Praca poglądowa
Walka z
Clostridioides difficile w obszarze medycznym. Związki
i preparaty aktywne w walce ze sporami
Fight against
Clostridioides difficile in medicine. Compounds and preparations in the
fight against spores
✎
Agnieszka ChojeckaNarodowy Instytut Zdrowia Publicznego – Państwowy Zakład Higieny w Warszawie
m
Agnieszka Chojecka: Narodowy Instytut Zdrowia Publicznego – Państwowy Zaklad Higieny, ul. Chocimska 24, 00–791 Warszawa Tel.: 22 54 51 366, achojecka@pzh.gov.plWpłynęło: \ Zaakceptowano: \ Opublikowano on-line:
Cytowanie: Chojecka A. Walka z Clostridioides difficile w obszarze medycznym. Związki i preparaty aktywne w walce ze sporami. Zakażenia XXI wieku 2020;3(1):1–. 10.31350/zakazenia/2020/1/Z2020005
Streszczenie:
Clostridioides difficile jest bakterią odpowiedzialną za występowanie zakażeń w placówkach opieki zdrowotnej. Rozprze-strzenianie się tego patogenu jest uwarunkowane wytwarzaniem spor, form przetrwalnikowych odpornych na czynni-ki fizyczne i chemiczne, mogących przeżywać na powierzchniach nawet ponad pięć miesięcy. Zakażenia Clostridioides difficile zwalcza się przez: izolację/kohortację osób chorych lub będących nosicielami; stosowanie nowych rozwiązań technicznych umożliwiających zamkniętą zbiórkę kału podczas biegunek wywołanych przez Clostridioides difficile; za-pewnienie dostępności akcesoriów do higieny rąk oraz jej wykonywanie, to jest mycie rąk wodą z mydłem, a następnie przeprowadzanie dezynfekcji; zwalczanie spor na powierzchniach za pomocą preparatów dezynfekcyjnych o potwier-dzonym działaniu sporobójczym wobec Clostridioides difficile, zgodnie z obowiązującą w obszarze medycznym nową normą PN-EN 17126:2019-01.
Słowa kluczowe: Clostridioides difficile, dezynfekcja, działanie sporobójcze, PN-EN 17126, obszar medyczny Abstract:
Clostridioides difficile is a bacterium responsible for the occurrence of healthcare-associated infections. The spread of this pathogen is associated with the production of spores, resistant to physical and chemical agents, which can survive on surfaces for more than 5 months. Fighting infection caused by Clostridioides difficile is associated with isolation/ cohortation of the sick and carriers; using new technical solutions enabling feces collection during diarrhea caused by Clostridioides difficile; ensuring access to hand hygiene accessories and observing hand hygiene by washing hands with soap and water followed by disinfection; combating spores from surfaces with disinfectants with confirmed sporicidal ac-tivity against Clostridioides difficile according to the PN-EN 17126:2019-01, a new standard available in the medical area.
Clostridioides difficile jest bakterią Gram-dodatnią, bez-względnie beztlenową, coraz częściej odpowiedzialną za wy-stępowanie zakażeń szpitalnych. Według danych NIZP-PZH w 2017 roku w Polsce stwierdzono 11 667 zachorowań wy-wołanych przez Clostridioides difficile, a leczeniu szpital-nemu poddano 88,1% chorych [1]. Clostridioides difficile jest odpowiedzialne za schorzenia przewodu pokarmowe-go, w tym biegunki oraz rzekomobłoniaste zapalenie je-lita grubego [1, 2]. Za występowanie objawów zapalnych wywołanych przez Clostridioides difficile odpowiedzial-ne są toksyny A i/lub B oraz enzymy hydrolityczodpowiedzial-ne [3]. Clostridioides difficile ma również zdolność wytwarzania spor, które z uwagi na zwiększoną przeżywalność w śro-dowisku, w tym w organizmie pacjenta, mogą przyczy-niać się do powstawania zakażeń oraz do ich nawrotów. Szczególnie trudnym do zwalczania szczepem jest wysoce toksynotwórczy szczep Clostridioides difficile R027, który w odróżnieniu od innych szczepów wytwarza większe ilo-ści toksyn A i B oraz toksynę binarną o aktywnoilo-ści ADP--rybozylotransferazy, uczestniczącą w apoptozie komórek i przyczyniającą się do znacznego uszkodzenia tkanek [2, 3]. Clostridioides difficile R027 jest zdolne do wytwarzania du-żej ilości spor o zwiększonej oporności na antybiotyki. Z uwagi na to istnieje wysokie ryzyko zakażenia egzogenne-go, szczególnie w środowisku szpitalnym. Ryzyko przeniesie-nia zakażeprzeniesie-nia Clostridioides difficile z powierzchni nieożywio-nych jest szacowane na poziomie 30% [4]. Zwiększone ryzyko zakażenia szczepami Clostridioides difficile występuje u osób długotrwale hospitalizowanych, leczonych antybiotykami o szerokim spektrum działania, osób w wieku powyżej 65 lat oraz z osłabionym systemem odporności czy też podda-wanych zabiegom związanym z układem pokarmowym [2]. Zwalczanie zakażeń Clostridioides difficile wiąże się ze stoso-waniem antybiotykoterapii, przeszczepami flory jelitowej jak również z promowaniem zachowań prewencyjnych mających na celu ograniczenie rozprzestrzeniania się tego patogenu.
