PIOTR WRÓBLEWSKI3
OCENA AKTYWNOŚCI ANTYSEPTYKÓW WZGLĘDEM
DROBNOUSTROJÓW W FORMIE PLANKTONICZNEJ I BIOFILMOWEJ
EVALUATION OF ANTISEPTIC EFFECTIVENESS AGAINST MICROORGANISMS IN PLANKTONIC
AND BIOFILM FORM
STRESZCZENIE: Zakażenia układu moczowego (ZUM) należą do najczęściej występujących postaci infekcji szpitalnych (HAI) w grupie pacjentów z drenażem pęcherza moczowego. Drob-noustrojami odpowiedzialnymi za rozwój ZUM są zazwyczaj mikroorganizmy pochodzące z endogennej mikrobioty chorego. Obecnie w literaturze pojawia się coraz więcej doniesień na temat roli biofilmu w patogenezie HAI oraz jego wpływu na niepowodzenia terapeutyczne. W niniejszej pracy porównano aktywność przeciwdrobnoustrojową poliheksanidyny (PHMB), oktenidyny (OCT) i chlorheksydyny (CHX) względem drobnoustrojów izolowanych z zaka-żeń dróg moczowych u pacjentów hospitalizowanych na Oddziale Anestezjologii i Intensyw-nej Terapii Szpitala św. Wojciecha w Gdańsku. Uzyskane wyniki pozwoliły na stwierdzenie róż-nic w skuteczności antyseptyków względem form planktoróż-nicznych i biofilmowych. W bada-niach najskuteczniejszym antyseptykiem zarówno wobec form biofilmowych, jak i plankto-nicznych drobnoustrojów Gram-ujemnych była oktenidyna, a obserwowane różnice w sku-teczności między OCT a pozostałymi substancjami były istotne statystycznie. Poliheksanidyna cechowała się wyższą skutecznością od chlorheksydyny, ale obserwowany trend nie był istotny statystycznie, co jest związane z dużymi różnicami w minimalnym stężeniu hamującym, obser-wowanymi między poszczególnymi gatunkami i szczepami analizowanych drobnoustrojów. Względem patogenów Gram-dodatnich w formie planktonicznej PHMB oraz OCT cechowa-ły się zbliżoną skutecznością, obydwa te antyseptyki bycechowa-ły w sposób statystycznie istotny sku-teczniejsze od CHX. Odmienne wyniki uzyskano w ocenie aktywności przeciwdrobnoustrojo-wej badanych substancji względem drobnoustrojów Gram-dodatnich w formie biofilmoprzeciwdrobnoustrojo-wej. Wszystkie antyseptyki cechowała zbliżona aktywność przeciwdrobnoustrojowa i nie wykazy-wały one różnic istotnych statystycznie.
SŁOWA KLUCZOWE: antyseptyk, biofilm, zakażenie szpitalne, zakażenie układu moczowego związane z cewnikowaniem
ABSTRACT: Urinary tract infection (UTI) is one of the most common forms of hospital-acquired infections amongst patients with urinary bladder catheters. Microorganisms responsible for UTI development are usually the ones that belong to the patient’s endogenous microbiota. Cur-rently, we may observe increasing reports in relation to the role of biofilm in hospital-acquired infection pathogenesis as well as its influence on therapeutic failure in the process of healing. In this paper, antimicrobial activity of polyhexanide (PHMB), octenidine (OCT) and chlorhexi-dine (CHX) is compared against microorganisms isolated from urinary tract infections in pa-tients from Anaesthesiology and Intensive Care Wards at Saint Adalbert Hospital in Gdansk. Obtained results allowed to define differences in antiseptic effectiveness against planktonic and biofilm forms. In this research, octenidine was the most effective antiseptic, against both, biofilm forms and Gram-negative planktonic organism, and observed effectiveness differences
1 Zespół Kontroli Zakażeń Szpitalnych Szpitala św. Wojciecha – Copernicus Podmiot Leczniczy Sp. z o.o. w Gdańsku 2 Katedra Pielęgniarstwa Wydziału Nauk
o Zdrowiu z Oddziałem Pielęgniarstwa i Instytutem Medycyny Morskiej i Tropikalnej Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
3 Copernicus Podmiot Leczniczy Sp. z o.o. w Gdańsku
} KRYSTYNA PASZKO
Zespół Kontroli Zakażeń Szpitalnych, Szpital św. Wojciecha,
Copernicus Podmiot Leczniczy Sp. z o.o. w Gdańsku,
al. Jana Pawła II 50, 80-464 Gdańsk, Tel.: 58 76 84 650,
e-mail: krystyna.paszko@szpital.gda.pl Wpłynęło: 08.05.2017
Zaakceptowano: 27.05.2017 DOI: dx.doi.org/10.15374/FZ2017027
between octenidine and other antiseptics was statistically relevant. Polyhexanide showed hi-gher effectiveness than chlorhexidine, but the observed trend was not statistically relevant, which is connected to great differences in minimum inhibitory concentration observed in re-spective species and strains of analysed microorganisms. Regarding Gram-positive microor-ganisms in the planktonic form, polyhexanide and octenidine showed similar effectiveness, as well as, both antiseptics were, in a statistically relevant way, more effective than chlorhexidine. Different results were obtained during the evaluation of antiseptic antimicrobial activity aga-inst Gram-positive microorganisms in a biofilm form. All antiseptics were characterized by si-milar antimicrobial activity and did not show statistically relevant differences.
