Bezpieczeństwo narzędzi w dezynfekcji manualnej

(1)

– OCHRONA PERSONELU MEDYCZNEGO CENTRALNYCH

STERYLIZATORNI I BLOKÓW OPERACYJNYCH

THE SAFETY OF TOOLS IN MANUAL DISINFECTION – SECURITY OF MEDICAL PERSONNEL

OF THE CENTRAL PROCESSING UNIT AND OPERATING THEATRE

STRESZCZENIE: W zakładach ochrony zdrowia codziennie wykonuje się kilka tysięcy inwazyj-nych zabiegów medyczinwazyj-nych. Każda taka procedura medyczna wiąże się z kontaktem instru-mentu medycznego albo chirurgicznego z jałową tkanką lub błoną śluzową pacjenta. Pod-stawowym ryzykiem zabiegu jest możliwość wprowadzenia patogenów, które wywołują in-fekcje. W celu zagwarantowania braku przenoszenia zakaźnych patogenów na pacjentów ko-nieczna jest dezynfekcja i sterylizacja instrumentów medycznych. Wpływ na bezpieczeństwo chorych i personelu ma także stan sanitarny pomieszczeń w szpitalach, przychodniach i gabi-netach. Dekontaminacja narzędzi, sprzętu medycznego i środowiska służącego do wykonywa-nia świadczeń medycznych powinna być dostosowana do stopdo wykonywa-nia ryzyka infekcji związanego z użyciem narzędzi i sprzętu oraz wpływu otoczenia na ludzi.

SŁOWA KLUCZOWE: dezynfekcja, szkodliwe działanie na pacjentów, zgodność materiałowa ABSTRACT: Every day a few thousands of invasive medical procedures are performed in he-althcare facilities. Each procedure involves contact by a medical device or surgical instrument with a patient’s sterile tissue or mucous membranes. A major risk of all such procedures is the introduction of pathogens that can lead to infection. Disinfection and sterilization are essen-tial for ensuring that medical and surgical instruments do not transmit infectious pathogens to patients. The sanitary condition of the rooms in hospitals, medical clinics and private practi-ces also affects the safety of stuff and patients. Decontamination of tools, medical equipment and environment used for the performance of medical services should be tailored to the risk of infection associated with the use of tools and equipment, and the impact of the environ-ment on people.

KEY WORDS: adverse effect on patients, disinfection, material compatibility

Szpital Specjalistyczny im. św. Wojciecha w Gdańsku,

Al. Jana Pawła II 50, 80-462 Gdańsk-Zaspa, Tel.: (58) 768 44 22, Fax: (58) 788 45 21, e-mail: ekutrowska@wp.pl Wpłynęło: 25.05.2014 Zaakceptowano: 11.06.2014 DOI: dx.doi.org/10.15374/FZ2014031

WSTĘP

Dezynfekcja jest definiowana jako redukcja biologicz-nych czynników chorobotwórczych do poziomu gwarantu-jącego bezpieczeństwo poprzez zastosowanie metod fizycz-nych lub chemiczfizycz-nych [1, 2].

Użytkownik powinien ustalić ryzyko infekcji związanej z zabiegami i określić właściwy poziom dezynfekcji. Podsta-wą planowania procesów dekontaminacji jest system klasy-fikacji Spauldinga, stosowany z powodzeniem od ponad 30 lat [3]. Kolejnym krokiem jest wybór metody dezynfekcji oraz preparatu dezynfekcyjnego.

Coraz więcej procesów dezynfekcyjnych jest wykonywa-nych z użyciem maszyn do mycia i dezynfekcji instrumen-tów medycznych, sprzętu anestezjologicznego oraz butelek do karmienia. Wiele szpitali posiada myjnie do naczyń sa-nitarnych. W nielicznych placówkach medycznych znajdu-ją się także myjnie do mycia i dezynfekcji wyposażenia blo-ków operacyjnych, szkła aptecznego i laboratoryjnego oraz profesjonalny sprzęt do mechanicznej dekontaminacji po-wierzchni, powietrza i wentylacji. Liczba procesów dekon-taminacji przeprowadzanych z użyciem maszyn rośnie, ale w większości zakładów ochrony zdrowia nadal dominują metody manualne.

(2)

DEZYNFEKCJA NARZĘDZI I SPRZĘTU

MEDYCZNEGO

Manualne procesy dezynfekcji narzędzi i sprzętu me-dycznego dotyczą głównie dezynfekcji wstępnej wyrobów wielokrotnego użycia przeznaczonych do sterylizacji. Wy-konuje się je poprzez: zanurzenie w roztworze, pokrycie pianką, spryskanie aerozolem dezynfekcyjnym, przepłuki-wanie, przemywanie.