Sposoby walki ze sporami Clostridioides
difficile w obszarze medycznym
Ograniczenie transmisji zakażeń Clostridioides difficile w obszarze medycznym polega m.in. na izolacji lub kohorta-cji chorych, zbiórce kału w systemach zamkniętych oraz od-powiedniej dekontaminacji środowiska szpitalnego, w tym otoczenia chorego, dekontaminacji narzędzi używanych do zabiegów jak również na przestrzeganiu zasad mycia i dezynfekcji rąk przez personel medyczny i pacjentów [1].
Izolacja/kohortacja chorych
Pacjent zakażony Clostridioides difficile powinien zostać poddany izolacji kontaktowej, a jeśli tego typu prewencja
nie jest możliwa, powinien zostać poddany kohortacji ra-zem z innymi pacjentami zakażonymi lub skolonizowanymi Clostridioides difficile [1]. Obszar izolowany powinien być wyposażony w wydzielone pomieszczenie higieniczno-sa-nitarne, dostępne tylko dla pacjentów zakażonych Clostri-dioides difficile. W pomieszczeniu powinny się znajdować akcesoria do higieny rąk: umywalka z baterią uruchamia-ną bez kontaktu z dłonią, dozownik z mydłem, dozownik ze środkiem dezynfekcyjnym, jednorazowe ręczniki pa-pierowe, pojemnik na zużyte ręczniki. Pomieszczenie po-winno być wyposażone w śluzę umywalkowo-fartuchową z wydzielonym miejscem na odzież czystą i brudną. Odzież brudna powinna być magazynowana w zamykanych pojem-nikach. W śluzie powinna się znajdować umywalka z baterią uruchamianą bez kontaktu z dłonią, dozowniki z mydłem w płynie i z preparatem dezynfekcyjnym, również urucha-miane bez kontaktu z dłonią, pojemnik z jednorazowymi ręcznikami papierowymi oraz pojemnik na zużyte ręczniki. Sposób organizacji pomieszczeń przeznaczonych do izola-cji pacjentów oraz ich wyposażenie określa rozporządzenie Ministra Zdrowia w sprawie wymagań, jakim powinny pod względem fachowym i sanitarnym odpowiadać pomieszcze-nia i urządzepomieszcze-nia podmiotu wykonującego działalność lecz-niczą [5]. W izolatkach powinno panować ciśnienie niższe niż na korytarzu i śluzie, co zapobiega wydostaniu się bakte-rii oraz ich spor z izolatek.
Zbiórka kału w systemach zamkniętych
Dobrą praktyką w opiece nad pacjentem z biegunką wy-wołaną przez Clostridioides difficile jest stosowanie zamknię-tych systemów do kontrolowanej zbiórki stolca. Systemy te umożliwiają prowadzenie bilansu płynów u pacjentów le-czonych z powodu biegunek oraz dzięki swojej szczelności zapobiegają rozprzestrzenianiu się zakażeń Clostridioides difficile. Zapobiegają również uszkodzeniom skóry u pa-cjentów oraz zapewniają im większy komfort podczas le-czenia. Stosowanie zamkniętych systemów do zbiórki stolca ułatwia personelowi medycznemu opiekę nad pacjentem oraz umożliwia bardziej skuteczną kontrolę zakażeń, w tym wywołanych przez Clostridioides difficile, szczególnie na od-działach intensywnej terapii [6].
