Oznaczanie biobójczej skuteczności wybranych preparatów dezynfekcyjnych wobec Gram-ujemnych pałeczek wyizolowanych w środowisku szpitalnym - Epidemiological Review

Katarzyna W. Pancer1_{, Agnieszka E. Laudy}3_{, Ewa Mikulak}2_{, Aleksandra Gliniewicz}2_,

Monika Staniszewska2_{, Hanna Stypu³kowska-Misiurewicz}1

BIOBÓJCZA SKUTECZNOŒÆ WYBRANYCH PREPARATÓW DEZYNFEKCYJNYCH WOBEC GRAM-UJEMNYCH PA£ECZEK

WYIZOLOWANYCH ZE ŒRODOWISKA SZPITALNEGO

1_{Zak³ad Bakteriologii Pañstwowego Zak³adu Higieny,}

Kierownik: Marek Jagielski

2_{Zak³ad Zwalczania Ska¿eñ Biologicznych Pañstwowego Zak³adu Higieny,}

Kierownik: Aleksandra Gliniewicz

3_{Zak³ad Mikrobiologii Farmaceutycznej Akademii Medycznej w Warszawie,}

Kierownik: Bohdan J. Staroœciak

Oznaczono wra¿liwoœæ wyizolowanych ze œrodowiska szpitalnego Gram-ujemnych pa³eczek na œrodki dezynfekcyjne (glukoprotaminê, mo-nonadsiarczan potasu i dichloroizocyjanuran sodu) poprzez okreœlenie MIC oraz biobójcz¹ skutecznoœæ preparatów zawieraj¹cych te substancje wobec wybranych szczepów przy u¿yciu metody noœnikowej. Zbadano tak¿e skutecznoœæ tych preparatów wobec Gram-ujemnych pa³eczek wykazuj¹-cych zdolnoœæ do wzrostu w postaci biofilmu.

S³owa kluczowe: Gram-ujemne pa³eczki, biofilm, aktywnoœæ i skutecznoœæ glukoprotaminy, mononadsiarczanu potasu, dichloroizocyjanuranu sodu,

Key words: Gram-negative bacilli, biofilm, activity and effectivity of glucoprotamin, sodium dichloroisocyjanurate, potassium persulfate

WSTÊP

Skutecznoœæ dzia³ania œrodków dezynfekcyjnych zale¿y od wielu czynników, miêdzy innymi od: w³aœciwoœci preparatów, warunków œrodowiska, stopnia zanieczyszczenia de-zynfekowanych powierzchni lub przedmiotów oraz w³aœciwoœci samych mikroorganizmów. Wykazywana zdolnoœæ drobnoustrojów przylegania do powierzchni ró¿nych materia³ów oraz zdolnoœæ wzrostu na niej w postaci biofilmu jest jednym z elementów powoduj¹cych Praca naukowa finansowana ze œrodków Komitetu Badañ Naukowych, jako projekt badawczy nr 3PO5D 106 24 (2003-2006).

