Beata Mączyńska1 | Joanna Grześko2 | Joanna Nowicka1
Rola badań mikrobiologicznych w diagnostyce
i leczeniu bakteryjnej waginozy i atypowych
zakażeń dróg płciowych
The microbiological diagnostics and treatment of bacterial vaginosis and atypical
genitourinary tracts infections
1 Katedra i Zakład Mikrobiologii Akademii Medycznej im. Piastów Śląskich we Wrocławiu
2 II Klinika Ginekologii, Położnictwa i Neonatologii Akademii Medycznej im. Piastów Śląskich we Wrocławiu
} Beata Mączyńska, Katedra i Zakład Mikrobiologii Akademii Medycznej im. Piastów Śląskich we Wrocławiu, ul. Chałubińskiego 4, 50-368 Wrocław, Tel.: (71) 784 13 01, Fax: (71) 784 01 17, e-mail: beciam@mbio.am.wroc.pl
Wpłynęło: 10.09.2010 Zaakceptowano: 15.10.2010
Streszczenie: Zakażenia dróg płciowych są trudne do diagnostyki i leczenia ze względu na możliwość występowania różnorodnej flory bakteryjnej bez objawów klinicznych zakażenia, występo-wania patogenów o specjalnych wymaganiach hodowlanych lub niemożliwych do wyhodowania in vitro oraz ze względu na konieczność jednoczesnego leczenia wszystkich partnerów sek-sualnych. W pracy przedstawiono i omówiono zagadnienia doty-czące mikrobiologicznej diagnostyki i leczenia waginozy bakteryj-nej i atypowych zakażeń dróg płciowych powodowanych przez
Chlamydia trachomatis i mykoplazmy płciowe, z uwzględnieniem
obecnie dostępnych metod i wytycznych dotyczących antybioty-koterapii.
Słowa kluczowe: Chlamydia trachomatis | diagnostyka mikrobio-logiczna | mykoplazmy płciowe | waginoza
Abstract: Diagnostics and treatment of genitourinary tract infec-tions is very difficult due to the possibility of various bacterial flora occurrence without clinical signs of infection, occurrence of pa-thogens with special culture requirements or even impossible to culture in vitro. The specific challenge is necessity of treat all sexual partners of infected individual simultaneously. In the presented paper the problems concerning the microbiological diagnostics, treatment of bacterial vaginosis and atypical genitourinary tracts infections caused by Chlamydia trachomatis and mycoplasmes are introduced in the light of actual methods and guidelines concer-ning antibioticotherapy.
Key words: Chlamydia trachomatis | microbiological diagnostics | genital mycoplasmes | vaginosis
Wstęp
Zakażenia dróg płciowych są wbrew pozorom jednymi z najtrudniejszych do leczenia i diagnozowania. Dzieje się tak ze względu na możliwość występowania w cewce mo-czowej i pochwie bardzo różnorodnej flory bakteryjnej bez objawów klinicznych zakażenia. Z uwagi na fakt, że infekcje te najczęściej przenoszone są drogą płciową, konieczne jest jednoczesne leczenie wszystkich partnerów seksualnych. Bywa to czasem problematyczne w sytuacji, kiedy u osób zakażonych nie występują objawy kliniczne. Mężczyźni częściej chorują bezobjawowo, co ma bezpośredni związek z uboższym w substancje odżywcze wykorzystywane przez drobnoustroje środowiskiem cewki moczowej. Powoduje to zahamowanie namnażania się niektórych patogenów, które z kolei przeniesione do bogatego w glikogen i inne substan-cje środowiska pochwy kobiety, znajdują świetne warunki do obfitego wzrostu, prowadzącego niestety do pojawienia się dokuczliwych objawów klinicznych [1].
W tak zwanych chorobach wenerycznych, jak kiła czy rzeżączka, przy charakterystycznych, zwykle właściwie roz-poznawanych przez lekarza ginekologa objawach, określo-ne są opcje terapeutyczokreślo-ne i leczenie jest na ogół skuteczokreślo-ne. Gorzej z infekcjami wywołanymi przez patogeny atypowe: chlamydia i mykoplazmy czy inne bakterie, takie jak pa-ciorkowce, gronkowce, pałeczki Gram-ujemne. Wszystkie one w niewielkiej ilości mogą kolonizować drogi płciowe, nie dając objawów zakażenia [2]. Zatem bardzo trudno jest określić, co w danym przypadku jest prawdziwą przyczyną niepokojących stanów, takich jak: upławy, swędzenie, pie-czenie, zaczerwienienie, częstomocz lub skąpomocz czy za-burzenia erekcji. Jeśli w cewce moczowej występują pacior-kowce, gronkowce czy Escherichia coli w niewielkiej ilości,
jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.
o leczeniu, konieczna jest ocena ilościowa, która w więk-szości laboratoriów niestety nie jest wykonywana. Prowadzi to do wydawania niemiarodajnych wyników, które są przy-czyną błędów terapeutycznych. Przypadkowo zastosowany antybiotyk niszczy naturalną florę fizjologiczną i zamiast do wyleczenia, może prowadzić do zaostrzenia objawów kli-nicznych lub do pojawienia się nadkażenia grzybami droż-dżopodobnymi [3].