Celem dezynfekcji wstępnej jest zapewnienie bezpieczeń-stwa pracownikom wykonującym czyszczenie poprzez re-dukcję skażenia początkowego. Drugim ważnym aspektem jest zapobieganie zaschnięciu zanieczyszczeń dzięki nawil-żeniu narzędzi. Znaczenie wstępnej dezynfekcji jest szcze-gólnie ważne w przypadku instrumentów zawierających po-wierzchnie trudno dostępne, rurki, zaworki o małym prze-kroju, a także zestawów do długich zabiegów i w przypad-ku długiego odstępu czasu pomiędzy użyciem a dekonta-minacją. W przypadku narzędzi o złożonej konstrukcji, wy-magających demontażu i wstępnego czyszczenia, często ko-nieczne jest wstępne czyszczenie i dezynfekcja bezpośred-nio po użyciu (jeszcze na bloku operacyjnym), aby nie do-puścić do utrwalenia zanieczyszczeń w miejscach trudno dostępnych.

Czas pomiędzy użyciem narzędzi a rozpoczęciem de-kontaminacji nie powinien przekroczyć trzech godzin, ale w przypadku instrumentów medycznych zawierających wą-skie światło jest to zbyt długi okres, ponieważ ilość krwi czy innych zanieczyszczeń biologicznych jest mała i bar-dzo szybko wysycha [1]. Przepłukiwanie kanalików po za-schnięciu zanieczyszczeń może nie dać pożądanego efektu, a pozostające śladowe ilości substancji odżywczych umożli-wiają powstanie biofilmu. Producenci niektórych narzędzi kanałowych oferują specjalne szczotki dobrane przekrojem i kształtem, ale w wielu przypadkach mechaniczne czyszcze-nie jest czyszcze-niemożliwe do wykonania, dlatego ważne jest zasto-sowanie środka dezynfekcyjnego o dobrych właściwościach myjących i potwierdzonej badaniami skuteczności wobec biofilmu.

Wszystkie narzędzia kanałowe przed myciem maszy-nowym wymagają dokładnego przygotowania manualne-go. Są to procesy trudne, dlatego powinny być wykonywane z użyciem środków dezynfekcyjno-myjących.

Producenci wielu narzędzi z napędem dopuszczają w od-niesieniu do swojego sprzętu tylko manualne metody czysz-czenia. Mechanizacja procesów dekontaminacji nie oznacza odejścia od czyszczenia i dezynfekcji wykonywanych ręcz-nie. Im bardziej specjalistyczny i złożony sprzęt, tym wię-cej pracy manualnej wykonuje personel bloku operacyjnego i centralnej sterylizatorni.

Na wybór preparatów dezynfekcyjnych narzędzi i sprzę-tu medycznego wpływają następujące czynniki: zalece-nia producentów, możliwości technologiczne użytkownika

w zakresie mycia i dezynfekcji oraz wymagany stopień de-kontaminacji.

Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 12 stycznia 2011 roku w sprawie wymagań zasadniczych oraz procedur oceny zgodności wyrobów medycznych nakłada na wytwór-cę wyrobu medycznego obowiązek dostarczenia instrukcji w zakresie bezpiecznego i właściwego używania instrumen-tu medycznego, warunków przechowywania i posługiwania się wyrobem medycznym oraz szczególnych zaleceń eksplo-atacyjnych [4]. W przypadku wyrobów medycznych wielo-krotnego użytku, wytwórca jest zobowiązany dostarczyć in-formacje o odpowiednich procesach pozwalających na po-nowne użycie, obejmujących: czyszczenie, dezynfekcję, pa-kowanie oraz zalecaną metodę ponownej sterylizacji i zasa-dy montażu końcowego. Ponadto powinien poinformować użytkownika o ograniczeniach związanych z kolejnym uży-ciem wyrobu.

Rozporządzenie wprowadza jako wymóg zalecenia nor-my PN-EN ISO 17664:2005 – Sterylizacja wyrobów medycz-nych. Norma dotyczy informacji dostarczanych przez wy-twórcę w celu postępowania z wyrobami medycznymi prze-znaczonymi do ponownej sterylizacji, zawarte są w niej tak-że zalecenia dla wytwórców dotyczące zawartości instrukcji ponownego postępowania, a w szczególności wymóg okre-ślenia co najmniej jednej zwalidowanej metody ponownego postępowania z wyrobem medycznym zawierającej szczegó-łowe etapy procesu, w tym także dezynfekcji.

Rozporządzenie i zalecenia normy są żywe w takim stop-niu, w jakim są używane na co dzień przez pracowników służby zdrowia. Personel medyczny wykonujący dekonta-minację powinien razem z narzędziami otrzymać potrzeb-ną instrukcję. Niestety bardzo często zawiera ona tylko in-formacje odnoszące się do obsługi, cześć dotycząca dekon-taminacji jest pomijana lub opracowywana niezgodnie z na-uką w zakresie dezynfekcji i sterylizacji. Konsekwentne do-maganie się pisemnych instrukcji dekontaminacji jest naj-częściej skuteczne, w przeciwnym wypadku umożliwia roz-wiązanie umowy zakupu.

Dla wielu wyrobów niezbędne jest określenie dopusz-czalnych preparatów lub substancji czynnych, tak aby nie spowodować uszkodzenia sprzętu.

Środki dezynfekcyjne nie są uniwersalne do każdego sprzętu i zastosowania, a nieprawidłowy wybór i użycie nie-właściwego stężenia mogą spowodować uszkodzenia na-rzędzi.