nieskutecznoœæ dezynfekcji, mimo wykazywanej in vitro aktywnoœci u¿ytych zwi¹zków (1,2). Takie drobnoustroje mog¹ przetrwaæ w œrodowisku i, co ma szczególne znaczenie w zak³adach opieki medycznej, staæ siê przyczyn¹ zaka¿eñ szpitalnych. Przyjmuje siê, ¿e ok. 50% zaka¿eñ szpitalnych wywo³anych jest przez Gram-ujemne pa³eczki (3,4). Szerze-niu siê zaka¿eñ wywo³anych przez te drobnoustroje sprzyja zdolnoœæ adaptacji do warun-ków œrodowiskowych, niewielkie wymagania pokarmowe, zdolnoœæ do namna¿ania siê poza organizmem cz³owieka oraz naturalna opornoœæ na dzia³anie leków i œrodków dezynfek-cyjnych lub zdolnoœæ do uodpornienia siê na ich dzia³anie (5). ród³em zaka¿enia w szpi-talu mo¿e byæ personel, pacjenci, woda w systemach wodoci¹gowych, nawil¿aj¹cych lub klimatyzacyjnych, powietrze, oraz bytuj¹ce w szpitalu owady. W badaniach w³asnych prze-prowadzonych w latach 2000-2002 stwierdzono, ¿e w 79,2 % szpitali polskich wystêpuj¹ karaczany prusaki (Blatella germanica L.) (6). Owady te mog¹ przyczyniaæ siê do rozprze-strzeniania patogennych drobnoustrojów w œrodowisku szpitalnym, przenosz¹c je biernie na powierzchni swojego cia³a. Na zewnêtrznych pow³okach cia³ karaczanów prusaków stwierdzono m.in. obecnoœæ takich gatunków pa³eczek Gram-ujemnych, jak: Serratia mar-cescens, S. liquefaciens, Enterobacter cloacae, Citrobacter freundii, Klebsiella oxytoca, Pseudomonas aeruginosa i inne (7). Wa¿nym elementem ograniczania zaka¿eñ szpital-nych wywo³ywaszpital-nych przez wielolekooporne szczepy bakteryjne jest systematycznie prze-prowadzana w szpitalach chemiczna dezynfekcja przy u¿yciu ró¿nych œrodków dezynfek-cyjnych (8).

Celem badañ by³o okreœlenie bójczej skutecznoœci wobec Gram-ujemnych pa³eczek wyizolowanych w œrodowisku szpitalnym trzech wybranych preparatów dezynfekcyjnych, zawieraj¹cych w swoim sk³adzie ró¿ne substancje aktywne oraz zbadanie skutecznoœci bójczej tych substancji wobec Gram-ujemnych pa³eczek wykazuj¹cych zdolnoœæ do two-rzenia biofilmu.

MATERIA£ I METODY

S z c z e p y b a k t e r y j n e . Ogó³em przebadano 21 szczepów Gram-ujemnych pa-³eczek wyizolowanych w œrodowisku szpitalnym, w tym 11 – Enterobacter cloacae, 3 – Pseudomonas aeruginosa, 2 – Serratia rubidea, po jednym: Klebsiella pneumoniae, S.mar-cescens, S.liquefaciens, Citrobacter freundii i P.putida. Spoœród badanych 21 szczepów, 12 pochodzi³o z pow³ok karaczanów prusaków od³owionych w piêciu warszawskich szpi-talach, zaœ 9 szczepów wyizolowano od pacjentów; 3 szczepy E. cloacae wyizolowano od osób, u których nie stwierdzono objawów zaka¿enia, natomiast pozosta³e 6 szczepów (3 – E. cloacae, 2 – P. aeruginosa, 1 – K. pneumoniae) od pacjentów z objawami zaka¿enia (tab. I). Szczepy bakteryjne dobierane by³y do badañ z uwzglêdnieniem ich wra¿liwoœci na antybiotyki i chemioterapeutyki oznaczonej metod¹ dyfuzji kr¹¿kowej, zgodnie z zalece-niami National Committee for Clinical Labratory Standards (NCCLS). Interpretacjê od-czytanych stref zahamowania wzrostu przeprowadzano wg tabel NCCLS z 2003 roku.

Badano aktywnoœæ i skutecznoœæ 3 preparatów dezynfekcyjnych zawieraj¹cych: glu-koprotaminê, dichloroizocyjanuran sodu i mononadsiarczan potasu. Preparaty te powszech-nie stosuje siê w placówkach s³u¿by zdrowia do dezynfekcji powierzchni.