Występowanie lub brak objawów klinicznych może być związane z naturalną odpornością osobniczą i liczebnością zakażającego inokulum drobnoustroju. Rozwój mikroflory pochwy jest stymulowany przez hormony, a więc często za-leżny u kobiety od fazy cyklu miesiączkowego i wieku [4, 5]. W prawidłowej florze pochwy powinny dominować pa-łeczki z rodzaju Lactobacillus, które utrzymują prawidłową wartość pH (3,8–4,2). Niski odczyn pH w naturalny sposób chroni przed zakażeniem z zewnątrz (przeniesionym drogą płciową) oraz ogranicza namnażanie się bakterii i grzybów, które w niewielkiej ilości zwykle są obecne w dolnych dro-gach płciowych. Ten stan subtelnej równowagi pomiędzy pH a jakością i ilością fizjologicznej flory cewki moczowej i pochwy łatwo jednak zaburzyć. Ciąża, antykoncepcja hor-monalna, antybiotykoterapia, irygacje, stosowane środki higieny intymnej, częste zmiany partnerów seksualnych, mogą prowadzić do eliminacji właściwej flory, podwyższe-nia poziomu pH i jednocześnie nadmiernego namnożepodwyższe-nia niektórych bakterii z pojawieniem się dokuczliwych obja-wów klinicznych [2, 5, 6].
Diagnostyka tych występujących powszechnie scho-rzeń w związku z wymienionymi powyżej problemami jest trudna i powinna odbywać się na zasadzie kompleksowej oceny objawów klinicznych i biocenozy pochwy w barwio-nym preparacie bezpośrednim. Przeważnie popełnia się tu kardynalne błędy, wykonując jedynie rutynowy posiew w kierunku bakterii tlenowych, bez oceny ilościowej, i leczy antybiotykami poszczególne wyhodowane drobnoustroje. Prowadzi to, paradoksalnie, do zaostrzenia objawów, gdyż beztlenowce uzyskują niszę ekologiczną do dalszego na-mnażania, a właściwa flora fizjologiczna jest coraz bardziej eliminowana. W efekcie pacjentki cierpią na przewlekłe, dokuczliwe stany zapalne, okresowo ustępujące po leczeniu i powracające po jakimś czasie ze zdwojoną siłą.
Jakie wobec tego powinno być postępowanie w takich przypadkach? Najważniejsze niewątpliwie jest postawienie właściwej diagnozy. Trudno to zrobić bez kompleksowych badań. Bardzo pomocnym narzędziem diagnostycznym jest wykonanie bezpośredniego rozmazu barwionego metodą Grama. Badanie to jest szybkie i tanie, ale ocena preparatu wymaga sporej wiedzy i doświadczenia, i może z tego po-wodu jest ono wykonywane tylko w nielicznych ośrodkach. Preparat bezpośredni poza zdiagnozowaniem waginozy, pozwala na potwierdzenie stanu zapalnego i określeniu
kie-dowanych przez chlamydia i mykoplazmy należy stosować właściwe leki, gdyż bakterie te są wrażliwe tylko na niektóre antybiotyki. Jednocześnie, jeśli to tylko możliwe, należy uni-kać leczenia antybiotykami (szczególnie przy niepotwierdzo-nej infekcji). Długotrwała terapia zawsze wpływa na elimi-nację właściwej flory fizjologicznej. Przy antybiotykoterapii konieczne jest więc stosowanie leków przeciwgrzybiczych i preparatów odbudowujących naturalną florę pochwy, ta-kich jak np.: Lactovaginal®, LaciBios® femina, czy innych za-rejestrowanych do tego celu probiotyków. Jednocześnie, wie-le laboratoriów oferuje badania serologiczne np. chlamydii czy mykoplazm oparte o ocenę przeciwciał. Zazwyczaj są one tańsze, natomiast ich wartość diagnostyczna jest znikoma (o czym pacjent przeważnie nie ma pojęcia). W przypadku zakażeń dróg płciowych przeciwciała nie świadczą o istnieją-cej aktualnie infekcji i występują często u zupełnie zdrowych ludzi [7]. Dodatnie wyniki badań serologicznych prowa-dzą wielokrotnie do leczenia nieistniejących infekcji i wielu błędów terapeutycznych. Powinno się więc robić badania w ośrodkach, które dają możliwość wykonania preparatu bezpośredniego, posiewu z oceną ilościową wyhodowanych bakterii, testów w kierunku chlamydii i mykoplazm opartych na wykrywaniu antygenu, a nie przeciwciał, popartych na-stępnie rzetelną i fachową konsultacją mikrobiologiczną.
Waginoza bakteryjna – BV (ang. bacterial
vaginosis)
Typowym przykładem zakażenia wynikającego z zabu-rzenia naturalnego ekosystemu pochwy jest tzw. waginoza bakteryjna. Jest najpowszechniejszą dolegliwością u ko-biet w wieku rozrodczym. Szacuje się, że stanowi ona 60% wszystkich infekcji w obrębie pochwy i sromu. Jednocze-śnie nawet u 50% kobiet może przebiegać bezobjawowo. BV nie jest uważana za chorobę przenoszoną drogą płciową [8]. Jest to wielobakteryjne zakażenie charakteryzujące się znacznym zwiększeniem liczby bakterii beztlenowych i mi-kroaerofilnych, które normalnie bytują w pochwie w bar-dzo niewielkich ilościach. Stosunek bakterii tlenowych do beztlenowych zwiększa się z 1:5 (stan normalny) na około 1:1000. U ponad 90% pacjentek izoluje się mikroaerofilne pałeczki Gardnerella vaginalis. Jednocześnie, wyizolowanie
Gardnerella vaginalis nie stanowi kryterium
diagnostyczne-go bakteryjnej waginozy, ponieważ bakterie te można wy-hodować z wydzieliny pochwowej u ponad 50% zdrowych kobiet. Badania kliniczne wskazują jednak na związek wy-sokiego miana Gardnerella vaginalis z występowaniem BV (izoluje się ten drobnoustrój u ponad 90% kobiet z waginozą bakteryjną) [9, 10].