Zasady mycia i dezynfekcji rąk
Mycie rąk jest niezbędnym elementem higieny rąk w przypadkach zakażeń Clostridioides difficile. Ręce należy myć ciepłą bieżącą wodą i mydłem według schematu Aylif-fe’a. Mycie rąk powinno być wykonywane przed dezynfekcją rąk, gdyż zapewnia ono usunięcie spor z powierzchni skó-ry. Ręce należy myć po każdym kontakcie z zakażonym pa-cjentem i jego otoczeniem. Z uwagi na fekalno-oralną drogę przenoszenia się Clostridioides difficile o higienie rąk muszą
pamiętać również pacjenci. Mycie rąk powinni oni wyko-nywać przed opuszczeniem pomieszczenia higieniczno-sa-nitarnego, przed posiłkami oraz przed kontaktem z innymi osobami w swoim otoczeniu. Personel medyczny po wyko-naniu mycia i dezynfekcji rąk powinien podczas kontaktu z pacjentem stosować rękawice jednorazowego użycia oraz odzież ochronną [1]. Według Regusy i wsp. właściwe mycie rąk przez personel medyczny jest kluczowym elementem prewencji oraz przerwania zakażeń krzyżowych Clostridio-ides difficile. Uzyskane wyniki badań wykazały, że im rza-dziej personel medyczny wykonywał mycie rąk, tym więcej stwierdzano przypadków zakażeń Clostridioides difficile. Obserwacja była istotna bez względu na rodzaj monitoro-wanego oddziału [7].
Ważne jest również organizowanie pomieszczenia i wy-posażenia do higieny rąk w taki sposób, aby zapewnić bez-pośrednią dostępność do umywalki oraz mydła i prepara-tów dezynfekcyjnych. Stwierdzono, że lokalizacja umywalki wpływała na częstość wykonywania mycia rąk po kontak-cie z pacjentem zakażonym Clostridioides difficile. Badanie było prowadzone w 637-łóżkowym szpitalu w Kanadzie przez pięć miesięcy. Obserwacją objęto personel medyczny opiekujący się pacjentami zakażonymi Clostridioides dif-ficile. Zaobserwowano 247 możliwości wykonania higieny rąk w opiece nad pacjentami zakażonymi Clostridioides difficile. Jednorazowe rękawice użyto w 211 przypadkach, co stanowiło 85,4% zgodności z zaplanowanymi możliwo-ściami, natomiast mycie rąk po kontakcie z pacjentem zaka-żonym Clostridioides difficile wykonano w 35 przypadkach, co stanowiło 14,2% zgodności z zaplanowanymi możliwo-ściami. Dezynfekcja rąk była wykonana w 82 przypadkach na 247 zaplanowanych możliwości (33,2%). Umywalka wraz z akcesoriami była bezpośrednio widoczna dla personelu opuszczającego strefę pacjenta w 82 przypadkach, co stano-wiło 33,2% w stosunku do zaplanowanych możliwości [8]. Z przedstawionych analiz wynikało, że mycie rąk było naj-rzadziej stosowaną procedurą w opiece nad chorymi z Clo-stridioides difficile, pomimo że jest ona najczęściej rekomen-dowana jako najskuteczniejsza w przerywaniu transmisji zakażeń tą bakterią [1, 8, 9].
Dekontaminacja otoczenia chorego
Dekontaminacja powierzchni jest bardzo ważnym spo-sobem przeciwdziałania rozprzestrzenianiu się zakażeń szpitalnych. Stwierdzono, że ryzyko przeniesienia zakaże-nia wzrasta, jeśli pacjent przebywa w sali, w której uprzed-nio hospitalizowano chorego z zakażeniem [10]. Spory Clo-stridioides difficile są odporne na czynniki środowiskowe i mogą przeżywać na powierzchniach w otoczeniu chorego ponad pięć miesięcy [11]. Niezwykle istotne jest opracowa-nie procedur dekontaminacji powierzchni za pomocą pre-paratów o działaniu sporobójczym, zwłaszcza w obszarach
hospitalizacji chorych zakażonych tym patogenem [10]. Źródłem zakażenia Clostridioides difficile mogą być spory pochodzące ze środowiska szpitalnego i jego wyposażenia (pościel, odzież, naczynia sanitarne: baseny, kaczki, miski do mycia pacjentów, gąbki, myjki, ręczniki, powierzchnie mebli, łazienki i ich wyposażenie, sprzęt do sprzątania). Spory z otoczenia chorego, w tym ze sprzętu i wyposażenia, mogą być usuwane za pomocą dokładnego mycia i czysz-czenia, a także dezynfekcji termicznej i/lub chemicznej oraz sterylizacji [12]. Pomimo że nie ma istotnych danych umożliwiających silne rekomendacje, można zalecać auto-matyczną dezynfekcję pomieszczeń oraz ich wyposażenia z wykorzystaniem preparatów sporobójczych w przypadku występowania sytuacji endemicznych lub ognisk Clostri-dioides difficile [1].