O z n a c z a n i e w r a ¿ l i w o œ c i b a k t e r i i n a œ r o d k i d e z y n f e k c y j n e . Aktywnoœæ œrodków dezynfekcyjnych wobec pa³eczek okreœlano poprzez oznaczenie MIC

(najmniejszego stê¿enia hamuj¹cego wzrost bakterii) w pod³o¿u Muller-Hintona II, tj. metod¹ dwukrotnych kolejnych rozcieñczeñ zwi¹zku w pod³o¿u agarowym (dla glukopro-taminy) lub w pod³o¿u p³ynnym (dla mononadsiarczanu potasu i dichloroizocyjanuranu sodu), wed³ug zaleceñ NCCLS dotycz¹cych badania wra¿liwoœci bakterii na antybiotyki. Na pod³o¿a agarowe zawieraj¹ce glukoprotaminê nanoszono 2 µl 10-krotnie rozcieñczo-nej zawiesiny bakterii o gêstoœci 0,5 w skali McFarlanda. Do pod³o¿a p³ynnego zawieraj¹-cego œrodek dezynfekcyjny dodawano zawiesinê bakterii, tak aby koñcowa liczba

pa³e-czek wynosi³a 104 _{CFU/ml. Inkubacjê prowadzono w temp. 35°C przez 18 godz.}

O k r e œ l a n i e b i o b ó j c z e j s k u t e c z n o œ c i p r e p a r a t u m e t o d ¹ n o -œ n i k o w ¹ . Skuteczno-œæ preparatów dezynfekcyjnych w stê¿eniach u¿ytkowych stoso-wanych do dezynfekcji powierzchni oznaczono dla wybranych 9 szczepów bakteryjnych. Doœwiadczenie wykonano zmodyfikowan¹ metod¹ noœnikow¹ opracowan¹ w Pracowni Dezynfekcji Pañstwowego Zak³adu Higieny (9). Metoda ta jest przeznaczona do oceny bakteriobójczego i grzybobójczego dzia³ania chemicznych œrodków dezynfekcyjnych. Do badañ u¿yto roztworów preparatów dezynfekcyjnych w stê¿eniach u¿ytkowych tj.: a) 2% roztwór preparatu zawieraj¹cy 26% glukoprotaminy; b) 0,18 % roztwór preparatu zawie-raj¹cy 99% dichloroizocyjanuranu sodu (1000 ppm aktywnego chloru); c) 2% roztwór preparatu zawieraj¹cy 21,5% mononadsiarczanu potasu. Jako szczep wzorcowy zastoso-wano Pseudomonas aeruginosa NCTC 6749. Do badañ u¿yzastoso-wano zawiesin bakteryjnych o przepuszczalnoœci ustalonej na T=54% (kolorymetr spektralny, d³ugoœæ fali l=560 nm), co

odpowiada liczbie 7,2 x 108 _{CFU/ml dla bakterii Gram-ujemnych. Przygotowan¹}

zawiesi-nê testowanych szczepów bakteryjnych nanoszono na powierzchniê metalowych noœników (ka¿dy szczep na 30 noœników) i suszono. Tak przygotowane noœniki z osadzonymi na nich bakteriami inkubowano w roztworze preparatu o stê¿eniu u¿ytkowym przez 15 minut (glu-koprotamina i dichloroizocyjanuran sodu), lub 10 minut (mononadsiarczan potasu). Na-stêpnie po inaktywowaniu substancji czynnej (15 minut) noœniki umieszczano w próbów-kach z 10 ml pod³o¿a namna¿aj¹cego (TSB) i inkubowano 48 godz. w temperaturze 37°C. Po tym czasie przegl¹dano próbówki i sprawdzano, czy wyst¹pi³ wzrost bakterii w pod³o-¿u. Przyjêto, ¿e roztwór w badanym stê¿eniu dzia³a biobójczo w stosunku do u¿ytych szcze-pów, jeœli nie obserwuje siê wzrostu drobnoustrojów w ¿adnej z 30 probówek, lub w co najmniej 29 probówkach z pod³o¿em wzrostowym, a kontrola jest dodatnia.