Charakterystycznym objawem klinicznym BV jest wy-stępowanie szarych, homogennych upławów o
charakte-stymulowana przez wydzielane przez bakterie beztlenowe różne dekarboksylazy). Gardnerella vaginalis, która ma zdolność do przyczepiania się do złuszczonych komórek nabłonka, powoduje powstawanie tzw. „clue cells”, charak-terystycznych dla BV zmienionych nabłonków o ziarnistym wyglądzie [5].
Diagnostyka
W praktyce rozpoznanie BV jest ustalane na podstawie kryteriów klinicznych wg Amsela [11] lub kryteriów mikro-biologicznych wg Haya i Isona [12], lub wg Nugenta [13]. Kryteria wg Amsela
Kryteria Amsela opierają się na stwierdzeniu przynaj-mniej trzech z czterech objawów BV:
1. rzadka, szarawo-biała, jednorodna wydzielina z pochwy; 2. komórki typu clue cells w obrazie mikroskopowym >20%; 3. odczyn pH wydzieliny pochwowej >4,5;
4. rybi zapach po dodaniu roztworu zasady (10% KOH) do próbki wydzieliny z pochwy.
Alternatywna metoda diagnostyczna polega na barwie-niu wymazu z pochwy metodą Grama i ocenie materiału w skali Haya i Isona lub skali Nugenta.
Kryteria wg Haya i Isona
W skali Haya i Isona wyróżnia się następujące stopnie: – stopień 1 (stan prawidłowy): dominacja pałeczek
Lac-tobacillus;
– stopień 2 (stan pośredni): flora mieszana, obecne pa-łeczki Lactobacillus z domieszką bakterii z rodzaju
Gardnerella lub Mobiluncus;
– stopień 3 (BV): w obrazie rozmazu dominują bakterie
Gardnerella i/lub Mobiluncus; występowanie pałeczek Lactobacillus jest nieliczne lub nie występują.
Kryteria wg Nugenta
W skali Nugenta ocena opiera się na oszacowaniu pro-porcjonalnego udziału poszczególnych rodzajów bakte-rii w preparacie i jego ocenie liczbowej (0–10 punktów). Końcowy wynik <4 punktów wskazuje na stan prawidłowy, 4–6 punktów oznacza stan pośredni, a >6 świadczy o BV (Tabela 1, Ryc. 1–3).
Metoda Nugenta jest tania i łatwa w wykonaniu oraz wykazuje najwyższą przydatność diagnostyczną w korela-cji z odpowiednim rozpoznaniem klinicznym. Szczególne znaczenia ma ona w monitorowaniu efektów leczenia BV, gdyż poprawa kliniczna nie musi korelować z normalizacją biocenozy pochwy, co może być punktem wyjścia nawrotów
BV [9]. Całkowicie nieprzydatny jest w diagnostyce BV kla-syczny posiew na podłoża, szczególnie w kierunku bakterii tlenowych. Izoluje się często różnorodną florę Gram-dodat-nie i Gram-ujemne, ale wszystkie te drobnoustroje mogą występować w prawidłowej wydzielinie pochwowej i ich eliminacja nie przyczynia się do poprawy stanu klinicznego.
Leczenie BV
Wykonanie antybiogramów i leczenie antybiotykami, zwłaszcza tymi, które swoim spektrum nie obejmują bakte-rii beztlenowych, może przyczynić się do pogorszenia stanu pacjentki, powodując jeszcze silniejsze przesunięcie natu-ralnej równowagi w biocenozie pochwy w kierunku beztle-nowców i eliminując resztki wrażliwych Gram-dodatnich pałeczek Lactobacillus. W leczeniu stosuje się antybiotyki lub chemioterapeutyki obniżające poziom bakterii beztleno-wych i mikroaerofilnych, jak klindamycyna i metronidazol. Zalecane jest także stosowanie preparatów probiotycznych odbudowujących naturalną florę pochwy jak Lactovaginal® lub stosowany doustnie LaciBios® femina. Leczenie wska-zane jest u kobiet, u których występują objawy chorobowe i w przypadku pacjentek poddawanych niektórym inwazyj-nym zabiegom ginekologiczinwazyj-nym [14, 15].
Zalecany schemat leczenia (wg CDC) to:
– metronidazol 400–500 mg doustnie 2×/dobę przez 5–7 dni,
– metronidazol w postaci żelu dopochwowego (0,75%) 1×/dobę przez 5 dni,
– klindamycyna w kremie dopochwowym (2%) 1×/dobę przez 7 dni.
Leczenie alternatywne:
– metronidazol 2 g w jednorazowej dawce lub
Obecność morfotypów Liczba bakterii Liczba punktów
Lactobacillus sp. >30 5–30 1–4 <1 0 0 1 2 3 4 Gardnerella vaginalis Bacteroides sp.
inne pałeczki Gram-ujemne
>5 <1–4 0 2 1 0 Skrzywione pałeczki Gram-zmienne
Mobiluncus sp. >30 5–30 1–4 <1 0 4 3 2 1 0 runku bakteryjnej waginozy (według Nugenta).
