Grażyna Dąbrowska1, Katarzyna Hrynkiewicz2, Katarzyna Kłosowska1, Alina Trejgell3, Agnieszka Mierek-Adamska1
Uniwersytet Mikołaja Kopernika w Toruniu, Instytut Biologii Ogólnej i Molekularnej
1
Zakład Genetyki, 2 Zakład Mikrobiologii, 3 Zakład Biotechnologii
Wpływ bakterii ryzosferowych
na kiełkowanie nasion Brassica napus L.
w obecności metali ciężkich (Cd, Cu, Pb, Zn)
*The effect of rhizobacteria on germination of Brassica napus L.
seeds in the presence of heavy metals (Cd, Cu, Pb, Zn)
Słowa kluczowe: bakterie ryzosferowe, rzepak ozimy, metale ciężkie, zaprawa nasienna
Sprawdzono wpływ bakterii ryzosferowych: Pseudomonas fluorescens, Bacillus sp.,
Flavo-bacterium sp., Bacteroidetes Flavo-bacterium, Serratia entomophila, Variovorax sp. oraz Luteibactor rhizovicina na kiełkowanie nasion rzepaku ozimego w obecności metali ciężkich (Cu, Zn, Cd, Pb).
Przeprowadzone badania wykazały, że inokulacja nasion bakteriami ryzosferowymi znacznie zwiększa kiełkowanie nasion w obecności jonów metali ciężkich w porównaniu z nieinokulowanym wariantem doświadczenia. Największy stymulujący wpływ na kiełkowanie nasion rzepaku wykazały szczepy:
Bacillus sp., B. bacterium, Flavobacterium sp. i S. entomophila. Wyniki wykazały, że zaprawa nasienna
Chinook 200 FS uniemożliwiała wzrost bakterii Varivorax sp., L. rhizovicina, Bacillus sp.,
Flavo-bacterium sp. i B. Flavo-bacterium. W przypadku szczepów P. fluorescens i S. entomophila nie stwierdzono
ujemnego wpływu zaprawy Chinook na rozwój bakterii.
Key words: rhizosphere bacteria, winter rape, heavy metals, insecticide seed treatment The influence of Pseudomonas fluorescens, Bacillus sp., Flavobacterium sp., Bacteroidetes
bacterium, Serratia entomophila, Variovorax sp. and Luteibactor rhizovicina bacteria on winter rape
germination in the presence of heavy metals (Cu, Zn, Cd, Pb) was studied. The experiments showed that bacteria inoculation of seeds increases germination considerably in the presence of heavy metal ions compared to inoculated ones. The largest influence of the germination stimulus was epressed by
Bacillus sp., B. bacterium, Flavobacterium sp., S. entomophila strains. Moreover Chinook 200 FS
seeds treatment inhibited the development of Variovorax sp., L. rhizovicina, Bacillus sp.,
Flavobacterium sp. and B. bacterium strains. Negative influence of Chinook seeds treatment onto P. fluorescens and S. entomophila was not observed.
*
Badania częściowo finansowane ze środków przyznanych na badania przez MNiSzW, granty numer: N N310 285337 i N N305 187337.
Grażyna Dąbrowska ...
86
Wstęp
Wzrastające skażenie środowiska metalami ciężkimi spowodowane jest dyna-micznie rozwijającą się działalnością przemysłową człowieka. Do metali ciężkich należą pierwiastki nie pełniące funkcji w przemianach metabolicznych, takie jak: kadm, ołów, rtęć, a także metale niezbędne do prawidłowego przebiegu procesów życiowych: cynk, miedź, kobalt, nikiel. Wszystkie metale ciężkie po przekroczeniu określonego stężenia w organizmach wykazują działanie toksyczne (Gabrisu i Alkorta 2003, Paraszkiewicz i Długoński 2007).
Wysokie stężenia metali ciężkich w glebie prowadzą do zachwiania równo-wagi mikrobiologicznej w glebie, przyczyniają się do obniżenia aktywności wielu enzymów glebowych (McGrath i in. 1997), słabszego wzrostu oraz plonowania roślin (Cabala i in. 2004), jak również stanowią zagrożenie dla zdrowia ludzi (Grotz i Guerinot 2006). Toksyczne działanie metali ciężkich w niewielkim stopniu zależy od całkowitej zawartości tych zanieczyszczeń w glebie. Jest ono determinowane ich biodostępnością, zależną między innymi od takich czynników jak fizyko-chemiczne właściwości gleby oraz liczebność i różnorodność mikroorganizmów występujących w tym środowisku (Słaba i Długoński 2003, Paraszkiewicz i Długoński 2007). Biodostępność metali ciężkich w ryzosferze może być modyfikowana przez rośliny (Kidd i in. 2007) oraz mikroorganizmy (Chen i in. 2005, Wu i in. 2006).