O z n a c z a n i e s k u t e c z n o œ c i b ó j c z e j p r e p a r a t ó w w o b e c p a ³ e -c z e k w y k a z u j ¹ -c y -c h z d o l n o œ æ d o t w o r z e n i a b i o f i l m u . Skute-cznoœæ trzech preparatów dezynfekcyjnych w stê¿eniach zalecanych przez producentów oznaczo-no dla 21 szczepów inkubowanych przez 5 dni na drenie. Badane szczepy bakteryjne inku-bowano przez noc w temperaturze 37°C w bulionie od¿ywczym, nastêpnie ka¿dy zaszcze-piano do 55 ml pod³o¿a Mueller-Hinton Broth z zawieszonymi fragmentami drenów z polichlorku winylu o d³ugoœæ 1 cm (dideco,XH implant tested classVI 1/4” x 1/16”), tak

aby gêstoœæ koñcowa hodowli wynosi³a 104 _{CFU/ml. Nastêpnie prowadzono inkubacjê}

w temperaturze pokojowej, z wytrz¹saniem 150 rpm przez 5 dni. Po przep³ukaniu w ja³o-wym fizjologicznym roztworze soli, dreny przenoszono do przygotowanych u¿ytkowych roztworów œrodków dezynfekcyjnych i inkubowano przez 15 minut z wytrz¹saniem. Po ponownym przep³ukaniu, dreny przenoszono do pod³o¿a TSB oraz równolegle do ja³owe-go fizjologiczneja³owe-go roztworu soli. Pod³o¿e TSB wraz z drenem inkubowano przez 72 ja³owe-godz. w temperaturze 37°C. Odczyt wizualny stopnia zmêtnienia pod³o¿a prowadzono po 24, 48

i 72 godz., a wybrane próbki wysiewano na pod³o¿e agarowe. Dreny zanurzone w fizjolo-gicznym roztworze soli poddawano sonikacji (5 minut, amplituda 8000), a uzyskan¹ za-wiesinê wysiewano na pod³o¿e agarowe i inkubowano do 48 godz. w temperaturze 37°C.

WYNIKI

Uzyskane w badaniach wyniki zebrano w tabeli I. Badane szczepy wykaza³y najwiêksz¹ wra¿liwoœæ na glukoprotaminê (MIC od 15,6 do 500,0 mg/L, mediana – 62,5 mg/L). Nato-miast wartoœci MIC pa³eczek dla mononadsiarczanu potasu wynosi³y od 250,0 do 1000,0 mg/L, mediana – 500,0 mg/L, a dla dichloroizocyjanuranu sodu od 1000,0 do 2000,0 mg/ L, mediana – 2000,0 mg/L.

W badaniach metod¹ noœnikow¹ stwierdzono 100% skutecznoœæ bójczego dzia³ania preparatów zawieraj¹cych mononadsiarczan potasu i dichloroizocyjanuran sodu wobec 9 wybranych szczepów bakteryjnych. Preparat zawieraj¹cy glukoprotaminê by³ niesku-teczny wobec 2 z 9 szczepów (18%): E.cloacae (czynnika kolonizuj¹cego pacjenta) i S.marcescens (wyizolowanego z pow³ok karaczana prusaka).

Stwierdzono, ¿e skutecznoœæ preparatów dezynfekcyjnych by³a wielokrotnie ni¿sza wobec bakterii wykazuj¹cych zdolnoœæ przylegania do powierzchni drenu i wzrostu w po-staci biofilmu. Z badanych szczepów inkubowanych przez 5 dni na drenie, 86% by³o opor-nych na u¿ytkowe stê¿enie glukoprotaminy (5200 mg/L) oraz mononadsiarczanu potasu (4300 mg/L), 66,6% – na roztwór zawieraj¹cy 1795,2 mg/L dichloroizocyjanuran sodu.









































VN XW HF ]Q R ü ±  E DG DQ \F K V] F] HS yZ 



RJyáHP



NRORQL]DFMD



LQIHNFMD NDUDF]DQ\



SRFKRG]HQLHV]F]HSyZEDNWHU\MQ\FK



JOXNRSURWDPLQD



GLFKORURL]RF\MDQXUDQVRGX



PRQRQDGVLDUF]DQSRWDVX



Ryc. 1. Skutecznoœæ œrodków dezynfekcyjnych w stê¿eniach u¿ytkowych wobec pa³eczek