KEY WORDS: antisepsis, biofilm, catheter-associated urinary tract infections, hospital--acquired infections
i rozprzestrzeniania się drobnoustrojów [9]. Jednak bakte-rie w środowisku naturalnym rzadko znajdują się w formie planktonicznej (rozproszonych komórek). Najczęściej mi-kroorganizmy występują w formie biofilmowej [10]. Bio-film to zorganizowana struktura drobnoustrojów w formie osiadłej – przylegającej do tkanek pacjenta lub biomateria-łu [11–14]. Bakterie otoczone są warstwą wewnątrzkomór-kowego śluzu, chroniącego przed niesprzyjającymi warun-kami środowiska zewnętrznego, takimi jak: pH, temperatu-ra, promieniowanie, środki o charakterze przeciwdrobno-ustrojowym oraz układ odpornościowy gospodarza (prze-ciwciała, neutrofile, fagocyty) [11, 12, 15]. Tworzenie bio-filmu to także sposób na skolonizowanie miejsca korzyst-nego pod względem panujących warunków, głównie od-żywczych. Struktura biofilmowa umożliwia również wy-mianę materiału genetycznego pomiędzy drobnoustroja-mi, a w konsekwencji przekazywanie ważnych dla przeży-cia cech, takich jak oporność na antybiotyki czy antysep-tyki [16–19]. Przeprowadzone badania dowodzą, iż bakte-rie w formie biofilmowej wykazują nawet 1000 razy więk-szą oporność w porównaniu z mikroorganizmami w formie planktonicznej [11].
MATERIAŁ I METODY
Badania przeprowadzono na Oddziale Anestezjologii i Intensywnej Terapii (OAiIT) Szpitala św. Wojciecha – Co-pernicus Podmiot Leczniczy Sp. z o.o. w Gdańsku w okresie od 1 maja 2014 roku do 31 marca 2015 roku.
Badanie podatności drobnoustrojów na antyseptyki wy-konano w Katedrze Mikrobiologii Uniwersytetu Medycz-nego im. Piastów Śląskich we Wrocławiu. Na podstawie uzyskanych wyników przeprowadzono analizę występo-wania czynników etiologicznych odpowiedzialnych za za-każenie układu moczowego związane z cewnikowaniem moczowym i bakteriurię bezobjawową związaną z obecno-ścią cewnika moczowego (ang. catheter-associated asymp-tomatic bacteriuria – CA-ASB).