Bakterie są punktowane według średniej liczby komórek widocznych w polu widzenia mikroskopu pod powiększeniem 1000×. Całkowitą liczbę punktów obliczamy, dodając poszczególne punkty: Lactobacillus + G. vaginalis i
– klindamycyna czopki/globulki dopochwowe 100 mg 1×/dobę.
Atypowe zakażenia przenoszone drogą płciową
Innymi, trudnymi do leczenia i diagnostyki schorzenia-mi są zakażenia atypowe dróg płciowych, wywołane przez chlamydia, mykoplazmy i ureaplazmy. Bakterie te mają spe-cyficzne właściwości fizjologiczne i bardzo małe rozmiary komórek (300 nm do 1 μm w zależności od fazy rozwojo-wej), przez co ich oznaczanie nie jest łatwe i powinno być wykonywane w specjalistycznych placówkach. Konieczne jest tutaj wykonanie testu polegającego na oznaczaniu an-tygenu, czyli rzeczywistej obecności patogenu. Badania polegające na oznaczaniu przeciwciał wykonywane w nie-których laboratoriach, często prowadzą do błędnej interpre-tacji, ponieważ przeciwciała te występują także u zdrowych ludzi i nie świadczą o aktualnym zakażeniu.Chlamydia trachomatis
Chlamydia są wewnątrzkomórkowymi patogenami, które utraciły zdolność syntezy własnego ATP, przez co niemożli-we jest ich wyhodowanie na sztucznych podłożach. Bardzo małe rozmiary nie pozwalają na obserwacje ich komórek w standardowych powiększeniach w mikroskopie świetl-nym, jak w przypadku typowych patogennych drobnoustro-jów. Gatunek Chlamydia trachomatis uważa się za przy-czynę około 40–50% tzw. nierzeżączkowych zapaleń cewki moczowej (ang. nongonococcal urethritis – NGU). Objawy infekcji są zwykle mało charakterystyczne. U mężczyzn jest to surowiczy, śluzowy, rzadziej ropny wyciek z cewki mo-czowej i dolegliwości dysuryczne, u kobiet objawem jest ślu-zowe lub śluzowo-ropne zapalenie szyjki macicy, w którym upławom mogą towarzyszyć bóle w podbrzuszu. U obojga płci wskutek autoinfekcji możliwe jest zakażenie worka spo-jówkowego (szczepy okulogenitalne), występują także zaka-żenia bezobjawowe [16, 17].
Gatunek ten jest zresztą bardzo zróżnicowany. Na podsta-wie antygenów typowo swoistych wyróżnia się 17 serotypów, które są odpowiedzialne za różne jednostki kliniczne [18]:
1. jaglica (serotypy A, B, Ba, C) – wtrętowe zapalenie spo-jówek, ze zmianami na rogówce i bliznowaceniem mogą-cym prowadzić do ślepoty (choroba nie występuje w Pol-sce, głównie w Afryce, Azji i Stanach Zjednoczonych); 2. ziarnica weneryczna (ang. lymphogranuloma
vene-rum – LGV; serotypy L1, L2, L3) – choroba wenerycz-na, cechująca się ropnym zapaleniem pachwinowych węzłów chłonnych (występuje głównie w klimacie tro-pikalnym), obecnie notowane są przypadki zapalenia odbytu i jelita grubego u homoseksualistów;
– nierzeżączkowe zapalenie cewki moczowej (NGU), – zapalenie pęcherza moczowego,
– zapalenie szyjki macicy, jajników,
– zapalenie jajowodów i błony śluzowej macicy (z bli-znowaceniem mogącym prowadzić do niepłodno-ści, poronień, ciąży pozamacicznej),
– zapalenie błon płodowych,
– poporodowe zapalenie narządów miednicy małej (PID),
– zapalenie najądrzy,
– zapalenie odbytnicy (najczęściej u homoseksuali-stów),
– zapalenie spojówek (najczęściej u noworodków), – zakażenia dróg oddechowych i OUN u
noworod-ków,
– zespół SARA (sexually acquired reactive arthritis), w tym zespół Reitera,
– zespół Fitz-Hugh-Curtisa (perihepatitis).
Diagnostyka zakażeń Chlamydia trachomatis
Cechy morfologiczne i niespotykana fizjologia chlamy-dii mają bezpośredni wpływ na wybór stosowanych metod diagnostycznych. Opierają się na wykrywaniu ciałek wtrę-towych C. trachomatis hodowlach komórkowych lub wy-krywaniu antygenów w bezpośrednich wymazach z dróg płciowych lub spojówek, a także na wykrywaniu kwasów nukleinowych. Pobieranie i sposób przesłania materiału za-leży od stosowanego testu [19, 20]:
– metoda hodowlana: w identyfikacji C. trachomatis używane są najczęściej linie komórkowe fibroblastów mysich (komórki McCoy’a). Po wybarwieniu jodyną Jonesa, w dodatniej hodowli, na tle prawidłowych, wrzecionowatych komórek McCoy’a, widoczne są ku-liste komórki wypełnione zabarwionymi na ciemny brąz wtrętami (Ryc. 4);
– metody immunofluorescencyjne – test DIF (Ryc. 5); – metody immunoenzymatyczne;
– metody genetyczne (hybrydyzacja, PCR, LCR). Obecnie w Polsce, jak i wielu innych krajach, jedną z naj-częściej stosowanych metod diagnostycznych tych zakażeń jest immunofluorescencja bezpośrednia z użyciem prze-ciwciał monoklonalnych skierowanych przeciwko antyge-nom białkowym wszystkich stadiów rozwojowych C.