Rośliny, u których wykazano odporność na wysokie stężenia metali ciężkich oraz zdolność do ich akumulowania w biomasie roślinnej zostały zdefiniowane jako hiperakumulatory. W świetle procesów bioremediacji idealne hiperakumulatory powinny charakteryzować się zdolnością do szybkiego wzrostu i wysoką wartością produkowanej biomasy (Guiamares i in. 2009). Wiele z obecnie poznanych hiper-akumulatorów roślinnych należy do rodziny Brassicaceace (Belimov i in. 2005). Jednak część z nich, mimo wyjątkowo wysokiej zdolności akumulacji metali ciężkich, ma obniżone tempo wzrostu i ograniczoną produkcję biomasy. Alternatywą jest wykorzystywanie gatunków roślin charakteryzujących się mniejszą zdolnością do akumulacji metali, ale z wyższym tempem wzrostu, np.: Brassica juncea L. Czern. (Wu i in. 2006), Zea mays L. i Brassica napus L. (Sheng i in. 2008).
Wiele mikroorganizmów w glebie wykazuje dużą tolerancję wobec metali ciężkich i odgrywa istotną rolę w ich mobilizacji (Idris i in. 2004, Chen i in. 2005). Wykazano, że bakterie ryzosferowe należące do rodzaju Pseudomonas, Mycobacterium,
Agrobacterium i Arthrobacter stymulują wzrost roślin, przyczyniając się do
zwiększonej bioakumulacji w ich tkankach (Dell’Amico i in. 2005). Jak dotąd niewiele jest doniesień na temat bakterii ryzosferowych wpływających pozytywnie zarówno na kiełkowanie nasion rzepaku, jak również na niwelowanie negatywnego wpływu metali ciężkich w podłożu. Badania de Frietas’a i in. (1997) oraz Germida i in. (1998) wykazały, że do bakterii stymulujących wzrost roślin w obecności metali ciężkich należą Microbacterium sp., Pseudomonas fluorescens i Bacillus sp.
Celem badań było wykazanie wpływu metali ciężkich na kiełkowanie nasion rzepaku ozimego oraz selekcja bakterii ryzosferowych promujących ten proces w warunkach naturalnych i w obecności takich metali jak: cynk, miedź, kadm i ołów.
Materiały i metody
Badanie wpływu owadobójczej zaprawy nasiennej Chinook 200 FS
na wzrost bakterii ryzosferowych
W eksperymentach wykorzystano nasiona rzepaku zawierające polimerową otoczkę sporządzoną z zaprawy owadobójczej Chinook 200 FS (100 g imido-chloprydu i 100 g beta-cyflutryny w jednym litrze środka) (AgroBras, Wągrowiec) (Wałkowski i in. 2007/2008).
Na płytki z pożywką stałą R2A (Difco) (18 g/L), wylewano 5 ml tej samej pożywki rozgrzanej do 50°C i zaszczepionej 100 µl przygotowanej wcześniej zawiesiny bakteryjnej. Dla każdego szczepu wykonano 3 powtórzenia. Następnie do 5 g nasion rzepaku dodano 5 ml sterylnej wody i sporządzono wodną zawiesinę zaprawy owadobójczej Chinook 200 FS (na płytki naniesiono sterylne krążki i odpowiednio po 10 µl: stężonego roztworu, 100-, 1000- i 10 000-krotne rozcień-czenia roztworu zaprawy nasiennej). Płytki inkubowano w temperaturze 25°C przez 24 lub 48 godzin (w zależności od indywidualnego tempa wzrostu bakterii), po czym dokonano pomiaru stref hamowania wzrostu bakterii (rys. 1).
Szczepy bakteryjne i przygotowanie zawiesiny bakteryjnej
W doświadczeniu wykorzystano 7 następujących szczepów bakterii: Bacillus sp. (MM1-2), Bacteroidetes bacterium (RI 116-1), Flavobacterium sp. (RI 111-11),
Luteibactor rhizovicina (RII 116-7), Pseudomonas fluorescens (LIC1), Serratia entomophila (RI 111-21), Variovorax sp. (ML 3-12). Bakterie te zostały
wyizo-lowane z gleb skażonych metalami ciężkimi lub zdegradowanych antropogenicznie (Hrynkiewicz i in. 2010). Selekcję szczepów przeprowadzono na podstawie analizy ich właściwości fizjologicznych, takich jak: aktywność enzymatyczna, synteza sideroforów, wykorzystywanie różnych źródeł węgla oraz możliwości ich wzrostu w obecności metali ciężkich (Hrynkiewicz i in. 2010).