WSTĘP
Zakażenie układu moczowego (ZUM) należy do najczę-ściej występujących postaci zakażeń szpitalnych (ang. ho-spital-acquired infections – HAI) [1]. Wyniki badań po-twierdzają, że przypadki ZUM w oddziale intensywnej te-rapii (OIT) stanowią 20–30% ogółu stwierdzanych infek-cji [2–5]. Uważa się, że wystąpienie bakteriurii, którą naj-częściej poprzedza zakażenie układu moczowego, jest nie-uniknione w przypadku cewnikowania pęcherza moczowe-go. Związane jest to z kolonizacją skóry i śluzówek mikro-organizmami. Większość przypadków ZUM ma charakter endogenny i wynika z migracji drobnoustrojów kolonizują-cych przewód pokarmowy oraz okolicę odbytu [6]. Czynni-kami etiologicznymi zakażenia układu moczowego związa-nego z cewnikowaniem pęcherza moczowego (ang. cathe-ter-associated urinary tract infections – CA-UTI) są z re-guły Gram-ujemne pałeczki, znacznie rzadziej Gram-do-datnie ziarenkowce. Szczepy, które kolonizują lub zaka-żają układ moczowy, przemieszczają się do dróg moczo-wych za pośrednictwem wprowadzanego do pęcherza mo-czowego cewnika, gdy jego szczyt przechodzi przez pier-wotnie skolonizowaną cewkę moczową. W 80% przypad-ków ZUM jest wywoływane przez Escherichia coli [7, 8]. Pozostałe drobnoustroje przyczyniające się do rozwo-ju zakażenia układu moczowego to inne pałeczki należące do Gram-ujemnych, takie jak: bakterie z rodzaju Klebsiel-la sp., Proteus sp., Enterobacter sp., Pseudomonas sp., zia-renkowce Gram-dodatnie z rodzaju Enterococcus sp. i Sta-phylococcus sp. oraz grzyby drożdżopodobne Candida al-bicans [7]. Dlatego też drenaż pęcherza moczowego, któ-ry niejednokrotnie jest koniecznym elementem w procesie diagnostyki i leczenia pacjentów krytycznie chorych, sta-nowi jednocześnie istotny czynnik ryzyka rozwoju zakaże-nia układu moczowego.
Pomimo codziennych starań o utrzymanie odpowied-niego poziomu czystości środowiska szpitalnego, w dal-szym ciągu warunki panujące w placówkach medycz-nych są szczególnie korzystne dla bytowania, namnażania
Rozpoznanie ZUM u pacjentów przebywających w OIT jest bardzo trudne z powodu znacznej częstotliwości bez-objawowego bakteriomoczu występującego u chorych z dre-nażem pęcherza moczowego, a także zawodności badań la-boratoryjnych (np. stwierdzenie ropomoczu w diagnozowa-niu CA-UTI) [20]. Dlatego do kwalifikacji zakażeń układu moczowego związanych z cewnikowaniem pęcherza przy-jęto definicję zawartą w zaleceniach „Diagnosis, preven-tion, and treatment of catheter-associated urinary tract in-fection in adults: 2009 international clinical practice guide-lines from the Infectious Diseases Society of America” [21]. W rekomendacjach za kryteria CA-UTI uznano: obec-ność drobnoustrojów w moczu ≥103 liczby jednostek two-rzących kolonię (jtk)/ml i obecność ≥jednego rodzaju drob-noustroju w pojedynczej próbce moczu pobranej od pacjen-tów z założonym na stałe cewnikiem moczowym oraz u któ-rych wystąpiła gorączka ≥38°C i nie zidentyfikowano inne-go źródła infekcji [21].
Za kryteria rozpoznania CA-ASB uznano: obecność drobnoustrojów w moczu ≥103 jtk/ml i obecność ≥jedne-go rodzaju drobnoustroju w pojedynczej próbce moczu po-branej u pacjentów z założonym na stałe cewnikiem moczo-wym oraz brak objawów ZUM (w tym gorączki) [21].
U każdego z chorych jeden raz w tygodniu oraz w przy-padku wystąpienia wzrostu temperatury ciała >38°C wyko-nywano badanie mikrobiologiczne moczu. Mocz do bada-nia przesyłano do laboratorium mikrobiologicznego i pod-dawano rutynowej diagnostyce mikrobiologicznej.
Analizie poddano 30 szczepów drobnoustrojów Gram- -ujemnych oraz 12 szczepów drobnoustrojów Gram-dodat-nich izolowanych z próbek moczu pobieranych od pacjen-tów hospitalizowanych w OAiIT. Izolat 20360 zawierał dwa gatunki drobnoustrojów – Escherichia coli oraz Enterococ-cus faecium.