tra-chomatis. Jej zaletą jest wysoka czułość i swoistość, krótki
czas badania, stosunkowo niskie koszty i proste wykonanie. Metody genetyczne wykazują oczywiście wyższą czułość i mogą być stosowane w diagnostyce, jednakże wymaga-ją specjalistycznego sprzętu, złożonej techniki wykonania i zwykle większych nakładów finansowych. Nie polecane są natomiast testy immunoenzymatyczne (oparte o wykrywa-nie LPS chlamydii) ze względu na niską swoistość i „szybkie
Ryc. 1. Stan normalny – Lactobacillus, prawidłowe nabłonki, brak lub niewielka ilość innej flory.
Ryc. 2. Stan nieprawidłowy – bakteryjna waginoza BV, brak
Lactobacil-lus, duża ilość flory mikroaerofilnej Gardnerella vaginalis, Mobiluncus.
Ryc. 3. Stan typowy dla BV, tzw. „clue cells” – zniszczony, upakowany bakteriami nabłonek.
Ryc. 4. Ciałka wtrętowe Chlamydia trachomatis w hodowli komórkowej McCoy’a, barwione jodyną Jonesa.
Ryc. 5. Ciałka wtrętowe Chlamydia trachomatis w komórkach nabłon-kowych dróg płciowych (metoda immunofluorescencji bezpośredniej). Ryc. 6. Charakterystyczne kolonie Mycoplasma pneumoniae na pożywce stałej, widoczne w mikroskopie świetlnym przy powiększeniu 100×. Ryc. 7. Charakterystyczny kształt Mycoplasma genitalium ze strukturą błonową (zwężony koniec), odpowiedzialną za przyleganie do ko-mórki żywiciela [37].
4
3
5
6
dzo obniża czułość). Oznaczanie przeciwciał w zakażeniach dróg płciowych wywoływanych przez C. trachomatis także nie ma wartości diagnostycznej.
Leczenie
W leczeniu stosuje się przede wszystkim: tetracykliny, makrolidy i chinoliny. Schemat leczenia zależy od posta-ci zakażenia oraz ewentualnych nawrotów. Należy leczyć wszystkich partnerów seksualnych [21].
1. Ziarnica weneryczna pachwin (serotypy L1–L3): – doksycyklina – doustnie 100 mg 2×/dobę przez
3 tygodnie,
– erytromycyna – doustnie 500 mg 4×/dobę przez 3 tygodnie.
2. Niepowikłane nierzeżączkowe zapalenie cewki moczo-wej (NGU) (serotypy D-K):
– doksycyklina – doustnie 100 mg 2×/dobę przez 7 dni,
– erytromycyna – doustnie 500 mg 4×/dobę przez 7 dni, – azytromycyna – doustnie 1000 mg jednorazowo przez
7 dni,
– klarytromycyna – doustnie 500 mg 1×/dobę przez 7 dni,
– roksytromycyna – doustnie 150 mg 2×/dobę przez 7 dni,
– ofloksacyna – doustnie 400 mg 1×/dobę przez 7 dni. 3. Zakażenia powikłane (zapalenie najądrzy i gruczołu
krokowego, zespół Reitera, zapalenie odbytnicy i na-rządów miednicy mniejszej:
– doksycyklina – doustnie 100 mg 2×/dobę przez 10–14 dni,
– erytromycyna – doustnie 500 mg 4×/dobę przez 10–14 dni,
– klarytromycyna – doustnie 500 mg 1×/dobę przez 10–14 dni,
– roksytromycyna – doustnie 150 mg 2×/dobę przez 10–14 dni,
– ofloksacyna – doustnie 400 mg 1×/dobę przez 10–14 dni,
– azytromycyna – doustnie 500 mg 1×/dobę przez 3 dni przez 10–14 dni.
Po 10 dniach kurację należy powtórzyć.
Mykoplazmy płciowe
Cechą charakterystyczną mykoplazm jest brak sztywnej, typowej dla innych bakterii ściany komórkowej oraz bardzo małe rozmiary komórek (100–300 nm), zbliżone wielkością do dużych cząstek wirusowych. Z tego względu niemożli-wa jest obserniemożli-wacja komórek mykoplazm w mikroskopie
niejszymi gatunkami występującymi w drogach płciowych ze względu na potencjalną patogenność u ludzi są:
Mycopla-sma hominis, UreaplaMycopla-sma urealyticum i MycoplaMycopla-sma geni-talium. Jednakże, wszystkie trzy gatunki mogą występować
w drogach płciowych aktywnych seksualnie mężczyzn i ko-biet bez objawów zakażenia. Szczególnie dotyczy to gatunku
U. urealyticum (kolonizacja 60–80% zdrowych kobiet) [22].
Poważnym problemem są jednak powikłania wynikające z kolonizacji lub zakażenia cewki moczowej. Bezobjawowa kolonizacja i przewlekłe zakażenia cewki moczowej mogą się rozprzestrzeniać na górne odcinki układu moczowe-go i być przyczyną zapalenia pęcherza moczowemoczowe-go, nerek i kłębuszków nerkowych. U. urealyticum może też wywołać zapalenie pochwy, szyjki macicy i może prowadzić do bez-płodności. Stwierdzono też obecność U. urealyticum wraz z M. genitalium u kobiet z PID, u których wykluczono inne tło infekcji. Obecnie uważa się, że M. hominis i U.