Szczepy bakteryjne hodowano na pożywce stałej R2A (Difco) (18 g/L) w tem-peraturze 25°C przez 1–2 dni (w zależności od tempa wzrostu analizowanych bakterii). Dla każdego szczepu przygotowano zawiesinę bakteryjną o stężeniu 5,0 × 107 ml-1.
Grażyna Dąbrowska ... 88 0 100 x 1000 x 10000 x F(18,56)=108,85; p<0,000 -0,5 0,0 0,5 1,0 1,5 2,0 2,5 3,0
LIC1 RII-116-7 RI-111-21 RI-111-11 RI-116-1 MM1-2 ML3-12 Szczep bakterii — Bacteria strain
Rys. 1. Wielkość strefy halo po nałożeniu krążków z zaprawą nasienną Chinook 200 FS dla analizowanych ryzobakterii: P. fluorescens (LIC1), L. rhizovicina (RII 116-7),
S. entomophila (RI 111-21), Flavobacterium sp. (RI 111-11), B. bacterium (RI 116-1), Bacillus sp. (MM1-2), Variovorax sp. (ML 3-12) — The size of halo zone developed around disc with seed treatment Chinook 200 FS for examined rhizobacteria: P. fluorescens (LIC1), L. rhizovicina (RII 116-7), S. entomophila (RI 111-21), Flavobacterium sp. (RI 111-11), B. bacterium (RI 116-1), Bacillus sp. (MM1-2), Variovorax sp. (ML 3-12)
Warunki kiełkowania roślin
Nasiona sterylizowano w mieszaninie alkoholu etylowego 96% i perhydrolu 34% (1:1) przez siedem minut, dziesięciokrotnie płukano w 200 ml sterylnej wody destylowanej i wykładano do sterylnych szalek z wyłożoną bibułą filtracyjną. Bibułę nasączano wodą (kontrola) lub roztworem odpowiedniego stężenia z meta-lem ciężkim. W każdym wariancie doświadczenia analizowano 30 nasion (po 15 nasion na płytkę). W doświadczeniu zastosowano następujące stężenia metali ciężkich: CdSO4, CuSO4, (CH3COO)2Pb — 50 µM, 100 µM i 250 µM oraz ZnSO4
— 250 µM, 500 µM i 1000 µM. Nasiona kiełkowały w ciemności, w temperaturze 25°C. Po sześciu dniach zliczono zarówno nasiona skiełkowane jak i nieskieł-kowane. Dla każdego wariantu doświadczalnego przetestowano 60 nasion.
Hamowanie [mm
]
Wyniki
Sprawdzenie wpływu zaprawy Chinook 200 FS na wzrost bakterii
ryzosferowych
Stwierdzono, że związki chemiczne zawarte w zaprawie nasiennej Chinook 200 FS (roztwór nierozcieńczony) uniemożliwiały wzrost bakterii: Varivorax sp. (strefa hamowania 15 mm), L. rhizovicina (16 mm), Bacillus sp. (17 mm),
Flavobacterium sp. (20 mm) i B. bacterium (25 mm) (rys. 1 i 2B). Jedynie
w przypadku szczepów P. fluorescens i S. entomophila nie stwierdzono ujemnego wpływu zaprawy nasiennej na rozwój bakterii (rys. 1 i 2A). Zastosowane w doś-wiadczeniu rozcieńczenia zaprawy nie hamowały wzrostu badanych bakterii.
A B
Rys. 2. Wpływ zaprawy nasiennej Chinook 200 FS na wzrost ryzobakterii — The effect
of seed treated Chinook 200 FS on the growth of rhizobacteria
A — S. entomphila, B — B. bacterium
Wpływ inokulacji bakteriami ryzosferowymi na proces kiełkowania
rzepaku w obecności metali ciężkich
Wykazano, iż metale ciężkie generalnie nie obniżały kiełkowanie nasion (rys. 1). Hamujący wpływ zaobserwowano w obecności jonów kadmu (tab. 1). Inokulacja nasion bakteriami ryzosferowymi znacznie podwyższała procent skiełkowanych nasion w obecności metali ciężkich. Najsilniejszy pozytywny wpływ na kiełkowanie zaobserwowano w obecności szczepów: Bacillus sp., B. bacterium, S. entomophila i Flavobacterium sp. Szczepy L. rhizovicina, P. fluorescens i Variovorax sp. nie wpływały istotnie statystycznie na kiełkowanie nasion w porównaniu z kontrolą — wariant nieszczepiony (tab. 1).