Z moczu, z wykorzystaniem standardowych testów re-komendowanych do tego celu, izolowano drobnoustro-je i identyfikowano ich gatunek. Wśród mikroorganizmów Gram-ujemnych dominowały Escherichia coli oraz Acine-tobacter baumannii, które stanowiły odpowiednio: 33,3% i 30% spośród wszystkich izolatów. W dalszej kolejności stwierdzano: Klebsiella pneumoniae (16,7%) oraz Pseudo-monas aeruginosa i Proteus mirabilis (po 10%). Wśród drob-noustrojów Gram-dodatnich dominowały enterokoki: Ente-rococcus faecalis (41,7%), EnteEnte-rococcus faecium (33,3%) oraz Candida albicans (25%).
Wystąpienie u pacjenta CA-UTI najczęściej jest po-przedzone stwierdzeniem CA-ASB. Należy więc założyć, że drobnoustroje odpowiedzialne początkowo za koloniza-cję układu moczowego w przypadku zaistnienia sprzyjają-cych czynników ryzyka mogą wywołać infekcję układu mo-czowego związaną z cewnikowaniem pęcherza. Dlatego też do badania włączono patogeny odpowiedzialne zarówno za kolonizację, jak i za zakażenie objawowe. Porównywano
aktywność przeciwdrobnoustrojową antyseptyków zawie-rających poliheksanidynę (PHMB), oktenidynę (OCT) i chlorheksydynę (CHX) względem drobnoustrojów izolo-wanych z moczu od pacjentów włączonych do badania.
W badaniu określano minimalne stężenia hamujące (ang. minimal inhibitory concentration – MIC) antysepty-ków względem wyizolowanych szczepów drobnoustrojów. W pracy zastosowano stężenia użytkowe: dichlorowodor-ku oktenidyny (Octenisept®; 0,1%), poliheksanidyny (Acto-lind®; 0,1%) oraz diglukonianu chlorheksydyny (wyrób ap-teczny; 0,1%).
Dodatkowo dokonano oceny aktywności antyseptyków względem form biofilmowych i planktonicznych drobnoustro-jów. Poniżej przedstawiono technikę wykonanego badania.
OCENA AKTYWNOŚCI ANTYSEPTYKÓW WZGLĘDEM
FORM BIOFILMOWYCH DROBNOUSTROJÓW
Z 24-godzinnej hodowli płynnej badanego szczepu spo-rządzano zawiesinę o gęstości 1×108 komórek/ml (0,5 MF). Zawiesinę rozcieńczono 100-krotnie w bulionie płynnym TSB (ang. tryptic soy broth) w celu otrzymania zawiesiny o gęstości 1×106 komórek/ml. 100 μl tak uzyskanej zawiesi-ny przenoszono do dołków (1–10) płytki titracyjnej. Zawie-siny inkubowano przez 24 godziny w temperaturze 37°C. Następnie dołki przepłukano trzykrotnie 0,9% NaCl w celu usunięcia niezadherowanych komórek bakteryjnych w for-mie planktonicznej i dodano 100 μl bulionu Muellera Hin-tona (MHB). Kolejno do dołków płytki wprowadzono roz-cieńczenia odpowiednich antyseptyków w postępie geome-trycznym i pozostawiono na 24 godziny w temperaturze 37°C. Najwyższe zastosowane stężenie antyseptyków wyno-siło 250 μg/ml, co wynikało z konieczności wprowadzenia do płytki inoculum bakteryjnego (Tabela 1).
OCENA AKTYWNOŚCI ANTYSEPTYKÓW WZGLĘDEM
FORM PLANKTONICZNYCH DROBNOUSTROJÓW
W celu oceny wpływu antyseptyków na bakterie w formie planktonicznej 100 μl zawiesiny bakteryjnej o gęstości 1×106 komórek/ml naniesiono do dołków płytki wraz z odpowied-nimi rozcieńczeniami antyseptyków. Następnie płytkę inku-bowano przez 24 godziny w temperaturze 37°C. Zarówno do oceny aktywności antyseptyków względem form plank-tonicznych, jak i biofilmowych drobnoustrojów zastosowa-no metodę Richardsa opartą na zdolzastosowa-ności żywych drobzastosowa-no- drobno-ustrojów do redukcji bezbarwnego chlorku 2,3,5-trójfenylo-tetrazoliowego (5 μl, 1% TTC, Fluka) do czerwonego forma-zanu. Za MIC przyjmowano stężenie antyseptyku w pierw-szym dołku, w którym po 24 godzinach od inkubacji z 5 μl TTC nie doszło do zmiany zabarwienia. Na Ryc. 1 przedsta-wiono przykład wykonanej techniki. Za MIC przyjmowano stężenie antyseptyku w pierwszym dołku, w którym po 24
godzinach od inkubacji z 5 μl TTC nie doszło do zmiany za-barwienia.
