OZNACZANIE POZOSTAŁOŚCI AZAPERONU I KARAZOLOLU
W NERKACH ZWIERZĄT METODĄ LC-MS/MS
DETERMINATION OF AZAPERONE AND CARAZOLOL RESIDUES IN ANIMALS
KIDNEY USING LC-MS/MS METHOD
Iwona Zawadzka, Lech Rodziewicz
Pracownia Badań Chemicznych Środków Spożywczych, Zakład Higieny Weterynaryjnej, Wojewódzki Inspektorat Weterynarii, Białystok
Słowa kluczowe: azaperon, karazolol, oznaczanie pozostałości, nerka, LC-MS/MS Key words: azaperone, carazolol, residues determination, kidney, LC-MS/MS STRESZCZENIE
Przedstawiono metodę oznaczania azaperonu i karazololu w nerkach trzody. Próbka była ekstrahowana acetonitrylem Analizę przeprowadzono w układzie LC-ESI-MS/MS z zastosowaniem kolumny Luna C18 Phenomenex. Jako standard we-wnętrzny zastosowano haloperidol. Metodę zwalidowano zgodnie z kryteriami Decyzji Komisji nr 2002/657/WE. Średni odzysk próbek wzmocnionych na poziomie 100 μg/kg azaperonu i 25 μg/kg karazololu był w zakresie 91,2-107,0% i 70,8-93,2%. Limit decyzyjny (CCα) i zdolność wykrycia (CCβ) wynosiły odpowiednio dla azaperonu 125,9 μg/kg, 160,0 μg/kg oraz ka-razololu 29,3 μg/kg, 33,3 μg/kg. Zastosowana technika LC-MS/MS spełnia wymagania Decyzji Komisji nr 2002/657/WE. ABSTRACT
The method is presented to analyze azaperone and carazolol in pigs kidney. Samples were extracted with acetonitryle. The determination was performed by LC-ESI-MS/MS. The LC was equipped with column Luna C18 Phenomenex. Haloperidol was used as internal standards. The method was validation according to the criteria of Decision Commission No 2002/657/EC. Recoveries for the level 100 μg/kg azaperone and 25 μg/kg carazolol were in the range 91.2-107.0% and 70.8-93.2%. The limit of decision (CCα) and detection capability (CCβ) was respectively 125.9 μg/kg, 160.0 μg/kg for azaperone and 29.3 μg/kg, 33.3 μg/kg. LC-MS/MS technique fulfill the requirements of Decision Commission No 2002/657/EC.
WSTĘP
Neuroleptyki i β-blokery są stosowane w lecz-nictwie weterynaryjnym w celu złagodzenia stresu zwierząt związanego z załadunkiem oraz transportem do rzeźni. Powszechnie stosowanym neuroleptykiem była chloropromazyna. Z uwagi na dużą toksyczność została ona skreślona z Rejestru Środków Farmaceu-tycznych i Materiałów Medycznych stosowanych wy-łącznie u zwierząt. Obecnie najczęściej stosowanymi neuroleptykiem jest azaperon, zaś z grupy β-blokerów karazolol. Leki te są podawane na kilka godzin przed ubojem. Niekontrolowane i nadmierne stosowanie azaperonu i karazololu powoduje biokumulację ich w organizmie zwierząt. Biorąc to pod uwagę leki te mogą przedostawać się z pożywieniem do organizmu
człowieka. Według decyzji Komisji nr 2002/657/WE obowiązującej od dnia 14 sierpnia 2002 r. azaperon i karazolol zostały zakwalifikowane do grupy B (leki weterynaryjne i zanieczyszczenia) czyli mają wyzna-czoną maksymalną dopuszczalną pozostałość (ang.
maximum residue limit - MRL) i mogą być stosowane
w lecznictwie weterynaryjnym [1]. Główną drogą wy-dalania azaperonu i karazololu u zwierząt jest mocz, co powoduje, że pozostałości tych związków oznacza się w nerkach zwierząt rzeźnych. MRL dla nerek trzody wynosi dla azaperonu100 μg/kg i karazolol 25 μg/kg.