Grażyna Dąbrowska ...
90
Tabela 1 Interakcje między dwoma czynnikami: bakterie ryzosferowe (7 szczepów i kontrola – woda) [1] × metale ciężkie w różnych stężeniach (Cu – 50, 100, 250 µM; Zn – 250, 500, 1000 µM; Cd – 50, 100, 250 µM; Pb – 50, 100, 250 µM) [2] na kiełkowanie nasion rzepaku (ANOVA2) — Interaction of two factors: rhizosphere bacteria (7 strains and Ctr – water)
[1] × different concentrations of heavy metals (Cu –50, 100, 250 µM; Zn – 250, 500, 1000 µM;
Cd – 50, 100, 250 µM; Pb – 50, 100, 250 µM) [2] on the germination of rape seeds
(ANOVA2)
Kiełkowanie nasion — Germination of seeds [%]
MS Effect F prawdopodobieństwo p-level (1) Bakteria — Bacteria 2045,966* 22,343* < 0,000* (2) HM 508,791* 5,556* < 0,000* (1) × (2) 106,142 1,159 0,186 Błąd — Error 91,568* Ctr 85,0 a LIC-1 85,5 a RII-116-7 83,7 a RI-111-21 94,6 b RI-111-11 98,0 b RI-116-1 97,1 b MM1-2 96,7 b (1) Bakteria — Bacteria ML3-12 86,1 a Ctr 89,8 b Cu 50 89,0 b Cu 100 93,2 b Cu 250 91,6 b Zn 250 91,1 b Zn 500 91,2 b Zn 1000 95,9 b Cd 50 92,7 b Cd 100 88,8 b Cd 250 79,3 a Pb 50 92,4 b (2) HM Pb 100 91,5 b Pb 250 94,2 b
Nasiona inokulowane szczepami Bacillus sp. i B. bacterium kiełkowały w 100% w obecności wszystkich zastosowanych stężeń octanu ołowiu. Ponadto, S. entomophila,
Bacillus sp., Flavobacterium sp. zwiększały liczbę skiełkowanych nasion w
obec-ności jonów kadmu (rys. 3). Flavobacterium sp. podwyższał do 100% liczbę kiełkujących nasion w obecności miedzi (rys. 3). Zaobserwowano także, że obecność
B. bacterium umożliwiła kiełkowanie wszystkich analizowanych nasion w obecności
dwóch wyższych stężeń miedzi i cynku (tab. 1).
Dyskusja
W przeprowadzonych eksperymentach sprawdzono wpływ metali ciężkich na kiełkowanie i wzrost siewek B. napus L. Do badań użyto zaprawianych nasion rzepaku ozimego. Dlatego niezbędne było przeprowadzenie testu sprawdzającego w jaki sposób przebiega wzrost i rozwój ryzobakterii wykorzystanych w ekspe-rymentach w obecności chemicznej zaprawy nasiennej.
Straty w plonie rzepaku powodowane przez szkodniki wynoszą od 15 do 50%, a niekiedy są przyczyną całkowitego zniszczenia plantacji (Mrówczyński 2003). Dlatego nasiona rzepaku są zaprawiane substancjami o właściwościach owadobójczych. Jedną z czterech takich zapraw dopuszczonych w Polsce do obrotu jest zaprawa Chinook 200 FS (Wałkowski 2007/2008). Stosowanie odpowiednich zapraw nasien-nych chroni siewki rzepaku przed szkodnikami: chowaczem galasówkiem, pcheł-kami i larwami śmietki kapuścianej oraz daje gwarancję, że nasiona rzepaku skiełkują. Zalecane jest także zaprawianie nasion substancjami grzybobójczymi, co zapobiega rozwojowi zgorzeli siewek (Kazda 2005, Mrówczyński 2005, 2009). W literaturze brak danych dotyczących informacji na temat wpływu powyższej zaprawy rzepaku na bakterie glebowe. Przeprowadzone badania wykazały, że związki chemiczne zawarte w zaprawie nasiennej Chinook 200 FS hamowały wzrost pięciu testowanych szczepów bakterii (Bacillus sp., B. bacterium, Flavobacterium sp.,
L. rhizovicina, Variovorax sp.) (rys. 1 i 2B) jedynie w wariancie, gdzie zastosowano
stężony roztwór zaprawy, nie miały one ujemnego wpływu na bakterie
P. fluorescens i S. entomophila (rys. 1 i 2A).
Analizy te dostarczyły danych do kolejnych etapów badań. W związku z powyższym faktem w eksperymentach wykorzystujących bakterie ryzosferowe zastosowano nasiona, z których dokładnie usunięto zaprawę poprzez wielokrotne odpłukiwanie w wodzie destylowanej i sterylizację nasion w mieszaninie alkoholu i perhydrolu.
