EPIDEMIOLOGIA ZAKAŻEŃ DRÓG MOCZOWYCH U PACJENTÓW
CEWNIKOWANYCH
EPIDEMIOLOGY OF CATHETER-ASSIOCIATED URINARY TRACT INFECTIONS
STRESZCZENIE: U pacjentów z założonym cewnikiem moczowym występują zakażenia dróg moczowych, polegające na przedostaniu się do tych miejsc mikroorganizmów chorobotwór-czych. Infekcja może być wywoływana przez jeden lub więcej gatunków. Wyróżnia się gatun-ki najczęściej spotykane w przypadku zakażeń CAUTI. Im dłużej cewnik pozostaje w pęche-rzu u pacjenta, tym większe jest prawdopodobieństwo rozwoju infekcji. Praktycznie u każ-dej osoby, u której cewnik jest obecny przez ponad dwa tygodnie, diagnozuje się bakterio-mocz. Czynniki wirulencji umożliwiają bakteriom bytowanie w drogach moczowych. Biofilm zwiększa szanse na przeżycie mikroorganizmów patogennych na cewniku, ponieważ wpły-wa na międzygatunkową współpracę metaboliczną. Dlatego też mikroorganizmy w biofilmie są mniej wrażliwe na środki odkażające i antybiotyki. Istnieje wiele sposobów przeciwdziała-nia CAUTI: stosowanie kateteryzacji w przypadkach koniecznych i możliwie szybkie usuwanie cewników, impregnacja lub powlekanie cewnika substancjami redukującymi adhezję drobno-ustrojów lub posiadającymi właściwości antyseptyczne, niszczenie biofilmu za pomocą ultra-dźwięków i inne.
SŁOWA KLUCZOWE: biofilm, CAUTI, cewnik moczowy, zakażenia
ABSTRACT: Urinary tract infection attributed to the use of an indwelling urinary catheter (CAUTI) is one of the most common infections acquired by patients. Bacteria enter the urina-ry tract via the catheter (one or more species). Some species of bacteria are the most common-ly isolated. The daicommon-ly risk of catheter colonization grows. Practicalcommon-ly, all patients with a long term (more than 2 weeks) indwelling catheter are bacter iuric. Virulence factors of bacteria determi-ning colonisation the urinary tract by bacterial pathogens. Biofilm that develops on a urinary catheter provides a favorable environment for inter-species metabolic interactions, bacterial proliferation and invasion. Therefore, bacteria in biofilm are less sensitive to antibiotics and an-tiseptics. Basic practices for preventing CAUTI: catheterization in necessary case, possibly early removal of the catheter, reduction of bacterial adhesion by impregnation (reduction adhesion substances) or antiseptics, destruction of bacterial biofilms by ultrasound.
KEY WORDS: biofilm, CAUTI, infections, urinary catheter
1 Wojewódzkie Centrum Szpitalne Kotliny Jeleniogórskiej
2 Zakład Mikrobiologii Farmaceutycznej i Parazytologii Uniwersytetu Medycznego we Wrocławiu
} ALEKSANDER ZUCHOWSKI
Zakład Mikrobiologii Farmaceutycznej i Parazytologii,
Uniwersytet Medyczny we Wrocławiu, ul. Borowska 211a, 50-556 Wrocław, Tel.: 71 784 06 79, e-mail: aleksander.zuchowski@umed.wroc.pl Wpłynęło: 01.12.2016 Zaakceptowano: 20.12.2016 DOI: dx.doi.org/10.15374/FZ2016076
WSTĘP
Ze względu na lokalizację zakażeń układu moczowego (ZUM) wyróżnia się infekcje górnych i dolnych odcinków
układu moczowego, czyli nerek wraz z moczowodem oraz pęcherza moczowego i cewki moczowej [1]. Istotnym za-gadnieniem z zakresu mikrobiologii klinicznej są skut-ki założenia u pacjenta cewnika moczowego. Bakterie
i grzyby przemieszczające się wzdłuż cewnika przyczyniają się do rozwoju zakażeń dróg moczowych związanych z obec-nością cewnika (ang. catheter-associated urinary tract infec-tions – CAUTI) [2].