W celu określenia istotności statystycznej (p<0,05) uzy-skanych wyników w odniesieniu do podatności drobno-ustrojów na działanie antyseptyków zastosowano test Kru-skala-Walisa oraz test post-hoc Dunna, wykorzystując pro-gram GraphPad Prism Software for Data Processing.
WYNIKI
Jak przedstawiono na Ryc. 2 i 3, najskuteczniej-szym antyseptykiem względem form biofilmowych oraz planktonicznych testowanych drobnoustrojów Gram- -ujemnych była oktenidyna. Obserwowane różnice w sku-teczności między OCT a pozostałymi substancjami były istotne statystycznie (wartość statystyki testowej Kruska-la-Wallisa p=0,0019 (OCT vs. PHMB); p=0,0001 (OCT vs. CHX) dla n=30). Poliheksanidyna cechowała się wyższą skutecznością od chlorheksydyny, ale obserwowana ten-dencja nie była istotna statystycznie (p=0,1981), co wiąże
się z dużymi różnicami w MIC obserwowanymi między po-szczególnymi gatunkami i szczepami analizowanych drob-noustrojów.
Względem drobnoustrojów Gram-dodatnich w formie planktonicznej (Ryc. 4 i 5), poliheksanidyna oraz okteni-dyna cechowały się zbliżoną skutecznością. Obydwa te an-tyseptyki były w sposób statystycznie istotny skuteczniej-sze od chlorheksydyny (wartość statystyki testowej Kruska-la-Wallisa; p=0,0435 dla n=12). Natomiast względem drob-noustrojów Gram-dodatnich w formie biofilmowej wszyst-kie badane substancje wykazywały zbliżoną aktywność przeciwdrobnoustrojową i nie stwierdzono różnic istotnych statystycznie (wartość statystyki testowej Kruskala-Wallisa, PHMB vs. CHX p=0,2962; PHMB vs. OCT p=0,9999; CHX vs. OCT p=0,5837).
OMÓWIENIE
W ciągu ostatnich lat pojawia się coraz więcej doniesień dotyczących roli biofilmu w patogenezie CA-UTI [22, 23]. Ryc. 1. Technika mikrorozcieńczeń służąca
oce-nie MIC badanych antyseptyków. Na rycioce-nie umieszczono numery dołków (od 1 do 10), któ-rym odpowiadają stężenia antyseptyków poda-ne w Tabeli 1.
Ryc. 2. Porównanie skuteczności antyseptyków względem form plankto-nicznych drobnoustrojów Gram-ujemnych.
Ryc. 3. Porównanie skuteczności antyseptyków względem form biofilmo-wych drobnoustrojów Gram-ujemnych.
Numer dołka płytki 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Stężenie antyseptyku (μg/ml)
0,49 0,98 1,96 3,91 7,82 15,63 31,25 62,50 125,0 250,0
Tabela 1. Stężenia antyseptyków użyte do okre-ślenia MIC.