Decyzja Komisji nr 2002/657/WE wprowadza również rodzaje technik pomiaru jakie można stosować w metodach potwierdzających dla grupy B. Wśród metod instrumentalnych przy oznaczaniu pozostałości azaperonu i karazololu w produktach pochodzenia
Adres do korespondencji: Iwona Zawadzka, Pracownia Badań Chemicznych Środków Spożywczych,
Zakład Higieny Weterynaryjnej, Wojewódzki Inspektorat Weterynarii, 15-959 Białystok, ul. Zwycięstwa 26a, tel. 085 65 10 229, e-mail: zawadzka@wiw.bianet.com.pl
zwierzęcego są stosowane chromatografia cieczowa [2, 3] oraz chromatografia cieczowa sprzężona z tandemo-wą spektrometrią mas (LC-MS/MS) [4-7]. Szczególne znaczenia dla zapewnienia jednoznacznej identyfikacji tych związków mają metody potwierdzające gdzie za-stosowanie ma LC-MS/MS. Przekazują one bowiem informacje o strukturze chemicznej analitu.
Na ogół procedura przygotowywania próbek polega na ekstrakcji wstępnej, oczyszczaniu na kolumienkach SPE (Oasis HLB, C-8) lub kolumnach Biomatrix, za-tężaniu otrzymanego ekstraktu i analizie przy zastoso-waniu LC-MS/MS z jonizacją przez elektrorozpylanie (ang. electrospray ionisation – ESI) lub chemiczną pod ciśnieniem atmosferycznym (ang. atmospheric pressure
chemical ionization – APCI). Identyfikacje i oznaczanie
ilościowe prowadzone są w systemie monitorowania wybranych reakcji tworzenia jonów metastabilnych MRM (ang. metastable reaction monitoring).
Celem pracy było opracowanie w oparciu o dane z piśmiennictwa oraz doświadczenie własne metody identyfikacji oraz ilościowego oznaczania azapero-nu i karazololu w nerkach trzody przy zastosowaniu techniki LC-ESI-MS/MS, która spełniałaby zalecenia Decyzji Komisji nr 2002/657/WE.
MATERIAŁ I METODY
Materiał
Materiał do badań stanowiły próbki tkanki nerek pocho-dzące od trzody. Do czasu analizy próbki były przecho-wywane w temp. poniżej -20°C. Przed rozpoczęciem badania próbkę nerki doprowadzano do temperatury pokojowej.
Odczynniki
Substancja wzorcowa azaperonu (Dr. Ehrensthorfer), substancja wzorcowa karazololu (Dr. Ehrensthorfer), standard wewnętrzny haloperidol (TCI), metanol LC-MS, acetonitryl LC-LC-MS, acetonitryl cz.d.a, kwas octowy lodowaty, woda przynajmniej o trzecim stopniu czysto-ści, zgodnie z normą PN-EN ISO 3696:1999/A1:2004, filtry wirówkowe YM-10 (Millipore).
Roztwory wzorcowe
Roztwory podstawowe w metanolu o stężeniu 1,0 µg/ml sporządzano przez rozpuszczenie 10 mg azaperonu i karazololu w metanolu. Standard wewnętrzny halope-ridolu o stężeniu 5,0 ng/ml sporządzono w metanolu. Roztwory podstawowe przechowywano w temperaturze poniżej -200C.
Przygotowanie próbki
Próbkę tkanki nerek rozdrabniano przy użyciu ma-szynki do mielenia mięsa. Odważano 5 g próbki do pro-bówek wirówkowych o pojemności 100 ml. Do każdej probówki dodawano po 1,0 ng standardu wewnętrznego oraz 20 ml acetonitrylu. Próbki umieszczano w łaźni ul-tradźwiękowej i ekstrahowano przez 10 min. Następnie wirowano je przez 10 min przy szybkości. 3500 obr/min w temperaturze 4°C. Pobierano po 2 ml uzyskanego ekstraktu do probówek o poj. 10ml i odparowywano do sucha w bloku grzejnym w temp. 45-50°C w strumieniu azotu. Odparowane ekstrakty rozpuszczano w 1,0 ml mieszaniny metanolu do HPLC z wodą 50:50 (V1+V2). W celu usunięcia białka całość dokładnie mieszano i przepuszczano przez filtry wirówkowe YM-10.