STOSOWANIE CEWNIKA MOCZOWEGO
– SKUTKI KLINICZNE
Zakażenie dróg moczowych to infekcja tocząca się w ob-rębie układu moczowego (pęcherza i nerek), polegają-ca na przedostaniu się do tego obszaru mikroorganizmów chorobotwórczych. W przypadku prawidłowego stanu dróg moczowych, mocz jest jałowy – oznacza to, że nie znajdu-ją się w nim bakterie. Jedynie w dalszej części cewki mo-czowej mogą występować bakterie saprofityczne [3]. Kolo-nizacja dróg moczowych zachodzi drogą: wstępującą przez cewkę moczową, krwionośną, naczyń chłonnych, poprzez przetoki pomiędzy drogami moczowymi a pochwą lub ma-cicą lub przez przetoki moczowodowo-pęcherzowo-jelitowe oraz na skutek naruszenia ciągłości tkanek [4].
Stosowanie cewnika w pęcherzu moczowym, cewni-ka moczowodowego i cewnicewni-ka w przetoce nerkowej może przyczyniać się do rozwoju bakteriomoczu. Sama obecność bakterii w moczu nie oznacza jednoznacznie ZUM. Pacjen-ci, u których cewniki są stosowane przewlekle, są traktowani jak osoby z ciągłą bakteriurią [5]. Aby zdiagnozować zaka-żenie układu moczowego, trzeba stwierdzić w moczu obec-ność bakterii uropatogennych. W najnowszych „Rekomen-dacjach diagnostyki, terapii i profilaktyki zakażeń układu moczowego u dorosłych”, wydanych przez Narodowy Insty-tut Leków, wyszczególniono, w jakich sytuacjach u chorych z cewnikiem w drogach moczowych można postawić roz-poznanie ZUM. Infekcję tego typu ustala się na podstawie objawów klinicznych, typowych zmian w badaniu ogólnym moczu oraz w oparciu o stwierdzenie znamiennego bakte-riomoczu (≥103 CFU/ml moczu). W przypadku braku ob-jawów zakażenia nie zaleca się wykonywania badań mikro-biologicznych, z wyjątkiem kobiet w ciąży i chorych przed zabiegiem urologicznym [1].
RYZYKO INFEKCJI U PACJENTÓW
Z CEWNIKIEM
Od 70 do 80% zakażeń dróg moczowych obserwowa-nych podczas hospitalizacji wynika z cewnikowania pacjen-ta [6]. Im dłuższy czas pozostawania cewnika w pęcherzu u chorego, tym większe prawdopodobieństwo infekcji – ry-zyko wzrasta każdego dnia o 3–10%, a według innych źródeł o 3–7% [2, 7]. Ryzyko rozwinięcia się CAUTI w przypadku jednorazowego cewnikowania wynosi 1–5%; pozostawienie cewnika powyżej 3–4 dni zwiększa to prawdopodobieństwo
w systemie zamkniętym do 15–26%, a w systemie otwar-tym – do 80–100%. Praktycznie u każdej osoby, u której cewnik jest obecny dłużej niż dwa tygodnie, diagnozuje się bakteriomocz. Po tym czasie diagnozę taką stawia się tak-że u szpitalnych pacjentów niecewnikowanych: u około 5% młodych kobiet, u 16% kobiet i 19% mężczyzn powyżej 70. roku życia, a także u 50% kobiet i 40% mężczyzn przebywa-jących w domach opieki [1, 8]. Według badań amerykań-skich, ZUM było czwartą w kolejności najczęstszą infekcją występującą w ochronie zdrowia (12,9%), a 67,7% pacjen-tów z tej grupy miało założony cewnik moczowy [9].
Cewniki moczowe uważane są za krótkotrwałe, jeśli są założone w danym miejscu przez okres krótszy niż 30 dni; natomiast za przewlekłe lub długoterminowe, gdy znajdują się w danym miejscu przez 30 dni lub dłużej [10].
CAUTI może doprowadzić do całego szeregu powikłań, tj.: zapalenia gruczołu krokowego, najądrza, jądra, pęcherza mo-czowego, odmiedniczkowego zapalenia nerek, Gram-ujemnej bakteriemii, zapalenia wsierdzia, szpiku i kości, septycznego zapalenia stawów oraz zapalenia opon mózgowych. Powikła-nia te przyczyniają się do znacznego dyskomfortu u pacjenta, wydłużają pobyt w szpitalu oraz zwiększają koszt hospitaliza-cji, a także śmiertelność osób chorych [11].
PATOGENY ZAKAŻEŃ DRÓG MOCZOWYCH
U PACJENTÓW CEWNIKOWANYCH
Zakażenia dróg moczowych u pacjentów z cewnikami moczowymi mogą być wywoływane przez jeden lub więcej gatunków drobnoustrojów [12].