Dekontaminacja narzędzi do zabiegów
Zgodnie z zasadą Spauldinga narzędzia naruszające lub mogące naruszyć ciągłość tkanek powinny być podawane sterylizacji, podobnie jak narzędzia kontaktujące się z bło-nami śluzowymi [13]. Sterylizacja jest procesem powodu-jącym zabicie spor z określonym prawdopodobieństwem; poziom zapewnianej sterylności (ang. sterility assurance level – SAL) wynosi ≤10–6. Jednakże w przypadku nie-których narzędzi nie ma możliwości zastosowania steryli-zacji, powodem jest brak zgodności materiałowej narzędzi z metodami sterylizacji. W takiej sytuacji jedynym spo-sobem zabicia mikroorganizmów i spor jest dekontami-nacja zakończona dezynfekcją wysokiego poziomu [14]. Dezynfekcja tego rodzaju powoduje redukcję spor, czyli zmniejsza ich liczbę na powierzchni tak, aby nie powodo-wały zakażenia, ale w przeciwieństwie do sterylizacji nie zapewnia zabicia wszystkich mikroorganizmów. Ten typ dekontaminacji jest najczęściej stosowany w odniesieniu do endoskopów wrażliwych na czynniki sterylizacyjne [14, 15]. Wprawdzie w wytycznych ESGENA (2018 r.) zabiegi endoskopowe nie są uważane za czynnik ryzyka transmisji Clostridioides difficile, jednak zwiększone ryzyko zakażenia Clostridioides difficile może dotyczyć badań diagnostycz-nych i zabiegów operacyjdiagnostycz-nych z zastosowaniem endosko-pów [12, 15]. W celu przygotowania endoskopu do ponow-nego użycia w pierwszej kolejności należy wykonać mycie wstępne, polegające na usunięciu widocznych zabrudzeń z powierzchni oraz ze światła kanałów, następnie mycie ręcz-ne zewnętrznych powierzchni endoskopu i świateł kanałów za pomocą szczotki [14]. Dezynfekcja z zastosowaniem pre-paratów sporobójczych może być przeprowadzona dopiero po dokładnym umyciu endoskopu. W przypadku narzędzi i sprzętu, które w końcowym etapie dekontaminacji będą podlegały sterylizacji, nie ma konieczności stosowania pre-paratów sporobójczych na etapie dezynfekcji [12, 15].
Związki i preparaty aktywne w walce
ze sporami
Preparaty dezynfekcyjne, które umożliwiają redukcję spor do poziomu ograniczającego ich przeniesienie na inne powierzchnie, zwykle zawierają takie substancje czynne, jak aldehyd glutarowy, substancje z aktywnym chlorem oraz kwas nadoctowy, nadtlenek wodoru lub ich połączenia. Sku-teczność sporobójczą wykazują również produkty z nadwę-glanem sodu w połączeniu z tetraacetyloetylenodiaminą (TAED). Nadwęglan sodu generuje wytwarzanie nadtlenku wodoru, ten zaś w połączeniu z TAED powoduje powstanie kwasu nadoctowego [16].
Preparaty z aldehydem glutarowym
Preparaty z aldehydem glutarowym są stosowane do de-zynfekcji narzędzi i sprzętu medycznego. Skuteczne działa-nie biobójcze aldehydu glutarowego zależy od pH roztwo-rów. Największą stabilność i skuteczność biobójczą osiągają roztwory aldehydu glutarowego o pH od 7,5 do 8,5. Skutecz-ność sporobójczą wykazują przy stężeniu aldehydu glutaro-wego ≥2% w ciągu trzech godzin [17]. Spory Clostridioides difficile były bardziej wrażliwe na 2% aldehyd glutarowy niż spory Bacillus subtilis i Clostridium sporogenes. Rozcieńcza-nie preparatów zawierających aldehyd glutarowy poniżej 2% powodowało utratę działania sporobójczego wobec spor Clostridioides difficile w czasach powszechnego stosowania tych preparatów do dezynfekcji endoskopów giętkich [18]. Gemein i wsp. stwierdzili, że skuteczność aldehydu gluta-rowego w zwalczaniu spor Clostridioides difficile, określo-na za pomocą metody „czterech pól” według normy PN--EN 16615:2015, wynosiła średnio 1,03 w dziesiętnej skali logarytmicznej przy stężeniu 1% w czasie kontaktu 15 mi-nut, oraz 2,05 przy stężeniu 6% w czasie kontaktu 15 minut. Uzyskane redukcje były niższe niż wymagane w metodzie zawiesinowej opisanej w normie PN-EN 17126: 2019–01, a przeznaczonej obecnie do określania działania sporobój-czego w obszarze medycznym [4].