Producenci i dystrybutorzy stosują najczęściej dwa ro-dzaje instrukcji: dopuszczają użycie tylko jednego prepara-tu określonego producenta lub zezwalają na wszystkie pro-dukty poprzez zapis: „dezynfekować w preparatach ogólnie dostępnych”. W pierwszym przypadku uniemożliwia to uży-cie nowszych produktów o lepszych własnościach i nara-ża użytkownika na kosztowne zakupy albo konieczność stosowania preparatów silnie drażniących i toksycznych.

(3)

W drugim przypadku brak informacji o wykluczeniu środ-ków chemicznych może być przyczyną uszkodzeń i powo-dować straty związane z koniecznością serwisowania lub wymiany sprzętu.

Zapisy dotyczące dezynfekcji, czyszczenia i sterylizacji powinny być wiążące dla sprzedającego i kupującego. Naj-częściej jednak to użytkownik ponosi konsekwencje błęd-nych zaleceń producenta i dystrybutora, nawet jeśli wykaże, że stosował się do zapisów instrukcji.

PREPARATY DEZYNFEKCYJNE

A SKUTECZNOŚĆ PROCESÓW

Działanie mikrobójcze środków dezynfekcyjnych jest za-leżne od stężenia i czasu działania, dlatego ważne jest prawi-dłowe sporządzanie roztworów użytkowych i przestrzega-nie długości trwania procedury. Podczas przygotowywania roztworu należy odmierzyć odpowiednią ilość wody, a na-stępnie dodać prawidłową dozę preparatu dezynfekcyjnego i wymieszać. Ułatwieniem dla personelu są automatyczne urządzenia do rozcieńczania stężonych preparatów do na-stawionego stężenia, a w przypadku ręcznego rozcieńczania pracę upraszcza instrukcja zawierająca informację o ilości wody i preparatu niezbędnych dla uzyskania roztworu użyt-kowego o wymaganych proporcjach. Do odmierzania czasu ekspozycji sprawdza się minutnik.

Skuteczność działania zależy także od ilości i rodzaju za-nieczyszczeń wprowadzanych do roztworu użytkowego ra-zem z narzędziami. Obecność krwi na narzędziach jest dla personelu informacją o konieczności szybkiego rozpoczę-cia dekontaminacji. W przypadku zanieczyszczeń bezbarw-nych, takich jak śluz, ślina, łzy czy mocz, dochodzi często do opóźnienia procesu, co prowadzi do utrwalenia zanie-czyszczeń i trudności z ich usunięciem. Zaschnięty śluz tworzy szklistą, trudną do umycia powłokę, wymagającą długiego nawilżania i mechanicznego oczyszczania. Dlate-go w przypadku zanieczyszczeń bezbarwnych bardzo ważne jest wykonanie dezynfekcji nie tylko przed myciem manu-alnym, lecz także przed procesami maszynowymi, aby uzy-skać ich odpowiednią skuteczność. Wzrokowa ocena czy-stości jest w tym przypadku zawodna i tylko ścisłe prze-strzeganie procedury dekontaminacji pozwala uzyskać od-powiedni efekt.

Parametry działania preparatów dezynfekcyjnych do na-rzędzi i sprzętu zanieczyszczonego powinny być bezwzględ-nie ustalane w warunkach brudnych określonych w nor-mach europejskich, czyli z obciążeniem biologicznym 3,0 g/l albuminy bydlęcej + 3 ml/l erytrocytów baranich. Warunki badania podane w normach dotyczą zanieczyszczeń „świe-żych” niezaschniętych; nie uwzględniają działania prepara-tu w obecności biofilmu. Preparaty do manualnej dezyn-fekcji są w takich przypadkach nieskuteczne; tylko niektóre

produkty enzymatyczne i zawierające kwas nadoctowy mają udokumentowaną skuteczność wobec biofilmu.

ZGODNOŚĆ MATERIAŁOWA ŚRODKÓW

DEZYNFEKCYJNYCH

Środki dezynfekcyjne zawierają substancje czynne o du-żej aktywności chemicznej, które mogą reagować z niektó-rymi materiałami wchodzącymi w skład narzędzi i sprzę-tu medycznego. W tym przypadku ważne są dobrze opra-cowane instrukcje producenta. Często problemy pojawia-ją się w przypadku sprzętu sprowadzanego spoza Euro-py, np. ze Stanów Zjednoczonych i Azji, gdzie obowiązu-ją inne zasady dekontaminacji i inne preparaty dezynfek-cyjne. Własne doświadczenia wskazują, że trzeba wówczas dokładnie przestudiować skład chemiczny produktów do-puszczonych i zakazanych, znaleźć porównywalne prepara-ty na rynku polskim i zwrócić się do dystrybutora o dopusz-czenie zamiany. Zgoda jest ważna, gdyż jej brak może skut-kować utratą gwarancji.

W doborze odpowiednich środków dezynfekcyjnych po-mocna jest znajomość materiałów wchodzących w skład na-rzędzi i reakcji z substancjami czynnymi preparatów.