Gram-ujem-nych wykazuj¹cych zdolnoœæ do wzrostu w postaci biofilmu

Fig. 1. Effectiveness of disinfectant agent working solutions upon biofilm forming Gram-negative bacilli

Tabela 1. Skutecznoœæ wybranych preparatów dezynfekcyjnych i wra¿liwoœæ na te œrodki Gram-ujemnych pa³eczek wyizolowanych w œrod owisku szpitalnym Table 1. Ef fectiveness of selected disinfectant agents on Gram-negative bacilli isolated from hospital environment and suscepti bility of these bacteria to chosen disinfectants. inkub.* – inkubowanych, R – bakterie oporne na robocze stê¿enia œrodka dezynfekcyjnego; S – bakterie wra¿liwe na robocze stê¿e nia œrodka dezynfekcyjnego; nt – nie badano, St – bakterie oporne na streptomycynê (1 0m g); W – bakterie oporne na trimetoprim (5 mg); SXT – bakterie oporne na kotrimoksazol (2 5m g); A M P – bakterie oporne na ampicylinê (1 0m g). * OX NR SU RW DP LQ D ' LF KO RU RL ]R F\ MD QX UD Q VR GX  0 RQ RQ DG VL DU F] DQ S RW DV X 6N XW HF ]Q R ü   P J / Z RE HF E DN WH ULL LQ NX E   6N XW HF ]Q R ü    P J / Z RE HF E DN WH ULL  LQ NX E  6N XW HF ]Q R ü   P J / Z RE HF E DN WH ULL  LQ NX E  3R FK RG ]H  QL H  V] F] HS yZ  ,G HQ W\ ILN DF MD  2 SR UQ R ü QD  DQ W\ EL RW \N L 0 ,&  P J /  ] QR QL NL HP  P HW DO RZ \P  SU ]H ]  P LQ XW  ] GU HQ HP  SU ]H ]  GQ L 0 ,&  P J /  ] QR QL NL HP  P HW DO RZ \P  SU ]H ]   P LQ XW  ] GU HQ HP  SU ]H ]   GQ L 0 ,&  P J /  ] QR QL NL HP  P HW DO RZ \P  SU ]H ]   P LQ XW  ] GU HQ HP  SU ]H ]  GQ L ( FO RD FD H     5  5     6 5     6 5  ( FO RD FD H 0 ' 5 ( 6% /    6 5     6 6    6 5  . RO RQ L] DF MD  SD FM HQ Wy Z  ( FO RD FD H     QW  5     QW  5    QW  5  ( FO RD FD H 0 ' 5     6 5     6 5    6 5  ( FO RD FD H 6W     QW  5     QW  5    QW  5  ( FO RD FD H     QW  5     QW  5    QW  5  . S QH XP RQ LD H 0 ' 5 ( 6% /    QW  5  QW  QW  5    QW  5  3 DH UX JL QR VD  0 ' 5     QW  5     QW  6   QW  6 3R Z RG XM  FH LQ IH NF MH  3 DH UX JL QR VD  0 ' 5     QW  5     QW  6   QW  5  6 P DU FH VF HQ V 6W     5  5     6 5    6 5  6 UX EL GH D 6W : $ 0 3     QW  5     QW  5     QW  5  6 UX EL GH D :     QW  5     QW  5     QW  5  6 OLT XH ID FL HQ V (6 % /    QW  5     QW  5    QW  5  ( FO RD FD H 6W :     QW  5     QW  5     QW  5  ( FO RD FD H $ 0 3    QW  5     QW  5     QW  5  ( FO RD FD H     6 6    6 6   6 5  ( FO RD FD H     6 6    6 6    6 5  ( FO RD FD H     6 5     6 5     6 5  & IU HX QG LL     QW  5     QW  5    QW  6 3 SX WLG D  6; 7 :     6 6    6 6   6 6 : \V W SX  M FH Q D  SR Z áR ND FK  ND UD F] D Qy Z S UX  VD Ny Z   3 DH UX JL QR VD  6; 7 :     6 5     6 6   6 5 