Preparaty z aktywnym chlorem
Preparaty z aktywnym chlorem, takie jak: podchloryn sodu, dichloroizocyjanuran sodu, dwutlenek chloru, mają działanie sporobójcze. Chloramina nie wykazuje aktywno-ści sporobójczej. Preparaty skutecznie zwalczające spory zawierają od 5000 do 10 000 ppm aktywnego chloru. Spory Clostridioides difficile były inaktywowane przy stężeniu 5000 ppm aktywnego chloru [19, 20]. Działanie biobójcze prepa-ratów z aktywnym chlorem słabnie w kontakcie z substan-cjami organicznymi, dlatego preparaty chlorowe należy sto-sować ściśle według zaleceń producenta. Joshi i wsp. badali wpływ stężeń podprogowych dichloroizocyjanuranu sodu
na przeżywalność spor Clostridioides difficile o różnych ry-botypach (21 izolatów klinicznych) [21]. W badaniu stwier-dzono, że w rekomendowanych parametrach sporobójczych wobec Clostridioides difficile (stężenie 1000 ppm, czas kon-taktu 10 minut) przeżywalności spor wahała się w zależno-ści od rybotypu i wynosiła 4–6 w dziesiętnej skali logaryt-micznej. Po obniżeniu stężenia aktywnego chloru o połowę (500 ppm aktywnego chloru przez 10 minut) zaobserwo-wano spadek redukcji spor pochodzących od rybotypu 027 (przybliżona średnia redukcja od 1,2 do 2,4 w dziesiętnej skali logarytmicznej). Jednocześnie obserwowano, że za-stosowanie stężeń niższych niż rekomendowane wpływało na hydrofobowość spor Clostridioides difficile R027 oraz ich przyleganie do powierzchni, co może się przyczyniać do rozprzestrzeniania się spor Clostridioides difficile w pla-cówkach służby zdrowia [21].
Stosowanie preparatów chlorowych jest ograniczone z uwagi na brak zgodności dezynfekcyjnej z niektórymi materiałami, z których są wykonane wyroby medyczne. Preparaty chlorowe mogą powodować korozję narzędzi. Obserwowano, że dwutlenek chloru wykazywał bardzo szybkie działanie sporobójcze (10 minut), powodował jed-nak również odbarwienie osłonek endoskopów podczas ich dezynfekcji. Uszkodzenie tego rodzaju nie miało znaczenia dla funkcjonowania endoskopu [15, 17].
Preparaty z kwasem nadoctowym
Preparaty z kwasem nadoctowym są preparatami alter-natywnymi do preparatów z aldehydem glutarowym. Kwas nadoctowy jest substancją o dużej skuteczności biobójczej, osiąganej podczas krótszych kontaktów niż preparaty z al-dehydem glutarowym. Kwas nadoctowy wykazywał sku-teczność sporobójczą wobec spor Bacillus w stężeniu 0,1% w ciągu 15–30 minut w metodach zawiesinowych. W me-todach nośnikowych uzyskanie skuteczności sporobójczej przez kwas nadoctowy wymaga zastosowania wyższych parametrów użytkowych [22]. Gemein i wsp. w metodzie nośnikowej według normy PN-EN 16615: 2015 osiągnę-li redukcję spor Clostridioides difficile w dziesiętnej skaosiągnę-li logarytmicznej na poziomie średnio 4,61 w stężeniu 4%, w czasie kontaktu 15 minut [4]. Uzyskana redukcja spełnia-ła wymagania normy PN-EN 17126: 2019–01. Stwierdzono, że skuteczność redukcji spor jest wyższa w roztworach alka-licznych (pH 8–8,5) i przy wysokich zawartościach kwasu nadoctowego. Wadą kwasu nadoctowego jest niska stabil-ność roztworów roboczych [12]. Cadnum i wsp. oceniali za-wartość kwasu nadoctowego w preparatach aktywowanych i nieaktywowanych. Stężenie kwasu nadoctowego wynosiło od 50 do 800 ppm i było niższe niż deklarowane przez pro-ducenta (1500 ppm). Wyniki potwierdzono dla wielu partii produktu, także w innym szpitalu. Produkty o zawartości kwasu nadoctowego zmniejszonej do 600 ppm wykazywały
niższą aktywność wobec spor Clostridioides difficile. Stwier-dzono, że zastosowanie wadliwego preparatu dezynfekcyj-nego może się przyczynić do rozprzestrzenienia się zakażeń Clostridioides difficile oraz podkreślono znaczenie oceny skuteczności preparatów dezynfekcyjnych w placówkach służby zdrowia [23].