ALKOHOLE

Znaczenie alkoholi w dezynfekcji narzędzi i sprzętu me-dycznego jest ograniczone, przede wszystkim z powodu de-naturacji białek, w znaczącym stopniu utrudniającej czysz-czenie. Udokumentowano niezgodność materiałową alko-holi z niektórymi wyrobami: niszczą one powłokę zabez-pieczającą instrumenty soczewkowe, powodują puchnię-cie i twardnienie gumy oraz niektórych rurek plastikowych po wielokrotnie powtarzanej dezynfekcji. Działanie to za-chodzi stopniowo, np. w przypadku końcówek tonometrów zauważono uszkodzenia polegające na pogorszeniu przy-legania po około roku pracy i rutynowej dezynfekcji alko-holem przez ten czas [5]. Powierzchnia bipryzmatu tono-metru staje się szorstka, co może potencjalnie doprowa-dzić do uszkodzenia rogówki; wydaje się to być spowodo-wane osłabieniem substancji łączących (np. klejów) używa-nych do sporządzenia bipryzmatów [6]. Przecieranie alko-holem końcówki tonometru tuż przed pomiarem ciśnienia wewnątrzgałkowego przyczyniało się do zmętnienia rogów-ki [7]. Większość producentów urządzeń do ultrasonografii informuje o niszczącym działaniu alkoholu na sondy i zale-ca wyłącznie preparaty dezynfekujące bezalkoholowe. Alko-hole uszkadzają także elastomery silikonowe, o czym nale-ży pamiętać podczas dezynfekcji kabli, światłowodów i ze-wnętrznych powłok endoskopów elastycznych [8]. Wiele urządzeń zabiegowych posiada elementy wykonane z two-rzyw sztucznych: obudowy, monitory, klawiaturę. Instrukcje

(4)

producentów najczęściej ograniczają się do czyszczenia, po-mijając zalecenia obejmujące dezynfekcję. W tej sytuacji do-bór środków dezynfekcyjnych przenosi ryzyko z wytwórcy na użytkownika.

ALDEHYDY

Aldehyd glutarowy – podobnie jak alkohol – denaturu-je białka, dlatego denaturu-jego stosowanie powinno ograniczać się do czystych instrumentów. Z powodu silnego działania draż-niącego i znacznej toksyczności w dezynfekcji manualnej jest używany głównie do dezynfekcji wysokiego poziomu endo-skopów elastycznych. Aldehyd glutarowy nie ulega rozkłado-wi w podwyższonej temperaturze, co umożlirozkłado-wia jego wyko-rzystanie w maszynowej dezynfekcji chemiczno-termicznej. Mechanizm jego działania polega na reakcjach alkilacji grup sulfhydrylowych, hydroksylowych, karboksylowych i amino-wych, co zmienia RNA, DNA oraz syntezę białek [9, 10].

Aldehyd ortoftalowy (OPA), podobnie jak glutaro-wy, ma dobrą zgodność dla wielu materiałów. Jest stabil-ny w szerokim zakresie pH (pH 3–9), nie drażni oczu i ka-nałów nosowych, nie wymaga monitorowania ekspozy-cji, ma ledwo wyczuwalny zapach i nie wymaga aktywa-cji [11]. Wadą OPA jest barwienie białka na szaro (włącza-jąc w to skórę i błony śluzowe), przez co musi być stosowa-ny ostrożnie [12].

Aby nie dopuścić do powikłań, dezynfekcja preparata-mi zawierającypreparata-mi aldehydy powinna zawsze kończyć się do-kładnym, wielokrotnym płukaniem. W literaturze opisano przypadki zapalenia jelita grubego, wywołane przez ekspo-zycję na aldehyd glutarowy z pozostałości roztworu dezyn-fekcyjnego w kanałach endoskopu [13–15]. Dokładne płuka-nie po dezynfekcji jest szczególpłuka-nie ważne przy manualnych procesach z udziałem aldehydu glutarowego, ponieważ wy-kazano, że poziom pozostałości był wyższy i bardziej zróż-nicowany po dezynfekcji ręcznej (<0,2 mg/L do 159,5 mg/L) niż po maszynowej (0,2–6,3 mg/L) [15]. Podobnie keratopa-tia i erozja rogówki były spowodowane przez narzędzia oku-listyczne niewłaściwie płukane po moczeniu w 2% aldehy-dzie glutarowym [17, 18].

Resztki OPA pozostające na niewłaściwie spłukanych wodą echosondach przezprzełykowych powodują zabar-wienie ust i błony śluzowej jamy ustnej pacjenta. Obfi-te płukanie sondy wodą powinno wyeliminować Obfi-ten pro-blem. W przypadku stosowania aldehydu ortoftalowego do dezynfekcji endoskopów zaleca się użycie do płukania co najmniej 250 ml wody na kanał w celu zmniejszenia po-zostałości chemicznych do poziomu, który nie będzie za-grażał bezpieczeństwu personelu i pacjenta (<1 ppm) [19]. W Polsce temat ten jest marginalizowany, a standardowa procedura dla gabinetów endoskopowych zaleca trzykrot-ne płukanie za pomocą strzykawki o pojemności 20 ml (łącznie 60 ml wody).