W kolejnym etapie badań zanalizowano wpływ metali ciężkich na kiełko-wanie nasion rzepaku ozimego. Nasiona słabiej niż w próbie kontrolnej kiełkowały w obecności jonów kadmu, a obecność cynku, miedzi i ołowiu nie wpływała na kiełkowanie nasion rzepaku (tab. 1). Soudek i in. (2010) badając działanie metali na
% % ± S td . D e v . ± S td . E rr . Me a n Ct r 10 30 50 70 90 110 1234 56789 1 0 1 1 1 2 1 3 ± S td . D e v . ± S td . E rr . Me a n LI C -1 55 65 75 85 95 105 115 1234 56789 1 0 1 1 1 2 1 3 ±St d . De v . ±St d . Er r. M ean R I-1 1 1 -1 1 % 74 80 86 92 98 10 4 12 3456 789 1 0 1 1 1 2 1 3 ±St d . De v . ±St d . Er r. M ean RI -1 1 6 -1 % 70 75 80 85 90 95 10 0 10 5 11 0 12 3456 789 1 0 1 1 1 2 1 3 Ct r RI -111-11 LI C-1 RI -116-1
±S td . D e v . ± S td . E rr. Me a n R II -11 7-7 50 60 70 80 90 10 0 11 0 1 234 5 678 9 1 0 1 1 1 2 1 3 ±S td . D e v . ± S td . E rr. Me a n R I-11 1 -2 1 65 70 75 80 85 90 95 10 0 10 5 11 0 1 234 5 678 9 1 0 1 1 1 2 1 3 ± S td. D ev . ± S td. E rr. M ean MM 1 -2 % 70 75 80 85 90 95 10 0 10 5 11 0 11 5 12 345 6 789 1 0 1 1 1 2 1 3 ± S td. D ev . ± S td. E rr. M ean ML 3 -1 2 % 65 70 75 80 85 90 95 10 0 10 5 11 0 12 345 6 789 1 0 1 1 1 2 1 3 Rys. 3 . Kie łk o wa ni e na si o n rzepa k u ni ei n o k u lo wa ny ch (C tr) i i n o kul owa n y ch ba kt eri am i ry zosfe ro wy m i w ob ecno ści m ci ęż ki ch — T h e g er m in a ti o n of ra pe see d s i noc ul at ed w it h rhi zob act eri a an d n oni noc ul at ed ( C tr ) i n the prese n ce of he avy m (1 – ko n tro la b ez m etali — co n tro l witho u t meta ls ; 1 –3 C u –50, 1 00, 2 50 µM; 4–6 Zn – 2 50, 5 00, 1000 µM ; 7–9 C d – 50, 250 µM ; 10–1 2 P b – 5 0, 1 00 , 2 50 µ M) RI -111-21 ML3-1 2 RI I-117-7 MM1-2
Grażyna Dąbrowska ...
94
kiełkowanie nasion i długość korzeni Linum usitatissimum stwierdzili, że ich toksyczność zmniejsza się w kolejności: Cu2+ > Cd2+ > Pb2+ > Zn2+. Podobnie jak w naszych badaniach jony ołowiu i cynku w mniejszym stopniu niż miedź i kadm hamowały kiełkowanie i wzrost korzeni (tab. 1).
Akumulację ołowiu i wpływ tych jonów na kiełkowanie nasion i wzrost Brassica
pekinensis zbadał Xiong (1998). Wykazał, iż długość korzeni i siła kiełkowania
obniżały się w warunkach działania jonów ołowiu o stężeniu 1000 µM u rośliny uznawanej za tzw. hyperakumulator ołowiu. Uruc i Demirezi Yilmaz (2008) stwier-dzili, że jony ołowiu opóźniały kiełkowanie nasion Phaseolus vulgaris. Wykazali również, że u P. vulgaris i Rumex scutatu, jony ołowiu osłabiają kiełkowanie nasion. Podobnie jak w naszych badaniach (tab. 1), Wierzbicka i Obidzińska (1998) nie stwierdziły znaczącego hamującego wpływu ołowiu na kiełkowanie Rumex
thyrsiphlorus.