Biofilm ma budowę niejednorodną. Organizmy wchodzą-ce w jego skład różnią się właściwościami biochemicznymi i fenotypowymi od swoich odpowiedników w formie plank-tonicznej [24]. Struktura biofilmowa chroni mikroorgani-zmy przed działaniem środków przeciwdrobnoustrojowych oraz układem odpornościowym człowieka [25]. Utrudnia fagocytozę i opsonizację oraz przenikanie przeciwciał, za-burza chemotaksję, hamuje blastogenezę komórek T i B. Powstawanie biofilmu jest procesem złożonym, wymaga-jącym czasu [26, 27]. Gromadzi się on w jednym lub kil-ku miejscach, dlatego objawy infekcji z nim związanej po-jawiają się dopiero po pewnym czasie [24]. Drobnoustro-je przekazują sobie sygnały pobudzające Drobnoustro-je do rozmnażania i tworzenia kolonii. Niektóre komórki opuszczają biofilm, by utworzyć nowe skupiska. Mikroorganizmy wchodzące w skład biofilmu mają wolniejszy metabolizm oraz podle-gają zmianom fenotypowym. Proces ten warunkuje zjadli-wość i oporność drobnoustrojów [28, 29]. Mikroorganizmy wykazują także silną tendencję do wzrostu na dostępnej po-wierzchni tworzywa, zamiast do pozostawania w zawiesze-niu w środowisku wodnym, takim jak mocz [27]. Źródłem drobnoustrojów wywołujących CA-UTI są w równej mie-rze endogenna mikrobiota pacjenta pochodząca z pmie-rze- prze-wodu pokarmowego i skóry oraz egzogenna pochodzą-ca ze środowiska szpitalnego. Około 80% drobnoustrojów przemieszcza się na drodze chemotaksji po zewnętrznej powierzchni cewnika. Pozostałe 20% mikroorganizmów migruje do pęcherza moczowego poprzez światło cewni-ka, przenosząc drobnoustroje z worka z moczem [16]. Fakt migracji mikroorganizmów po zewnętrznej powierzch-ni cewpowierzch-nika oraz znaczącej w tym procesie roli bakteryjnej macierzy zewnątrzkomórkowej wydaje się być niedocenio-ny. Z tej perspektywy staje się zasadne poszukiwanie me-tod skutecznie redukujących drobnoustroje, które poten-cjalnie mogą wywołać zakażenia w drogach moczowych. Jednym ze sposobów, którym warto się zainteresować, jest dobór antyseptyku do dekontaminacji skóry i błon śluzo-wych działającego aktywnie wobec form planktonicznych
i biofilmowych mikroorganizmów. Do tego celu niezbęd-ne jest poznanie mikrobioty środowiska pacjenta wraz z le-kowrażliwością oraz badanie aktywności przeciwdrobno-ustrojowej względem stosowanych antyseptyków [30]. Wy-niki badań własnych są zbieżne z wynikami opublikowany-mi przez Bartoszewicz i wsp. Zespół z Wrocławia przepro-wadził badania, których celem była ocena wpływu dichlo-rowodorku oktenidyny na powstawanie oraz redukcję two-rzonego biofilmu na cewnikach moczowych. Uzyskane wy-niki potwierdziły, że dichlorowodorek oktenidyny w 99,9% zapobiega powstawaniu struktury biofilmu na powierzch-ni cewpowierzch-ników moczowych, bez względu na rodzaj materia-łu, z jakiego były wytworzone [16]. Jak wykazano, biofilm chroni drobnoustroje przed odpowiedzią immunologiczną organizmu, a w badaniach in vitro stwierdzono brak możli-wości eradykacji patogenów w postaci biofilmu za pomocą antybiotyków nawet w bardzo dużych stężeniach [31–33]. I chociaż autorzy polskich ,,Rekomendacji profilaktyki za-każeń w oddziałach intensywnej terapii” nie zalecają sto-sowania antyseptyków do higieny ujścia cewki moczowej przed wprowadzeniem cewnika moczowego, uzasadnia-jąc to brakiem badań dotyczących efektywności takiego po-stępowania w profilaktyce CA-UTI, to z perspektywy uzy-skanych wyników zasadne wydaje się kontynuowanie ba-dań związanych z wykorzystaniem wszelkich metod mi-nimalizujących ryzyko powstawania biofilmu na biomate-riale [34]. Zastosowanie preparatu antyseptycznego o po-twierdzonej skuteczności w trakcie wprowadzania cewni-ka moczowego obniża ryzyko rozwoju bakterii produkują-cych śluz, a odpowiednia pielęgnacja pacjenta z cewnikiem moczowym zapobiega powstawaniu macierzy zewnątrzko-mórkowej, a tym samym może przyczynić się do redukcji infekcji związanych z obecnością cewnika [35]. Niezwy-kle ważne jest, aby antyseptyk stosowany do dekontamina-cji skóry i błon śluzowych odznaczał się możliwie szerokim spektrum działania, a w świetle ostatnich doniesień doty-czących roli, jaką odgrywa biofilm w powstawaniu zakażeń związanych z dostępem naczyniowym, oddziaływał także Ryc. 4. Porównanie aktywności antyseptyków względem form
plankto-nicznych drobnoustrojów Gram-dodatnich.