Preparaty z nadtlenkiem wodoru
Skuteczność biobójcza preparatów z nadtlenkiem wo-doru jest uzyskiwana przy stężeniach nadtlenku wowo-doru w zakresie 6–25%. Aktywność sporobójcza preparatów z nadtlenkiem wodoru wzrasta wraz ze wzrostem tempera-tury. Aktywność sporobójcza 26% nadtlenku wodoru powo-dowała redukcję spor Bacillus subtilis na poziomie 4 w dzie-siętnej skali logarytmicznej w czasie 11 minut. Podniesienie temperatury do 76°C skróciło czas potrzebny do redukcji spor do 30 sekund [22]. Nadtlenek wodoru jest substancją używaną do redukcji spor na powierzchniach z zastoso-waniem technologii suchego gazu przenoszonego drogą powietrzną. Bezdotykowe systemy dezynfekcji pomiesz-czeń, urządzenia generujące gazowy nadtlenek wodoru za-pewniały redukcję spor Clostridioides difficile na poziomie 6 w dziesiętnej skali logarytmicznej, jeśli preparat dezynfek-cyjny był utworzony jako waporyzowany nadtlenek wodo-ru z 30% nadtlenku wodowodo-ru, oraz na poziomie 4, jeśli miał postać areozolu utworzonego z 5–6% nadtlenku wodoru. Bezdotykowe systemy wykazują skuteczność sporobójczą, natomiast głównym ograniczeniem ich działania jest to, że wykonanie dezynfekcji pomieszczenia jest możliwe do-piero po odpowiednim jego przygotowaniu oraz opuszcze-niu przez personel i pacjentów, dlatego też nie mogą one zastąpić codziennej dekontaminacji powierzchni [24].
Preparaty powstające w wyniku elektrolizy
Działanie sporobójcze wykazują również preparaty po-wstające w wyniku elektrolizy. Aktywność roztworów ro-boczych utrzymuje się podczas pracy urządzenia. Wadą tego typu roztworów jest brak aktywności w obecności za-nieczyszczeń organicznych. Aby osiągnąć skuteczność bio-bójczą, narzędzia mogą być poddawane dezynfekcji tylko po dokładnym umyciu. W procesach elektrolizy chlorku sodu jest wytwarzany podchloryn sodu, aktywny chlor oraz inne składniki o aktywności oksydacyjnej. Istotne dla dzia-łania sporobójczego tego typu preparatów jest pH roztwo-rów oraz potencjał oksydoredukcyjny [15, 25]. Stwierdzono skuteczność preparatu powstałego w wyniku elektrolizy (pH roztworu <2,46; potencjał redox >+1170 mV) w zwalczaniu spor Clostridioides difficile. W metodzie zawiesinowej 5% roztwór powodował redukcję spor Clostridioides difficile na poziomie 5 w dziesiętnej skali logarytmicznej w ciągu 20 sekund [25].
Obecne możliwości badania
skuteczności preparatów
sporobójczych w obszarze
medycznym
Dotychczas aktywność sporobójcza preparatów de-zynfekcyjnych w obszarze medycznym była wyznaczana na podstawie normy PN-EN 13704:2018-09, odnoszącej się do obszaru spożywczego, przemysłowego, instytucjonalnego i domowego [26]. Od 2019 roku w obszarze medycznym jest dostępna metodyka badania skuteczności sporobójczej pre-paratów dezynfekcyjnych. Jest ona opisana w nowo powsta-łej normie europejskiej PN-EN 17126:2019-01 [27]. Norma ta obejmuje takie zastosowania, jak dezynfekcja powierzch-ni, dezynfekcja narzędzi i dezynfekcja tekstyliów. Określa również sprawdzanie skuteczności działania preparatów dezynfekcyjnych w dwóch zakresach: sporobójczym i spo-robójczym wobec Clostridioides difficile R027. Zakres sporo-bójczy obejmuje działanie preparatów dezynfekcyjnych wo-bec spor bakterii tlenowych Bacillus subtilis i Bacillus cereus, natomiast zakres sporobójczy wobec Clostridioides difficile R027 odnosi się do spor pochodzących od tej bakterii. Nor-ma PN-EN 17126:2019-01 odpowiada fazie 2, etapu 1, czyli obejmuje badanie preparatów dezynfekcyjnych przez kon-takt z zawiesiną spor w obecności obciążenia organicznego. Czas kontaktu powinien być określony przez producenta. Dla powierzchni dotykowych nie może być dłuższy niż 15 mi-nut, natomiast dla powierzchni rzadko dotykanych oraz de-zynfekcji narzędzi i dede-zynfekcji tekstyliów – nie dłuższy niż 60 minut. Przewidziane temperatury badania to: dla po-wierzchni 4–30°C, dezynfekcji narzędzi 