Źle wypłukany preparat aldehydowy przyczynia się tak-że do uszkodzeń endoskopów na skutek krystalizacji resztek aldehydu, korozji materiału i gromadzenia się zanieczysz-czeń we wżerach.

ZWIĄZKI UWALNIAJĄCE TLEN

Do grupy produktów należą preparaty zawierające: nad-węglan, nadsiarczan, nadtlenek wodoru oraz kwas towy w mieszaninie z nadtlenkiem wodoru i kwasu nadoc-towego. Ich wspólną cechą jest działanie mikrobójcze tlenu uwalniającego się z różnych substancji czynnych. Od wielu lat w Polsce dużą popularnością cieszą się produkty w po-staci proszków, które można łatwo dozować podczas przy-gotowywania roztworu użytkowego. Preparaty te powin-ny być przed użyciem dokładnie rozpuszczone, ponieważ – zgodnie z definicją zawartą w normach europejskich – roztwór musi mieć jednorodną i fizycznie trwałą postać. Zmieszanie wody i proszku nie oznacza jeszcze aktywno-ści bójczej roztworów, dlatego narzędzia należy zanurzać w roztworze dopiero po rozpuszczeniu substancji czynnej. Ma to znaczenie także dla ochrony narzędzi przed koro-zją, ponieważ kontakt metalu z nierozpuszczonym prosz-kiem powoduje agresywne działanie na powłoki pasywne i uszkadza je. Produkty w postaci proszków w przypadku narzędzi zawierających kanaliki powinny być stosowane bardzo ostrożnie. Cząsteczki preparatu zawieszone w pły-nie użytkowym bardzo trudno wypłukać z trudno dostęp-nych miejsc, przez co mogą powodować uszkodzenia lub zatykać wąskie światło narzędzi. Preparaty te mogą przy-czyniać się również do uszkodzeń wyrobów wykonanych z aluminium, miedzi i mosiądzu.

NADTLENEK WODORU

Od kilku lat rośnie znaczenie nadtlenku wodoru w de-zynfekcji. Ten związek chemiczny działa przez tworzenie wodnych rodników hydroksylowych, które mogą atawać błony lipidowe, DNA i inne podstawowe składniki ko-mórek. Katalaza, wytwarzana przez drobnoustroje tleno-we i beztlenotleno-we, które posiadają system cytochromu, może chronić komórki przed produkowanym metabolicznie nad-tlenkiem wodoru poprzez rozkładanie go do wody i tle-nu. Dlatego ważne jest stosowanie roztworów użytkowych w stężeniach na tyle wysokich, aby stłumić obronę spowo-dowaną przez katalazę [20, 21].

Nadtlenek wodoru ma dobre własności czyszczące, co jest wykorzystywane w myciu narzędzi zawierających po-wierzchnie trudno dostępne, a także – jako środek pomoc-niczy – przy czyszczeniu instrumentów medycznych do ko-agulacji tkanek. Jest także składnikiem preparatów myją-co-dezynfekcyjnych do powierzchni w połączeniu z tenzy-dami.

(5)

KWAS NADOCTOWY

Kwas nadoctowy charakteryzuje się szerokim spektrum i krótkim czasem działania. Jest aktywny wobec sporów nawet w niskich temperaturach, co umożliwia dezynfekcję termolabilnych wyrobów semikrytycznych, np. endosko-pów. Jego zaletami są: brak szkodliwych produktów roz-padu (produktami są: kwas octowy, woda, tlen, nadtlenek wodoru), duża zdolność usuwania zanieczyszczeń orga-nicznych i niepozostawianie biofilmu (niektóre preparaty są używane do ich usuwania) [22]. Kwas nadoctowy może korodować miedź, mosiądz, brąz, stal i galwanizowane że-lazo, ale działanie to może być zredukowane przez dodat-ki i zmiany w pH. Jego roztwór jest uważany za niestabil-ny, zwłaszcza po rozcieńczeniu, np. roztwór 1% traci poło-wę swojej aktywności w ciągu sześciu dni z powodu hydro-lizy, podczas gdy 40% traci 1–2% swojej aktywności w cią-gu miesiąca [21].

Kwas nadoctowy działa podobnie do innych środków utleniających: denaturuje białka, niszczy strukturę ścia-ny komórkowej i utlenia wiązania sulfhydrylowe siarki w białkach, enzymach i innych metabolitach [21].

Z powodu silnego zapachu preparaty z kwasem nadoc-towym są rzadko używane do dezynfekcji manualnej. Co-raz częściej stosuje się je natomiast do maszynowej dezyn-fekcji chemiczno-termicznej endoskopów.

CZWARTORZĘDOWE ZWIĄZKI AMONIOWE I AMINY

Najbardziej powszechną grupą środków dezynfekcyjnych są preparaty zawierające czwartorzędowe związki amonio-we. Ich działanie bakteriobójcze zostało przypisane inakty-wacji enzymów wytwarzających energię, denaturacji pod-stawowych białek komórkowych i zakłóceniu struktury bło-ny komórkowej [23].