Spoœród szczepów bakterii inkubowanych na drenie, opornych na dzia³anie 3 œrodków dezynfekcyjnych by³o 13 (62%), na dwa preparaty – 3 szczepy (14%), na jeden zwi¹zek – 4 szczepy (19%), a szczep P.putida by³ wra¿liwy na 3 œrodki dezynfekcyjne (5%). W na-szych badaniach wykazano najwy¿sz¹ skutecznoœæ preparatu zawieraj¹cego dichloroizo-cyjanuran sodu wobec bakterii wykazuj¹cych zdolnoœæ wzrostu w postaci biofilmu, zaœ najni¿sz¹ – mononadsiarczanu potasu. Stwierdzono, ¿e badane preparaty dezynfekcyjne zawieraj¹ce glukoprotaminê i mononadsiarczan potasu s¹ mniej skuteczne od dichloroizo-cyjanuranu sodu wobec pa³eczek Gram-ujemnych izolowanych od pacjentów (ryc. 1).

DYSKUSJA

W ostatnich latach obserwuje siê sta³y wzrost liczby zaka¿eñ wywo³ywanych przez Gram-ujemne pa³eczki. Sta³y siê one jednym z g³ównych, pod wzglêdem czêstoœci wystê-powania, czynników wywo³uj¹cych zaka¿enia szpitalne. Liczne niepowodzenia terapeu-tyczne w leczeniu zaka¿eñ wywo³anych przez Gram-ujemne pa³eczki mog¹ byæ powodo-wane opornoœci¹ szczepów na ró¿ne grupy antybiotyków, chemioterapeutyków, a tak¿e na œrodki dezynfekcyjne. Podobnie jak w przypadku antybiotyków, istnieje prawdopodobnie œcis³a zale¿noœæ pomiêdzy zu¿yciem œrodków dezynfekcyjnych w szpitalach, a wra¿liwo-œci¹ na nie bakterii.

Wykazaliœmy, ¿e spoœród trzech badanych w pracy preparatów dezynfekcyjnych naj-wiêksz¹ aktywnoœæ wobec pa³eczek wykaza³a glukoprotamina. Oznaczone wartoœci MIC wszystkich testowanych bakterii (oprócz 1 szczepu S.marcescens) dla glukoprotaminy by³y od 16 do 64 razy ni¿sze od wartoœci MIC dla dichloroizocyjanuranu sodu i 4-32-krotnie ni¿sze od wartoœci MIC dla mononadsiarczanu potasu. Nie zaobserwowano ró¿nic we wra¿-liwoœci na poszczególne œrodki dezynfekcyjne bakterii izolowanych od pacjentów i wystê-puj¹cych na pow³okach karaczanów-prusaków.

B³êdy w technice odka¿ania, z³y wybór preparatów oraz ich stê¿eñ powoduje wzrost opornoœci na œrodki dezynfekuj¹ce bakterii wystêpuj¹cych w œrodowisku szpitalnym (5). Szczep S.marcescens wyizolowany z powierzchni karaczana-prusaka wykazywa³ bardzo ma³¹ wra¿liwoœæ na glukoprotaminê – wartoœæ MIC wynosi³a 500 mg/L i by³a 8-krotnie wy¿sza od wartoœci MIC dla dwóch szczepów S. rubidea oraz 16-krotnie wy¿sza dla S.liquefaciens. Mo¿na przypuszczaæ, ¿e szczep S.marcescens nale¿a³ do flory szpitalnej. Prawdopodobnie w wyniku stosowania w tej placówce przez d³ugi okres preparatu dezyn-fekcyjnego zawieraj¹cego glukoprotaminê, szczep ten naby³ opornoœci.

Uzyskane wyniki wskazuj¹ na istnienie korelacji miêdzy wra¿liwoœci¹ bakterii na mononadsiarczan potasu i dichloizocyjanuran sodu a skutecznoœci¹ preparatów, zawiera-j¹cych te œrodki w stê¿eniach u¿ytkowych, oznaczon¹ metod¹ noœnikow¹.