Interesujące są dane epidemiologiczne dotyczące czę-stości wykrywania poszczególnych drobnoustrojów w za-każeniach związanych z obecnością cewnika. Dla przykła-du, w raporcie z 2016 roku, wydanym przez Kanadyjski In-stytut Informacji Zdrowia, podawano, że w skali światowej najczęstszymi patogenami związanymi z obecnością cew-nika moczowego są: Escherichia coli (21,4%), Candida spp. (21,0%), Enterococcus spp.(14,9%), Pseudomonas
aerugino-sa (10,0%), Klebsiella pneumoniae (7,7%) i Enterobacter spp.
(4,1%) [1, 13].
Zgodnie z danymi Cambridge University Press, opubli-kowanymi w 2013 roku w imieniu stowarzyszenia SHEA (ang. Society for Healthcare Epidemiology of America), w latach 2009–2010 w Stanach Zjednoczonych patogenami najczęściej wywołującymi zakażenie dróg moczowych zwią-zane z obecnością cewnika były: Escherichia coli (26,8%),
Pseudomonas aeruginosa (11,3%), Klebsiella pneumoniae, Klebsiella oxytoca (11,2%), Candida albicans (8,9%), coccus faecalis (7,2%), Enterococcus faecium (3,1%), Entero-coccus spp. (4,8%), Proteus spp. (4,8%), Enterobacter (4,2%),
gronkowce koagulazo-ujemne (2,2%), Staphylococcus
Inne brytyjskie źródło – BioMed Central – podało od-setek gatunków drobnoustrojów, izolowanych u pacjentów z wykrytą bakteriemią powstałą w wyniku założenia cew-nika dróg moczowych. W Hiszpanii zakażenia te były naj-częściej związane z obecnością we krwi: Escherichia coli (42,0%), Klebsiella spp. (15,0%), Enterococcus spp. (12,0%),
Pseudomonas aeruginosa (12,0%), Proteus mirabilis (7,0%)
i Candida spp. (3,0%). W Europie bakteriemie u pacjentów z cewnikiem moczowym były wywoływane przez następu-jące bakterie Gram-ujemne: Escherichia coli (73,1%),
Kleb-siella spp. (11,2%), Proteus mirabilis (5,0%) i Pseudomonas aeruginosa (4,1%). W Wielkiej Brytanii obecność
cewni-ka moczowego przyczyniła się do wykrycia we krwi osób chorych następujących drobnoustrojów: Escherichia coli (43,4%), Proteus mirabilis (13,3%), Pseudomonas
aerugino-sa (10,8%), Klebsiella spp. (7,5%) i Enterococcus spp. (6,0%).
W amerykańskich ośrodkach akademickich u pacjen-tów cewnikowanych zakażenia były wywoływane naj-częściej przez Enterococcus spp. (28,4%) i Candida spp. (19,7%), a wśród Gram-ujemnych szczepów przez:
Escheri-chia coli (69,3%), Klebsiella spp. (16,7%) i Proteus mirabilis
(6,4%) [5].
Zakażenia dróg moczowych są wywoływane w mniejszej częstotliwości również przez: Enterobacter aerogenes,
Provi-dencia stuartii, Morganella morganii i Streptococcus agalac-tiae. Najrzadziej infekcje układu moczowego powodują
ga-tunki drobnoustrojów: Chlamydia trachomatis, Ureaplasma
urealyticum, Gardnerella vaginalis, Corynebacterium urealy-ticum, Mycoplasma hominis, Haemophilus influenzae, Neis-seria gonorrhoeae, Mycobacterium sp. (prątki), Candida gla-brata i Candida tropicalis [15].
CECHY SZCZEGÓLNE PATOGENÓW NAJCZĘŚCIEJ
WYWOŁUJĄCYCH CAUTI
Uropatogenne szczepy Escherichia coli charakteryzują się większą zdolnością do wytwarzania fimbrii. Fimbrie, jako czynniki adhezyjne, składają się z tzw. pilin. Rozróżnia się nawet do kilkuset fimbrii należących do różnych typów [8]. Występują one również u Klebsiella spp., Proteus spp.
i Pseu-domonas spp. Escherichia coli wytwarza także cytolityczną
hemolizynę i otoczkę, a ponadto cytotoksyczny czynnik ne-krozy 1 (ang. cytotoxic necrotizing factor 1 – CNF 1), któ-ry wpływa na reorganizację cytoszkieletu aktynowego w ko-mórkach eukariotycznych oraz zwiększa przeżywalność uro-patogennych szczepów podczas odpowiedzi zapalnej [1, 16].