Protokoły badań wykonanych metodami określony-mi w normach europejskich wskazują, że czwartorzędo-we związki amonioczwartorzędo-we posiadają działanie bakteriobójcze, drożdżobójcze, a niektóre również grzybobójcze (aktywne wobec Candida albicans i Aspergillus niger) i wirusobójcze w stosunku do wirusów lipofilowych (otoczkowych). Wyka-zano także ograniczone działanie na prątki i brak aktywno-ści wobec przetrwalników bakterii.

Duża zgodność materiałowa powoduje, że preparaty te są chętnie stosowane zarówno do dezynfekcji narzędzi, jak i powierzchni. Z uwagi na ograniczone spektrum działa-nia można je wykorzystywać do wstępnej dezynfekcji na-rzędzi, przed myciem i dezynfekcją w myjni-dezynfektorze. Nie mogą być natomiast stosowane do dezynfekcji wysokie-go poziomu, ponieważ nie niszczą wirusów bezotoczkowych i sporów. Udokumentowano infekcje spowodowane użyciem

czwartorzędowych związków amoniowych do dezynfekcji wysokiego poziomu cystoskopów i cewników serca [24, 25].

W preparatach dezynfekcyjnych czwartorzędowe związ-ki amoniowe występują w postaci soli (chlorzwiąz-ki, bromzwiąz-ki), co zwiększa ryzyko korozji narzędzi. Zapobieganie tym ne-gatywnym skutkom wymaga wyjęcia narzędzi z kąpieli de-zynfekcyjnej bezpośrednio po zakończeniu procesu, a na-stępnie dokładnego płukania. Ma to szczególne znacze-nie przy spryskiwaniu instrumentów medycznych roztwo-rem lub pianką w celu zabezpieczenia przed zaschnięciem w czasie między zakończeniem zabiegu a rozpoczęciem wła-ściwego procesu dekontaminacji. Niektórzy producenci de-klarują możliwość przechowywania narzędzi w roztworach użytkowych przez 24–72 godziny. W przypadku soli chlor-kowych i bromchlor-kowych może to jednak znacznie skrócić ich żywotność.

TOKSYCZNOŚĆ DLA LUDZI I SPOSOBY

OGRANICZANIA EKSPOZYCJI

Dezynfekcja narzędzi i sprzętu medycznego wymaga od personelu zachowania ostrożności. Toksyczność i draż-niące działanie preparatów aldehydowych, a szczególnie al-dehydu glutarowego, ogranicza ich stosowanie do zamknię-tych systemów maszynowych. Niestety w wielu placówkach wykonuje się jeszcze manualną dezynfekcję wysokiego po-ziomu endoskopów i sprzętu semikrytycznego. Spowodo-wane jest to zbyt małą ilością myjni w stosunku do wykony-wanych badań, a często także źle pojętą oszczędnością. Środ-ki chemiczne do maszynowej dekontaminacji są wprawdzie droższe, ale mechaniczne mycie i dezynfekcja są w rezulta-cie bardziej ekonomiczne, poprawiają znacznie skuteczność procesów, a także bezpieczeństwo pacjentów i personelu. Stanowisko do manualnej dezynfekcji z użyciem aldehydów powinno znajdować się w pomieszczeniu z wentylacją me-chaniczną, z wyciągiem stanowiskowym.

Podczas dezynfekcji preparat dezynfekcyjny ulega roz-cieńczeniu wodą z mycia i płukania pozostałą w kanałach i na powierzchni narzędzi. Dlatego też należy kontrolować zawartość aldehydu za pomocą pasków testowych.

Alkohole mają niższą toksyczność niż aldehydy, ale ze względu na zdolność do szybkiego parowania należy za-chować ostrożność w pobliżu włączonych urządzeń elek-trycznych oraz ze względu na możliwość działania drażnią-cego na drogi oddechowe i oczy.

Czwartorzędowe związki amoniowe i aminy mogą powo-dować odczyny alergiczne, udokumentowano także przy-padki astmy po ekspozycji zawodowej personelu na chlorek benzalkoniowy [26].

(6)

MYCIE ULTRADŹWIĘKAMI POŁĄCZONE

Z DEZYNFEKCJĄ

Manualna dezynfekcja jest szeroko stosowana do dekon-taminacji wyrobów medycznych w zakładach ochrony zdro-wia. Można ją w dużym stopniu zastąpić procesami wykony-wanymi za pomocą maszyn, ale wymaga to poprawy wypo-sażenia placówek w myjnie-dezynfektory. Dotyczy to szpi-tali, a przede wszystkim mniejszych jednostek – przychodni i gabinetów zabiegowych. Wiele zakładów posiada myjnie ul-tradźwiękowe, co w znacznym stopniu usprawnia mycie, ale nie poprawia jakości dezynfekcji. Częstotliwość ultradźwię-ków nie pozwala na uzyskanie skuteczności bójczej, dlatego w praktyce często spotyka się łączenie mycia UD z chemicz-nym środkiem dezynfekcyjno-myjącym. Niektórzy dystrybu-torzy, wychodząc naprzeciw zapotrzebowaniu personelu, de-klarują skuteczność dezynfekcji w procesie mycia ultradźwię-kami. Obecnie nie ma norm europejskich służących badaniu skuteczności mikrobójczej w myjni UD. Większość produk-tów jest badana tylko w wyższym stężeniu i krótszym czasie działania, bez uwzględnienia temperatury mycia. Wiele pre-paratów dezynfekcyjnych powyżej 35°C ulega rozkładowi, dlatego niezbędne jest wymaganie dokumentów potwierdza-jących skuteczność biobójczą w podwyższonej temperaturze. Roztwory myjące używane w myjniach ultradźwięko-wych ulegają kontaminacji i nie osiągają skuteczności mi-krobójczej wymaganej dla środków dezynfekcyjnych [27]. Roztwory użytkowe preparatów dezynfekcyjnych należy wymieniać po każdym użyciu, ponieważ kolejna partia na-rzędzi wprowadza do roztworu zanieczyszczenia wiążące się z substancjami aktywnymi, co obniża skuteczność działania.