Krzywą wzorcową wykonano metodą wzorca wewnętrznego. W tym celu wykorzystano matrycę zerową (próbki tkanek nerek, w których nie stwier-dzono pozostałości azaperonu i karazololu). Mierzono stosunek odpowiedzi spektrometru mas na różne ilości azaperonu m/z 328→165 i karazololu 299→116 do odpowiedzi na stalą ilość standardu wewnętrznego 376→165. Stosunek tych odpowiedzi wykreśla krzywe wzorcowe względem ilości azaperonu i karazololu. Krzywe wzorcowe sporządzano w oparciu o próbki wzmocnione (minimum 5 punktów) na poziomie 0,0 - 200 mg/kg dla azaperonu i 0.0 - 50 mg/kg karazololu. Zawartość azaperonu i karazololu w próbce obliczano z krzywej wzorcowej.
Analiza LC-ESI-MS/MS
Do rozdziału azaperonu i karazololu stosowano chromatograf cieczowy firmy Agilent 1100 wyposażony w pompę binarną oraz analityczną kolumnę chromato-graficzną Luna C18 (2) (150 x 2 mm, wielkość ziarna 3 μm) (Phenomenex, Torrance, USA) wraz z preko-lumną o tym samym wypełnieniu. Warunki analizy LC:
Tabela 1. Monitorowanie przejścia MRM azaperonu i karazololu oraz standardu wewnętrznego haloperidolu MRM transitions monitored for azaperone and carazolol and internal standard haloperidol
Oznaczany związek Przejścia
MRM (m/z) kolizyjna (eV)Energia Względne natężenie jonów± tolerancja (%)
Azaperon 328→165*
328→121 2929 73±20
Karazolol 299→116*
299→222 2020 29±25
Haloperidol (IS) 376→165* 37
przepływ przez kolumnę 300 μl/min, temp. kolumny 25°C, dozowana objętość 10 μl, faza ruchoma A ─ metanol do LC-MS, B─ 0,05% kwas octowy, gradient stężeń 0,0 ─ 3,0 min B 100; 3,0 ─ 12,0 min B 0,0%; 12 ─ 12,3 min B 100% i 12,3 ─ 30 min B 100%.
Do identyfikacji i oznaczania ilościowego azapero-nu i karazololu w nerkach trzody stosowano spektro-metr mas API 3000 (Applied Biosystems, Foster City, CA, Canada) sprzężony z chromatografem cieczowym (układ LC-ESI-MS-MS) oraz zawór odcinający (Valco instrument Co. Inc., Huston, TX, USA). Warunki ana-lizy ESI-MS-MS: polaryzacja dodatnia, gaz koana-lizyjny azot, energia kolizyjna 20 eV, temperatura kapilary 450°C, napięcie kapilary elektrospreju (ESI) 4500V, tryb pracy MRM, czas przemiatania 150 ms. Identy-fikację i oznaczanie ilościowe azaperonu i karazololu prowadzono w systemie monitorowania wybranych reakcji tworzenia jonów metastabilnych MRM. W ta-beli 1 przedstawiono przejścia MRM oraz ich energię kolizyjną.