20–70°C, dezyn-fekcji tekstyliów 20–80°C. Badania mogą być prowadzone z zastosowaniem obciążenia organicznego w warunkach czystych (roztwór albuminy bydlęcej o stężeniu 0,3 g/l) lub w warunkach brudnych (roztwór albuminy bydlęcej o stężeniu 3 g/l w połączeniu z 3,0 ml/l erytrocytów z uzy-skanych ze sterylnej odwłóknionej krwi baraniej). Norma PN-EN 17126:2019-01 umożliwia wyznaczenie stężeń ak-tywnych preparatów dezynfekcyjnych w obecności ob-ciążenia organicznego, ze względu jednak na bezpośredni kontakt badanego preparatu z zawiesiną nie odzwierciedla wszystkich utrudnień, które występują podczas dezynfekcji w warunkach rzeczywistych. Prowadzone są badania fazy 2, etapu 2 (metody nośnikowe), mające na celu opracowanie norm określających parametry działania preparatów spo-robójczych w warunkach symulujących ich zastosowanie w praktyce [4, 28].
Piśmiennictwo
1. Martirosian G, Hryniewicz W, Ozorowski T i wsp. Zakażenia Clo-stridioides (Clostridium) difficile: epidemiologia, diagnostyka, te-rapia, profilaktyka. Narodowy Program Ochrony Antybiotyków 2016–2020. Narodowy Instytut Leków, Warszawa, 2018, pp. 1–25. 2. Albrecht P, Pituch H. Clostridium difficile – narastający problem
diagnostycznyi terapeutyczny. Onkol Prak Klin 2013;9(1):22–31. 3. Gerding DN, Johnson S, Rupnik M i wsp. Clostridium difficile binary
toxin CDT – mechanism, epidemiology and potential clinical impor-tance. Gut Microbes 2014;5(1):15–27. 10.4161/gmic.26854 4. Gemein S, Gebel J, Christiansen B i wsp. Interlaboratory
reprodu-cibility of test method following 4-field test methodology to eva-luate the susceptibility of Clostridium difficile spores. J Hosp Infect 2019;103(1):78–84. 10.1016/j.jhin.2019.04.011
5. Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 26 marca 2019 roku w sprawie szczegółowych wymagań, jakim powinny odpowiadać pomieszczenia i urządzenia podmiotu wykonującego działalność leczniczą. Dz. U. z 2019 r., poz. 595.
6. Rudek J. Zamknięty system do kontrolowanej zbiórki stolca jako alternatywna metoda pielęgnacji pacjenta z biegunką w oddziale intensywnej terapii. Forum Zakażeń 2014;5(1):7–15.
7. Regusa R, Giorgianni G, Lupo L i wsp. Healthcare – associated Clo-stridium difficile infection: role of correct hand hygiene in cross--infection control. J Prev Med Hyg 2018;59(2):E145–E152. 8. Deyneko A, Cordiero F, Berlin L i wsp. Impact of sink location on
hand hygiene compliance aftercare of patients with Clostri-dium difficile infection: a corss-sectional study. BMC Infect Dis 2016;16:203. 10.1186/s12879-016-1535-x
9. WHO. WHO Guidelines on handhygiene in healthcare. World He-alth Organization, Geneva, 2009.
10. Leszczyński P, Leszczyńska-Sokół B. Rola procedur higienicznych w obliczu narastającej oporności mikroorganizmów, z uwzględnie-niem dezynfekcji jako jednego z kluczowych działań powstrzymu-jących rozprzestrzenianie się opornych szczepów bakterii. Forum zakażeń 2017;8(3):189–195. 10.15374/FZ2017025
11. Fleischer M, Rusiecka-Ziółkowska J, Jermakow K i wsp. Dekonta-minacja środowiska szpitalnego i jej znaczenie w profilaktyce za-każeń związanych z hospitalizacją. Forum Zaza-każeń 2015;6(4):217– 225. 10.15374/FZ2015044
12. Kutrowska E. Czy i jak zwalczać spory w szpita-lu. XII Ogólnopolska Konferencja Szkoleniowa Stowa-rzyszenia Higieny Lecznictwa. Stare Jabłonki 2012. (https://shl.org.pl/wp-content/uploads/2018/05/Kutrowska_spo-ry_w_szpitalu.pdf)
13. Ogólne wytyczne dla wszystkich podmiotów wykonujących pro-cesy dekontaminacji, w tym sterylizacji wyrobów medycznych i innych przedmiotów wielorazowego użytku, wykorzystywanych przy udzielaniu świadczeń zdrowotnych oraz innych czynności, podczas których może dojść do przeniesienia choroby zakaźnej lub zakażenia. Opracowanie: Stowarzyszenia Higieny Lecznictwa, Polskie Stowarzyszenie Rozwoju Sterylizacji Medycznej; Narodo-wy Instytut Leków, Warszawa, 2017.