E. coli wydziela także proteazy [17]. Ważną cechą tych
szcze-pów jest ponadto zdolność do rozmnażania wewnątrz ko-mórek urotelialnych w powstałej wakuoli, a także do złusz-czania zainfekowanych komórek, a następnie ponownego przylegania do zdrowych komórek nabłonka [18].
Proteus mirabilis produkuje ureazę wytwarzającą
amo-niak i w związku z tym alkalizuje mocz. Taki odczyn moczu
krystalizuje wapń i magnez. Może to spowodować zamknię-cie światła cewnika moczowego, ostre zatrzymanie moczu i bakteriemię. Szczep ten jest silnie urzęsiony, posiada: fim-brie, adhezyny niefimbriowe oraz lipopolisacharyd. Ponad-to charakteryzuje się zdolnością do wnikania do komórek. Wzrost rozpełzły może być czynnikiem tworzenia biofil-mu i rozwoju zakażenia związanego z obecnością cewnika. Zdolność do produkcji ureazy posiadają również: Klebsiella spp., Pseudomonas spp., Staphylococcus saprophyticus
i Sta-phylococcus epidermidis oraz Serratia spp. [12, 19].
Szczególną cechą Klebsiella pneumoniae jest zdolność na-bywania plazmidów kodujących beta-laktamazy o rozsze-rzonym spektrum substratowym i karbapenemazy [1].
Wirulencja u Pseudomonas aeruginosa ma również cha-rakter wieloczynnikowy. W przypadku zakażeń dróg mo-czowych indukowanych przez P. aeruginosa obserwowano podwyższony poziom toksyn A, egzoenzymów S i fosfoli-pazy C (jako ważnych czynników wytwarzanych przez izo-lowane szczep w CAUTI). U szczepów izolowanych z dróg moczowych zaobserwowano najwyższy poziom fosfatazy al-kalicznej, wysoki poziom alginianów, sideroforów, egzoen-zymów i hemolizyn, ale nie stwierdzono wysokiego pozio-mu elastazy. Siderofory pozwalają bakterii pozyskać żelazo, potrzebne do regulacji produkcji innych czynników wiru-lencji. Pseudomonas aeruginosa dostosowuje się do osmo-larności moczu. Umożliwia to czynnik sigma oraz Rpo S. Biało THP pozwala na ochronę przed fagocytozą. Działa-nie wszystkich czynników wirulencji Działa-nie jest jeszcze do koń-ca poznane [20].
BIOFILM NA CEWNIKU UROLOGICZNYM
Biofilm to konsorcjum mikroorganizmów przytwierdzo-nych do stałej powierzchni i zamkniętych w macierzy ze-wnątrzkomórkowej (ang. extracellular matrix – ECM), zbu-dowanej z: polisacharydów, białek, lipidów i kwasów nukle-inowych. Badania pokazują, że około 10–25% biofilmu sta-nowią komórki bakterii, a 75–90% – EPS (ang. extracellu-lar polymeric substances) [21]. Społeczność drobnoustro-jów może mieć budowę warstwową i zawierać kanały wod-ne, służące do transportu substancji odżywczych oraz tle-nu, a także do odprowadzania metabolitów [22, 23]. Bio-film zwiększa szanse na przeżycie mikroorganizmów oraz umożliwia międzygatunkową współpracę metaboliczną. Dlatego też mikroorganizmy w biofilmie są mniej wraż-liwe na środki odkażające, antybiotyki (MIC wyższe na-wet 1000–1500-krotnie) i działanie układu odpornościo-wego [24].
Stosowanie cewnika wpływa na osłabienie naturalnych mechanizmów obronnych organizmu. Mocz, spływając do odbieralnika, nie przepłukuje cewki moczowej, pogarsza ukrwienie i podrażnia nabłonek. Hydrofilowa i chropowata
powierzchnia kateterów ułatwia adhezję mikroorganizmów – zarówno na zewnętrznej, jak i na wewnętrznej po-wierzchni [12].
PROFILAKTYKA I LECZENIE CAUTI
U PACJENTÓW Z ZAŁOŻONYM CEWNIKIEM
Istnieje wiele sposobów przeciwdziałania CAUTI. Jed-nym z nich jest stosowanie kateteryzacji w przypadkach niecznych oraz usuwanie cewnika, kiedy tylko nie jest ko-nieczna jego obecność. Ważne jest także, by cewnikowanie nie było działaniem ułatwiającym pracę personelu medycz-nego [12]. Aplikacja cewnika powinna być przeprowadzana w pomieszczeniu o wysokiej jałowości powietrza [25]. Po-nadto nie zaleca się stosowania otwartego systemu cewni-kowania, a worek powinien być opróżniany co 4–6 godzin, by bakterie nie przedostawały się z worka do cewnika [26].