WYNIKI I DYSKUSJA
W procesie walidacji sprawdzono czy opracowa-na metoda ozopracowa-naczania pozostałości neuroleptyków i β-blokerów w tkance nerek spełnia kryteria zawarte w decyzji Komisji nr 2002/657/WE stawiane metodom potwierdzającym przy zastosowaniu układu LC-MS/MS niskiej rozdzielczości. Według ww. decyzji Komisji opracowana metoda powinna posiadać minimum trzy punkty identyfikacyjne, stosunek sygnału do szumu dla każdego jonu diagnostycznego musi wynosić ≥3:1 oraz względne natężenie jonów diagnostycznych (% pola powierzchni piku pola jonu macierzystego) powinno znajdować się w granicach tolerancji. Stwierdzono, że metoda posiada cztery punkty identyfikacyjne. Jonom macierzystym oznaczanych analitów przypisywany jest 1 punkt zaś jonom potomnym pierwszej generacji 1,5 punktu. Zarówno w przypadku azaperonu jak i ka-razololu mamy jon macierzysty (azaperon 328 m/z, karazolol 299 m/z) i dwa jony potomne pierwszej
ge-a b
Ryc. 1. Chromatogram MRM z ekstraktu nerki trzody - matryca (a) i próbka wzmocniona na poziomie 100 Pg/kg azaperon; 25 Pg/kg karazolol (b)
MRM Chromatograms of pig kidney extract matrix (a) and spiked sample at 100 Pg/kg azaperone; 25 Pg/kg carazolol (b)
azaperon
karazolol
haloperidol
Ryc. 1. Chromatogram MRM z ekstraktu nerki trzody - matryca (a) i próbka wzmocniona na poziomie 100 mg/kg azape-ronu; 25 mg/kg karazololu (b)
MRM Chromatograms of pig kidney extract matrix (a) and spiked sample at 100 mg/kg azaperone; 25 mg/kg carazolol (b)
neracji (azaperon 165,121 m/z, karazolol 116, 122 m/z) czyli w sumie 4 punkty. Stosunek sygnału do szumu dla każdego przejścia jest ≥3. Na rycinie 1 przedstawiono MRM chromatogramu matrycy i próbki nerki trzody wzmocnionej azaperonem na poziomie 100 mg/kg i karazololem na poziomie 25 mg/kg.
Obliczone względne natężenie jonów diagnostycz-nych mieściło się w granicach tolerancji. Dla azaperonu było ono w granicach 68-84 %, zaś dla karazololu 24-35 %. Średnie względne natężenie jonów oraz dopuszczal-ne tolerancje podano w tabeli 1.
Opracowana metoda została zwalidowana zgodnie z zaleceniami zawartymi w decyzji Komisji nr 2002/657/ WE. Dla każdej matrycy wyznaczono następujące para-metry statystyczne metody: specyficzność, liniowość, powtarzalności, poprawność (odzysk), dokładność (błąd względny), odtwarzalności wewnątrzlaboratoryjną oraz limit decyzyjny wartości granicznej (CCa) i zdolności wykrycia (CCb).
Specyficzność metody zbadano przy użyciu pró-bek ślepych odczynnikowych (odczynniki stosowane w procesie analitycznym), matryc nerek oraz matryc wzbogaconych pochodzących od trzody. Stwierdzono, że opracowana metoda jest specyficzna dla oznaczanych związków.
Określono liniowość krzywej wzorcowej wyko-rzystując przejścia dla poszczególnych jonów o m/z azaperonu i karazololu oraz standardu wewnętrznego haloperidolu. Współczynnik korelacji krzywych wzor-cowych wykonanych na próbkach wzmocnionych dla poszczególnych związków wynosił ≥ 0,998.
Według decyzji Komisji nr 2002/657/WE powta-rzalność, poprawność oraz odtwarzalność wewnątrz-laboratoryjna została obliczona na podstawie próbek wzbogaconych na poziomie 0,5, 1,0 i 1,5-krotności dopuszczalnego MRL co odpowiada 50, 100, 150 mg/kg dla azaperonu i 12,5, 25, 37,5 mg/kg dla karazololu. Powtarzalność, poprawność oraz dokładność została obliczona na podstawie analizy próbek wykonanych na tym samym przyrządzie pomiarowym i przez tego samego operatora.