Szereg mechanizmów zaangażowanych w obronę roślin decyduje o poziomie tolerancji danej rośliny w stosunku do określonego stężenia metalu. W stosunku do kadmu za główne mechanizmy uważa się detoksyfikację przy udziale fitochelatyn i akumulację tego metalu w ścianie komórkowej (Baranowska-Morek 2003). Dlatego też jednym z kolejnych etapów badań będzie sprawdzenie poziomu ekspresji organo-specyficznej metalotioneiny 4 (MT4) w kiełkujących nasionach rzepaku w obecności metali ciężkich.
Szkodliwość omówionych metali ciężkich znacznie się różni. O ile ołów i kadm są uznawane za metale toksyczne, to cynk i miedź są mikropierwiastkami, które są szkodliwe tylko w nadmiarze, natomiast w mniejszych ilościach są niezbędne dla prawidłowego funkcjonowania organizmu (Węglarzy 2007). Pobieranie metali ciężkich przez rośliny opiera się na procesach fizyko-chemicznych zachodzących w ryzosferze, prowadzących do tworzenia soli metali (Kabata-Pendias i Pendias 1999). Bakterie zasiedlające ryzosferę mogą stymulować wzrost roślin (Kalitkiewicz i Kępczyńska 2008), czy chronić rośliny przed skutkami działania fitopatogenów (Saravanakumar i in. 2007). Tak jak to zaprezentowali w badaniach Fatima i in. (2009), w których zainokulowanie nasion bakteriami Azospirillum i Azotobacter wyizolowanymi z ryzosfery pszenicy wpływało pozytywnie na energię kiełkowa-nia tej rośliny i zwiększenie biomasy oraz hamowało wzrost patogenu Rhizoctokiełkowa-nia
solani. Wiele bakterii glebowych posiada wysoką tolerancję na działanie metali
ciężkich, a także odgrywa istotną rolę w mobilizacji tych metali (Sheng i in. 2008). W literaturze znajdują się doniesienia dotyczące szczepów bakteryjnych stymulujących wzrost roślin. Di Barbaro i in. (2005) wykazali, że inokulowanie
Capsicum annum L. bakteriami Azospirillum brasilensis zwiększa procent
skiełkowanych nasion w stosunku do nasion nieinokulowanych, a także wpływa na zwiększenie suchej masy roślin. Gutierrez Manero i in. (20003) przeanalizowali dwadzieścia pięć szczepów bakterii wyizolowanych z ryzosfery czterech gatunków łubinu. Spośród badanych ryzobakterii promujących wzrost roślin (PGPR — plant
growth promoting rhizobacteria) zidentyfikowano cztery szczepy należące do Aureobacterium i Cellulomonas, które promowały kiełkowanie nasion łubinu.
Przeciwnie do naszych wyników, inokulacja nasion bakteriami P. fluorescens spowodowała wzrost kiełkowania ryżu z 26,3 do 52,6%. Autorzy stwierdzili, że badany szczep jest istotnym czynnikiem biologicznym wpływającym na proces kiełkowania nasion ryżu (Mishra i Sinha 2000).
W naszych badaniach wykazaliśmy, że obecność wyselekcjonowanych szczepów ryzobakterii wspomaga kiełkowanie nasion rzepaku w obecności miedzi, cynku, ołowiu i kadmu (tab. 1 i rys. 3).
Podsumowanie
1. Wśród analizowanych bakterii glebowych stwierdzono zarówno szczepy wrażliwe jak i oporne na działanie związków chemicznych zawartych w owa-dobójczej zaprawie Chinook 200 FS.
2. Obecność jonów kadmu w podłożu hamowała proces kiełkowania nasion rzepaku.
3. Wykazano promujący wpływ wyselekcjonowanych bakterii ryzosferowych
na kiełkowanie nasion rzepaku w obecności metali ciężkich (Bacillus sp.,
Flavobacterium sp., B. bacterium, S. entomophila).
Wykorzystanie inokulacji nasion bakteriami w praktyce wymaga dokładnego sprawdzenia, na ile stosowane zaprawy nasienne ograniczają rozwój mikroorga-nizmów w warunkach polowych. W kolejnych etapach sprawdzona będzie ekspresja genów metalotionein w siewkach inokulowanych i nieinokulowanych bakteriami, rosnących w obecności takich metali jak: miedź, cynk, kadm i ołów.