Innym sposobem zapobiegania omawianym infekcjom jest impregnacja lub powlekanie cewnika substancjami re-dukującymi adhezję drobnoustrojów lub posiadającymi właściwości antyseptyczne, np.: srebrem (w postaci sto-pu, tlenku lub soli), triklosanem, chlorheksydyną, sulfadia-zyną, peptydami przeciwdrobnoustrojowymi, antybiotyka-mi (nitrofurazonem, gentamycyną, ryfampicyną, antybiotyka- minocy-kliną, fluorochinolonami, trimetoprimem), heparyną (za-pobiega krystalizacji i utrudnia adhezję), laktoferyną i owo-transferyną (wiążą jony żelaza), substancjami chelatujący-mi (np. EDTA, które absorbuje jony żelaza, wapnia i magne-zu). Problem stanowi ryzyko nabycia oporności przez drob-noustroje oraz nie zawsze szerokie spektrum działania tych związków. W przypadku pojawienia się CAUTI zaleca się wymienienie cewnika, ponieważ bez tego terapia może oka-zać się nieskuteczna. Do najnowszych rozwiązań, mających niszczyć biofilm, należą: ultradźwięki, prąd (podłączany do cewnika za pomocą srebrnych elektrod) oraz bakterio-fagi lityczne [27].
PODSUMOWANIE
Stosowanie cewnika stwarza ryzyko rozwoju zakaże-nia dróg moczowych; infekcja ta dotyczy większości cew-nikowanych pacjentów. Cewnikowanie może przyczynić się do szeregu niebezpiecznych powikłań. Stosowanie no-wych rozwiązań technologicznych umożliwia przeciwdzia-łanie CAUTI. Do metod tych zalicza się m.in. powlekanie lub impregnację cewnika substancjami redukującymi ad-hezję drobnoustrojów. Próbuje się również niszczyć biofilm powstający na cewnikach. Tego typu podejściu, wynikające-mu z rozwoju nowych technik i materiałów, nadal powin-na towarzyszyć świadomość roli czynnika ludzkiego w opie-ce szpitalnej nad pacjentem. Bardzo istotne znaczenie ma:
racjonalne postępowanie personelu medycznego, jałowe za-łożenie cewnika, stosowanie zamkniętego systemu cewniko-wania, prawidłowa wymiana lub usuwanie cewnika. Zinte-growane podejście do opieki nad pacjentem wpływa na spa-dek występowania zakażeń dróg moczowych w grupie cho-rych z założonym cewnikiem dróg moczowych.
KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono.
PIŚMIENNICTWO
1. Holecki M, Duława J, Hryniewicz W et al. Rekomendacje diagnostyki, tera-pii i profilaktyki zakażeń układu moczowego u dorosłych. Narodowy Insty-tut Leków (online) 2015; http://www.antybiotyki.edu.pl/pdf/uklmoczowy-internet.pdf
2. Lo E, Nicolle LE, Coffin SE et al. Strategies to prevent catheter-associated uri-nary tract infections in acute care hospitals: 2014 update. Infect Control Hosp Epidemiol 2014;35(5):464– 479.
3. Hollingsworth JM, Rogers MA, Krein SL et al. Determining the noninfectious complications of indwelling urethral catheters: a systematic review and me-ta-analysis. Ann Intern Med 2013;159(6):401– 410.
4. Chenoweth CE, Gould CV, Saint S. Diagnosis, management, and preven-tion of catheter-associated urinary tract infecpreven-tions. Infect Dis Clin North Am 2014;28(1):105– 119.
5. Nicolle LE. Catheter-associated urinary tract infection. Antimicrob Resist In-fect Control 2014;3:23.
6. Weber DJ, Sickbert-Bennett EE, Gould CV, Brown VM, Huslage K, Ruta-la WA. Incidence of catheter-associated and non-catheter-associated uri-nary tract infections in a healthcare system. Infect Control Hosp Epidemiol 2011;32(8):822– 823.