Odtwarzalność wewnątrzlaboratoryjna została wykonana w trzech różnych dniach na tym samym
Tabela 2. Statystyczna charakterystyka metody oznaczania azaperonu i karazololu w nerkach trzody
Statistical characteristics of the method for azaperone and carazolol determination in the pig kidneys
Parametr Azaperon Karazolol Poziom akceptacji
Poziom wzmocnienia (μg/kg) 100 25
Wartość średnia (μg/kg) 97,7 20,7
Współczynnik zmienności powtarzalności (%) 10.4 10,2 20
Średni błąd względny -2,3 -17,4 -20 do +10
Zakres odzysku (%) 91,2 - 107,0 70,8 - 93,2
Średni odzysk (%) 101,4 83,2 60 - 120
Współczynnik zmienności odtwarzalności (%) 15,8 13,9 Limit decyzyjny CCα (μg/kg) 125,9 29,3 Zdolność wykrycia CCβ (μg/kg) 160,0 33,3
przyrządzie pomiarowy przez różnych operatorów. CCa i CCb obliczono na podstawie krzywych kalibracji wy-znaczonych na postawie próbek wzmocnionych zgod-nie z PN-ISO 11843-2 [8]. Obliczone współczynniki zmienności powtarzalności (CV%) były niższe od 12,8 % dla azaperonu przy wzmocnieniu od 50 do 150 mg/kg i 14,2 %, dla karazololu przy wzmocnieniu w zakresie 12,5 - 37,5 mg/kg. Współczynniki zmienności odtwa-rzalności wewnątrzlaboratoryjnej były poniżej 16,1 % dla azaperonu i 18,5 % dla karazololu. Średni odzysk mieścił się dla azaperonu w zakresie 94,7 - 101,4 %, a dla karazololu 83,2 – 88,0 %.
Uzyskane parametry statystyczne metody oznacza-nia azoperonu i karazololu w nerkach na poziomie MRL 100 i 25 mg/kg przedstawiono w tabeli 2.
Opracowana metoda oznaczania azaperonu i kara-zololu w nerkach trzody spełnia postanowienia decyzji Komisji nr 2002/657/WE.
WNIOSKI
Przedstawiona metoda identyfikacji i oznaczania azaperonu i karazololu w nerkach trzody przy zasto-sowaniu układu LC-ESI-MS-MS spełnia wymagania zawarte w decyzji Komisji nr 2002/657/WE i jest odpowiednia do stosowania w badaniach kontrolnych pozostałości tych związków w nerkach trzody.
PIŚMIENNICTWO
1. Decyzja Komisji z dnia 14 sierpnia 2002 r. nr 2002/657/ WE wykonująca dyrektywę Rady 96/23 dotyczącą wy-ników metod analitycznych i ich interpretacji.
2. Cerkvenik-Flajs V.: Determination of residues of aza-perone in kidneys by liquid chromatography with fluorescence detection. Anal. Chim. Acta 2007, 586, 374-382.
3. Rudolph M., Steinhart H.: Determination of carazolol in tissue of pigs by high-performance liquid chromatogra-phy. J. Chromatogr. 1987, 392, 371-378.
4. Delahaut Ph., Brasseur P., Dubois M.: Multiresidue method for tranquillisers, xylazine, and a β-blocker in
animal production by liquid chromatography-tandem mass spectrometry. J. Chromtogr. A. 2004, 1054, 373-378.
5. Delahaut Ph., Levaux C., Eloy C.: Validation of a method for detecting and quantifying tranquillisers and a β-bloc-ker in pig tissues by liquid chromatography-tandem mass spectrometry. Anal. Chim. Acta 2003, 483, 335-340. 6. Fluchard D. Kiebooms S. Dubois M.: Determination of a
method for detecting and quantifying azaperone, azaperol ana carazolol in pig tissues by liquid chromatography-tandem mass spectrometry. J. Chromatogr. B. 2006, 744, 139-147.
7. Govaert Y., Batjoens P., Tsilikas K.: Multi-residue analy-sis of tranquillizers in meat: confirmatory assays using mass spectrometry. Analyst 1998, 123, 2507-2512. 8. PN-ISO 11843-2: Zdolność wykrywania – Cz. 2:
Metro-logia w przypadku kalibracji liniowej. PKN, lipiec 2003, 19, 1-13.
Otrzymano: 01.04.2008