Podziękowanie
Autorzy dziękują panu Dariuszowi Frątczakowi oraz firmie AgroBras z Wągrowca za udostępnienie nasion rzepaku do eksperymentów.
Literatura
Baranowska-Morek A. 2003. Roślinne mechanizmy tolerancji na toksyczne działanie metali ciężkich.Kosmos. Probl. Nauk Biol., 52 (2-3): 283-298.
Belimov A.A., Hontzeas N., Safranova V.I., Demchinskaya S.V., Piluzza G., Bullitta S. 2005. Cadmium-tolerant plant growth-promoting rhizobacteria associated with the roots of Indian mustard (Brassica juncea L. Czern.). Soil Biol. Biochem., 37: 241-250.
Grażyna Dąbrowska ...
96
Cabala J., Teper E., Teper L., Małkowski E., Rostański A. 2004. Mineral composition in rhizosphere of plants grown in the vicinity of a Zn-Pb ore flotation tailings pond. Preliminary Study. Acta Biol. Cracov. Series Bot., 46: 65-74.
Chen Y.X., Wang P.Y., Lin Q., Luo Y.M. 2005. Effect of copper-tolerant rhizosphere bacteria on mobility of copper in soil and copper accumulation by Elzholtzia splendens. Environ. Int., 31: 861-866.
de Freitas J.R., Banerjee M.R., Germida J.J. 1997. Phosphate-solubilizing rhizobacteria enhance the growth and yield but not phosphorus uptake of canola (Brassica napus L.). Biol. Fertil. Soils, 24: 358-364.
Dell’Amico E., Cavalca L., Andreoni V. 2005. Analysis of rhizobacterial communities in perennial
Graminaceae from polluted water meadow soil, and screening of metal-resistant, potentially
plant growth-promoting bacteria. FEMS Microbiol. Ecol., 52: 153-162.
Di Barbaro G., Pernasetti S., y Stegmayer A. 2005. Effects evaluation of Azospirillum brasilensis inoculation on pepper (Capsicum annum L. var. trompa de elefante) seeds germination and plants emergence. Revista del CIZAS, 6 (1/2): 74-85.
Fatima Z., Saleemi M., Zia M., Sultan T., Aslam M., Riaz-Ur Rehman, Fayyaz Chaudhary M. 2009. Antifungal activity of plant growth-promoting rhizobacteria isolates against Rhizoctonia solani in wheat. African J. Biotech., 8 (2): 219-225.
Gabrisu C., Alkorta I. 2003. Basic concepts on heavy metal soil bioremediation. Eur. J. Min. Proc. Environ. Protect., 13: 58-66.
Germida J.J., de Freitas J.R. 2008. Cultural methods for endophytic and soil microorganisms. In: M. Carter and E. Gregorich (eds). Soil Sampling and Methods of Analysis. Chapter 29, p. 341-354, 2nd Edition, CSSMM. CRC Press, Boca Raton, FL.
Germida J.J., Siciliano S.D., de Freitas J.R., Seib A. 1998. Diversity of root-associated bacteria associated with field-grown canola (Brassica napus L.) and wheat (Triticum aestivum L.). FEMS Microbiol. Ecol., 26: 43-50.
Grotz N., Guerinot M.L. 2006. Molecular aspects of Cu, Fe and Zn homeostasis in plants. Bioch. Biophys. Acta, 1763: 595-608.
Guiamares M.A., Gustin J.L., Salt D.E. 2009. Reciprocal grafting separates the roles of the root and shoot in zinc hyperaccumulation in Thlaspi caerulescens. New Phytol., 184: 323-329.
Gutierrez Manero F.J., Probanza A., Ramos B., Colon Flores J.J., Lucas Garcia J.A. 2003. Effects of culture filtrates of rhizobacteria isolated from wild lupine on germination, growth, and biological nitrogen fixation of lupine seedlings. J. Plant Nutr. 26 (5): 1101-1115.
Hrynkiewicz K., Baum C., Leinweber P. 2010. Density, metabolic activity and identity of cultivable rhizosphere bacteria on Salix viminalis in disturbed arable and landfill soils. J. Plant Nutr. Soil Sci., DOI:10.1002/jpln.200900286.
Idris R., Trifonova R., Puschenreiter M., Wenzel W., Sessitsch A. 2004. Bacterial communities associated with flowering plants of the Ni hyperaccumulator Thlaspi goesingense. Appl. Environ. Microbiol., 70: 2667-2677.