7. Stroup S, Auge BK. Urinary infections and struvite stones. Urinary Tract Sto-ne Disease 2011:217– 224.
8. Chmielewska SJ, Fiedoruk K, Daniluk T, Ściepuk M, Kaczmarzyk D, Leszczyń-ska K. Znaczenie uropatogennych szczepów Escherichia coli (UPEC) w etio-patogenezie zakażeń układu moczowego. Post Mikrobiol 2016;55(1):45– 56. 9. Magill S, Edwards JR, Bamberg W et al. Multistate point-prevalence survey
of health care-associated infections. N Engl J Med 2014;370(13):1198– 1208. 10. Hooton TM, Bradley SF, Cardenas DD et al. Diagnosis, prevention and treat-ment of catheter-associated urinary tract infection in adults. 2009 Internatio-nal Clinical Practice Guidelines from the Infectious Diseases Society of Ame-rica. Clin Infect Dis 2010;50(5):625– 66311.
11. Centers for Disease Control and Prevention. Urinary tract infection (catheter- -associated urinary tract infection (CAUTI) and non-catheter-associated uri-nary tract infection (UTI)) and other uriuri-nary system infection (USI)) events. CDC (online) 2017; https://www.cdc.gov/nhsn/PDFs/pscManual/7pscCAU-TIcurrent.pdf
12. Matusiak DM. Zakażenia układu moczowego z udziałem Proteus
mira-bilis – rola biofilmu i inkrustacji cewnika urologicznego. Post Mikrobiol
2014;53(2):173– 181.
13. Canadian Institute for Health Information. Hospital harm improvement reso-urce. Urinary tract infection. Canadian Patient Safety Institute (online) 2016; http://www.patientsafetyinstitute.ca/en/toolsResources/Hospital-Harm-Measure/Documents/Resource-Library/HHIR%20UTI_April%202016.pdf 14. Sievert DM, Ricks P, Edwards JR et al. Antimicrobial-resistant pathogens
as-sociated with healthcare-asas-sociated infections: summary of data repor-ted to the National Healthcare Safety Network at the Centers for Disease Control and Prevention. Infect Control Hosp Epidemiol 2013;34(1):1– 14. 15. Flores-Mireles AL, Walker JN, Caparon M, Hultgren SJ. Urinary tract infections:
epidemiology, mechanisms of infection and treatment options. Nat Rev Mi-crobiol 2015;13(5):269– 284.
16. Zaw MT, Yamasaki E, Yamamoto S, Nair GB, Kawamoto K, Kurazono H. Uropa-thogenic specific protein gene, highly distributed in extraintestinal uropa-thogenic Escherichia coli, encodes a new member of H-N-H nuclease super-family. Gut Pathog 2013;5(1):13.
17. Tenke P, Köves B, Hultgren SJ et al. Update on biofilm infections in urina-ry tract. World J Urol 2012;30(1):51– 57.
18. Nitschke M, Wiehl S, Baer PC, Kreft B. Bactericidal activity of renal tu-bular cells: the putative role of human beta-defensins. Exp Nephrol 2002;10(5– 6):332– 337.
fection. Nat Rev Urol 2010;7(8):430– 441.
20. Mittal R, Aggarwal S, Sharma S, Chhibber S, Harjai K. Urinary tract infections caused by Pseudomonas aeruginosa: a minireview. J Infect Public Health 2009;2(3):101– 111.
21. Vertes A, Hitchins V, Philips KS. Analytical challenges of microbial biofilms on medical devices. Anal Chem 2012;84(9):3858– 3866.
22. Yamamoto S. Prevention and treatment of complicated urinary tract infec-tion. Urological Science (online) 2016; http://www.urol-sci.com/article/ S1879– 5226(16)30378– 5/pdf
23. Rodrigues LR. Inhibition of bacterial adhesion on medical devices. Adv Exp Med Biol 2011;715:351– 367.
cing unnecessary urinary catheter use and other strategies to prevent ca-theter-associated urinary tract infection: an integrative review. BMJ Qual Saf 2014;23(4):277– 289.
25. Thomsen TR, Hall-Stoodley L, Moser C, Stoodley P. The role of bacterial bio-films in infections of catheters and shunts. In: Bjarnsholt T, Jensen P, Moser C, Høiby N (eds). Biofilm Infections. Springer, New York, 2011, pp. 91– 109. 26. Wang X, Lünsdorf H, Ehrén I, Brauner A, Römling U. Characteristics of biofilms
from urinary tract catheters and presence of biofilm-related components in
Escherichia coli. Curr Microbiol 2012;60(6):446– 453.
27. Jacobsen SM, Shirtliff ME. Proteus mirabilis biofilms and catheter-associated urinary tract infections. Virulence 2011;2(5):460– 465.