Ryc. 5. Porównanie aktywności antyseptyków względem form biofilmo-wych drobnoustrojów Gram-dodatnich.
na bakterie produkujące śluz [36]. Odpowiednio dobrany antyseptyk powinien skutecznie eradykować drobnoustroje przebywające na cewniku w formie biofilmowej.
WNIOSKI
1. Najskuteczniejszym antyseptykiem względem form biofilmowych oraz planktonicznych testowanych drobnoustrojów Gram-ujemnych była oktenidyna. 2. Względem drobnoustrojów Gram-dodatnich
w for-mie biofilmowej wszystkie antyseptyki wykazywa-ły zbliżoną aktywność przeciwdrobnoustrojową, a w formie planktonicznej oktenidyna i poliheksani-dyna cechowały się zbliżoną skutecznością.
KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono.
PIŚMIENNICTWO
1. Tambyah PA. Catheter-associated urinary tract infections: diagnosis and pro-phylaxis. Int J Antimicrob Agents 2004;24(Suppl. 1):S44– S48.
2. Edwards JR, Peterson KD, Andrus ML et al. National Healthcare Safety Ne-twork (NHSN) report, data summary for 2006 through 2007, issued Novem-ber 2008. Am J Infect Control 2008;36(9):609– 626.
3. Richards MJ, Edwards JR, Culver DH, Gaynes RP. Nosocomial infections in me-dical intensive care units in the United States. National Nosocomial Infec-tions Surveillance System. Crit Care Med 1999;27(5):887– 892.
4. Richards MJ, Edwards JR, Culver DH, Gaynes RP. Nosocomial infections in combined medical-surgical intensive care units in the United States. Infect Control Hosp Epidemiol 2000;21(8):510– 515.
5. Klevens RM, Edwards JR, Richards CL Jr. Estimating health care-associated in-fections and deaths in U.S. hospitals. Public Health Rep 2007;122(2):160– 166. 6. Tambyah PA, Halvorson KT, Maki DG. A prospective study of pathoge-nesis of catheter-associated urinary tract infections. Mayo Clin Proc 1999;74(2):131– 136.
7. Bulanda M. Postacie kiniczne zakażeń szpitalnych. In: Heczko PB (ed.). Mi-krobiologia. Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa, 2006, pp. 339– 344. 8. Kamińska W. Zakażenia szpitalne układu moczowego. In: Dzierżanowska D,
Jeljaszewicz J (eds). Zakażenia Szpitalne. α-medica Press, Bielsko-Biała, 2008, pp. 358– 375.
9. Giedrys– Kalmeba S, Jursa J. Zakażenia dróg moczowych na oddziałach uro-logicznych. Prz Urol 2007;4(44):98– 102.
10. Donlan RM. Biofilms: microbial life on surfaces. Emerg Infect Dis 2002;8(9):881– 890.
11. Bartoszewicz M, Junka A. Biofilm Based Wound Care: strategia leczenia ran przewlekłych objętych procesem infekcyjnym wywołanym przez drobno-ustroje w formie biofilmowej. Leczenie Ran 20129(1):1– 6.
12. Watnick P, Kolter R. Biofilm, city of microbes. J Bacteriol 2000;182(10):2675– 2679. 13. Costerton JW, Lewandowski Z, DeBeer D, Caldwell D, Korber D, James G.
Biofilms, the customized microniche. J Bacteriol 1994;176(8):2137– 2142.
crobial biofilms. Annu Rev Microbiol 1995;49:711– 745.
15. Stewart PS, Costerton JW. Antibiotic resistance of bacteria in biofilms. Lancet 2001;358(9276):135– 138.
16. Bartoszewicz M, Secewicz A. Biofilm w zakażeniach odcewnikowych układu moczowego – etiologia i metody prewencji. Prz Urol 2008;2(48).