Kabata-Pendias A., Pendias H. 1999. Biogeochemia pierwiastków śladowych, Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa.
Kalitkiewicz A., Kępczyńska E. 2008. Wykorzystanie ryzobakterii do stymulacji wzrostu roślin. Biotechnologia, 2 (81): 102-114.
Kazda J., Baranyk P., Nerad D. 2005. The implication of seed treatment of winter oilseed rape. Plant Soil Environ., 51 (9): 403-409.
Kidd P.S., Domínguez-Rodríguez M.J., Díez J., Monterroso C. 2007. Bioavailability and plant accumulation of heavy metals and phosphorus in agricultural soils amended by long-term application of sewage sludge. Chemosphere, 66 (8): 1458-1467.
McGrath S.P., Shen Z.G., Zhao F.J. 1997. Heavy metal uptake and chemical changes in the rhizosphere of Thlaspi caerulescens and Thlaspi ochroleucum grown in contaminated soils. Plant and Soil, 188: 153-159.
Mishra D.S., Sinha A.P. 2000. Plant growth-promoting activity of some fungal and bacterial agents on rice seed germination and seedling growth. Tropical Agricult., 77 (3): 188-191.
Mrówczyński M. 2003. Studium nad doskonaleniem ochrony rzepaku ozimego przed szkodnikami. Rozprawy Naukowe Inst. Ochr. Roślin, 10: 1-61.
Mrówczyński M., Korbas M., Praczyk T., Gwiazdowski R., Jajor E., Pruszyński G., Wachowiak H. 2009. Ochrona roślin w integrowanej produkcji rzepaku. Rośliny Oleiste – Oilseed Crops, XXX (2): 245-256.
Mrówczyński M., Wachowiak H., Muśnicki Cz., Jodłowski M., Heimann S. 2005. Uszkodzenia odmian rzepaku ozimego przez szkodniki. Inst. Ochr. Roślin, Poznań: 1-64.
Paraszkiewicz K., Długoński J. 2007. Wykorzystanie drobnoustrojowych surfaktantów do usuwania metali ciężkich z gleby. Biotechnologia, 2 (77): 81-94.
Saravanakumar D., Vijayakumar Ch., Kumar N., Samiyappan R. 2007. PGPR-induced defense responses in the tea plant against blister blight disease. Crop Protect., 26 (4): 556-565.
Sheng X-F., He L-Y., Wang Q., Ye H., Jiang Ch. 2008. Effects of inoculation of bisurfactant-producing
Bacillus sp. J119 on plant growth and cadmium uptake in a cadmium-amended soil. J. Hazard.
Mater., 155: 17-22.
Słaba M., Długoński J. 2003. Heavy metals uptake by microscopic fungi. Biotechnologia, 4: 101-109. Soudek P., Katrusakova A., Sedlacek L., Petrova S., Koci V., Marsik P., Griga M., Vanek T. 2010.
Effect of heavy metals on inhibition of root elongation in 23 cultivars of flax (Linum
usitatissimum L.). Arch. Environ. Contam. Toxicol. (w druku).
Uruc K., Demirezi Yilmaz D. 2008. Effect of cadmium, lead and nickel on imbibition, water uptake and germination for the seeds of different plants. Demlupinar Universitesi Fen Bilimleri Enstitusu Dergisi, 17: 1-10.
Wałkowski T., Bartkowiak-Broda I., Krzymański J., Mrówczyński M., Korbas M., Paradowski A. 2007/2008. Rzepak ozimy, IHAR Poznań, 97-100.
Wang Ch., Zhang H.S., Wanga P.F., Houa J., Zhanga W.J., Lia W., Lina Z.P. 2009. The effect of excess Zn on mineral nutrition and antioxidative response in rape seedlings. Chemosphere, 75 (11): 1468-1476.
Węglarzy K. 2007. Metale ciężkie – źródła zanieczyszczeń i wpływ na środowisko. Wiadomości Zootechniczne, R. XLV, 3: 31-38.
Wierzbicka M., Obidzińska J. 1998. The effect of lead on seed imbibition and germination in different plant species. Plant Sci., 137: 155-171.
Wu C.H., Wood T.K., Mulchandani A., Chen W. 2006. Engineering plant-microbe symbiosis for rhizoremediation of heavy metals. Appl. Environ. Microbiol., 72: 1129-1134.
Xiong Z-T. 1998. Lead uptake and effects on seed germination and plant growth in a Pb hyper-accumulator Brassica pekinensis. Rupr. Bull. Environ. Contam. Toxicol., 60: 285-291.