Jednak¿e w przypadku glukoprotaminy stwierdzono brak jej skutecznoœci w stê¿eniu 5200 mg/L w stosunku do dwóch szczepów pa³eczek Gram-ujemnych, dla których ozna-czone wartoœci MIC tego œrodka wynosi³y odpowiednio – MIC 62,5 mg/L dla E.cloaceae (izolowany od pacjenta); MIC 500 mg/L dla S.marcescens (izolowany z pow³oki karacza-nów). Prawdopodobnie szczepy te, w odró¿nieniu od pozosta³ych, posiadaj¹ zmienion¹ strukturê os³on komórkowych, o ni¿szej przepuszczalnoœci dla glukoprotaminy, co powo-duje, ¿e czas inkubacji noœnika w roztworze œrodka dezynfekcyjnego jest zbyt krótki, aby spowodowaæ wobec nich efekt bójczy. Natomiast w przypadku okreœlania wra¿liwoœci

bakterii na biocydy, drobnoustroje s¹ inkubowane w obecnoœci tych substancji przez 18 godz., co pozwala na wnikniêcie glukoprotaminy do wnêtrza komórki.

Ponadto wykazaliœmy, ¿e wzrost w postaci biofilmu ogranicza skutecznoœæ œrodków dezynfekcyjnych, mimo ¿e bakterie, w formie planktonicznej, s¹ wra¿liwe na te zwi¹zki. U¿ytkowe stê¿enie glukoprotaminy (5200 mg/L) okaza³o siê nieskuteczne wobec szcze-pów tworz¹cych biofilm, dla których oznaczona wartoœæ MIC by³a wielokrotnie ni¿sza: od 10,4 (S. marcescens) do 333 (P. aeruginosa) razy. Obecnie prowadzonych jest wiele prac nad struktur¹ i mechanizmem powstawania biofilmu. Brak skutecznoœci preparatów de-zynfekcyjnych wobec bakterii tworz¹cych biofilm mo¿e byæ spowodowany przez wiele czynników np.: ni¿sze stê¿enie substancji aktywnej w biofilmie, lub zmienion¹ aktywnoœæ metaboliczn¹, a szczególnie enzymatyczn¹, niektórych bakterii w biofilmie (1,2). Prawdo-podobnie, struktura biofilmu lub jego aktywnoœæ biochemiczna okaza³y siê wiêksz¹ ba-rier¹ wobec mononadsiarczanu potasu ni¿ wobec obu pozosta³ych preparatów. Stwierdzo-no bowiem, ¿e preparat zawieraj¹cy moStwierdzo-nonadsiarczan potasu jest najmniej skuteczny spo-œród badanych zwi¹zków wobec bakterii wykazuj¹cych zdolnoœæ do tworzenia biofilmu, mimo ¿e okreœlone wartoœci MIC dla mononadsiarczanu potasu by³y w zakresie 250-1000 mg/L, a skutecznoœæ preparatu oznaczona metod¹ noœnikow¹ wynosi³a 100%.

WNIOSKI

1. Wzrost bakterii w postaci biofilmu znacznie obni¿a skutecznoœæ preparatów dezynfek-cyjnych, dlatego nale¿y opracowaæ skuteczne metody zapobiegania tworzeniu biofilmu przez mikroorganizmy.

2. Karaczany prusaki bytuj¹ce w szpitalach powinny byæ uznane nie tylko za uci¹¿liwe szkodniki, ale tak¿e za przenosicieli/Ÿród³o patogennych bakterii opornych na œrodki dezynfekcyjne i/lub antybiotyki.