14. Włodarczyk-Rajska J. Przygotowanie instrumentarium me-dycznego – dekontaminacja endoskopów. Forum Zakażeń 2017;8(1):55–58. 10.15374/FZ2016078
15. Beilenhoff U, Biering H, Blum R i wsp. Reprocessing of flexible endoscopes and endoscopic accessories used in gastrointesti-nal endoscopy: Position Statement of the European Society of Gastrointestinal Endoscopy (ESGE) and European Society of Gastroenterology Nurses and Associates (ESGENA) – Update 2018. (https://www.esge.com/assets/downloads/pdfs/guideline-s/2018_a_0759_1629.pdf)
16. Szumowska E, Kłusewicz K. Preparaty oparte na kwasie na-doctowym w dezynfekcji wysokiego poziomu. Forum Zakażeń 2012;3(4):217–219.
17. Marek T, Dziurkowska-Marek A. Środki dezynfekcyjne do dekonta-minacji endoskopów giętkich. Zakażenia 2006;6(2):6–10.
18. Rutala WA, Gergen MF, Weber DJ. Inactivation of Clostridium difficile spores by disinfectants. Infect Control Hosp Epidemiol 1993;14(1):36–39. 10.1086/668434
19. Tarka P. Strategia wyboru metod dekontaminacji w zapobieganiu skażeniom Clostridium difficle. Zakażenia 2011;12(6):22–28. 20. Pawlik K. Clostridioides (Clostridium) difficile – skuteczne działania
w kontroli zakażeń. Forum Zakażeń 2018;9(4):221–227. 10.15374/ FZ2018043
21. Joshi LT, Welsch A, Hawkings J i wsp. The effect of hospital biocide sodium dichloroizocyanurate on the viability and properties of Clo-stridium difficile spores. Lett Appl Microbiol 2017;65(3):199–205. 10.1111/lam.12768.
22. Staniszewska M. Röhm-Rodowald E, Jakimiak B. Działanie sporo-bójcze środków dezynfekcyjnych. Zakażenia 2006;6(5):12–17. 23. Cadnum JL, Jencson AL, O’Donnell MC i wsp. An increase in
health-care-associated Clostridium difficile infection associated with use of defective peracetic acid-based surface disinfectant. Infect Con-trol Hosp Epidemiol 2017;38(3):300–305. 10.1017/ice.2016.275 24. Barbut F. How to eradicate Clostridium difficile from the
envi-ronment. J Hosp Infect 2015;89(4):287–295. 10.1016/j. jhin.2014.12.007
25. Robinson GM, Lee SW-H, Greenman J i wsp. Evaluation of the efficacy of electrochemically activated solutions against noso-comial pathogens and bacterial endospores. Lett App Microbiol 2010;50:289–294. 10.1007/s10096-011-1369-9
26. PN-EN 13704: 2018–09 Chemiczne środki dezynfekcyjne – Ilo-ściowa zawiesinowa metoda określania działania sporobójczego chemicznych środków dezynfekcyjnych stosowanych w sektorze żywnościowym, warunkach przemysłowych i domowych oraz zakładach użyteczności publicznej. Metoda badania i wymagania. (faza 2; etap 1).
27. PN-EN 17126: 2019–01 Chemiczne środki dezynfekcyjne i anty-septyczne – Ilościowa zawiesinowa metoda określania działania sporobójczego chemicznych środków dezynfekcyjnych stosowa-nych w obszarze medycznym. Metoda badania i wymagania. (faza 2; etap 1).
28. Tarka P, Kanecki K, Tomasiewicz K. Ocena działania chemicznych preparatów dezynfekcyjnych przeznaczonych do powierzchni z zastosowaniem metod nośnikowych: działanie bakteriobójcze, drożdżobójcze i sporobójcze. Post Mikrobiol 2016;55(1):99–104.
