert methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) assay using the GeneXpert real-time platform for rapid detection of MRSA from scre-ening specimens. J Clin Microbiol 2008;46(10):3285–3290.