KW Pancer, AE Laudy, E Mikulak, A Gliniewicz, M Staniszewska, H Stypu³kowska-Misiurewicz

BIOACTIVE EFFECTIVENESS OF SELECTED DISINFECTIVE AGENTS ON GRAM-NEGATIVE BACILLI ISOLATED FROM HOSPITAL ENVIRONMENT

SUMMARY

In our study the susceptibility (MIC) of chosen 21 strains of Gram-negative bacilli isolated in hospitals to disinfectant agents (glucoprotamin, sodium dichloroisocyjanurate, potassium persulfa-te), the effectiveness of these disinfectants against selected bacteria and their effectiveness to bio-film forming bacteria was determined. It was found that glucoprotamin showed the highest activity to Gram-negative bacteria. Obtained MIC values for glucoprotamin (except 1 strain of

S.marce-scens) were 16-64 times lower that MICs for sodium dichloroisocyjanurate and 4-32 times lower

that MICs for potassium persulfate. The effectiveness of disinfectants containing potassium persul-fate or sodium dichloroisocyjanurate was 100% tested by carrier method. Glucoprotamin was inef-fective against 2 out of 9 strains (18%): E.cloacae and S.marcescens. It was found that disinfectants were more effective against Gram-negative bacteria in carrier methods than for biofilm forming bacteria. 86% of bacteria growing 5 days on a catheter were resistant to working solution of

disin-fectant containing glucoprotamin (5200 mg/L) or potassium persulfate (4300 mg/L); 66,6% of tested bacteria were resistant to working solution of sodium dichloroisocyjanurate (1795,2 mg/L). In our study the highest effectiveness to biofilm forming bacteria showed disinfectant with sodium dichloroisocyjanurate, the lowest – with glucoprotamin.

PIŒMIENNICTWO

1. Parkar SG, Flint SH, Brooks JD. Physiology of biofilms of thermophilic bacilli-potential consequ-ences for cleaning. I Ind Microbiol Biotechnol 2003;30:553-60.

2. Costerton JW, Stewart PS, Greenberg EP. Bacterial Biofilms: a common cause of persistent infec-tions. Science 1999;284:1318-22.

3. Heczko P, Bulanda M, Jeljaszewicz J, i in. Nadzór nad zaka¿eniami szpitalnymi w Polsce – stan aktualny i mo¿liwoœci rozwoju. Przegl Epidemiol 2000;54:247-57.

4. Hsueh P-R, Chen M-L, Sun C-C, i in. Antimicrobial Drug Resistance in Pathogens Causing Noso-comial Infections at a University Hospital in Taiwan, 1981-1999. Emerg Infect Dis 2002;8:63-68. 5. Bielicka A, Janowska J, Jaszczuk E, i in. Dezynfekcja szpitalna – teoria i praktyka. Wyd 1.

Warsza-wa: Wydawnictwa Lekarskie PZWL;1979:70

6. Gliniewicz A, Sawicka B, Czajka E. Ocena zagro¿enia i mo¿liwoœci zwalczania owadów – szkod-ników sanitarnych w szpitalach w Polsce. Przegl Epidemiol 2003;57:329-34.

7. Czajka E, Pancer K, Kochman M i in. Charakterystyka bakterii wyizolowanych z powierzchni cia³a karaczanów prusaków wystêpuj¹cych w œrodowisku szpitalnym. Przegl Epidemiol 2003;57: 655-62.

8. Czajka E, Gliniewicz A, Zió³kowska K, i in. Dzia³anie œrodków dezynfekcyjnych na wybrane szczepy bakteryjne wyizolowane z karaczanów prusaków od³owionych ze œrodowiska szpitalnego. W: Materia³y z V Miêdzynarodowego Sympozjum „Stawonogi paso¿ytnicze, alergogenne i jado-wite – znaczenie medyczne i sanitarne”; 2003, maj 12-15, Kazimierz Dolny:27.

9. Krzywicka H, Janowska J, Tadeusiak B, i in. Metoda okreœlania stê¿eñ u¿ytkowych preparatów dezynfekcyjnych. Metoda noœnikowa. Warszawa: Wydawnictwa Metodyczne PZH, 1993. Otrzymano: 23.08.2004

Adres autorów: Katarzyna Pancer

Pañstwowy Zak³ad Higieny, ul. Chocimska 24, 00-791 Warszawa