urealy-ticum mogą być przyczyną zapalenia narządów miednicy
mniejszej i wraz z Mycoplasma genitalium odpowiadają za około 10–15% przypadków zachorowań [22–26]. Najnow-sze doniesienia wskazują także na rolę Mycoplasma
geni-talium w tzw. niepłodności idiopatycznej, gdzie, pomimo
prawidłowego profilu hormonalnego i drożności jajowodów u kobiety oraz prawidłowych wartości nasienia u mężczy-zny, nie udaje się wykryć przyczyny niepłodności [26].
Zakażenia wywołane przez M. hominis,
U. urealyticum, M. genitalium
– Nierzeżączkowe zapalenie cewki moczowej (NGU), – zapalenie jąder, najądrzy szyjki macicy, jajników,
jajo-wodów, macicy (powikłaniem stanów zapalnych może być niepłodność),
– zapalenie śluzówki macicy (najczęściej jako powikła-nie inwazyjnych zabiegów ginekologicznych), – zakażenie dróg oddechowych i OUN u noworodków, – zapalenie gruczołu krokowego,
– zapalenie pęcherza moczowego i kłębuszków nerko-wych
– zapalenie stawów.
Diagnostyka
Ze względu na szczególne zapotrzebowania odżywcze, mykoplazmy wymagają specjalnych podłoży i atmosfery bogatej w CO2. Ich powolny wzrost, wrażliwość na czynni-ki środowiska, trudności w przechowywaniu i pasażowa-niu szczepów powodują, że diagnostyka zakażeń wywoły-wanych przez te drobnoustroje jest trudna i powinna być prowadzona w specjalistycznych pracowniach. W przeci-wieństwie do chlamydii, M. hominis i U. urealyticum można hodować na sztucznych pożywkach wzbogaconych
suro-padku M. genitalium hodowla jest praktycznie niemożliwa i metoda ta nie ma wartości diagnostycznej. Dodatkowym utrudnieniem identyfikacji jest fakt, że gatunek Ureaplasma
urealyticum zróżnicowany jest na dwa biowary U. parvum
i U. urealyticum, które obecnie mają status odrębnych ga-tunków. Rozróżnienie obydwu gatunków możliwe jest wy-łącznie metodami genetycznymi oraz istnieją sprzeczne do-niesienia na temat różnic w ich patogenności [27, 28]. Przy izolacji tych drobnoustrojów od pacjentów z infekcją dróg moczowo-płciowych pojawia się często problem w inter-pretacji wyniku badania. Uznanie mykoplazm za czynnik etiologiczny zakażenia, powinno się wiązać z izolacją w zna-miennej ilości >104 komórek na ml pobieranej wydzieliny.
Wyniki uzyskane bardzo czułymi i swoistymi metodami genetycznymi (PCR) często wykrywają bardzo niewiel-ką ilość drobnoustroju. Należałoby wtedy uznać wykrycie mykoplazm jedynie za kolonizację, a nie czynnik etiolo-giczny zakażenia, ale ocena tego faktu jest niezwykle trud-na, zwłaszcza przy wcześniejszym leczeniu i występowaniu charakterystycznych objawów klinicznych, i zależy w dużej mierze od miejsca izolacji. Istotnym elementem w diagno-styce, warunkującym uzyskanie prawidłowego wyniku, jest właściwe pobranie materiału do badań zależne od użytej metody [23, 29].
Do stosowanych metod diagnostycznych należą:
1. metoda hodowlana – ogląda się charakterystyczne kolonie mykoplazm o wyglądzie „jaja sadzonego” z wrastającym środkiem, widoczne w mikrosko-pie pod powiększeniem 50–100×. W przypadku
U. urealyticum kolonie nie mają charakterystycznej
obwódki, natomiast przybierają brązowo-czarne zabarwienie związane z metabolizmem zawartych w pożywce soli manganu. Dodatni wynik hodow-li świadczy o obecności mykoplazm lub ureaplazm w materiale (Ryc. 6);
2. metoda biochemiczna (testy: Mycoplasma IST, My-coplasma SIR, Mycofast) – obecność drobnoustroju wykrywa się przez zmianę zabarwienia z żółtego na czerwone na pasku identyfikacyjnym, powodowaną przez zmianę pH na skutek rozkładu substratu (mocz-nika lub argininy). Test daje możliwość oceny ilo-ściowej, co w przypadku ilości powyżej 104 komórek
mykoplazm, pozwala na uznanie ich z dużym praw-dopodobieństwem za czynnik etiologiczny zakażenia. W teście tym, na podstawie wykonanego jednocześnie antybiogramu, można także ocenić wrażliwość szcze-pów na stosowane w zakażeniach mykoplazmowych antybiotyki;
3. metoda genetyczna (PCR) – zastosowanie swoistych primerów pozwala rozróżnić wszystkie gatunki myko-plazm płciowych, w tym uznany niedawno za odrębny gatunek biotyp Ureaplasma parvum [30];
poziom swoistych przeciwciał, nie mają one wartości dia-gnostycznej w zakażeniach w obrębie dróg płciowych, ze względu na powszechną kolonizację [22, 30].