Użytkownicy myjni ultradźwiękowych muszą być świa-domi, że płyn myjący może spowodować skażenie instru-mentów chirurgicznych endotoksynami i prowadzić do po-ważnych infekcji [28].

BŁĘDY POPEŁNIANE PODCZAS DEZYNFEKCJI

MANUALNEJ

Skuteczności dezynfekcji nie da się zweryfikować bezpo-średnio po jej zakończeniu, ponieważ nie ma testów pozwa-lających na szybkie wykrycie błędów. Skuteczność procesu zależy głównie od decyzji wykwalifikowanego personelu:

t doboru preparatu do rodzaju narzędzi;

t ustalenia ryzyka związanego z użyciem sprzętu;

t prawidłowego przygotowania roztworów

użytko-wych i dotrzymania czasu dezynfekcji;

t postępowania po zakończeniu dezynfekcji;

t właściwego wyposażenia stanowisk do dezynfekcji.

Dominują dwa rodzaje błędów:

t użycie nieprawidłowego stężenia roztworów

użytko-wych i skracanie czasu kontaktu z preparatem;

t nadmierna dezynfekcja polegająca na

niedostoso-waniu preparatów i parametrów działania do fak-tycznego zagrożenia.

W pierwszym przypadku tłumaczenie się personelu bra-kiem czasu czy nagłością zdarzenia prowadzi do zagrożenia skuteczności kolejnych etapów dekontaminacji i pracowni-ków wykonujących, a w rezultacie naraża pacjentów na ry-zyko infekcji. Nie ma dezynfekcji i sterylizacji częściowo skutecznych – są albo w pełni skuteczne, albo nieskuteczne.

Drugi przypadek dotyczy stosowania preparatów o sze-rokim spektrum działania w sposób nieuzasadniony do ak-tualnego zagrożenia. Często do wstępnej dezynfekcji uży-wane są preparaty prątkobójcze, grzybobójcze, wiruso-bójcze (z działaniem na adenowirusy i poliowirusy), a na-wet sporobójcze. Najbardziej niezrozumiałe jest wymaga-nie działania sporobójczego do rutynowej dezynfekcji na-rzędzi, a szczególnie skuteczności wobec Clostridium

diffi-cile. Procedura dezynfekcji, mycia i sterylizacji powinna być

tak zaplanowana, aby w kolejnych etapach stopniowo usu-wać i niszczyć drobnoustroje, aż do uzyskania wymaganego stopnia bezpieczeństwa. Wstępna dezynfekcja ma za zada-nie zabezpieczema za zada-nie personelu przed skażema za zada-niem podczas wy-konywania czyszczenia, a zagrożenie działaniem C. difficile jest minimalne, ponieważ prace wykonywane są w rękawi-cach, a po ich zakończeniu wymagane jest mycie i dezynfek-cja rąk. Opisane wyżej praktyki generują zbędne koszty, wy-dłużają czas przygotowania narzędzi oraz narażają wyroby medyczne na negatywne działanie preparatów w wysokich stężeniach i podczas długiego z nimi kontaktu.

KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono.

PIŚMIENNICTWO

1. Praca zespołu ekspertów Stowarzyszenia Higieny Lecznictwa, Polskiego warzyszenia Rozwoju Sterylizacji i Dezynfekcji Medycznej, Polskiego Sto-warzyszenia Pielęgniarek Epidemiologicznych. Wytyczne sterylizacji wyro-bów medycznych i innych przedmiotów wielorazowego użycia wykorzy-stywanych przy udzielaniu świadczeń zdrowotnych oraz innych czynności podczas których może dojść do przeniesienia choroby zakaźnej lub zaka-żenia. Stowarzyszenie Higieny Lecznictwa (online); http://www.shl.org.pl/ mat_konferencyjne/Jablonki_2011/Kutrowska_wytyczne_sterylizacji.pdf 2. Rutala WA, Weber DJ; Healthcare Infection Control Practices Advisory

Com-mittee. Guideline for disinfection and sterilization in healthcare facilities, 2008. Centers for Disease Control and Prevention (online) 2008; http://www. cdc.gov/hicpac/pdf/guidelines/Disinfection_Nov_2008.pdf

3. Spaulding EH. Chemical disinfection of medical and surgical materials. In: Block SS (ed.). Disinfection, Sterilization, and Preservation. Lea & Febiger, Phi-ladelphia, 1968, pp. 517–531.

4. Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 12 stycznia 2011 roku w sprawie wymagań zasadniczych oraz procedur oceny zgodności wyrobów medycz-nych. Dz. U. z 2011 r. Nr 16, poz. 74.

5. Chronister CL, Russo P. Effects of disinfecting solutions on tonometer tips. Optom Vis Sci 1990;67(11):818–821.

6. Lingel NJ, Coffey B. Effects of disinfecting solutions recommended by the Centers for Disease Control on Goldmann tonometer biprisms. J Am Optom Assoc 1992;63(1):43–48.

7. Soukiasian SH, Asdourian GK, Weiss JS, Kachadoorian HA. A complication from alcohol-swabbed tonometer tips. Am J Ophthalmol 1988;105(4):424– 425.

(7)

9. Scott EM, Gorman SP. Glutaraldehyde. In: Block SS (ed.). Disinfection, Steri-lization, and Preservation. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, 2001, pp. 361–381.

10. Scott EM, Gorman SP. Glutaraldehyde. In: Block SS (ed.). Disinfection, Steri-lization, and Preservation. Lea & Febiger, Philadelphia, 1991, pp. 596–616. 11. Cooke RP, Goddard SV, Whymant-Morris A, Sherwood J, Chatterly R. An

eva-luation of Cidex OPA (0.55% ortho-phthalaldehyde) as an alternative to 2% glutaraldehyde for high-level disinfection of endoscopes. J Hosp Infect 2003;54(3):226–231.

12. Weber DJ, Rutala WA. Occupational risks associated with the use of selec-ted disinfectants and sterilants. In: Rutala WA (ed.). Disinfection, Sterilization, and Antisepsis in Healthcare. Polyscience Publications, New York, 1998, pp. 211–226.

13. Rutala WA, Weber DJ. Disinfection of endoscopes: review of new chemi-cal sterilants used for high-level disinfection. Infect Control Hosp Epidemiol 1999;20(1):69–76.

14. Rozen P, Somjen GJ, Baratz M, Kimel R, Arber N, Gilat T. Endoscope-induced co litis: description, probable cause by glutaraldehyde, and prevention. Ga-strointest Endosc 1994;40(5):547–553.

15. West AB, Kuan SF, Bennick M, Lagarde S. Glutaraldehyde c olitis following en-doscopy: clinical and pathological features and investigation of an outbreak. Gastroenterology 1995;108(4):1250–1255.

16. Farina A, Fievet MH, Plassart F, Menet MC, Thuillier A. Residual glutaraldehyde levels in fiberoptic endoscopes: measurement and implications for patient toxicity. J Hosp Infect 1999;43(4):293–297.

17. Dailey JR, Parnes RE, Aminlari A. Glutaraldehyde keratopathy. Am J Ophthal-mol 1993;115(2):256–258.

18. Courtright P, Lewallen S, Holland SP, Wendt TM. Corneal decompensation after cataract surgery. An outbreak investigation in Asia. Ophthalmology 1995;102(10):1461–1465.

doscope disinfection with ortho-phthalaldehyde (OPA). J Gastroenterol Nur-ses College Australia 2003:7–9.

20. Turner FJ. Hydrogen peroxide and other oxidant disinfectants. In: Block SS (ed.). Disinfection, Sterilization, and Preservation. Lea & Febiger, Philadelphia, 1983, pp. 240–250.

21. Block SS. Peroxygen compounds. In: Block SS (ed.). Disinfection, Steriliza-tion, and Preservation. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, 2001, pp. 185–204.

22. Tucker RC, Lestini BJ, Marchant RE. Surface analysis of clinically used expan-ded PTFE endoscopic tubing treated by the STERIS PROCESS. ASAIO J 1996;42(4):306–313.

23. Merianos JJ. Surface-active agents. In: Block SS (ed.). Disinfection, Sterili-zation, and Preservation. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, 2001, pp. 283–320.

24. Shickman MD, Guze LB, Pearce ML. Bacteremia following cardiac ca-theterization; report of a case and studies on the source. N Engl J Med 1959;260(23):1164–1166.

25. Ehrenkranz NJ, Bolyard EA, Wiener M, Cleary TJ. Antibiotic-sensitive _Serratia

marcescens infections complicating cardiopulmonary operations:

contami-nated disinfectant as a reservoir. Lancet 1980;2(8207):1289–1292. 26. Purohit A, Kopferschmitt-Kubler MC, Moreau C, Popin E, Blaumeiser M,

Pau-li G. Quaternary ammonium compounds and occupational asthma. Int Arch Occup Environ Health 2000;73(6):423–427.

27. Miller CH, Riggen SD, Sheldrake MA, Neeb JM. Presence of microorganisms in used ultrasonic cleaning solutions. Am J Dent 1993;6(1):27–31.

28. Richburg FA, Reidy JJ, Apple DJ, Olson RJ. Sterile hypopyon secondary to ul-trasonic cleaning solution. J Cataract Refract Surg 1986;12(3):248–251.