17. Bartoszewicz M, Nowicka J, Przondo-Mordarska A. Zdolność produkcji śluzu gronkowców koagulazo-ujemnych w zakażeniach odcewnikowych. Mikro-biologia Medycyna 2003;1(34):20– 23.
18. Costerton JW, Stewart PS, Greenber EP. Bacterial biofilms: a common cause of persistent infections. Science 1999;284(5418):1318– 1322.
19. Fux CA, Costerton JW, Stewart PS, Stoodley P. Survival strategies of infectious biofilms. Trends Microbiol 2005;13(1):34– 40.
20. Shuman EK, Chenoweth CE. Recognition and prevention of healthcare-as-sociated urinary tract infections in the intensivecare unit. Crit Care Med 2010;38(Suppl. 8):S373– S379.
21. Infectious Diseases Society of America. Diagnosis, prevention, and treatment of catheter-associated urinary tract infection in adults: 2009 international cli-nical practice guidelines from the Infectious Diseases Society of America. IDSA (online) 2009; https://www.idsociety.org/uploadedFiles/IDSA/Guideli-nes-Patient_Care/PDF_Library/Comp%20UTI.pdf
22. Ha US, Cho Yh. Catheter-associated urinary tract infectons: new aspects of novel urinary catheter. Int J Antimicrob Agents 2006;28(6):485– 490. 23. Ganderton L, Chawla J, Winters C, Wimpenny J, Stickler D. Scaning elektron
microscopy of bacterial biofilms on indwelling bladder catheters. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1992;11(9):789– 796.
24. Bartoszewicz M, Secewicz A. Powstawanie biofilmu jako patomechanizm zakażeń odcewnikowych – diagnostyka, metody, zapobieganie. Zakażenia 2008;6:71– 75.
25. Saint S, Chenoweth CE. Biofilms and catheter-associated urinary tract infec-tions. Infect Dis Clin North Am 2003;17(2):411– 432.
26. Ostrowska K, Strzelczyk A, Różalski A, Stączek P. Biofilm bakteryjny jako przy-czyna zakażeń układu moczowego – mikroorganizmy patogenne, metody prewencji i eradykacji. Postępy Hig Med Dośw 2013;67:1027– 2033. 27. Costerton J, Lappin-Scott H. Behaviour of bacteria in biofilms. ASM News
1989;55:650– 654.
28. Salyers AA, Whitt DD. Mikrobiologia. Róznorodność, Chorobotwórczość i Śro-dowisko. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, 2003, pp. 30– 37. 29. Presterl E, Lassnigg A, Parschalk B, Yassin F, Adametz H, Graninger W. Clinical
behavior of implant infections due to Staphylococcus epidermidis. Int J Artif Organs 2005;28(11):1110– 1118.
30. Bartoszewicz M, Junka A, Smutnicka D. Wrażliwość klinicznych szczepów Klebsiella pneumoniae na antyseptyki stosowane w leczeniu ran. Forum Za-kazeń 2011;2(4):121– 127.
31. Nicolle LE. Catheter-related urinary tract infection. Drugs Aging 2005; 22(8):627– 639.
32. Warren JW. Catheter-associated urinary tract infections. Int J Antimicrob Agents 2001;17(4):299– 303.
33. Trafny EA. Rola biofilmów w patogenezie zakazeń człowieka. Post Mikrob 2008;47(3):353– 357.
34. Hryniewicz W, Kusza K, Ozorowski T et al. Strategia zapobiegania lekoopor-ności w oddziałach intensywnej terapii. Rekomendacje profilkatyki zakażeń w oddziałach intensywnej terapii. Narodowy Program Ochrony Antybioty-ków (online) 2013; http://www.antybiotyki.edu.pl/pdf/Rekomendacje_pro-filaktyki_zakazen_w_OIT.pdf, pp. 101– 110.
35. Al-Doori Z, Goroncy-Bermes P, Gemmell CG, Morrison D. Low-level exposure of MRSA to octenidine dihydrochloride does not select for resistance. J Anti-microb Chemother 2007;59(6):1280– 1281.
36. Dettenkofer M, Jonas D, Wiechmann C et al. Effect of skin disinfection with octenidine dihydrochloride on insertion site colonization of intravascular ca-therers. Infection 2002;30(5):282–285.