Leczenie
Powinno się leczyć chorych z zakażeniami objawowymi i kobiety ciężarne (ze względu na niebezpieczeństwo zaka-żeń noworodków). Wykonywanie badań w tym kierunku i ewentualna eradykacja zalecana jest także przy leczeniu nie-płodności, szczególnie w przypadku wykrycia Mycoplasma
genitalium. Skuteczność wykazują antybiotyki z grupy
ma-krolidów, chinolonówów i tetracyklin [31, 32]. Problemem pojawiającym się przy doborze właściwego leczenia infekcji mykoplazmatycznych jest fakt wzrastającej oporności
Ure-aplasma urealyticum i Mycoplasma hominis na
erytromycy-nę. Według niektórych autorów może ona sięgać nawet 100% [33, 34], co sprawia, że antybiotyk ten nie powinien być sto-sowany do empirycznego leczenia infekcji mykoplazmatycz-nych. W przypadku M. hominis udowodniono, że ponad 90% szczepów cechuje się opornością na makrolidy [30]. Niepo-wikłane zakażenie układu moczowo-płciowego może być le-czone antybiotykami z grupy makrolidów czy tetracyklinami przez 7 do 10 dni, co zwykle powoduje ustąpienie dolegliwo-ści. Najczęściej stosowana w chwili obecnej jest doksycyklina [35], a według najnowszych zaleceń z 2004 roku antybioty-kiem z wyboru w leczeniu zakażeń układu moczowo-płcio-wego u kobiet i mężczyzn, wywołanych przez Mycoplasma
genitalium, powinna być azytromycyna [36].
Niepowikłane NGU
1. Ureaplasma urealyticum, Mycoplasma hominis: – doksycyklina – doustnie 100 mg 2×/dobę przez
10–14 dni,
– ofloksacyna – doustnie 400 mg 1×/dobę przez 10–14 dni.
2. Mycoplasma genitalium, Ureaplasma urealyticum: – azytromycyna – doustnie 500 mg 1×/dobę przez
3 dni (po 10 dniach kurację powtórzyć),
– erytromycyna – doustnie 500 mg 4×/dobę przez 10–14 dni,
– klarytromycyna – doustnie 500 mg 1×/dobę przez 10–14 dni,
– roksytromycyna – doustnie 150 mg 2×/dobę przez 10–14 dni.
Podsumowując przedstawione dane dotyczące diagno-styki i leczenia bakteryjnej waginozy oraz zakażeń dróg płciowych wywołanych przez chlamydia i mykoplazmy, na-leży podkreślić, że w wielu laboratoriach popełnia się błędy wynikające z niewłaściwego doboru metod stosowanych w tej diagnostyce. Powoduje to niską wykrywalność
zaka-cję badania. Natomiast tylko prawidłowa diagnoza oparta na kompleksowych badaniach z użyciem wiarygodnych te-stów jest gwarancją skutecznego leczenia.
Piśmiennictwo
1. Friedek D, Ekiel A, Romanik M et al. Co-occurence of urogenital mycopla-smas and group B streptococci with chlamydial cervicitis. Pol J Microbiol 2005;54(3):253–255.
2. Mardh PA. The vaginal ekosystem. Am J Obstet Gynecol 1991;165(4):1163– 1168.
3. Sheary B, Dayan L. Recurrent vulvovaginal candidiasis. Aust Fam Physician 2005;34(3):147–150.
4. Hay PE, Lamont RF, Taylor-Robinson D, Morgan DJ, Ison C, Pearson J. Ab-normal bacterial colonisation of the genital tract and subsequent preterm delivery and late miscarriage. BMJ 1994;308(6924):295–298.
5. Kochan P. Wybrane schorzenia dróg moczowo-płciowych kobiety i lecze-nie wg CDC. Kryteria WHO/FAO dla probiotyków i ich zastosowai lecze-nie w gi-nekologii w świetle najnowszych badań. Ginekol Prakt 2005;87(6):11–18. 6. Leitich H, Bodner-Adler B, Brunbauer M, Kaider A, Egarter C, Husslein P.
Bacterial vaginosis as a risk factor for preterm delivery: a meta-analysis. Am J Obstet Gynecol 2003;189(1):139–147.
7. Taylor-Robinson D. Infections due to species of Mycoplasma and Ureapla-sma: an update. Clin Infect Dis 1996;23(4):671–682.
8. Peterek J. Wystepowanie, rozpoznawanie i leczenie zakażenia Bacterial Vaginosis. Nowa Medycyna – Ginekologia 1999;7(6):36–38.
9. Soper DE. Bacterial vaginosis and postoperative infections. Am J Obstet Gynecol 1993;169(2):467–469.
10. McDonald HM, O ‘Loughlin JA, Vigneswaran R et al. Impact of metroni-dazole therapy on preterm birth in women with bacterial vaginosis flora (Gardnerella vaginalis): a randomised, placebo controlled trial. Br J Obstet Gynaecol 1997;104(12):1391–1397.
11. Amsel R, Totten PA, Spiegel CA, Chen KC, Eschenbach D, Holmes KK. Non-specific vaginitis. Diagnostic criteria and microbial and epidemiologic as-sociations. Am J Med 1983;74(1):14–22.
12. Hay PE. Therapy of bacterial vaginosis. J Antimicrob Chemother 1998;41(1):6–9.
13. Nugent RP, Krohn MA, Hillier SL. Reliability of diagnosing of bacterial vagi-nosis is improved by a standardized method of Gram stain interpretation. J Clin Microbiol 1991;29(2):297–301.
14. Centers for Disease Control and Prevention. Guidelines for treatment of sexually transmitted diseases. MMWR 2002;51(5):42–45.
15. Reid G, Charbonneau D, Erb J et al. Oral use of Lactobacillus rhamnosus GR-1 and L. fermentum RC-14 significantly alters vaginal flora: randomi-zed, placebo-controlled trial in 64 healthy women. FEMS Immunol Med Microbiol 2003;35(2):131–134.
16. Dajek Z. Chlamydia trachomatis w zakażeniach cewki moczowej i narządu rodnego. Mikrobiologia Medycyna 2000;23(2):6–9.
17. Zdrodowska-Stefanow B, Ostaszewska I. Chlamydia trachomatis – zakaże-nia u ludzi. Volumed, Wrocław, 2000.
18. Batteiger BE, Lin PM, Jones RB, van der Pol BJ. Species-, serogroup-, and serovar-specific epitopes are juxtaposed in variable sequence region 4 of the major outer membrane proteins of some Chlamydia trachomatis sero-vars. Infect Immun 1996;64(7):2839–2841.
1999;52(2):125–135.
20. Rabenau HF, Köhler, Peters M, Doerr HW, Weber B. Low correlation of sero-logy with detection of Chlamydia trachomatis by ligase chain reaction and antigen EIA. Infection 2000;28(2):97–102.
21. Centers for Disease Control Guidelines for treatment of sexually transmit-ted diseases. MMWR 1998;47:1–116.
22. Grześko J. Częstość wykrywania Mycoplasma hominis, Mycoplasma
geni-talium, Ureaplasma urealyticum metodą biochemiczną i genetyczną
u ko-biet z niepłodnością. Akademia Medyczna im. Piastów Śląskich, Wrocław, 2006. PhD thesis.
23. Biernat-Sudolska M. Zakażenia chlamydiowe i mykoplazmatyczne dróg moczowo-płciowych ludzi. Mikrobiol Medycyna 1998;17(4):19–23. 24. Bjornelius E, Lidbrink P, Jensen JS. Mycoplasma genitalium in
non-gono-coccal urethritis – a study in Swedish male STD patients. Int J STD AIDS 2000;11(5):292–296.
25. Elias M, Grześko J, Siejkowski R et al. Obecność Mycoplasma hominis i Ureaplasma urealyticum w kanale szyjki macicy kobiet. Ginekol Pol 2005;76(1):28–32.
26. Grześko J, Elias M, Mączyńska B, Kasprzykowska U, Tłaczała M, Goluda M. Occurrence of Mycoplasma genitalium in fertile and infertile women. Fertil Steril 2009;91(6):2376–2380.
27. Monecke S, Helbig JH, Jacobs E. Phase variation of the multiple banded protein in Ureaplasma urealyticum and Ureaplasma parvum. Int J Med Mi-crobiol 2003;29(2–3):203–211.
28. Povlsen K, Bjornelius E, Lidbrink P, Lind I. Relationship of Ureaplasma
ure-alyticum biovar 2 to nongonococcal urethritis. Eur J Clin Microbiol Infect
Dis 2002;21(2):97–101.
29. Jensen JS, Uldum SA, Søndergård-Andersen J, Vuust J, Lind K. Polymerase chain reaction for detection of Mycoplasma genitalium in clinical samples. J Clin Microbiol 1991;29(1):46–50.
30. Kong F, Ma Z, James G, Gordon S, Gilbert GL. Species identification and subtyping of Ureaplasma parvum and Ureaplasma urealyticum using PCR-based assays. J Clin Microbiol 2000;38(3):1175–1179.
31. Johannisson G, Enstrom Y, Lowhagen GB et al. Occurrence and treatment of Mycoplasma genitalium in patients visiting STD clinics in Sweden. Int J STD AIDS 2000;11(5):324–326.
32. Bartoszewicz M, Mączyńska B. Chorobotwórczość Mycoplasma hominis i Ureaplasma urealyticum ze szczególnym uwzględnieniem noworodko-wego. Adv Clin Exp Med 2004;13(Suppl. 1):S139–S144.
33. Baseman JB, Tully JG. Mycoplasmas: sophisticated, reemerging and bur-dened by their notoriety. Emerg Infect Dis 1997;3(1):21–32.
34. Kundsin RB, Horne HW Jr., Walter CW. Ureaplasma urealyticum resistan-ce to erythromycin: confirmed by clinical trial. Am J Obstet Gynecol 1992;166(6):1864–1865.
35. Kilic D, Basar MM, Kaygusuz S, Yilmaz E, Basar H, Batislam E. Prevalence and treatment of Chlamydia trachomatis, Ureaplasma urealyticum, and
Mycoplasma hominis in patients with non-gonococcal urethritis. Jpn J
Infect Dis 2004;57(1):17–20.
36. Taylor-Robinson D, Gilroy CB, Thomas BJ, Hay PE. Mycoplasma genitalium in non-gonococcal urethritis. Int J STD AIDS 2004;15(1):21–25.
37. Taylor-Robinson D, Furr PM. Update on sexually transmitted mycopla-smas. Lancet. 1998;351(Suppl. 3):S12–S15.
